Name: recording behavioral responses to reflection in crayfish
Uploaded: 2010-05-14T17:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 30 s
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Forschung durch NSERC unterstützt.

1. Sozialisation <ol><li> Zum Löschen bestehender sozialer Reihen, ist jede Krebse für 7 untergebracht - 14 Tage in einem separaten Kunststoffbehälter (30 cm lang x 17,5 cm breit x 13 cm tief), mit gefiltertem, kohlensäurehaltiges Wasser und eine kleine Kunststoff-Blumentopf, der als dient gefüllt Unterschlupf. Wenn transparenten Behältern verwendet werden, ist ein Teiler (zB Papierhandtuch) zwischen Behälter gelegt, um sicherzustellen, Krebse optisch isoliert sind. </li><li> Crayfish in der &quot;Isolated&quot; Gruppe isoliert zu bleiben für eine weitere 3 bis 14 Tagen. Wasser ist verändert und Krebse gefüttert werden 3 mal wöchentlich. </li><li> Um eine soziale Rang, sind Krebse in gleichgeschlechtliche Paare nach der ersten Isolierung gelegt. Crayfish werden gewogen und Körperlänge gemessen wird (Rostrums bis telson); Paare sind bis zu 10% Gewicht und Länge Größe abgestimmt. Weiße Acrylfarbe auf dem Panzer der einzelnen Krebse auf einzelne Personen zu identifizieren angewendet. (Normalerweise wird ein Punkt gesetzt werden soll ein Mitglied und eine Linie zu den anderen angewendet.) </li><li> Nach 30 min Ruhezeit ist jeder Krebse Paar darf in einem sauberen, weißen Kunststoff-Behälter (48 cm lang x 25 cm breit x 13 cm tief), gefüllt auf halbem Weg mit gefilterter, kohlensäurehaltiges Wasser (Raumtemperatur) zu interagieren. Diese Begegnung ist entweder auf VHS-Kassette mit einer Kamera an einen Videorecorder aufgezeichnet, oder es ist auf einem Computer mit einer Webcam aufgezeichnet. Dieses Zusammenspiel ermöglicht Dominanz Reihen zu entwickeln. </li><li> 14 Tage - Im Anschluss an die erste Begegnung, wird jedes Krebse Paar zusammen in eine größere Kunststoffbehälter (58 cm lang x 30 cm breit x 35 cm tief) für weitere 3 untergebracht. Dieser Container bekommt zirkulierende Wasser aus einer Filteranlage. Eine einzige PVC-Schlauch (ca. 10 cm Länge) ist für Schutz gestellt. </li></ol> 2. Bau von Test-Aquarium und Steuerungen Methode I <ol><li> Um Antworten auf eine reflektierende Umgebung, ein Glas oder Plexiglas Aquarium (52 ​​cm lang x 25 cm breit x 30 cm hoch) verwendet wird (Abbildung 1) zu untersuchen. </li><li> Ein Spiegel (25 cm lang x 20 cm hoch) ist an einem Ende des Aquariums gelegt und entweder mit Kleber oder Montage Wachs. Zwei Spiegel (26 cm lang x 20 cm hoch) sind auf den Seiten platziert, anliegende Ende Spiegel, und mit Kleber oder Wachs befestigt. </li><li> Die übrigen Wände sind in einem matten Finish Fenster-Folie abgedeckt. Dieser Film entfernt die Reflexion aber nicht mit Lichtverhältnisse stören. Ein leichtes Abschleifen, um den Film erforderlich sein, um sicherzustellen, dass der Film vollständig ist entspiegelt werden. </li></ol> Methode II <ol start="4"><li> Um zu untersuchen, Reaktionen auf visuelle Reize durch eine Live-Krebse (&quot;source Krebse&quot;), ein Plexiglas Aquarium mit zwei End-Kammern vorgesehen verwendet wird (Abbildung 2). Das Aquarium enthält eine große zentrale Kompartiment (48 cm lang x 26 cm breit x 26 cm hoch) und zwei kleinere Ende Fächern gleich groß (12 cm lang x 26 cm breit und 26 cm hoch). Das Ende Fächer sind aus der Fach-Center mit transparentem Plexiglas, die versiegelt, um Wasser und chemische Signale aus, die zwischen Fächern zu verhindern, ist getrennt. </li><li> Der äußere Umfang des gesamten Aquarium ist in einem nicht-reflektierenden matten Kunststoff beschichtet, so dass die zwei Barrieren an jedem Ende transparent. </li><li> Als eine Kontrolle, einen Kubus aus Modelliermasse hergestellt (zB Sculptee) wird verwendet, um visuelle Eindrücke aus einem inerten Objekt bereitzustellen. Der Würfel (3,5 cm x 3,0 cm x 3,3 cm) ist die ungefähre Volumen der Quelle Krebse und malte eine ähnliche Farbe rot. </li></ol> 3. Visuelles Training Methode I <ol><li> 14 Tage nach dem Kampf um die Vorherrschaft Status zu bestimmen - Crayfish sind in den Spiegel / matte Tank 3 auf Video aufgezeichnet. </li><li> Crayfish platziert sind, jeweils in einen Tupperware Behälter belüftet, gefiltertem Wasser und einem Kunststoff-Blumentopf Unterschlupf genutzt. Crayfish sind den Testraum genommen und 30 min vor dem Test zu akklimatisieren. </li><li> Der Test Aquarium, mit Spiegeln und halb ausgekleidet mit nicht-reflektierende Kunststoff, mit Kohlensäure, gefiltertes Wasser bis zu einer Tiefe von ca. 20 cm gefüllt halb ausgekleidet. </li><li> Eine digitale Kamera ist über Audio / Video-Kabel an einen VHS-Videorecorder verbunden ist und über dem Aquarium hoch genug, um das gesamte Aquarium Ansicht platziert. Videos werden auf VHS-Kassette aufgezeichnet. Alternativ kann eine Webcam an einen Computer angeschlossen verwendet werden, und Videos können mit einem Film-Making-Programm erfasst und gespeichert werden auf DVD. </li><li> Ein Flusskrebs des Paares wird sanft in die Mitte des Aquariums mit einem Blumentopf gelegt, und ihre Aktivität wird für 20 min aufgezeichnet. Keine Person ist in den Raum während der Aufnahme, um Störungen durch fremde visuellen und auditiven Inputs zu reduzieren. Es