Spalthefe als Plattform für antibakterielle Wirkstoffscreenings, die auf bakterielle Zytoskelettproteine abzielen

Zusammenfassung

Spalthefe wird hier als heterologer Wirt verwendet, um bakterielle Zytoskelettproteine wie FtsZ und MreB als translationale Fusionsproteine mit GFP zu exprimieren, um deren Polymerisation sichtbar zu machen. Auch Verbindungen, die die Polymerisation beeinflussen, werden durch Bildgebung mit einem Fluoreszenzmikroskop identifiziert.

Zusammenfassung

Bakterielle Proteine des Zytoskeletts wie FtsZ und MreB erfüllen wesentliche Funktionen wie die Zellteilung und die Aufrechterhaltung der Zellform. Darüber hinaus haben sich FtsZ und MreB als wichtige Ziele für die Entdeckung neuartiger antimikrobieller Wirkstoffe herausgestellt. Es wurden mehrere Assays entwickelt, um Verbindungen zu identifizieren, die auf die Nukleotidbindung und Polymerisation dieser Zytoskelettproteine abzielen, die sich hauptsächlich auf FtsZ konzentrieren. Darüber hinaus sind viele der Assays entweder aufwendig oder kostenintensiv, und um festzustellen, ob diese Proteine das zelluläre Ziel des Medikaments sind, sind oft mehrere Methoden erforderlich. Schließlich stellt auch die Toxizität der Medikamente für eukaryotische Zellen ein Problem dar. Hier beschreiben wir einen einstufigen zellbasierten Assay, um neuartige Moleküle zu entdecken, die auf das bakterielle Zytoskelett abzielen, und um Treffer zu minimieren, die für eukaryotische Zellen potenziell toxisch sein könnten. Spalthefe ist für Hochdurchsatz-Screenings auf der Grundlage der Mikroskopie zugänglich, und ein visueller Screen kann jedes Molekül, das die Polymerisation von FtsZ oder MreB verändert, leicht identifizieren. Unser Assay verwendet die Standard-96-Well-Platte und stützt sich auf die Fähigkeit der bakteriellen Zytoskelettproteine, in einer eukaryotischen Zelle, wie z. B. der Spalthefe, zu polymerisieren. Während die hier beschriebenen Protokolle für Spalthefe gelten und FtsZ aus Staphylococcus aureus und MreB aus Escherichia coli verwenden, sind sie leicht an andere bakterielle Zytoskelettproteine anpassbar, die sich in allen eukaryotischen Expressionswirten leicht zu Polymeren zusammensetzen. Die hier beschriebene Methode sollte dazu beitragen, die weitere Entdeckung neuartiger antimikrobieller Wirkstoffe zu erleichtern, die auf bakterielle Zytoskelettproteine abzielen.

Einleitung

Die weit verbreitete Resistenz gegen fast alle Antibiotika, die derzeit zur Bekämpfung bakterieller Infektionen eingesetzt werden, hat einen unmittelbaren Bedarf an neuen Kategorien von Antibiotika geschaffen. Ein Bericht aus dem Jahr 2019 zeigte, dass antibiotikaresistente Infektionen zum Verlust von 1,27 Millionen Menschenleben führten, was zu einer Gesamtzahl von 4,95 Millionen Todesfällen beitrug, wenn man die Komplikationen durch resistente bakterielle Infektionen berücksichtigte¹. Während das derzeitige Arsenal an Antibiotika in der klinischen Praxis immer noch wirksam ist, zielt es hauptsächlich auf ein schmales Spektrum zellulärer Prozesse ab, die sich hauptsächlich auf die Zellwand-, DNA- und Proteinsynthese konzentrieren. In den letzten 50 Jahren wurden weniger als 30 Proteine kommerziell als Ziele für die Entwicklung neuer antibakterieller Wirkstoffe genutzt ^2,3. Diese begrenzte Auswahl an praktikablen Zielen schränkt die Entdeckung neuer Antibiotika oder ihrer Derivate zur Bekämpfung antibiotikaresistenter Bakterien erheblich ein. Um das sich abzeichnende Problem der Antibiotikaresistenz zu überwinden, besteht daher die Notwendigkeit der Entwicklung neuer Antibiotika mit neuartigen Zielen und Wirkmechanismen.

