Autoren möchten MICINN (PTA Programm unterstützt Montserrat Porta de la Riva), AGAUR (Promotionsstipendium an Laura Fontrodona), Instituto de Salud Carlos III (Miguel Servet Programm zur Unterstützung Julián Cerón) und Marie-Curie-IRG, ISCIII und IDIBELL für die Finanzierung anerkennen das Labor.

1. Ein Protokoll: Kultivieren Worms zum Bleichen 11 Große Populationen von C. elegans durch Kultivierung von ihnen gewonnen werden, entweder in flüssigen Medien oder auf festen Medien in Platten. Sie sind meist auf festem NGM (Nematode Growth Media) und gefüttert mit E. gewachsen coli-Bakterien, die zu den Platten entweder lebend oder tot (getötet von UV 12, 13 oder durch Hitze durch Kälte 14) hinzugefügt wird. Das häufigste Verfahren nutzt Live-OP50 E. coli, die einen Defekt in der Synthese von Uracil ist und nicht in eine dicke Schicht, die Würmer verschleiern würden überwachsen. <ol><li> Mix 3 g NaCl, 17 g Agar-Agar und 2,5 g Pepton und fügen Sie 975 ml H 2 O. Autoklavieren für 50 min. </li><li> Kühlen Sie den Kolben auf 55 ° C </li><li> 1 ml 1 M CaCl 2, 1 ml 5 mg / ml Cholesterin in Ethanol, 1 ml 1 M MgSO 4 und 25 ml 1 M KPO 4-Puffer (alle von ihnen aber zuvor Cholesterin Autoklaved). </li><li> Mit einer sterilen Verfahren verzichten die NGM-Lösung in Petrischalen, füllen Platten bis zu 2/3 ihres Volumens. </li><li> Nach dem Trocknen ist es ratsam, Platten bei Raumtemperatur stehen lassen für 2-3 Tage vor der Verwendung zum Nachweis von Verunreinigungen. Bereiten Sie einen Streifen von OP50 E. coli aus einem Glycerin-Lager (OP50 kann aus dem Caenorhabditis Genetics Center bezogen werden). </li><li> Wählen Sie eine einzelne Kolonie wachsen und es in LB über Nacht bei 37 ° C unter Rühren. </li><li> Überschüssige Feuchtigkeit von den Platten durch Entfernen des Deckels in der laminaren Strömung eingedampft, und OP50 zum Zentrum der Platten mit einer sterilen Pasteur-Pipette. </li><li> Lassen Sie das OP50 E. coli Rasen wachsen bei Raumtemperatur oder bei 37 ° C über Nacht für 8 Stunden. </li><li> Fügen Sie die gewünschte Menge der Würmer an den Platten (wenn bei 37 ° C Platten sollten bei Raumtemperatur vor dem Gebrauch gekühlt werden). </li></ol> TIPPS: <ul><li> Das Ausgießen der gleichen Anzahl der Medienin den Platten mit einer Pipette oder einem Pumpspender sorgt für die gleiche Menge an Agar zu den Platten und erleichtert die Verlagerung der Platte ohne Notwendigkeit, die Stereomikroskop neu auszurichten. </li><li> Die Platten (beide entkernt und ungesetzte mit Bakterien) können mehrere Wochen nach der Zubereitung verwendet werden, wenn in einem Behälter bei Raumtemperatur oder 4 ° C gelagert </li><li> Vermeiden Ausplattieren der Bakterien an die Kante der Platte. Wenn der Rasen erstreckt sich auf die Kanten der Platte die Würmer kriechen können die Seiten, trocknen aus und sterben. </li><li> Würmer leben länger, wenn die Bakterien auf den Platten ausgesät bereits tot sind 15. </li></ul> 2. Protokoll B: Behandlung mit alkalischem Natriumhypochlorit-Lösung (&quot;Bleaching&quot;) 11 Das Bleichen Technik wird für die Synchronisierung verwendet C. elegans Kulturen an der ersten Larvenstadium (L1). Das Prinzip der Methode liegt in der Tatsache, dass Würmer empfindlich auf Bleichmittel sind, während die Eischale schützt Embryos davon. Nach der Behandlung mit alkalischen Hypochlorit-Lösung werden die Embryonen in flüssigen Medien ohne Nahrung, die dem Schlüpfen erlaubt, verhindert aber die weitere Entwicklung inkubiert. <ol><li> Erlauben Würmer bis erwachsenen Stadium wachsen. </li><li> Recover graviden Erwachsenen in 15 ml Röhrchen durch Waschen Platten mit M9-Puffer. </li><li> Pellet-Würmer durch Zentrifugieren für 2 Minuten bei 400 × g (~ 1500 rpm auf einem Standard-Tischzentrifuge) bei Raumtemperatur und Überstand verwerfen. </li><li> Führen Sie 1-3 Wäschen, bis der Puffer erscheint klar von Bakterien. </li><li> Fügen Sie die gewünschten Bleichlösung (Tabelle I) und agitieren für einige Minuten (Zerstörung des adulten Gewebe sollte unter dem Binokular beobachtet werden und die Reaktion gestoppt, wenn Spuren von Erwachsenen noch sichtbar sind, das dauert in der Regel zwischen 3 und 9 Minuten, abhängig von mehreren Bull., wie das Volumen der Schnecke Pellet, in der Diskussion erwähnt) (Abb. 3). </li><li> Die Reaktion durch Zugabe M9 buffer, um den Schlauch zu füllen. </li><li> Schnell zentrifugieren (seit Behandlung kann immer noch aktiv sein) für 1 Minute bei 400 xg und Überstand verwerfen. </li><li> Waschen Pellet dreimal durch Füllen des Röhrchens mit M9-Puffer. </li><li> 1 ml M9-Puffer zu dem Pellet, oder legen die Eier zu ungesetzte NGM-Platten, und inkubieren Sie bei der gewünschten Temperatur unter leichtem Schütteln. Die richtige Belüftung sollte zur Verfügung gestellt (Abb. 4) werden. </li></ol> TIPPS: <ul><li> Es gibt verschiedene Bleich-Lösungen, wählen Sie diejenige, die besser funktioniert in Ihren Händen (Tabelle 1, Abb. 1). </li><li> Eier bereits auf den Platten vorgesehene aus der Entsorgung der Oberfläche des Agar mit einem weichen Material wie beispielsweise ein Stück eines Röntgenfilms gewonnen werden. </li><li> Zu viele Überreste von erwachsenen Tieren beeinträchtigen können Synchronisation, da sie eine Versorgung mit Lebensmitteln für die frisch geschlüpften Larven bilden. </li><li> Höhere Temperaturen leicht beschleunigen die Entwicklung, die unbequem ist if jede Schnecke überspringt Synchronisierung, weil der Unterschied in der Entwicklung zwischen synchronisiert und synchronisiert Würmern wird bei höheren Temperaturen größer. </li><li> Bleichbad erst kurz vor seiner Verwendung