wird alles unternommen, um sicherzustellen, dass die Aufnahme-Umgebung ruhig ist. </li><li> Nach der Prüfung ist die Krebse entfernt, und der Tank entleert, gespült und neu befüllt mit Wasser. </li><li> Um ein Gegengewicht experimentellen Bedingungen, ist das Aquarium um zu Ort gedrehtder Spiegel auf der gegenüberliegenden Seite des Raumes. Dies hilft, für unbekannte Faktoren, die die Krebse auf der einen Seite des Aquariums bevorzugen vielleicht kompensieren. </li><li> Das zweite Mitglied des Paares wird dann in der gleichen Weise wie die erste getestet. </li></ol> Methode II <ol start="9"><li> Wie in Methode I beschrieben sind, sind Krebse auf den Prüfraum gebracht und auf Video aufgenommen mit der gleichen Kontrollgeräts. </li><li> Alle Kammern (Mitte Prüfkammer und die beiden Ende Kammern) sind mit belüfteten, gefiltertes Wasser bis zu einer Höhe von ca. 20 cm gefüllt. </li><li> Ein Krebs, etwa die gleiche Größe wie die Krebse getestet wird, ist in einem Ende Kammer platziert und die Kontrolle Würfel ist in den anderen gelegt. </li><li> Mit dem Blumentopf Obdach, ist die Krebse getestet sanft in die Mitte des Aquariums platziert und wird für 20 min auf Video aufgezeichnet. </li><li> Nach der Prüfung ist das Aquarium entleert, gespült und neu befüllt mit Wasser. </li><li> Vor der Prüfung das zweite Mitglied eines Paares, sind die Quelle Krebse und Kontrolle Würfel zum gegenüberliegenden Ende Kammern bewegt, das Gleichgewicht Bedingungen zu begegnen. </li></ol> 4. Auswertung der Antworten auf visuelle Reize Methode I <ol><li> So, dass der Experimentator blind für den sozialen Status des Krebses, das Verhalten in den Spiegel / matte Aquarium ist vor der Analyse Kampfverhalten Studien analysiert. </li><li> Die Zeit, die Krebse verbringt auf jeder Seite des Aquariums wird aufgezeichnet. Die Krebse gilt als von einer Seite zur nächsten zu gelangen, wenn die coxae der chelipeds der Mittellinie des Behälters (Abbildung 3) weitergeben. </li><li> Die Häufigkeit der Verhaltensweisen Kurvenfahrten, Wenden, Kreuzung, Gefrier-und Reverse-Walking (siehe Tabelle 1 für Beschreibungen) werden ebenfalls erfasst. </li><li> Verhalten zeigte auf der reflektierenden Seite des Tanks sind Verhaltensweisen auf den nicht-reflektierenden Seite mit einem gepaarten t-Test für jede soziale Gruppe zeigte im Vergleich. </li></ol> Methode II <ol start="5"><li> Wie in Methode I werden Videobänder von Krebsen Verhalten vor der Analyse zu kämpfen Studien analysiert. </li><li> Die Zeit, die Krebse verbringt auf beiden Seiten des Aquariums wird aufgezeichnet, wie in Methode I beschrieben </li><li> Die Häufigkeit der Kurvenfahrt zugewandten Ende, Drehen, Kreuzung, Aufzucht-und Reverse-Walking (Tabelle 1) erfasst werden. </li><li> Verhalten auf dem Quell-Krebse Seite durchgeführt werden, um das Verhalten auf der Steuerungs-Cube-Seite mit einem gepaarten t-Test für jede soziale Gruppe durchgeführt verglichen. </li></ol> 5. Analysis of Fights <ol><li> Aufnahmen des Kampfes Verhalten während der ersten 30 min der Paarung sind angesehen und bewertet. Jede 30 min Aufnahme-Session enthält mehrere Begegnungen, in denen die Krebse in Kontakt mit ihren Klauen und / oder Antennen. Innerhalb dieser Begegnungen sind die Scheeren in der Regel zum Schieben, Schlagen oder Festhalten des Gegners verwendet, die Antennen sind manchmal zum Schlagen des Gegners eingesetzt. Ein Flusskrebs kann versuchen, seine Gegner Flip und halten Sie ihn auf den Boden. Jede Begegnung endet, wenn ein Flusskrebs Retreats durch Reverse-Walking oder durch Umklappen der Schwanz zu erreichen &quot;Flucht schwimmen.&quot; </li><li> Die Anzahl der agonistischen Begegnungen aufgezeichnet ist, und die Identität der Krebse (bestimmt durch die Farbmarkierung auf den Brustkorb), die sich zurückzieht und bei jeder Begegnung werden ebenfalls aufgezeichnet. Die Krebse, dass die Mehrzahl der Begegnungen in jeweils 30 min Session verliert, ist der Verlierer erachtet, und die anderen Krebse als Sieger. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse Während der 30 Minuten Kampfzeit, weisen alle Paare agonistische Verhaltensweisen. Solche Verhaltensweisen sind Antenne Gewindeschneiden, Longieren, Stoßen, Greifen, Scheeren auffallend, und werfen die Gegner, wie berichtet an anderer Stelle (z. B. May &amp; Mercier 2006, 2007). Schließlich einer Flusskrebse in jedem Paar konsequent Retreats und vermeidet weitere Kontaktaufnahme. Der Rückzug Krebse ist der Verlierer erachtet und als untergeordnet eingestuft; die Gewinner Krebse als dominant eingestuft. Rang auch in der gesamten gepaart Gehäuse Zeitraum durch Beobachtung Krebse Verhalten in den Vorratsbehälter, die nur ein Kunststoffrohr enthält für Schutz überwacht werden. Die dominierende Krebse immer besetzt die Unterkunft und die untergeordneten Krebse nicht. Die untergeordneten Krebse oft Spaziergänge mit den Scheeren hielt eng zusammen und nach vorne, und die dominante Krebse normalerweise Spaziergänge mit den Scheeren angehoben und weiter auseinander (Guiasu &amp; Dunham, 1998). Wenn neue Nahrung für die Fäkalientank hinzugefügt wird, die dominierende Krebse dauert in der Regel die Lebensmittel zuerst. In unseren Studien mit P. clarkii (z. B. May &amp; Mercier 2006, 2007), gibt es