Ein antibakterielles Ziel sollte idealerweise ein wesentlicher Bestandteil des bakteriellen Zellwachstums sein, in allen phylogenetisch vielfältigen Spezies konserviert sein, die geringste eukaryotische Homologie aufweisen und für Antibiotika zugänglich sein⁴. Seit der Entdeckung bakterieller Zytoskelettproteine, die an der Zellteilung und der Aufrechterhaltung der Zellform beteiligt sind, haben sie sich zu einem vielversprechenden Schwerpunkt für die Entwicklung antibakterieller Wirkstoffe entwickelt⁵. Diese Proteine sind essentiell für die Lebensfähigkeit von Bakterien und spielen eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung der Zellform (MreB, CreS), der Teilung (FtsZ, FtsA) und der DNA-Segregation (ParM, TubZ, PhuZ, AlfA), ähnlich dem Zytoskelett in eukaryotischen Zellen. Bemerkenswert ist, dass FtsZ ein bemerkenswert hohes Maß an Konservierung bei einer Vielzahl von prokaryotischen Organismen aufweist, während MreB in fast allen stäbchenförmigen Bakterien vorkommt. Diese weite Verbreitung und Relevanz für die Lebensfähigkeit von Zellen machen diese Proteine zu einem faszinierenden Ziel in der Antibiotikaforschung ^5,6,7.

Es ist von entscheidender Bedeutung, einen mehrgleisigen Ansatz zu verfolgen, der In-vivo-Beobachtungen, In-vitro-Interaktionen und enzymatische Experimente kombiniert, um bakterielle Zytoskelettproteine als primäres Ziel eines potenziellen Inhibitors gründlich zu validieren⁷. Aufwändige Verfahren oder erhebliche Kostenauswirkungen belasten viele verfügbare Assays für diesen Zweck. Dies sind bemerkenswerte Hindernisse für ihre weit verbreitete Verwendung beim Screening von Leitverbindungen, die das bakterielle Zytoskelett beeinträchtigen könnten. Unter diesen sticht die Mikroskopie als eine außergewöhnlich effiziente und schnelle Methode zur Beurteilung der Wirksamkeit von Verbindungen hervor, indem Veränderungen in der Zellmorphologie direkt untersucht werden. Die Heteroassoziation des Zielproteins mit anderen Zytoskelettkomplexen, indirekte Effekte aufgrund von Off-Target-Bindung und Veränderungen des Membranpotentials, Schwierigkeiten bei der effizienten Durchdringung der Zelle und das Vorhandensein von Effluxpumpen, insbesondere in gramnegativen Bakterien, machen es jedoch komplex, die genaue Ursache der bakteriellen Zelldeformation zu bestimmen ^8,9,10.

Schizosaccharomyces pombe, oder Spalthefe, wie sie allgemein genannt wird, ist ein stäbchenförmiger, einzelliger eukaryotischer Organismus. Die Spalthefe wird aufgrund der außergewöhnlichen Konservierung zellulärer Prozesse wie dem Zellzyklus und der Zellteilung, der zellulären Organisation und der Chromosomenreplikation mit höheren Eukaryoten, einschließlich des Menschen, häufig als Modellorganismus in der Zell- und Molekularbiologie verwendet^11,12. Darüber hinaus exprimierten Errington und Kollegen ein pollokalisiertes bakterielles Zytoskelettprotein DivIVA in Spalthefe, um zu zeigen, dass sich DivIVA auf negativ gekrümmten Oberflächen ansammelte¹³. Auch hier hatten Balasubramanian und seine Gruppe zunächst die Spalthefe als zelluläres Modellsystem etabliert, um neue Einblicke in den Mechanismus, die Assemblierung und die Dynamik des Aktin-Zytoskelett-Proteins von E. coli wie MreB¹⁴ und dem Tubulin-Homolog FtsZ¹⁵ zu gewinnen. Sie zeigen auch die Fähigkeit von A22, die Polymerisation von MreB durch Epifluoreszenzmikroskopie effizient zu behindern, wenn es in Hefe^{exprimiert wird 14}. Im Anschluss daran haben auch andere Gruppen erfolgreich Spalthefe eingesetzt, um die Assemblierungseigenschaften der Chloroplasten FtsZ1 und FtsZ2 Proteine zu untersuchen¹⁶. In jüngerer Zeit haben wir einen Proof-of-Concept für die Machbarkeit der Verwendung von Spalthefe als zelluläre Plattform für das spezifische Screening auf bakterielle Zytoskelett-Inhibitoren erstellt, indem wir eine umfassende Bewertung der Auswirkungen von drei bekannten FtsZ-Inhibitoren - Sanguinarin, Berberin und PC190723-on-FtsZ-Proteine - durchgeführt haben, die von zwei pathogenen Bakterien, nämlich Staphylococcus aureus und Helicobacter pylori¹⁷. Darüber hinaus erweist sich dieser einstufige zellbasierte Assay als entscheidend für die Minimierung des Risikos bei der Identifizierung von Verbindungen, die für eukaryotische Zellen potenziell toxisch sein können.