durchgeführt werden. Außerdem verliert Bleichmittel Potenz nach offen für eine Weile wurde, teilweise aufgrund der Lichtempfindlichkeit. Wir schlagen vor, Aliquot jeder neuen Flasche in kleine bernsteinfarbenen Flaschen, einen solchen Schaden zu verhindern und zu minimieren Lichtquelle ausgesetzt haben. </li></ul> 3. Protokoll C: Worm Plating <ol><li> Warten Sie zwischen 12 und 24 Stunden (time to Embryonalentwicklung, hängt von der Temperatur) nach dem Bleichen wurde durchgeführt und erholen Würmer durch Zentrifugation (2 Minuten bei 400 xg). </li><li> Überstand verwerfen, Saatgut Würmer auf den erforderlichen Platten und lassen Sie die restliche Flüssigkeit trocken. </li><li> Zeigen Platten bei der erforderlichen Temperatur. </li></ol> TIPPS: <ul><li> L1-Larven in M9-Puffer bei 15 ° C Schütteln bei mindestens eine Woche aufbewahrt werden wiThout offensichtlichen Veränderungen. </li><li> seien Sie vorsichtig bei der Berechnung der Würmer man so will, weil zu viele Samen kann das Essen schneller als erwartet ausschöpfen und ruinieren Ihr Experiment. Rund 500 L1 kann im Erwachsenenalter in einem 55 mm-Platte erreichen, ohne Ihr Essen. </li></ul> 4. Protokoll D: C elegans Observation D.1 Nomarski Beobachtung Differential-Interferenz-Kontrast-Mikroskopie ist eine optische Mikroskopie Beleuchtung Technik verwendet, um den Kontrast in ungefärbten transparenten Proben zu erhöhen. Das Wort bezieht sich auf das Nomarski Prisma verwendet, nach seinem Erfinder benannt. Durch die Beobachtung Tiere am Leben sind wir in der Lage, die Physiologie des Tieres mit den Änderungen nur von Immobilisierung ableiten zu untersuchen. Darüber hinaus, da kein Fixiermittel zugesetzt wird, können fluoreszierende Marker in vivo beobachtet werden. Diese Tatsache und die Möglichkeit des Schmelzens Fluoreszenzmarker um ein Gen von Interesse machen es möglich, die Prozesse in w folgendermaßenelche das Protein des Studiums beteiligt sein können. Durch Verwendung der Technik in diesem Protokoll beschrieben wurde, kann nicht nur lebende Würmer beobachtet werden, aber sie können auch gewonnen und wieder ausplattiert. Agar-Pad Vorbereitung (kurz vor der Verwendung): <ol><li> Planen 2% Agarose in Wasser und schmelzen. Halten Sie schmolz bei 65 ° C </li><li> Legen Sie zwei Objektträger mit einem Stück Klebeband auf sie an beiden Seiten eines dritten, sauberen Objektträger. </li><li> Mit Hilfe einer Pasteurpipette einen Tropfen Agar auf die saubere Oberfläche. </li><li> Decken Sie die Agar mit einem anderen sauberen Objektträger auf der Oberseite der drei Schlitten senkrecht gestellt. </li><li> Drücken Sie vorsichtig, damit der Agar Drop auf die Dicke des Bandes Abstandshalter abgeflacht. </li><li> Nachdem der Agar erstarrt, ziehen Sie vorsichtig die verschweißte Folien und trennen Sie die zwei übrigen Folien, indem ein relativ zu dem anderen. </li></ol> Montage lebenden Tieren <ol start="7"><li> Geben Sie einen Tropfen (10 ul) von 1 mM Levamisol oder Natriumazid 10-30 mm auf ter Mitte des Pads. </li><li> Übertragen Sie Tiere in der Dropdown-Wurm mit Hilfe eines Pick. </li><li> Vorsichtig einen Deckglas über die Tiere und befestigen Sie es an beiden Seiten mit etwas Nagellack oder Silikon. </li></ol> TIPPS: <ul><li> Halten Aliquots 2% Agarose bei 4 ° C </li><li> Geschmolzener Agarose auf 65 ° C für mindestens einen Tag aufbewahrt werden. </li><li> Hinweis: Levamisol ist ein Nikotinsäure-Rezeptor-Agonisten, die spastischen Lähmung hervorruft 16. </li><li> Seien Sie vorsichtig, ist Natriumazid extrem giftig! </li></ul> D.2 Ethanol Fixierung und DAPI-Färbung Das hier beschriebene Protokoll stellt eine schnelle Möglichkeit, Färben Würmer mit DAPI jedoch wegen der dissecation der Wurm einige Strukturen kann einige Veränderung zu präsentieren. Es gibt einige andere Methoden, um Würmer zu vorangegangenen DAPI-Färbung wie die Fixierung mit Carnoy-Lösung oder Formaldehyd, die eine bessere Erhaltung der Integrität des Wurms 17 fix. Ethanol Fixierung (modifiziert nach 18) <ol><li> Platz ~ 10 ul M9-Puffer (oder Wasser) auf einen Objektträger. </li><li> Mit einem Pick-Wurm sorgfältig übertragen 10-25 Würmer auf den Rückgang. </li><li> Mit Filterpapier oder eine Mikro-Pipette entfernen Sie so viel wie möglich M9-Puffer ohne Entfernen der Würmer oder lassen sie trocknen. </li><li> Fügen Sie ~ 10 ul 90% Ethanol und trocknen lassen. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 4 ein-oder zweimal. </li></ol> 4 &#39;,6-Diamidino-2-phenylindol (DAPI)-Färbung <ol start="6"><li> Mischen Sie DAPI mit den gewünschten Montage Medien bis zu einer Endkonzentration von 2 ng / ul. </li><li> Sobald das Ethanol vollständig verdunstet ist, 7 ul des DAPI: Montiermedium Mischung. </li><li> Legen Sie ein Deckglas und befestigen Sie es an beiden Seiten mit etwas Nagellack oder Silikon. Folien bereit sein wird für die Beobachtung etwa 5 min nach der Zugabe von DAPI. </li></ol> TIPPS: <ul><li> Die Montage medIA enthält Glycerin, so eine kleine Menge genügt, um die ganze Vorbereitung zu decken. </li><li> Es gibt eine breite Palette an kommerziellen Montage Medien (Fluoromount oder zu verlängern, zum Beispiel), hängen ihre Qualität und Preis, wie lange Sie wollen Ihre Probe zu speichern. </li><li> Seien Sie vorsichtig, ist ein bekanntes Mutagen DAPI, die stark bindet an AT-reiche Regionen in der DNA. </li></ul> Rezepte Nematoden-Wachstumsmedium (NGM) 1,7% (w / v) Agar 50 mM NaCl 0,25% (w / v) Pepton 1 mM CaCl 2 5 pg / ml Cholesterin 25 mM KPO 4 1 mM MgSO 4 M9-Puffer 22mm KH 2 PO 4 42 mM Na 2 HPO 4 86 mM NaCl 1 mM MgSO 4 Bleich-Lösungen getestet <table border="1"><tbody&gt; <tr><td></td><td> Rezept