normalerweise keine Rang Rückschläge nach drei Tagen ununterbrochener Paarung. In seltenen Fällen, stirbt ein Mitglied des Paares vor der Paarung Zeitraum abgeschlossen ist. Dies ist eher auftreten, wenn die Paarung beträgtlangen (z. B. 14 Tage) und wenn die Krebse sind zu dicht gefolgt von Größe oder Gewicht abgestimmt. So können Todesfälle, indem etwa 10% Unterschied im Gewicht vermieden werden. Wenn ein Mitglied eines Paares stirbt, sind die Daten aus den anderen Mitgliedstaaten nicht in die Studie eingeschlossen. Dominant und untergeordneten Krebse in der Regel zeigen unterschiedliche Reaktionen auf die reflektierenden Umgebung. Dominant Krebse konsequent verbringen mehr Zeit auf der reflektierenden Seite, aber untergeordnet und isoliert Krebse nicht (May &amp; Mercier, 2006, 2007). Dominant Krebse zeigen auch in Kurven und Wenden häufiger auf der reflektierenden Seite als auf der nicht-reflektierende Seite, aber isoliert und Untergebenen in der Regel nicht. Solche Unterschiede zwischen dominanten und untergeordneten Krebse, sind jedoch nicht sofort, sondern etablierte entwickeln sich über 3-14 Tage Paarung Zeitraum (Mai &amp; Mercier, 2007). Vorläufige Daten zeigen, dass dominante und untergeordnete Krebse reagieren unterschiedlich auf visuelle Signale von einer Live-Krebse (Quelle Krebse) nach 3 Tagen Paarung (May et al., 2008) zur Verfügung gestellt. Dominant Krebse verbringen mehr Zeit auf der Seite des Aquariums mit der Quelle Krebse und Ecke länger auf dieser Seite, aber untergeordnete Krebse zeigen keine solchen Unterschiede zwischen den beiden Seiten. <table border="1"><tbody><tr><td> Verhalten </td><td> Beschreibung </td></tr><tr><td> Kurvenlicht </td><td> Blick auf die Ecke des Aquariums und blieb dort für mindestens 5 s mit den Spitzen der beiden Krallen berühren verschiedene Wände (Abbildung 4) </td></tr><tr><td> Ende nach </td><td> Gesicht zur Wand an einem Ende des Behälters für mindestens 5 s mit der Spitze von mindestens einer Kralle berührt die Stirnwand (Abbildung 5) </td></tr><tr><td> Drehung </td><td> Änderung der Wanderweg Richtung gegen den Uhrzeigersinn oder umgekehrt Uhrzeigersinn (Abbildung 6) </td></tr><tr><td> Kreuzung </td><td> Verlassen des Umfangs des Aquariums und zu Fuß mindestens eine Körperlänge bis eine andere Wand (Abbildung 7) </td></tr><tr><td> Reverse Fuß </td><td> Rückwärtsgehen für mindestens eine Körperlänge </td></tr><tr><td> Einfrieren </td><td> abrupte Beendigung aller sichtbare Bewegung, einschließlich der Anhänge und Antennen, für mindestens 5 s </td></tr><tr><td> Aufbäumen </td><td> Stehen auf dem vierten und fünften Laufbeinen beim Heben der ventralen Fläche des Thorax gegen eine Wand und Platzierung mindestens einen Fuß Bein an der Wand </td></tr></tbody></table> Tabelle 1. Behaviors von P. ausgestellt clarkii in der mittleren Kammer des Tests Tank. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Schematische Darstellung des Aquariums in Method I. Hälfte des Aquariums verwendet wird mit Spiegeln ausgekleidet, während die andere Hälfte mit nicht-reflektierende Kunststoff ausgekleidet ist. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Schematische Darstellung des Aquariums in Methode II verwendet. Dieser Tank ist von einem mittleren Bereich, wo der Test Krebse platziert ist, und zwei End-Kammern, die durch eine intakte Barriere Plexiglas verteilt zusammen. Eine Live-Krebse ist in einem Ende Kammer platziert und ein Würfel ist in das andere Ende Kammer als Kontrolle gestellt. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Schematische Darstellung des Test-Aquarium mit der Mittellinie als eine vertikale gestrichelte Linie dargestellt. Die Krebse geht von einer Seite zur anderen, wenn die coxae der chelipeds der Mittellinie passieren. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig4.jpg" alt="Abbildung 4" /> Abbildung 4. Diagramm, welches die Position des Krebses bei Kurvenfahrten. Beachten Sie, dass die Spitzen der beiden Scheeren berühren verschiedene Wände. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig5.jpg" alt="Abbildung 5" /> Abbildung 5. Diagramm, welches die Position des Krebses, während vor der Stirnwand. Beachten Sie, dass beide Scheeren berühren die gleiche Wand. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig6.jpg" alt="Abbildung 6" /> Abbildung 6. Schematische Darstellung anzeigt, drehen. Die Umkehrung der Richtung der Bewegung stellt eine Wende. Schaltet sich in einer Ecke (zB Richtung 1 in Richtung 2 und aus Richtung 4 in Richtung 5) oder an der Seite (nicht dargestellt) auftreten. Eingabe der Kurvenfahrt und verlassen sie in die gleiche Richtung (zB Richtung 1 in Richtung 3) ist nicht eine Wende. <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig7.jpg" alt="Abbildung 7" /> Figure 7. Schematische Darstellung der Kreuzung Verhalten. Crossing tritt auf, wenn die Krebse lässt eine Wand und fährt auf einer anderen Wand, in einem Abstand von mindestens einer Körperlänge von der nächsten Wand (Pfeil). <img src="/files/ftp_upload/1956/1956fig8.jpg" alt="Abbildung 8" /> Abbildung 8. Photograph Darstellung Aufbäumen Verhalten. Die Krebse steht auf den letzten zwei Fuß Beine und hebt den Körper gegen eine Wand, die Kontaktaufnahme mit mindestens einem Fuß Bein.