In diesem Bericht schlagen wir unter Verwendung des Spalthefesystems einen systematischen Arbeitsablauf vor, der die Standard-96-Well-Platte für das halbautomatische Screening und die Quantifizierung der Wirkung von niedermolekularen Inhibitoren verwendet, die auf FtsZ aus Staphylococcus aureus und MreB aus Escherichia coli abzielen. Hier haben wir den teilautomatisierten Workflow mit den etablierten Inhibitoren PC190723 und A22 aufgebaut und optimiert, die spezifisch auf FtsZ bzw. MreB abzielen. Bei diesem Arbeitsablauf wird ein Epifluoreszenzmikroskop verwendet, das mit einem motorisierten, hochpräzisen Tisch und einer automatisierten Bildaufnahme in einer Standard-96-Well-Platte ausgestattet ist, um die derzeitige Standardisierung zu verbessern. Daher kann es sowohl auf Mittel- als auch auf Hochdurchsatz-Screenings von synthetischen chemischen Bibliotheken angewendet werden und umgeht einige der oben genannten Herausforderungen.

Protokoll

1. Expression von GFP-markierten bakteriellen Zytoskelettproteinen in S. pombe

HINWEIS: In Tabelle 1 finden Sie Informationen zu allen hier verwendeten Plasmiden und Stämmen. In Tabelle 2 finden Sie alle Medienzusammensetzungen.