Nr. 1 </td><td> Rezept Nr. 2 </td><td> Rezept # 3 </td><td> Rezept Nr. 4 </td><td> Rezept Nr. 5 </td></tr><tr><td> Wasser (ml) </td><td> 2,75 </td><td> 3,5 </td><td> 0,5 </td><td> 0,5 </td><td> 1,5 </td></tr><tr><td> Natriumhydroxid (ml) </td><td> 1,25 (1M) </td><td> 0,5 (5M) </td><td> 2,5 (1M) </td><td> 2,5 (2M) </td><td> 2,5 (1M) </td></tr><tr><td> Natriumhypochlorit ~~~V 4% (ml) </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 2 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> insgesamt (ml) </td><td> 5 </td><td> 5 </td><td> 4 </td><td> 5 </td><td> 5 </td></tr></tbody></table> Tabelle I. Verschiedene Bleichlösung Rezepte für diesen Artikel getestet. Rezepte # 3 und # 4 sind 2x, und sollte auf dem gleichen Volumen M9 hinzugefügt werden. Rezepte für # 1, # 2 und # 5 wurden bereits 2, 11, 19 berichtet. Endkonzentrationen: # 1 0,25 M NaOH, ~~~V NaOCl 0,8%<html> , # 2 NaOH 0,5 M, NaOCl ~ 0,8%, # 3 NaOH 0.625M, NaOCl ~ 1%, # 4 NaOH 1 M, ~ 1,6% NaOCl, Nr. 5 NaOH 0,5 M, NaOCl ~ 0,8%. 5. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/4019/4019fig1.jpg" alt="1" /> Abbildung 1. Vergleich von fünf verschiedenen Bleichlösungen bei zwei verschiedenen Inkubationszeiten. N2 Würmer zweimal mit M9 wurden in fünf 15 ml konischen Röhrchen mit jeweils Bleichlösung aufgeteilt. Die Röhrchen wurden kräftig geschüttelt und 1 ml in ein neues Röhrchen mit M9, um die Reaktion nach der angegebenen Zeit zu stoppen übertragen. Nach dem Bleichen Verfahren Würmer wurden mit 1 ml M9 bei 20 ° C für 24 Stunden inkubiert. In jedem Fall wurde unteres Bild nur nach dem Bleichen, oberes Bild 24 Stunden später genommen. _upload/4019/4019fig2.jpg &quot;alt =&quot; Bild 2 &quot;/&gt; Abbildung 2. Die Temperatur der Bleichlösung beeinflusst die Wirksamkeit der Behandlung. Gleiche Volumina von N2 Viren mit dem gleichen Bleichlösung entweder vorher auf Eis für 20 Minuten gekühlt oder gehalten bei 25 ° C für die gleiche Zeit wurden gebleicht. Die beiden Spalten auf der linken Bilder zeigen gerade nach dem Bleichen. Nach der Behandlung Würmer wurden in 15 ml konischen Röhrchen mit 1 ml M9 bei 20 ° C für 24 Stunden inkubiert. Spalten auf der rechten Display-Bilder 24 Stunden später. <img src="/files/ftp_upload/4019/4019fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Das Verhältnis Wurm Pellet: Zeit des alkalischen Hypochlorit Inkubation beeinflusst die Wirksamkeit der Behandlung 50, 100, 250 und 500 ul der Wurm Pellet mit 2 ml Bleichlösung # 3 für 3, 6 und 9 Minuten inkubiert wurden.. Geschlüpften L1, tote Embryonen und Überreste von Erwachsenen-Fragmente wurden nach der Inkubation bei 20 ° C für 2 quantifiziert<html> 4 Stunden in 15 ml konischen Röhrchen mit 1 ml M9-Puffer. Etwa drei konfluenten 55 mm Platten mit erwachsenen Würmer sind nötig, um eine 100 mu l Pellet Wurm zu bekommen. <img src="/files/ftp_upload/4019/4019fig4.jpg" alt="Abbildung 4" /> Abbildung 4. Die richtige Belüftung ist für das Ausbrüten und das Überleben von C. erforderlich elegans Embryonen. A 100 ul Pellet N2 Würmer wurden für 6 Minuten gebleicht und inkubiert in 15 ml konischen Röhrchen mit 1, 5 oder 10 ml, wie angegeben, M9, bei 20 ° C für 24 Stunden. Der obere Teil der Abbildung zeigt Bilder der Kulturen nach 24 Stunden, in denen Pfeile, die Eier nicht ausbrüten wollte zeigen. Am unteren Rand gibt es eine graphische Darstellung, die Menge der Larven (hellgrau) und toten Embryonen (dunkelgrau) 48 Stunden nach dem Bleichen an den angegebenen Bedingungen. tp_upload/4019/4019fig5.jpg &quot;alt =&quot; Bild 5 &quot;/&gt; Abbildung 5. Lebenszyklus von C. elegans. ein. Ungefähre Länge der Würmer in verschiedenen Stadien. Stunden benötigt, um jede Phase in Abhängigkeit von der Temperatur (modifiziert nach 20). B. Nomarski (up) und DAPI (unten) Bilder von verschiedenen Würmern zu den angegebenen Entwicklungsstadien zu erreichen. Wichtigsten Merkmale in jeder Phase werden vergrößert L1: Pfeil zeigt die Vorstufen der somatischen Gonade und der Keimbahn Frühe L4: Black Arrow (Nomarski) zeigt die Entwicklung Vulva; weiße Pfeile (DAPI) zeigen die beiden Arme Mid-Gonaden... Ende der L4: Pfeil zeigt die Entwicklung Vulva an der sogenannten Weihnachtsbaum Bühne Junger Erwachsener:. schwarze Pfeil zeigt einen Embryo in der Gebärmutter, Punkte Pfeilspitze auf der Samenblase, weißer Pfeil zeigt eine Eizelle Gravid Erwachsenen:. Pfeilspitze (DAPI) weist darauf hin, befruchteten Embryonen. Arrow in DAPI-Bild zeigt Spermatheka. <img src="/files/ftp_upload/4019/4019fig6.jpg" alt="6" /> Abbildung 6. Vulva Morphologie bei L3, L4 und adulte Stadien. Im L3-Stadium nur ein kleines Lumen, wo die Vulva gebildet beobachtet werden kann. Bei L4, dehnt sich dieses Lumen bilden die so genannten &quot;Weihnachtsbaum&quot;. Beim Erwachsenen die Vulva ist bereits geschlossen. Gelbe Linien zeigen die Position der Vulva diese drei Stufen. <img src="/files/ftp_upload/4019/4019fig7.jpg" alt="7" /> Abbildung 7. DAPI-Färbung bei L3, L4 früh, spät L4 und adulte Stadien. Bei L3, wird Keimbahn verlängert. Bei L4, Arme Gonade vorhanden U-Form Morphologie. Am späten L4-Stadium Spermien können im distalen Teil der Gonade beobachtet werden. Jugendliche präsentieren Oozyten. Die Adult Keimbahn präsentiert Eizellen und Embryonen. Gelbe Linien Abgrenzung Keimbahnen an the verschiedenen Stufen angegeben. <img src="/files/ftp_upload/4019/4019fig8.jpg" alt="8" /> 8. C elegans Entwicklung bei 15 und 25 ° C N2 Würmer wurden gebleicht, Übernachtung in M9 und Rühren bei 15 ° C, übertragen, um Platten gewachsen und die angegebenen Zeiten bei den angegebenen Temperaturen inkubiert.

