Diese Arbeit wurde durch NIH-Zuschüsse finanziert: NS100624, DA013137, HD043680, MH106392 & durch T32 Training Grant 5T32GM081740

Alle Tierprotokolle wurden vom Animal Care and Use Committee der University of South Carolina überprüft und genehmigt.
1. Vorbereitung der Lagerlösung
<ol><li>Lösung 1 (1 L): Zu 900 ml entionisiertemH2Owerden 100 mL 10x phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) und 2 ml Triton X-100 hinzugefügt.</li>
	<li>Lösung 2 (1 L): Zu 900 ml entionisiertemH2Owerden 100 ml 10x PBS, 2 ml Tween-20 und 1 ml 10 mg/ml Heparin-Stammlösung hinzugefügt.</li>
	<li>Lösung 3 (500 ml): Zu 400 ml Lösung 11,5 g Glycin und 100 ml Dimethylsulfoxid (DMSO) hinzufügen.</li>
	<li>Lösung 4 (50 ml): Zu 42 ml Lösung 1 werden 3 ml entsprechendes Serum und 5 ml DMSO hinzugefügt.</li>
	<li>Primäre Antikörperlösung (50 ml): Zu 46 ml Lösung 2 werden 2,5 ml DMSO und 1,5 ml entsprechendes Serum hinzugefügt.</li>
	<li>Sekundäre Antikörperlösung (50 ml): Zu 48,5 ml Lösung 2 werden 1,5 ml entsprechendes Serum hinzugefügt. HINWEIS: Verwenden Sie für Lösung 4, Primärlösung und Sekundärlösung ein Serum, das dem sekundären Antikörper (z. B. Ziege, Pferd, Rind) entspricht.</li>
</ol>2. Probenvorbereitung
HINWEIS: Führen Sie die Schritte 2.1 bis 2.7 in einem Abzug aus, um die Exposition gegenüber PFA zu begrenzen.
<ol><li>Junge (3-6 Wochen) Ratten mit Sevofluran tief betäuben; Fahren Sie mit 2.2 fort, wenn die Ratte nicht anspricht und nicht auf Zehen- und Schwanzklemmen reagiert.</li>
	<li>Legen Sie die Ratte in Rückenlage und machen Sie mit einer Irisschere einen Schnitt durch die Bauchdecke.</li>
	<li>Schneiden Sie mit einer Mayo-Schere durch den Boden des Brustkorbs bis zum Schlüsselbein auf beiden Seiten des Brustkorbs.</li>
	<li>Befestigen Sie das Brustbein und die Rippen weg vom Herzen und der Lunge mit einem Hämostat.</li>
	<li>Durchbohren Sie den linken Ventrikel mit einer 23 G Nadel, die an einer Perfusionspumpe befestigt ist, und schneiden Sie den rechten Vorhof mit einer Irisschere.</li>
	<li>Führen Sie eine transkardiale Perfusion mit ca. 75 ml 100 mM (1x) PBS durch.</li>
	<li>Setzen Sie die transkardiale Perfusion mit etwa 100 ml 4% Paraformaldehyd (PFA) fort, das in 1x PBS gepuffert ist.</li>
	<li>Entfernen Sie das Gehirn mit einer Pinzette vom Schädel.</li>
	<li>Legen Sie das Gehirn in sagittale Position und schneiden Sie es mit einer Rasierklinge und einer Rattenhirnmatrix in 4 gleiche Abschnitte (ca. 3 mm breit).</li>
	<li>Fixieren Sie jeden Abschnitt in 4% PFA in 1x PBS in einem versiegelten, 5mL Kunststoffrohr über Nacht bei 4 °C auf einem Shaker.</li>
	<li>Fixieren Sie weiterhin 4% PFA in 1x PBS bei Raumtemperatur (RT) auf einem Shaker für 1 h.</li>
	<li>Waschen Sie jeden Abschnitt mit 1x PBS bei RT für 30 min, 3 mal.</li>
</ol>3. Dehydrierung und Depigmentierung
<ol><li>Inkubieren Sie die Probe in einer 20% igen Methanol/ 80% deionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 40% Methanol / 60% entionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 60% Methanol / 40% deionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 80% Methanol / 20% deionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in 100% Methanol für 1 h bei RT. Wiederholen Sie mit mehr 100% Methanol und inkubieren Sie für 1 h bei RT.</li>
	<li>Kühlen Sie die Probe in 100% Methanol bei 4° C für ca. 10 min.</li>
	<li>Bereiten Sie eine 66% ige Dichlormethan (DCM)/33% ige Methanollösung vor.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe über Nacht in der DCM/Methanol-Lösung bei RT unter Schütteln.</li>
	<li>Mit Methanol bei RT 30 min, 2 mal waschen.</li>
	<li>Kühlen Sie die Probe in 100% Methanol bei 4° C für ca. 10 min.</li>