1. Durchführung der Klonierung von E. coli MreB mit einer N-terminalen GFP-Fusion (GFP-MreB) und S. aureus FtsZ mit einem C-terminalen GFP (SaFtsZ-GFP) in den S. pombe-Expressionsvektor, pREP42 mit einem mittelstarken Thiamin-repressiblen Promotor, nmt41^18,19, wie zuvor beschrieben^14,15. Erhaltung, Amplifikation und Isolierung der Plasmide aus E. coli-Stämmen (DH10β), wie in^20,21 beschrieben.
   HINWEIS: Andere E. coli-Stämme wie DH5α, XL1Blue, TOP10 usw. oder andere im Handel erhältliche kompetente Zellen, die routinemäßig für die molekulare Klonierung verwendet werden, können ebenfalls verwendet werden.
2. Umwandlung der Plasmide pREP42-GFP-EcMreB und pREP42-SaFtsZ-GFP in S. pombe
   1. Transformieren Sie die Plasmide pCCD3 (pREP42-GFP-EcMreB) und pCCD713 (pREP42-SaFtsZ-GFP) in den S. pombe-Stamm (h-leu1-32 ura4-D18) unter Verwendung der Lithiumacetat-Methode²², wie in den folgenden Schritten erwähnt.
   2. Tag 1 - Primärkultur: Impfen Sie eine Schleife voll frisch ausgestreckter S. pombe-Kultur in 3 ml autoklaviertem Hefeextrakt und Nahrungsergänzungsmitteln (YES) Brühe. Inkubieren Sie es in einem Orbitalschüttler bei 30 °C über Nacht (O/N).
   3. Tag 2:
      1. Sekundärkultur: Fügen Sie etwa 500 μl Primärkultur zu 30 mL autoklavierter YES-Brühe hinzu. Bei 30 °C 3 - 4 h unter Schütteln inkubieren, bis der OD₆₀₀ 0,4 - 0,6 erreicht.
         HINWEIS: Für jede Transformation werden 30 mL verwendet.
      2. Pelletieren Sie die 30 mL Kultur bei 2.500 x g für 6-8 min bei Raumtemperatur. Entsorgen Sie den Überstand und waschen Sie die Zellen mit 50 ml sterilem destilliertem Wasser (D/W). Pelletieren Sie wieder und entsorgen Sie den Überstand. Resuspendieren Sie die Zellen in 1 mL sterilem D/W und überführen Sie sie in ein 2 mL Zentrifugenröhrchen. Wie oben zentrifugieren und Überstand verwerfen.
      3. 1 ml 0,1 M Lithiumacetat, Tris-EDTA (LiAc-TE) Lösung zugeben und wie oben zentrifugieren. Den Überstand verwerfen und in 1 ml 0,1 M LiAc-TE resuspendieren. Zentrifugieren und Überstand verwerfen, wobei 100 μl Lösung zurückbleiben.
      4. Fügen Sie 10 - 20 μg Träger-DNA (Lachsspermien-DNA; denaturiert und auf Eis schockgekühlt) und 2 - 3 μg der Plasmid-DNA hinzu, die transformiert werden muss. Vorsichtig mischen. 10 min bei Raumtemperatur inkubieren.
      5. 260 μl 40 % PEG/LiAc-TE zugeben; Vorsichtig mischen. 60 min im Shaker oder einem Thermomixer bei 30 °C unter schonendem Mischen inkubieren. Fügen Sie 43 μl DMSO hinzu; Vorsichtig mischen.
      6. Hitzeschock bei 42 °C für 10 min im Thermomixer. Bei 2.500 x g für 6-8 min pelletieren und Überstand entsorgen. Waschen Sie das Pellet 1x mit 1 mL sterilem D/W.
      7. Pelletieren, Überstand entsorgen und das Pellet in 200 μl sterilem D/W resuspendieren. Platte 100 μl auf Edinburgh-Minimalmediumplatten (EMM) mit 5 μg/ml Thiamin (zur Unterdrückung des nmt41-Promotors ) und den Aminosäurezusätzen Adenin (0,225 mg/ml), Histidin (0,225 mg/ml) und Leucin (0,225 mg/ml), aber ohne Uracil (Selektionsmarker für pREP42-Plasmid).
         HINWEIS: Abwechselnd 70 μl und 130 μl in zwei verschiedenen Platten auffüllen. Zwei verschiedene Volumina (70 μl und 130 μl) werden plattiert, um isolierte Kolonien auf mindestens einer der Platten zu erhalten, abhängig von der Transformationseffizienz, die von Experiment zu Experiment variieren kann.
      8. Inkubieren Sie die Platten bei 30 °C für 2-3 Tage, bis die Bienenvölker erscheinen. Mischen Sie eine einzelne Kolonie mit 100 μl sterilem D/W und verteilen Sie sie auf einer frischen EMM-Platte, die Thiamin enthält, aber kein Uracil enthält, wie oben beschrieben.
      9. Bei 30 °C 2-3 Tage inkubieren, bis ein kompletter Rasen entsteht. Den gewachsenen Rasen der Zellen mit einer Impfschlaufe verschrotten und in einem Kryofläschchen auf 1 ml YES-Medium mit 30 % Glycerin resuspendieren.
      10. Das Kryo-Fläschchen in flüssigem Stickstoff schockfrosten und bei -80 °C lagern, um die gefrorenen Hefebrühen zu konservieren.
3. Expression von bakteriellen Zytoskelettproteinen in Spalthefe
   1. Streichen Sie ein Pflaster aus dem Glycerinvorrat aseptisch auf eine frische hefespezifische Platte, um genügend Kultur für weitere Experimente zu erhalten.
      HINWEIS: Im Fall von pREP42 verwendeten wir eine EMM-Agarplatte (minimales Medium), die Adenin, Histidin und Leucin enthielt (wie bei Verwendung des S. pombe-Stammes (h-leu1-32 ura4-D18)) ohne Uracil (Uracil in pREP42 als Auswahlmarker). Wir fügen 15 - 20 μM Thiamin zu den Agarplatten hinzu (da pREP42 einen thiaminhaltigen repressiblen nmt41-Promotor hat), um die Expression des interessierenden Gens beim Wachstum auf der Platte zu unterdrücken.
   2. Eine kleine Schleife des Inokulums aus dem gestreiften Fleck in 5 mL hefespezifisches EMM-Medium ohne Thiamin inokulieren und 10 - 12 h bei 30 °C inkubieren.
      HINWEIS: Die Expression von FtsZ und MreB aus verschiedenen Spezies unter dem nmt41-Promotor in S. pombe kann variieren, typischerweise zwischen 16 und 30 Stunden. Die optimale Zeit für die Proteinexpression von GFP-EcMreB und SaFtsZ-GFP in S. pombe beträgt 20 - 24 h bzw. 16 - 20 h bei 30 °C ohne Thiamin.