<ol><li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77, 71-94 (1974).</li>
<li>Wood, W. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWood%2C+WB+%22The+nematode+Caenorhabditis+elegans%22">The nematode Caenorhabditis elegans</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. New York. (1988).</li>
<li>Potts, M. B., Cameron, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+lineage+and+cell+death%3A+Caenorhabditis+elegans+and+cancer+research%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Cancer%22%5BJournal%5D)">Cell lineage and cell death: Caenorhabditis elegans and cancer research.</a> Nat. Rev. Cancer. 11, 50-58 (2011).</li>
<li>Kimble, J., Hirsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+postembryonic+cell+lineages+of+the+hermaphrodite+and+male+gonads+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">The postembryonic cell lineages of the hermaphrodite and male gonads in Caenorhabditis elegans.</a> Dev. Biol. 70, 396-417 (1979).</li>
<li>Sulston, J. E., Horvitz, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Post-embryonic+cell+lineages+of+the+nematode+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Post-embryonic cell lineages of the nematode Caenorhabditis elegans.</a> Dev. Biol. 56, 110-156 (1977).</li>
<li>Hobert, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurogenesis+in+the+nematode+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22WormBook%22%5BJournal%5D)">Neurogenesis in the nematode Caenorhabditis elegans.</a> WormBook. , 1-24 (2010).</li>
<li>Depuydt, G., Vanfleteren, J. R., Braeckman, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+metabolism+and+lifespan+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Exp.+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Protein metabolism and lifespan in Caenorhabditis elegans.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 694, 81-107 (2010).</li>
<li>Jia, K., Levine, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+and+longevity%3A+lessons+from+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Exp.+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Autophagy and longevity: lessons from C. elegans.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 694, 47-60 (2010).</li>
<li>Joshi, P. M., Riddle, M. R., Djabrayan, N. J., Rothman, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caenorhabditis+elegans+as+a+model+for+stem+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Dyn%22%5BJournal%5D)">Caenorhabditis elegans as a model for stem cell biology.</a> Dev. Dyn. 239, 1539-1554 (2010).</li>
<li>Waters, K. A., Reinke, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extrinsic+and+intrinsic+control+of+germ+cell+proliferation+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Reprod.+Dev%22%5BJournal%5D)">Extrinsic and intrinsic control of germ cell proliferation in Caenorhabditis elegans.</a> Mol. Reprod. Dev. 78, 151-160 (2011).</li>
<li>Stiernagle, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maintenance+of+C.+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Wormbook%22%5BJournal%5D)">Maintenance of C. elegans.</a> Wormbook. , (2006).</li>
<li>Smith, E. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-+and+calorie-independent+life+span+extension+from+dietary+restriction+by+bacterial+deprivation+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Dev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Age- and calorie-independent life span extension from dietary restriction by bacterial deprivation in Caenorhabditis elegans.</a> BMC Dev. Biol. 8, 49(2008).</li>
<li>Olahova, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+redox-sensitive+peroxiredoxin+that+is+important+for+longevity+has+tissue-+and+stress-specific+roles+in+stress+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">A redox-sensitive peroxiredoxin that is important for longevity has tissue- and stress-specific roles in stress resistance.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 19839-19344 (2008).</li>
<li>Voisine, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+potential+therapeutic+drugs+for+huntington%27s+disease+using+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Identification of potential therapeutic drugs for huntington's disease using Caenorhabditis elegans.</a> PLoS One. 2, e504(2007).</li>
<li>Garigan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+of+tissue+aging+in+Caenorhabditis+elegans%3A+a+role+for+heat-shock+factor+and+bacterial+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis of tissue aging in Caenorhabditis elegans: a role for heat-shock factor and bacterial proliferation.</a> Genetics. 161, 1101-1112 (2002).</li>
<li>Aceves, J., Erlij, D., Martinez-Maranon, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mechanism+of+the+paralysing+action+of+tetramisole+on+Ascaris+somatic+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">The mechanism of the paralysing action of tetramisole on Ascaris somatic muscle.</a> Br. J. Pharmacol. 38, 602-607 (1970).</li>
<li>Shaham, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+in+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Wormbook%22%5BJournal%5D)">Methods in cell biology.</a> Wormbook. , (2006).</li>
<li>Pepper, A. S., Killian, D. J., Hubbardm, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+of+Caenorhabditis+elegans+glp-1+mutants+suggests+receptor+interaction+or+competition%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis of Caenorhabditis elegans glp-1 mutants suggests receptor interaction or competition.</a> Genetics. 163 (1), 115-132 (2003).</li>
<li>Morley, J. F., Brignull, H. R., Weyers, J. J., Morimoto, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+threshold+for+polyglutamine-expansion+protein+aggregation+and+cellular+toxicity+is+dynamic+and+influenced+by+aging+in+Caenorhabditis+elegans%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">The threshold for polyglutamine-expansion protein aggregation and cellular toxicity is dynamic and influenced by aging in Caenorhabditis elegans.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99, 10417-10422 (2002).</li>
<li>Protocols [Internet]. , Available from:
		