<ol>
	<li>Bruski, C. A., Dunham, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+importance+of+vision+in+agonistic+communication+of+the+crayfish+Orconectes+rusticus.+I:+an+analysis+of+bout+dynamics.">The importance of vision in agonistic communication of the crayfish Orconectes rusticus. I: an analysis of bout dynamics.</a> Behav. 103, 83-107 (1987).</li><li>Delgado-Morales, G., Hernandez-Falcon, J., Ramon, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agnostic+behavior+in+crayfish:the+importance+of+sensory+inputs.">Agnostic behavior in crayfish:the importance of sensory inputs.</a> Crustaceana. 77 (1), 1-24 (2004).</li><li>Guiasu, R. C., Dunham, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inter-form+agonistic+contests+in+male+crayfishes,+Cambarus+robustus+(Decapoda,+Cambaridae).">Inter-form agonistic contests in male crayfishes, Cambarus robustus (Decapoda, Cambaridae).</a> Invert. Biol.. 117 (2), 144-154 (1998).</li><li>May, H. Y., Mercier, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+of+crayfish+to+a+reflective+environment+depend+on+dominance+status.">Responses of crayfish to a reflective environment depend on dominance status.</a> Can. J. Zool. 84 (8), 1104-1111 (2006).</li><li>May, H. Y., Mercier, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Joffre+Duration+of+socialization+influences+responses+to+a+mirror:+responses+of+dominant+and+subordinate+crayfish+diverge+with+time+of+pairing.">Joffre Duration of socialization influences responses to a mirror: responses of dominant and subordinate crayfish diverge with time of pairing.</a> J. Exp. Biol. 210, 4428-4436 (2007).</li><li>May, H. Y., Luebbert, J., Mercier, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+of+Crayfish+to+a+Visual+Stimulus+Provided+by+a+Conspecific.">Responses of Crayfish to a Visual Stimulus Provided by a Conspecific.</a> , (2008).</li></ol>