2. Behandlung von S. pombe-Kulturen , die GFP-markierte bakterielle Zytoskelettproteine exprimieren

HINWEIS: Eine Reihe verschiedener Wirkstoffmoleküle wird an der über Nacht gezüchteten Hefekultur in einer 96-Well-Platte getestet.

1. Beimpfen Sie eine frische Kultur, indem Sie 50 μl der Übernachtkultur in jede Vertiefung einer 96-Well-Platte mit 150 μl frischem Hefe-EMM-Medium mit dem halbautomatischen 96-Well-Mehrkanal-Pipettiergerät übertragen.
2. Während des Ein- und Auspipettierens für das richtige Mischen mit einer halbautomatischen 96-Well-Mehrkanalpipette führen Sie langsam unterschiedliche ansteigende Konzentrationen von Arzneimitteln in die wachsende Kultur ein, jeweils in dreifacher Ausfertigung, wie im Schema in Abbildung 1 dargestellt.
3. Als Positivkontrolle sind die bereits bekannten Arzneimittel PC190723 für (S. aureus FtsZ) und A22 (für E. coli MreB) in doppelter Ausfertigung zu verwenden.
   HINWEIS: Wie bereits berichtet, wurden PC190723 und A22 in einer Konzentration von 56,2 μM¹⁷ bzw. 72,6 μM ^14,17 verwendet. Währenddessen dienten die A22-Behandlung von SaFtsZ bzw. die PC190723-Behandlung von EcMreB als Negativkontrollen.
4. Verwenden Sie DMSO als Lösungsmittelkontrolle in drei verschiedenen Konzentrationen, je nach der niedrigsten und der höchsten Konzentration von Arzneimitteln.
   HINWEIS: Das Lösungsmittel, in dem Arzneimittel gelöst werden, wird als Lösungsmittelkontrolle verwendet.
5. Inkubieren Sie die kontrollierten und behandelten Kulturen bei 30 °C für 6-10 Stunden (bis die Zellen die Expression von bakteriellen fluoreszierenden Proteinen zeigen) und bilden Sie sie dann mit der Epifluoreszenzmikroskopie ab.

3. Visualisierung der Polymere

1. Tragen Sie eine Beschichtung von 20 μl 1 mg/ml Concanavalin A auf jede Vertiefung der optisch transparenten unteren 96-Well-Platte auf (schwarzwandig für Fluoreszenzbildgebung) auf und inkubieren Sie sie 20 Minuten lang bei Raumtemperatur. Flüssigkeit ansaugen und 10 min an der Luft trocknen lassen.
2. Übertragen Sie 20 μl Zellen aus der Kulturplatte in die jeweilige Vertiefung und lassen Sie sie 10 Minuten ruhen. Waschen Sie die Zelle 3x-4x mit dem sterilen EMM-Medium.
3. Wenn die Objektivlinse an Ort und Stelle verwendet werden soll (siehe Schritt 3.6), verwenden Sie den Navigator-Modus im Aufnahmefenster der Bildaufnahmesoftware für die Ausrichtung der 96-Well-Platte und die Well-Abdeckung. Richten Sie die Well-Kanten im Navigator aus.
4. Wählen Sie als Nächstes die Well-Abdeckungsparameter aus, zu denen eine Auswahl des interessierenden Bereichs im Well mit mehreren Positionen gehört, und verwenden Sie die adaptive Autofokussteuerung mit dem On-Demand-Modus, um die Probe während der Bildgebung im Fokus zu halten.
5. Erfassen Sie Bilder mit differentiellem Interferenzkontrast (DIC) und Fluoreszenz. Setze Anregungs- und Emissionsfilter von 475/28 nm bzw. 525/48 nm, um die GFP-markierten bakteriellen Proteine abzubilden, die in Hefe exprimiert werden. Erhalten Sie Z-Stacks in einer Schrittweite von 0,2 μm durch die Dicke der Hefezellen (5 μm).
6. Nehmen Sie Bilder mit einem inversen Epifluoreszenzmikroskop auf, das mit einem 100-fachen 1,4-NA-Ölimmersionsobjektiv und einer 2.000 x 2.000 sCMOS-Kamera (6,5 μm x 6,5 μm Pixelgröße) ausgestattet ist. Verwenden Sie ein LED-Beleuchtungssystem zur Anregung des Fluorophors.
   HINWEIS: Jedes Epifluoreszenzmikroskopsystem, das über einen motorisierten Tisch für eine 96-Well-Platte mit präziser Mehrpunktpositionierung verfügt, sollte geeignet sein. Erfassen Sie alle Zellbilder der Kontroll- und Arzneimittelbehandlung mit einer ähnlichen Belichtungszeit (in der Regel im Bereich von 0,3 - 0,5 s) bei einem Binning von 1 x 1 und einer Beleuchtung von 15 % - 20 %, um die Versuchsvariablen zu minimieren und die Konsistenz zu wahren.