	<li>Bleiche in gekühltem, frisch zubereitetem 5% Wasserstoffperoxid in Methanol über Nacht bei 4° C.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 80% Methanol / 20% deionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 60% Methanol / 40% deionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 40% Methanol / 60% entionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 20% igen Methanol/ 80% deionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in 1x PBS für 1 h bei RT.</li>
	<li>In Lösung 1 für 1 h bei RT 2 mal waschen.</li>
</ol>4. Choleratoxin-Untereinheit B-Kennzeichnung
<ol><li>Führen Sie die Nadelspitze der 1 ml Spritze in die Nucleus accumbens-Stelle ein.</li>
	<li>Langsam 2,5 μL 1% Biotin-CTB über 20 s injizieren.</li>
	<li>Lassen Sie die Nadelspitze für 1 Minute an Ort und Stelle und entfernen Sie langsam über 10 s, um ein Auslaufen zu vermeiden.</li>
</ol>5. Antikörper-Anwendung
<ol><li>Die Probe in Lösung 3 für 2 Tage bei 37 °C in einem Wasserbad inkubieren.</li>
	<li>Die Probe in Lösung 4 für 2 Tage bei 37 °C in einem Wasserbad inkubieren.</li>
	<li>Mit primärem Antikörper 7 Tage bei 37 °C in einem Wasserbad inkubieren.</li>
	<li>In Lösung 2 5 mal waschen und 1 h pro Waschgang inkubieren. Speichern Sie lösungsweise in Lösung 2 bei RT.</li>
	<li>Mit sekundären Antikörpern 7 Tage bei 37 °C im Wasserbad inkubieren.</li>
	<li>In Lösung 2 5 Mal waschen und 1 h pro Waschgang inkubieren; über Nacht in Lösung 2 bei RT speichern. HINWEIS: Alle Schritte ab 5.6, einschließlich der Endlagerung, sollten bei schlechten Lichtverhältnissen erfolgen. Die Probenröhrchen können mit Aluminiumfolie abgeschirmt werden. Die für die Antikörper in diesem Protokoll verwendeten Konzentrationen waren: TH bei 1:100, Iba1 bei 1:200 und der sekundäre Antikörper bei 1:100. Fügen Sie den Schritten 5.1-5.6 zusätzliche Lösung 2 hinzu, um sicherzustellen, dass die Röhrchen vollständig gefüllt sind.</li>
</ol>6. Gewebereinigung
<ol><li>Inkubieren Sie die Probe in einer 20% igen Methanol/ 80% deionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 40% Methanol / 60% entionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 60% Methanol / 40% deionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in einer 80% Methanol / 20% deionisierten Wasserlösung für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe in 100% Methanol für 1 h bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie in frischem 100% Methanol über Nacht bei RT.</li>
	<li>Inkubieren Sie in 66% DCM / 33% Methanol für 3 h, mit Schütteln, bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Inkubieren Sie dibenzylether (DBE) ohne zu schütteln. Lassen Sie das Beispiel in DBE, bis es klar ist, und speichern Sie es in DBE bis zur Bildgebung.</li>
</ol>7. Montage
<ol><li>Erhalten Sie eine 3D-gedruckte Kammer aus Visijet M3 Crystal Harz (Vorlagen auf der idisco.info Website verfügbar).</li>
	<li>Befestigen Sie die Kammer mit einem Epoxidharz an einem Objektträger.</li>
	<li>Platzieren Sie die Probe in dem quadratischen Raum in der Mitte der Kammer.</li>
	<li>Füllen Sie die Kammer vollständig mit DBE.</li>
	<li>Legen Sie einen 0,17 mm dicken Abdeckrlip über die Kammer und drücken Sie Druck aus, bis der Abdeckripp vollen Kontakt mit den Kammerwänden hat.</li>
	<li>Versiegeln Sie die Kanten des Abdecklippes mit dem Epoxidharz zur Kammer.</li>
	<li>Drehen Sie die Kammer, damit Luftblasen aus dem Fülleinlass entweichen können.</li>
	<li>Füllen Sie die Kammer mit zusätzlichem DBE.</li>
	<li>Den Fülleinlass mit Epoxidharz verschließen und aushärten lassen. HINWEIS: Überschüssiges DBE wird während der Montage auslaufen.</li>
</ol>8. Bildgebung
<ol><li>Verwenden Sie ein konfokales Mikroskopsystem, um einen Z-Scan mit 4-facher Vergrößerung durchzuführen (siehe das beigefügte 3D-Video).</li>
	<li>Erreichen Sie eine fluoreszierende Anregung der Probe mit einem Lasersatz, der bei einer Wellenlänge emittiert, die der vom sekundären Antikörper angegebenen Wellenlänge ähnelt. Die TH-Anregung wurde mit einem HeNe-Lasersatz erreicht, der bei 632 nm emittiert.</li>