Die Beobachtung, dass dominante Krebse mehr Zeit damit verbringen, in einer reflektierenden Umgebung lässt vermuten, dass sie ein Spiegelbild zu erkennen, wie ein Artgenosse, und das visuelle Hinweise genügen, um Ansatz Verhalten zu entlocken. Ähnliche Ergebnisse mit einem lebenden Krebse statt eines reflektierten Bildes unterstützen eine solche Auslegung. Untergeordnete und isoliert Krebse zeigen nicht eine solche Vorliebe für die reflektierenden Umgebung, noch untergeordnete Krebse erscheinen, ein Live-Krebse üb...

<table><tbody><tr><td>Single chamber test tank</td><td>Brock University Machine Shop</td><td></td><td></td></tr><tr><td>End-chamber test tank</td><td>Brock University Machine Shop</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isolation container</td><td>Rubbermaid</td><td></td><td>30 cm x 17.5 cm x 13 cm holes in lid to allow air and light to pass through when lid is on</td></tr><tr><td>Fighting chamber</td><td></td><td></td><td>48 cm x 25 cm x 13 cm</td></tr><tr><td>Social housing chamber</td><td></td><td></td><td>58 cm x 30 cm x 35 cm</td></tr><tr><td>small plastic flower pot</td><td></td><td></td><td>to serve as shelter</td></tr><tr><td>Coolpix 4500 camera</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>T120 video cassette recorder</td><td>RCA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td></td><td></td><td>Windows Movie Maker or other video acquiring software</td></tr><tr><td>webcam</td><td>Logitech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>modelling clay</td><td>Sculptee</td><td></td><td>to make control cube</td></tr><tr><td>red latex paint</td><td>FolkArt</td><td></td><td>to make control cube</td></tr><tr><td>waterbase varnish</td><td>FolkArt</td><td></td><td>to make control cube</td></tr></tbody></table>

recording behavioral responses to reflection in crayfish

Soziales Verhalten ist abhängig von sensorischen Input aus dem visuellen, mechanischen und olfaktorischen Systeme. Eine wichtige Frage betrifft die relative Bedeutung der einzelnen Sinnesmodalität in Führungsverhalten. Die Rolle der visuellen Eingänge hat durch Isolierung visuelle Reize aus mechanischen und chemosensorischen Reize untersucht worden. In einigen Studien (Bruski &amp; Dunham, 1987:. Delgado-Morales et al, 2004) visuellen Eingänge mit Augenbinden oder geringer Lichtintensität entfernt worden, und die Auswirkungen der übrigen sensorischen Modalitäten aufgeklärt worden. Ein alternativer Ansatz ist, um die Auswirkungen der visuellen Eingänge in Ermangelung einer entsprechenden mechanischen und chemosensorischen Hinweise zu studieren. Dieser Ansatz zielt auf die exklusive Rolle der visuellen Eingänge zu identifizieren. Wir haben zwei Methoden verwendet, um visuelle Reize zu bieten Krebse, ohne chemische und mechanische Signale. In einem Verfahren werden Krebse in einem Aquarium, wo die Hälfte der Wände mit Spiegeln bedeckt sind, um eine reflektierende Umgebung bereitzustellen gefilmt, und die andere Hälfte in eine nicht-reflektierende (matte Oberfläche) aus Kunststoff abgedeckt. Dies gibt die Krebse die Wahl zwischen reflektierenden und nicht reflektierenden Umgebungen. Die reflektierende Umgebung bietet visuelle Hinweise in Form von Spiegelbildern der Krebse, wie es in der Hälfte der Tank bewegt, diese visuellen Hinweise sind aus der nicht-reflektierende Hälfte der Tank fehlt. Eine alternative Methode ist auf Videoband das Verhalten der Krebse in einem Aquarium durch eine kleinere Kammer an jedem Ende getrennt, mit einem Flusskrebs in einem kleinen Raum bietet visuelle und einem inerten Objekt in die entgegengesetzte kleine Kammer mit einer visuellen Input von einem nicht bewegten, Nicht-Krebse Quelle. Unsere veröffentlichten Ergebnisse zeigen, dass Reaktionen der Krebse auf die reflektierende Umgebung auf Sozialisation und Dominanz Rang ab. Sozialisiert Krebse verbrachte mehr Zeit in der reflektierenden Umgebung und stellte bestimmte Verhaltensweisen häufiger als in der nicht-reflektierenden Umgebung, isoliert Krebse zeigten keine solchen Unterschiede. Crayfish, die in gleichgeschlechtlichen Paaren untergebracht wurden entwickelt, eine soziale Rang entweder dominant oder untergeordnet. Responses to Reflexion unterschieden zwischen dominanten und untergeordneten Krebse (May &amp; Mercier, 2006; May &amp; Mercier, 2007). Dominant Krebse verbrachte mehr Zeit auf der reflektierenden Seite trat reflektierende Ecken häufiger und verbrachte mehr Zeit in reflektierende Ecken im Vergleich zu den nicht-reflektierende Seite. Untergeordnete Krebse gingen in umgekehrter öfter auf der reflektierenden Seite als auf der nicht-reflektierende Seite. Vorläufige Daten weisen ähnliche Wirkungen von visuellen Hinweisen von einem Flusskrebs in einem kleinen Nebenraum (May et al., 2008) zur Verfügung gestellt.