4. Quantifizierung der Bilder mit ImageJ

1. Verarbeiten Sie Zellbilder und messen Sie die Anzahl der Spots pro Zelle und die Dichte für FtsZ¹⁷. Im Fall von MreB messen Sie die Dichte und Anisotropie²³ und vergleichen Sie zwischen Kontrollzellen und behandelten Zellen mit Fiji (v2.0.0-rc-69/1.52p)²⁴.
2. Anhand der Bilder aus dem DIC-Kanal skizzieren Sie zunächst die einzelnen Hefezellen mit dem Freihand-Zeichenwerkzeug und speichern sie als Region of Interest (ROI) im ROI-Manager. Dieser Schritt ist noch nicht automatisiert, aber neu entwickelte Tools mit maschinellem Lernen^25,26 könnten in naher Zukunft ausprobiert und integriert werden.
3. Maskieren Sie den äußeren Bereich der Zelle und füllen Sie schwarz, wie in²⁷ beschrieben.
4. Verwenden Sie das Analysemakro IJ1 des OPS-Schwellenwerts, eine in Fidschi integrierte Funktion, um die Anzahl der Punkte²⁴ zu zählen.
5. Verwenden Sie die otsu-Methode für die automatische Schwellenwertbestimmung und maskieren Sie die segmentierten Partikel. Führen Sie das Plug-In aus, um Partikel mit einem Makro zu analysieren.
6. Zur Messung der Polymerdichte (Menge des Zytoskeletts pro Flächeneinheit in einer Zelle) sind die Bilder wie beschrieben zu verarbeiten, einschließlich der Maskierungs- und Skelettierungsschritte^{27, 28}. Verwenden Sie Lpx 2Dfilter im lpx-Plug-in, um die Bilder zu skelettieren.
7. Weitere Informationen finden Sie in dieser aktuellen Veröffentlichung¹⁷. Führen Sie die EcMreB-Polymerquantifizierung durch, wie zuvor in²³ erwähnt, und verwenden Sie die Anisotropie, um die räumliche Organisation mit FibrilTool²⁹ zu quantifizieren, wie zuvor^{beschrieben 23}.
   HINWEIS: Diese Analysemethoden können verwendet werden, um alle anderen bakteriellen Zytoskelettproteine zu quantifizieren, die mit den Arzneimitteln behandelt oder unbehandelt sind.

Ergebnisse

Aufbau der 96-Well-Platte für das Screening von Medikamenten
Die Verwendung von S. pombe zur Expression eines C-terminalen GFP-markierten S. aureus FtsZ aus einem Vektor (pREP42), der den mittelstarken thiaminhaltigen repressiblen Promotor nmt41enthält, wurde zuvor nachgewiesen¹⁷ und in ähnlicher Weise wurde das mit N- terminalem GFP markierte E. coli MreB auch in S. pombe¹⁴ exprimiert. Wir haben auch gezei...