	 <a target="_blank" href="http://protocols.mmml.nl">http://protocols.mmml.nl</a> (2012).</li>
</ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Nematoden-Synchronisation Mehrere Bleichlösungen beschrieben worden. Wir haben versucht, fünf verschiedene Rezepte (Tabelle I) und, in unseren Händen, sie zeigten keine signifikanten Unterschiede in der Synchronisation der Wurm Populationen (Abb. 1). Allerdings haben unsere Experimente zeigen, dass Parameter wie Temperatur (Abb. 2), das Verhältnis Bleichlösung: Volumen von Würmern (Abb. 3) und dem Volumen der M9, mit dene...

basic caenorhabditis elegans methods: synchronization and observation

Die Erforschung der Molekular-und Entwicklungsbiologie der Fadenwurm Caenorhabditis elegans wurde in den frühen Siebzigern von Sydney Brenner begonnen und es wurde seither als Modellorganismus 1 verwendet. C. elegans besitzt wichtige Eigenschaften wie Einfachheit, Transparenz und kurze Lebensdauer, die es ein geeignetes experimentelles System für die biologische Grundlagenforschung seit vielen Jahren 2 haben. Entdeckungen in diesem Nematoden weitreichende Auswirkungen haben, da viele zelluläre und molekulare Prozesse, die Kontrolle tierischer Entwicklung evolutionär konservierte 3 sind. C. elegans Lebenszyklus durchläuft einem embryonalen Stadium und vier Larvenstadien, bevor die Tiere das Erwachsenenalter erreichen. Die Entwicklung kann dauern 2 bis 4 Tage je nach Temperatur. In jeder der Stufen mehrere charakteristische Züge beobachtet werden kann. Das Wissen um seine komplette Zelllinie 4,5 zusammen mit dem tiefen annotatIon seines Genoms machen diese Nematoden in ein großes Modell in so unterschiedlichen Bereichen wie der Neurobiologie 6, Alterung 7,8, Stammzellbiologie 9 und 10 Biologie Keimbahn. Ein zusätzliches Feature, das macht C. elegans ein attraktives Modell, mit zu arbeiten ist die Möglichkeit der Erlangung Populationen von Würmern in einem bestimmten Stadium durch einen relativ einfachen Protokoll synchronisiert. Die einfache Wartung und Verbreitung dieser Nematoden zugegeben, um die Möglichkeit der Synchronisation ein mächtiges Werkzeug, um große Mengen von Würmern, die für eine Vielzahl von kleinen oder High-Throughput-Experimente wie RNAi-Screens, Mikroarrays, massiven Sequenzierung verwendet werden können, zu erhalten, Immunoblot oder in situ Hybridisierung, unter anderem. Wegen seiner Transparenz, C. elegans Strukturen können unter dem Mikroskop nach Differential Interference Contrast Mikroskopie unterschieden werden, die auch als Nomarski micros bekanntzu kopieren. Verwendung einer fluoreszierenden DNA-Bindemittel, DAPI (4 &#39;,6-Diamidino-2-phenylindol), zum Beispiel, auf die spezifische Erkennung und Lokalisierung von einzelnen Zellen sowie subzellulären Strukturen / Defekte der sie zu führen.