	<li>Stellen Sie den Detektor auf eine Wellenlänge in der Nähe der Laseremission ein. Für das vorliegende Protokoll wurde der Detektor für TH auf 650 nm eingestellt.</li>
	<li>Erhöhen Sie die Verstärkung des Detektors, bis ein sichtbares Signal vorhanden ist. Die Verstärkung von 650LP für Bilder wurde auf 7,50 B eingestellt.</li>
	<li>Bewegen Sie mit der Scan-Option in der konfokalen Bildgebungssoftware den Mikroskopstand, bis die Probe in den Fokus gehoben wird.</li>
	<li>Navigieren Sie in allen Ebenen durch das Gewebe und erhalten Sie entweder Einzelbilder oder Z-Stack-Bilder mit der konfokalen Bildgebungssoftware.</li>
	<li>Sobald die Bildgebung abgeschlossen ist, entfernen Sie die Probe aus der Kammer. Legen Sie es wieder in ein vollständig mit DBE gefülltes Rohr und lagern Sie es bei RT an einem dunklen Ort, vorzugsweise mit Aluminiumfolie bedeckt. HINWEIS: Proben können wieder montiert und abgebildet werden, solange das Blütenstandssignal noch stark ist.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chung, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+and+molecular+interrogation+of+intact+biological+systems.">Structural and molecular interrogation of intact biological systems.</a> Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).</li><li>Susaki, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-brain+imaging+with+single-cell+resolution+using+chemical+cocktails+and+computational+analysis.">Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis.</a> Cell. 157 (3), 726-739 (2014).</li><li>Ueda, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+clearing+and+its+applications+in+neuroscience.">Tissue clearing and its applications in neuroscience.</a> Nature Reviews Neuroscienc. 21, 298 (2020).</li><li>Renier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=iDISCO:+a+simple,+rapid+method+to+immunolabel+large+tissue+samples+for+volume+imaging.">iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging.</a> Cell. 159 (4), 896-910 (2014).</li><li>Renier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+of+brain+activity+by+automated+volume+analysis+of+immediate+early+genes.">Mapping of brain activity by automated volume analysis of immediate early genes.</a> Cell. 165 (7), 1789-1802 (2016).</li><li>Reid, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+HIV-1+transgenic+rat+that+develops+HIV-related+pathology+and+immunologic+dysfunction.">An HIV-1 transgenic rat that develops HIV-related pathology and immunologic dysfunction.</a> Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 98, 9271-9276 (2001).</li><li>Vigorito, M., Connaghan, K. P., Chang, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+HIV-1+transgenic+rat+model+of+neuroHIV.">The HIV-1 transgenic rat model of neuroHIV.</a> Brain, Behavior, and Immunity. 48, 336-349 (2015).</li><li>McLaurin, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+connectivity+in+medium+spiny+neurons+of+the+nucleus+accumbens:+A+sex-dependent+mechanism+underlying+apathy+in+the+HIV-1+transgenic+rat.">Synaptic connectivity in medium spiny neurons of the nucleus accumbens: A sex-dependent mechanism underlying apathy in the HIV-1 transgenic rat.</a> Frontiers in Behavior Neurosciences. 12, 285 (2018).</li><li>Fitting, S., Booze, R. M., Mactutus, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HIV-1+proteins,+Tat+and+gp120,+target+the+developing+dopamine+system.">HIV-1 proteins, Tat and gp120, target the developing dopamine system.</a> Current HIV Research. 13, 135-137 (2015).</li><li>Javadi-Paydar, M., Roscoe, R. F., Denton, A. R., Mactutus, C. F., Booze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HIV-1+and+cocaine+disrupt+dopamine+reuptake+and+medium+spiny+neurons+in+female+rat+striatum.">HIV-1 and cocaine disrupt dopamine reuptake and medium spiny neurons in female rat striatum.