Diskussion

Antimikrobielle Resistenzen (AMR) sind eine ernsthafte globale Gesundheitsbedrohung, und es besteht ein dringender Bedarf an neuen Antibiotika mit neuen Zielen. Das bakterielle Zytoskelett hat sich als attraktives Ziel für die Entwicklung neuer Antibiotika erwiesen, wobei sich niedermolekulare Inhibitoren des Zellteilungsproteins FtsZ, wie TXA709, bereits in klinischen Phase-I-Studien^{befinden 30}. Es wurden mehrere Methoden entwickelt, um Inhibitoren der FtsZ-Polymerisation^{zu ide...}

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
96 Well CC2 Optical CVG Sterile, w/Lid. Black	Thermo Scientific™	160376
96-well plate	Corning	CLS3370
A22 Hydrochloride	Sigma	SML0471	Dissolved in DMSO
Adenine	FormediumTM	DOC0229	225 mg/L of media
Concanavalin A	Sigma	C5275-5MG
DMSO	Sigma	317275
Edinburg minimal medium (EMM Agar or EMM Broth)	FormediumTM	PMD0210	See below for composition
EDTA	Sigma	EDS-500G
epMotion® 96 with 2-position slider	Eppendorf	5069000101
Histidine	FormediumTM	DOC0144	225 mg/L of media
Leica DMi8 inverted fluorescence microscope	Leica Microsystems		German company
Leucine	FormediumTM	DOC0157	225 mg/L of media
Lithium acetate	Sigma	517992-100G
PC190723	Merck	344580	Dissolved in DMSO
Polyethylene glycol (PEG)	Sigma	202398
Thiamine	Sigma	T4625	Filter sterilised
Tris-Hydrochloride	MP	194855
Uracil	FormediumTM	DOC0214	225 mg/L of media, Store solution at 36°C
YES (Yeast extract + supplements) Agar	FormediumTM	PCM0410	See below for composition
YES (Yeast extract + supplements) Broth	FormediumTM	PCM0310	See below for composition
Yeast (S. pombe) media
Yeast extract + supplements (YES)
	Composition	g/L
	Yeast extract	5
	Dextrose	30
	Agar	17
	Adenine	0.05
	L-Histidine	0.05
	L-Leucine	0.05
	L-Lysine HCl	0.05
	Uracil	0.05
Edinburg minimal medium (EMM)
	Composition	g/L	concentration
	potassium hydrogen phthallate	3	14.7mM
	Na2HPO4	2.2	15.5 mM
	NH4Cl	5	93.5 mM
	glucose	2% (w/v) or 20 g/L	111 mM
	Salts (stock x 50)	20 mL/L (v/v)
	Vitamins (stock x 1000)	1 mL/L (v/v)
	Minerals (Stock x 10,000)	0.1 mL/L (v/v)
Salts x 50	52.5 g/l MgCl2.6H20 (0.26 M)	52.5	0.26 M
	0.735 mg/l CaCl2.2H20 (4.99 mM)	0.000735	4.99 mM
	50 g/l KCl (0.67 M)	50	0.67 M
	2 g/l Na2SO4 (14.l mM)	2	14.1 mM
Vitamins x 1000	1 g/l pantothenic acid	1	4.20 mM
	10 g/l nicotinic acid	10	81.2 mM
	10 g/l inositol	10	55.5 mM
	10 mg/l biotin	0.01	40.8 µM
Minerals x 10,000	boric acid	5	80.9 mM
	MnSO4	4	23.7 mM
	ZnSO4.7H2O	4	13.9 mM
	FeCl2.6H2O	2	7.40 mM
	molybdic acid	0.4	2.47 mM
	KI	1	6.02 mM
	CuSO4.5H2O	0.4	1.60 mM
	citric acid	10	47.6 mM
Strains/ Plasmids
Strains	Description	Reference
CCD190	Escherichia coli DH10β	Invitrogen
CCDY4	MBY3532; CCDY346/pREP42- GFP-EcMreB	Srinivasan et al., 2007
CCDY340	CCDY346/pREP42- SaFtsZ-GFP	Sharma et al., 2023
CCDY346	MBY192; Schizosaccharomyces pombe [ura4-D18, leu1-32, h-]	Dr. Mithilesh Mishra (DBS, TIFR)
Plasmids
pCCD3	pREP42-GFP-EcMreB	Srinivasan et al., 2007
pCCD713	pREP42-SaFtsZ-GFP	Sharma et al., 2023