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Recording Behavioral Responses to Reflection in Crayfish

Wir haben zwei Methoden zur Untersuchung von Auswirkungen der visuelle Hinweise auf das Verhalten in der Abwesenheit von taktilen und chemische Reize entwickelt. Eine Methode besteht videotaping Reaktionen der Krebse zu reflektierenden Wänden in einem Aquarium, der andere untersucht Auswirkungen der visuellen Eingänge durch eine Live-Krebse hinter einer transparenten Partition zur Verfügung gestellt.

Recording Verhaltensreaktionen auf Reflection in Crayfish

Social behavior depends on sensory input from the visual, mechanical and olfactory systems.  One important issue concerns the relative roles of each ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.7K Aufrufe.  Brock University. Wir haben zwei Methoden zur Untersuchung von Auswirkungen der visuelle Hinweise auf das Verhalten in der Abwesenheit von taktilen und chemische Reize entwickelt. Eine Methode besteht videotaping Reaktionen der Krebse zu reflektierenden Wänden in einem Aquarium, der andere untersucht Auswirkungen der visuellen Eingänge durch eine Live-Krebse hinter einer transparenten Partition zur Verfügung gestellt.

Serie: Recording Behavioral Responses to Reflection in Crayfish

Physiological Recordings of High and Low Output NMJs on the Crayfish Leg Extensor Muscle

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor neurons innervating the extensor muscle in the walking leg of a crayfish. Distinct differences are present in the physiology and morphology of the phasic and tonic nerve terminals. The tonic axon contains many more mitochondria, enabling it to take a vital stain more intensely than the phasic axon. The tonic terminals have varicosities, and the phasic terminal is filiform. The tonic terminals are low in synaptic efficacy but show dramatic facilitated responses. In contrast, the phasic terminals are high in quantal efficacy but show synaptic depression with high frequency stimulation. The quantal output is measured with a focal macropatch electrode placed directly over the visualized nerve terminals. Both phasic and tonic terminals innervate the same muscle fibers, which suggests that inherent differences in the neurons, rather than differential retrograde feedback from the muscle, account for the morphological and physiological differentiation.

This article demonstrates how to conduct electrophysiological recordings of synaptic responses on the extensor muscle in the walking leg of a crayfish and how the nerve terminals are visualized to show the gross morphological differences of high- and low-output nerve terminals.

Physiologische Aufnahmen von High-und Low Output NMJs auf der Crayfish Leg Streckmuskel

We explain in detail how to expose and conduct electrophysiological recordings of synaptic responses for high (phasic) and low (tonic) output motor ...

Forschung

Neurowissenschaften

Membrane Potentials, Synaptic Responses, Neuronal Circuitry, Neuromodulation and Muscle Histology Using the Crayfish: Student Laboratory Exercises

The purpose of this report is to help develop an understanding of the effects caused by ion gradients across a biological membrane. Two aspects that influence a cell's membrane potential and which we address in these experiments are: (1) Ion concentration of K+ on the outside of the membrane, and (2) the permeability of the membrane to specific ions. The crayfish abdominal extensor muscles are in groupings with some being tonic (slow) and others phasic (fast) in their biochemical and physiological phenotypes, as well as in their structure; the motor neurons that innervate these muscles are correspondingly different in functional characteristics. We use these muscles as well as the superficial, tonic abdominal flexor muscle to demonstrate properties in synaptic transmission. In addition, we introduce a sensory-CNS-motor neuron-muscle circuit to demonstrate the effect of cuticular sensory stimulation as well as the influence of neuromodulators on certain aspects of the circuit. With the techniques obtained in this exercise, one can begin to answer many questions remaining in other experimental preparations as well as in physiological applications related to medicine and health. We have demonstrated the usefulness of model invertebrate preparations to address fundamental questions pertinent to all animals.

The experiments demonstrate an easy approach for students to gain experience in examining muscle structure, synaptic responses, the effects of ion gradients and permeability on membrane potentials. Also, a sensory-CNS-motor-muscle circuit is presented to show a means to test effects of compounds on a neuronal circuit.

Membranpotentiale, Synaptic Responses, neuronalen, Neuromodulation und Muscle Histologie Mit dem Crayfish: Schülerlabor Übungen

The purpose of this report is to help develop an understanding of the effects caused by ion gradients across a biological membrane. Two aspects that ...

Muscle Receptor Organs in the Crayfish Abdomen: A Student Laboratory Exercise in Proprioception 

The primary purpose of this experiment is to demonstrate primary sensory neurons conveying information of joint movements and positions as proprioceptive information for an animal. An additional objective of this experiment is to learn anatomy of the preparation by staining, dissection and viewing of neurons and sensory structures under a dissecting microscope. This is performed by using basic neurophysiological equipment to record the electrical activity from a joint receptor organ and staining techniques. The muscle receptor organ (MRO) system in the crayfish is analogous to the intrafusal muscle spindle in mammals, which aids in serving as a comparative model that is more readily accessible for electrophysiological recordings. In addition, these are identifiable sensory neurons among preparations. The preparation is viable in a minimal saline for hours which is amenable for student laboratory exercises. The MRO is also susceptible to neuromodulation which encourages intriguing questions in the sites of modulatory action and integration of dynamic signals of movements and static position along with a gain that can be changed in the system.