Watch this Scientific Journal Video about Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation at JoVE.com

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Die Einfachheit in der Pflege und Verbreitung des Nematoden<em&gt; C elegans</em&gt; Machen es zu einem schönen Modell-Organismus zu arbeiten. Die Möglichkeit zum Synchronisieren von Würmern ermöglicht die Arbeit mit einer signifikanten Menge an Themen gleichzeitig Entwicklungsstadium, was erleichtert die Untersuchung eines bestimmten Prozesses in vielen Tieren.

Grundlegende<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Methoden: Synchronisation und Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

basic-caenorhabditis-elegans-methods-synchronization-and-observation

Research

JoVE Journal

Biology

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

46.5K Aufrufe.  Bellvitge Institute for Biomedical Research. Die Einfachheit in der Pflege und Verbreitung des Nematoden C elegans Machen es zu einem schönen Modell-Organismus zu arbeiten. Die Möglichkeit zum Synchronisieren von Würmern ermöglicht die Arbeit mit einer signifikanten Menge an Themen gleichzeitig Entwicklungsstadium, was erleichtert die Untersuchung eines bestimmten Prozesses in vielen Tieren.

Serie: Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Standardized Methods for Measuring Induction of the Heat Shock Response in Caenorhabditis elegans

The heat shock response (HSR) is a cellular stress response induced by cytosolic protein misfolding that functions to restore protein folding homeostasis, or proteostasis. Caenorhabditis elegans occupies a unique and powerful niche for HSR research because the HSR can be assessed at the molecular, cellular, and organismal levels. Therefore, changes at the molecular level can be visualized at the cellular level and their impacts on physiology can be quantitated at the organismal level. While assays for measuring the HSR are straightforward, variations in the timing, temperature, and methodology described in the literature make it challenging to compare results across studies. Furthermore, these issues act as a barrier for anyone seeking to incorporate HSR analysis into their research. Here, a series of protocols is&#160;presented for measuring induction of the HSR in a robust and reproducible manner with RT-qPCR, fluorescent reporters, and an organismal thermorecovery assay. Additionally, we show that a widely used thermotolerance assay is not dependent on the well-established master regulator of the HSR, HSF-1, and therefore should not be used for HSR research. Finally, variations in these assays found in the literature are discussed and best practices are proposed to help standardize results across the field, ultimately facilitating neurodegenerative disease, aging, and HSR research.

Standardized Methods for Measuring Induction of the Heat Shock Response in Caenorhabditis elegans

Here, standardized protocols are presented to assess induction of the heat shock response (HSR) in Caenorhabditis elegans using RT-qPCR at the molecular level, fluorescent reporters at the cellular level, and thermorecovery at the organismal level.

Standardisierte Methoden zur Messung der Induktion der Hitzeschockreaktion bei Caenorhabditis elegans

The heat shock response (HSR) is a cellular stress response induced by cytosolic protein misfolding that functions to restore protein folding homeostasis, ...

Forschung

Umwelt

Culture and Assay of Large-Scale Mixed-Stage Caenorhabditis elegans Populations

Caenorhabditis elegans (C. elegans) has been and remains a valuable model organism to study developmental biology, aging, neurobiology, and genetics. The large body of work on C. elegans makes it an ideal candidate to integrate into large-population, whole-animal studies to dissect the complex biological components and their relationships with another organism. In order to use C. elegans in collaborative -omics research, a method is needed to generate large populations of animals where a single sample can be split and assayed across diverse platforms for comparative analyses.
Here, a method to culture and collect an abundant mixed-stage C. elegans population on a large-scale culture plate (LSCP) and subsequent phenotypic data is presented. This pipeline yields sufficient numbers of animals to collect phenotypic and population data, along with any data needed for -omics experiments (i.e., genomics, transcriptomics, proteomics, and metabolomics). In addition, the LSCP method requires minimal manipulation to the animals themselves, less user preparation time, provides tight environmental control, and ensures that handling of each sample is consistent throughout the study for overall reproducibility. Lastly, methods to document population size and population distribution of C. elegans life stages in a given LSCP are presented.

Culture and Assay of Large-Scale Mixed-Stage Caenorhabditis elegans Populations

To use Caenorhabditis elegans (C. elegans) in omics research, a method is needed to generate large populations of worms where a single sample can be measured across platforms for comparative analyses. Here, a method to culture C. elegans populations on large-scale culture plates (LSCPs) and to document population growth is presented.

Kultur und Assay von großflächigen Caenorhabditis elegans-Populationen im gemischten Stadium

Caenorhabditis elegans (C. elegans) has been and remains a valuable model organism to study developmental biology, aging, neurobiology, and genetics. The ...

Genetik

Surveying Low-Cost Methods to Measure Lifespan and Healthspan in Caenorhabditis elegans

The discovery and development of Caenorhabditis elegans as a model organism was influential in biology, particularly in the field of aging. Many historical and contemporary studies have identified thousands of lifespan-altering paradigms, including genetic mutations, transgenic gene expression, and hormesis, a beneficial, low-grade exposure to stress. With its many advantages, including a short lifespan, easy and low-cost maintenance, and fully sequenced genome with homology to almost two-thirds of all human genes, C. elegans has quickly been adopted as an outstanding model for stress and aging biology. Here, several standardized methods are surveyed for measuring lifespan and healthspan that can be easily adapted into almost any research environment, especially those with limited equipment and funds. The incredible utility of C. elegans is featured, highlighting the capacity to perform powerful genetic analyses in aging biology without the necessity of extensive infrastructure. Finally, the limitations of each analysis and alternative approaches are discussed for consideration.

Surveying Low-Cost Methods to Measure Lifespan and Healthspan in Caenorhabditis elegans

Caenorhabditis elegans serve as an excellent model system with robust and low-cost methods for surveying healthspan, lifespan, and resilience to stress.

Erhebung kostengünstiger Methoden zur Messung von Lebensdauer und Gesundheitserwartung bei Caenorhabditis elegans

The discovery and development of Caenorhabditis elegans as a model organism was influential in biology, particularly in the field of aging. Many ...

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of diverse human diseases. Worms are particularly well-suited for high-throughput genetic and drug screens to gain deeper insight into therapeutic targets and therapies by exploiting their fast development cycle, large brood size, short lifespan, microscopic transparency, low maintenance costs, robust suite of genomic tools, mutant repositories, and experimental methodologies to interrogate both in vivo and ex vivo physiology. Worm locomotor activity represents a particularly relevant phenotype that is frequently impaired in mitochondrial disease, which is highly heterogeneous in causes and manifestations but collectively shares an impaired capacity to produce cellular energy. While a suite of different methodologies may be used to interrogate worm behavior, these vary greatly in experimental costs, complexity, and utility for genomic or drug high-throughput screens. Here, the relative throughput, advantages, and limitations of 16 different activity analysis methodologies were compared that quantify nematode locomotion, thrashing, pharyngeal pumping, and/or chemotaxis in single worms or worm populations of C. elegans at different stages, ages, and experimental durations. Detailed protocols were demonstrated for two semi-automated methods to quantify nematode locomotor activity that represent novel applications of available software tools, namely, ZebraLab (a medium-throughput approach) and WormScan (a high-throughput approach). Data from applying these methods demonstrated similar degrees of reduced animal activity occurred at the L4 larval stage, and progressed in day 1 adults, in mitochondrial complex I disease (gas-1(fc21)) mutant worms relative to wild-type (N2 Bristol) C. elegans. This data validates the utility for these novel applications of using the ZebraLab or WormScan software tools to quantify worm locomotor activity efficiently and objectively, with variable capacity to support high-throughput drug screening on worm behavior in preclinical animal models of mitochondrial disease.

Comparative Analysis of Experimental Methods to Quantify Animal Activity in Caenorhabditis elegans Models of Mitochondrial Disease

This study presents protocols for two semi-automated locomotor activity analysis approaches in C. elegans complex I disease gas-1(fc21) worms, namely, ZebraLab (a medium-throughput assay) and WormScan (a high-throughput assay) and provide comparative analysis among a wide array of research methods to quantify nematode behavior and integrated neuromuscular function.

Vergleichende Analyse experimenteller Methoden zur Quantifizierung der Tieraktivität bei Caenorhabditis elegans Modellen der mitochondrialen Erkrankung

Caenorhabditis elegans is widely recognized for its central utility as a translational animal model to efficiently interrogate mechanisms and therapies of ...

Verhalten

Monitoring Protein Aggregation Kinetics In Vivo using Automated Inclusion Counting in Caenorhabditis elegans

Protein aggregation into insoluble inclusions is a hallmark of a variety of human diseases, many of which are age-related. The nematode Caenorhabditis elegans is a well-established model organism that has been widely used in the field to study protein aggregation and toxicity. Its optical transparency enables the direct visualization of protein aggregation by fluorescence microscopy. Moreover, the fast reproductive cycle and short lifespan make the nematode a suitable model to screen for genes and molecules that modulate this process.
However, the quantification of aggregate load in living animals is poorly standardized, typically performed by manual inclusion counting under a fluorescence dissection microscope at a single time point. This approach can result in high variability between observers and limits the understanding of the aggregation process. In contrast, amyloid-like protein aggregation in vitro is routinely monitored by thioflavin T fluorescence in a highly quantitative and time-resolved fashion.
Here, an analogous method is presented for the unbiased analysis of aggregation kinetics in living C. elegans, using a high-throughput confocal microscope combined with custom-made image analysis and data fitting. The applicability of this method is demonstrated by monitoring inclusion formation of a fluorescently labeled polyglutamine (polyQ) protein in the body wall muscle cells. The image analysis workflow allows the determination of the numbers of inclusions at different timepoints, which are fitted to a mathematical model based on independent nucleation events in individual muscle cells. The method described here may prove useful to assess the effects of proteostasis factors and potential therapeutics for protein aggregation diseases in a living animal in a robust and quantitative manner.

Monitoring Protein Aggregation Kinetics In Vivo using Automated Inclusion Counting in Caenorhabditis elegans

Here, a method is presented for the analysis of protein aggregation kinetics in the nematode Caenorhabditis elegans. Animals from an age-synchronized population are imaged at different time points, followed by semiautomated inclusion counting in CellProfiler and fitting to a mathematical model in AmyloFit.

Überwachung der Proteinaggregationskinetik in vivo mittels automatisierter Einschlusszählung bei Caenorhabditis elegans

Protein aggregation into insoluble inclusions is a hallmark of a variety of human diseases, many of which are age-related. The nematode Caenorhabditis ...

Biochemie

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure the activity of neurons during various behaviors. To correlate neural activity with behavior, the animal should not be immobilized but should be able to move. Many behavioral changes occur during long time scales and require recording over many hours of behavior. This also makes it necessary to culture the worms in the presence of food. How can worms be cultured and their neural activity imaged over long time scales? Agarose Microchamber Imaging (AMI) was previously developed to culture and observe small larvae and has now been adapted to study all life stages from early L1 until the adult stage of C. elegans. AMI can be performed on various life stages of C. elegans. Long-term calcium imaging is achieved without immobilizing the animals by using short externally triggered exposures combined with an electron multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera recording. Zooming out or scanning can scale up this method to image up to 40 worms in parallel. Thus, a method is described to image behavior and neural activity over long time scales in all life stages of C. elegans.