Muscle Receptor Organs in the Crayfish Abdomen: A Student Laboratory Exercise in Proprioception

The primary purpose of this experiment is to understand how primary sensory neurons convey information of joint movements and positions as proprioceptive information for an animal. An additional objective of this report is present the anatomy of the preparation by dissection and viewing of neurons under a dissecting microscope.

Muscle-Rezeptor-Organe in der Crayfish Abdomen: Ein Schülerlabor Übung in Propriozeption

The primary purpose of this experiment is to demonstrate primary sensory neurons conveying information of joint movements and positions as proprioceptive ...

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities 

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the visual scene. However, the OKR requires that an animal detect moving stripes and it is possible that fish that fail to exhibit an OKR may not be completely blind. One zebrafish mutant, the no optokinetic response c (nrc) has no OKR under any light conditions tested and was reported to be completely blind. Previously, we have shown that OFF-ganglion cell activity can be recorded in these mutants. To determine whether mutant fish with no OKR such as the nrc mutant can detect simple light increments and decrements we developed the visual motor behavioral assay (VMR). In this assay, single zebrafish larvae are placed in each well of a 96-well plate allowing the simultaneous monitoring of larvae using an automated video-tracking system. The locomotor responses of each larva to 30 minutes light ON and 30 minutes light OFF were recorded and quantified. WT fish have a brief spike of motor activity upon lights ON, known as the startle response, followed by return to lower-than baseline activity, called a freeze. WT fish also sharply increase their locomotor activity immediately following lights OFF and only gradually (over several minutes) return to baseline locomotor activity. The nrc mutants respond similarly to light OFF as WT fish, but exhibit a slight reduction in their average activity as compared to WT fish. Motor activity in response to light ON in nrc mutants is delayed and sluggish. There is a slow rise time of the nrc mutant response to light ON as compared to WT light ON response. The results indicate that nrc fish are not completely blind. Because teleosts can detect light through non-retinal tissues, we confirmed that the immediate behavioral responses to light-intensity changes require intact eyes by using the chokh (chk) mutants, which completely lack eyes from the earliest stages of development. In our VMR assay, the chk mutants exhibit no startle response to either light ON or OFF, showing that the lateral eyes mediate this behavior. The VMR assay described here complements the well-established OKR assay, which does not test the ability of zebrafish larvae to respond to changes in light intensities. Additionally, the automation of the VMR assay lends itself to high-throughput screening for defects in light-intensity driven visual responses.

A Behavioral Assay to Measure Responsiveness of Zebrafish to Changes in Light Intensities

We developed the Visual-Motor Response to quantitate the motor output of larval zebrafish in response to light increments and decrements. We also examined zebrafish vision mutants, including the no optokinetic response (nrc) mutants, which were thought to be completely blind when tested by another vision assay, the optokinetic reflex.

A Behavioral Assay, um die Reaktionsfähigkeit der Zebrafisch zu Änderungen in Lichtintensitäten messen

The optokinetic reflex (OKR) is a basic visual reflex exhibited by most vertebrates and plays an important role in stabilizing the eye relative to the ...

Biologie

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograde Fluoreszenzmarkierung Ermöglicht Gezielte Extracellular Einzel-Einheit Aufnahme von identifizierten Neuronen<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Continuous Noninvasive Measuring of Crayfish Cardiac and Behavioral Activities

A crayfish is a pivotal aquatic organism that serves both as a practical biological model for behavioral and physiological studies of invertebrates and as a useful biological indicator of water quality. Even though crayfish cannot directly specify the substances that cause water quality deterioration, they can immediately (within a few seconds) warn humans of water quality deterioration via acute changes in their cardiac and behavioral activities.
In this study, we present a noninvasive method that is simple enough to be implemented under various conditions due to a combination of simplicity and reliability in one model.
This approach, in which the biological organisms are implemented into environmental evaluation processes, provides a reliable and timely alarm for warning of and preventing acute water deterioration in an ambient environment. Therefore, this noninvasive system based on crayfish physiological and ethological parameter recordings was investigated for the detection of changes in an aquatic environment. This system is now applied at a local brewery for controlling&#160;quality of the water used for beverage production, but it can be used at any water treatment and supply facility for continuous, real-time water quality evaluation and for regular laboratory investigations of crayfish cardiac physiology and behavior.

This article presents a noninvasive biomonitoring system for the continuous recording and analyses of crayfish cardiac and locomotor activities. This system consists of a near-infrared optical sensor, a video-tracking module, and software for evaluating crayfish heartbeats that reflects its physiological condition and characterizes crayfish behavior during heartbeat fluctuations.

Kontinuierliche nicht-invasive Messung der Krebse Herz- und Verhaltens-Aktivitäten

A crayfish is a pivotal aquatic organism that serves both as a practical biological model for behavioral and physiological studies of invertebrates and as ...