Agarose Microchambers for Long-term Calcium Imaging of Caenorhabditis elegans

Imaging behavior and neural activity over long time scales without immobilization of the animal is a prerequisite to understand behavior. Agarose microfluidic chambers imaging (AMI) can be used to image neural activity and behavior for all life stages of Caenorhabditis elegans.

Agarose Mikrokammern für Langzeit Calcium Imaging von<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

Behavior is controlled by the nervous system. Calcium imaging is a straightforward method in the transparent nematode Caenorhabditis elegans to measure ...

Neurowissenschaften

<meta charset="utf8"></head><body>Verfolgung von Kalzium in den frühen Entwicklungsphasen von C. elegans

In Vivo Visualization of Calcium Transients during Fertilization and Early Development in C. elegans

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode Caenorhabditis elegans provides several unique advantages for the study of the OET as it is transparent and has an ordered gonad that produces one mature oocyte every ~23 min at 20 &#176;C. We have modified the genetically encoded calcium indicator jGCaMP7s to fluorescently indicate the moment of fertilization within a living organism. We have termed this reporter &#34;CaFE&#34; for Calcium during Fertilization in C. elegans. The CaFE reporter was&#160;engineered into a safe harbor locus in single copy, has no significant impact on physiology or fecundity, and produces a robust signal upon fertilization. Here, a series of protocols is presented for utilizing the CaFE reporter as an in vivo tool for dissecting the OET and embryogenesis. We include methods to synchronize worms, examine the effects of RNAi knockdown, mount worms for imaging, and to visualize calcium in oocytes and embryos. Additionally, we present the generation of additional worm strains to aid in this type of analysis. Demonstrating the utility of the CaFE reporter to visualize the timing of fertilization, we report that double ovulation occurs when ipp-5 is targeted by RNAi and that only the first oocyte undergoes immediate fertilization. Furthermore, the discovery of single-cell calcium transients during early embryogenesis is reported here, demonstrating that the CaFE reporter persists into early development. Importantly, the CaFE reporter in worms is simple enough to use for incorporation into course-based undergraduate research (CURE) laboratory classes. The CaFE reporter, coupled with the ordered gonad and ease of RNAi in worms, facilitates inquiry into the cell-cell dynamics required to regulate internal fertilization and early embryogenesis.

<meta charset="utf8"></head><body>In vivo Visualisierung von Calciumtransienten während der Befruchtung und frühen Entwicklung bei C. elegans

Here, we present protocols and tools for visualizing calcium during fertilization and early embryogenesis using a genetically encoded calcium reporter expressed in the germline of the model nematode C. elegans.

In vivo Visualisierung von Calciumtransienten während der Befruchtung und frühen Entwicklung bei C. elegans

Calcium is an important signaling molecule during the oocyte-to-embryo transition (OET) and early embryogenesis. The hermaphroditic nematode ...

Entwicklungsbiologie

Automated Behavioral Analysis of Large C. elegans Populations Using a Wide Field-of-view Tracking Platform

Caenorhabditis elegans is a well-established animal model in biomedical research, widely employed in functional genomics and ageing studies. To assess the health and fitness of the animals under study, one typically relies on motility readouts, such as the measurement of the number of body bends or the speed of movement. These measurements usually involve manual counting, making it challenging to obtain good statistical significance, as time and labor constraints often limit the number of animals in each experiment to 25 or less. Since high statistical power is necessary to obtain reproducible results and limit false positive and negative results when weak phenotypic effects are investigated, efforts have recently been made to develop automated protocols focused on increasing the sensitivity of motility detection and multi-parametric behavioral profiling. In order to extend the limit of detection to the level needed to capture the small phenotypic changes that are often crucial in genetic studies and drug discovery, we describe here a technological development that enables the study of up to 5,000 individual animals simultaneously, increasing the statistical power of the measurements by about 1,000-fold compared to manual assays and about 100-fold compared to other available automated methods.

Automated Behavioral Analysis of Large C. elegans Populations Using a Wide Field-of-view Tracking Platform

We describe protocols for using the wide field-of-view nematode tracking platform (WF-NTP), which enables high-throughput phenotypic characterization of large populations of Caenorhabditis elegans. These protocols can be used to characterize subtle behavioral changes in mutant strains or in response to pharmacological treatment in a highly scalable fashion.

Automatisierte verhaltensbasierte Analyse der großen C. Elegans Populationen verwenden ein breites Sichtfeld Tracking-Plattform

Caenorhabditis elegans is a well-established animal model in biomedical research, widely employed in functional genomics and ageing studies. To assess the ...

Grundlegende

Zusammenfassung

Weitere Videos entdecken

Standardisierte Methoden zur Messung der Induktion der Hitzeschockreaktion bei Caenorhabditis elegans

Kultur und Assay von großflächigen Caenorhabditis elegans-Populationen im gemischten Stadium

Erhebung kostengünstiger Methoden zur Messung von Lebensdauer und Gesundheitserwartung bei Caenorhabditis elegans

Vergleichende Analyse experimenteller Methoden zur Quantifizierung der Tieraktivität bei Caenorhabditis elegans Modellen der mitochondrialen Erkrankung

Überwachung der Proteinaggregationskinetik in vivo mittels automatisierter Einschlusszählung bei Caenorhabditis elegans

Agarose Mikrokammern für Langzeit Calcium Imaging von

In vivo Visualisierung von Calciumtransienten während der Befruchtung und frühen Entwicklung bei C. elegans

In vivo Visualisierung von Calciumtransienten während der Befruchtung und frühen Entwicklung bei C. elegans

In vivo Visualisierung von Calciumtransienten während der Befruchtung und frühen Entwicklung bei C. elegans

Automatisierte verhaltensbasierte Analyse der großen C. Elegans Populationen verwenden ein breites Sichtfeld Tracking-Plattform