Verhalten

Recordings of Neural Circuit Activation in Freely Behaving Animals

The relationship between patterns of neural activity and corresponding behavioral expression is difficult to establish in unrestrained animals. Traditional non-invasive methods require at least partially restrained research subjects, and they only allow identification of large numbers of simultaneously activated neurons. On the other hand, small ensembles of neurons or individual neurons can only be measured using single-cell recordings obtained from largely reduced preparations. Since the expression of natural behavior is limited in restrained and dissected animals, the underlying neural mechanisms that control such behavior are difficult to identify. 
Here, I present a non-invasive physiological technique that allows measuring neural circuit activation in freely behaving animals. Using a pair of wire electrodes inside a water-filled chamber, the bath electrodes record neural and muscular field potentials generated by juvenile crayfish during natural or experimentally evoked escape responses. The primary escape responses of crayfish are mediated by three different types of tail-flips which move the animals away from the point of stimulation. Each type of tail-flip is controlled by its own neural circuit; the two fastest and most powerful escape responses require activation of different sets of large &#8220;command&#8221; neurons. In combination with behavioral observations, the bath electrode recordings allow unambiguous identification of these neurons and the associated neural circuits. Thus activity of neural circuitry underlying naturally occurring behavior can be measured in unrestrained animals and in different behavioral contexts.

Non-invasive measurements of neural activity patterns in freely behaving animals are obtained by combining neurophysiological recordings with high speed videography.

Recordings of Neural Circuits Aktivierung in Frei Behaving Tiere

The relationship between patterns of neural activity and corresponding behavioral expression is difficult to establish in unrestrained animals. ...

Measures of Heart and Ventilatory Rates in Freely Moving Crayfish

The fear, flight or fight response serves as the fundamental physiological basis for examining an organism's awareness of its environment under an impending predator attack.  Although it is not known whether invertebrates posses an autonomic nervous system identical to that of vertebrates, evidence shows invertebrates have a  sympathetic-like  response to regulate the internal environment and ready the organism to act behaviorally to a given stimuli.  Furthermore, this physiological response can be feasibly measured and it acts as a biological index for the animal's internal state.  Measurements of the physiological response can be directly related to internal and external stressors through changes in the central nervous system controlled coordination of the cardio-vascular and respiratory systems.   More specifically, monitoring heart and ventilation rates provide quantifiable measures of the stress response not always behaviorally observed. Crayfish are good model organisms for heart and ventilatory rate measurements due to the feasibility of recording, as well as the rich history known of the morphology of the crayfish, dating back to Huxley in 1888, and the well-studied typical behaviors.

Invertebrates show an autonomic sympathetic-like response similar to that described for vertebrates. The coordination of the cardio-vascular and ventilatory systems allows for measurement of a biological index in which to assess an organism internal state.

Maßnahmen der Herz-und Ventilatorische Preise bei frei laufenden Crayfish

The fear, flight or fight response serves as the fundamental physiological basis for examining an organism's awareness of its environment under an ...

Historical View and Physiology Demonstration at the NMJ of the Crayfish Opener Muscle

Here we present some of the key important discoveries made with the opener neuromuscular (NMJ) preparation of crustaceans and illustrate that there is still much to learn from this model preparation. In understanding the history one can appreciate why even today this NMJ still offers a rich playground to address questions regarding pre- and post-synaptic function and plasticity. The viability and ease of access to the terminal for intracellular as well as extracellular electrophysiology and imaging are significant advantages. The mechanisms behind the modulation of vesicular kinetics and fusion within the high- and low-output terminals are begging for investigation. The preparation also offers a testable model system for computational assessments and manipulations to examine key variables in theoretical models of synaptic function, for example calcium dynamics during short-term facilitation. The synaptic complexity of active zone and statistical nature of quantal release is also an open area for future investigation both experimentally and computationally.

The opener muscle of the crayfish leg is presented for its historical importance and experimental versatility in muscle phenotype, synaptic physiology and plasticity.

Historische Ansicht und Physiologie Demonstration am NMJ der Crayfish Opener Muscle

Here we present some of the key important discoveries made with the opener neuromuscular (NMJ) preparation of crustaceans and illustrate that there is ...

Proprioception and Tension Receptors in Crab Limbs: Student Laboratory Exercises

The primary purpose of these procedures is to demonstrate for teaching and research purposes how to record the activity of living primary sensory neurons responsible for proprioception as they are detecting joint position and movement, and muscle tension. Electrical activity from crustacean proprioceptors and tension receptors is recorded by basic neurophysiological instrumentation, and a transducer is used to simultaneously measure force that is generated by stimulating a motor nerve. In addition, we demonstrate how to stain the neurons for a quick assessment of their anatomical arrangement or for permanent fixation. Staining reveals anatomical organization that is representative of chordotonal organs in most crustaceans. Comparing the tension nerve responses to the proprioceptive responses is an effective teaching tool in determining how these sensory neurons are defined functionally and how the anatomy is correlated to the function. Three staining techniques are presented allowing researchers and instructors to choose a method that is ideal for their laboratory.

Physiological and anatomical techniques are demonstrated to address function and structure for joint proprioceptors and muscle tension receptors in crustacean walking limbs.

Propriozeption und Spannungsrezeptoren in Crab Gliedmassen: Schülerlabor Übungen

The primary purpose of these procedures is to demonstrate for teaching and research purposes how to record the activity of living primary sensory neurons ...