</a> PLos One. 12 (11), 0188404 (2017).</li><li>Bertrand, S. J., Mactutus, C. F., Harrod, S. B., Moran, L. M., Booze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HIV-1+proteins+dysregulate+motivational+processes+and+dopamine+circuitry.">HIV-1 proteins dysregulate motivational processes and dopamine circuitry.</a> Science Report. 8, 6152 (2018).</li><li>Denton, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+monoaminergic+and+histaminergic+circuit+dysregulation+following+long-term+HIV-1+protein+exposure.">Selective monoaminergic and histaminergic circuit dysregulation following long-term HIV-1 protein exposure.</a> Journal of neurovirology. 25 (4), 540-550 (2019).</li><li>Berendse, H. W., Groenewegen, H. J., Lohman, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmental+distribution+of+ventral+striatal+neurons+projecting+to+the+mesencephalon+in+the+rat.">Compartmental distribution of ventral striatal neurons projecting to the mesencephalon in the rat.</a> Journal of Neuroscienc. 12 (6), 2079-2103 (1992).</li><li>Peyron, C., Petit, J. M., Rampon, C., Jouvet, M., Luppi, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Forebrain+afferents+to+the+rat+dorsal+raphe+nucleus+demonstrated+by+retrograde+and+anterograde+tracing+methods.">Forebrain afferents to the rat dorsal raphe nucleus demonstrated by retrograde and anterograde tracing methods.</a> Neuroscience. 82 (2), 443-468 (1998).</li><li>Barrot, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Braking+dopamine+systems:+a+new+GABA+master+structure+for+mesolimbic+and+nigrostriatal+functions.">Braking dopamine systems: a new GABA master structure for mesolimbic and nigrostriatal functions.</a> The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscienc. 32 (41), 14094-14101 (2012).</li><li>Roostalu, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+whole-brain+3D+imaging+of+tyrosine+hydroxylase-labeled+neuron+architecture+in+the+mouse+MPTP+model+of+Parkinson's+disease.">Quantitative whole-brain 3D imaging of tyrosine hydroxylase-labeled neuron architecture in the mouse MPTP model of Parkinson's disease.</a> Disease Models &amp; Mechanisms. 12 (11), (2019).</li><li>Ransohoff, R., Cardona, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+myeloid+cells+of+the+central+nervous+system+parenchyma.">The myeloid cells of the central nervous system parenchyma.</a> Nature. 468, 253-262 (2010).</li><li>Rocha, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+Clearing+and+Light+Sheet+Microscopy:+Imaging+the+Unsectioned+Adult+Zebra+Finch+Brain+at+Cellular+Resolution.">Tissue Clearing and Light Sheet Microscopy: Imaging the Unsectioned Adult Zebra Finch Brain at Cellular Resolution.</a> Frontiers in Neuroanatomy. 13, 13 (2019).</li><li>Richardson, D. S., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clarifying+tissue+clearing.">Clarifying tissue clearing.</a> Cell. 162 (2), 246-257 (2015).</li></ol>

Keiner der Autoren hat Interessenkonflikte zu erklären.

Tissue Clearing bietet eine Lösung für die Einschränkungen des traditionellen IHC-Protokolls. Eine transparente Probe minimiert die Streuung und Absorption von Licht, was auf zellulärer Ebene einen optischen Zugang zu intaktem Gewebebietet 18,19. Gewebereinigungstechniken machen ein Gewebe durch Entgiftung, Entfärbung und Entkalkung mit der Verabreichung von Lösungsmitteln transparent. Sobald der Brechungsindex der Gewebeprobe mit dem Brechungsindex des gew...

Mehrere Gewebereinigungstechniken wurden für den Einsatz im Gehirn validiert: Hydrogel, hydrophil und hydrophob. Diese Techniken zielen darauf ab, ein Gewebe durch Entgiftung, Entfärbung und Entkalkung durch die Verabreichung von Lösungsmitteln transparent zu machen. Sobald der Brechungsindex der Gewebeprobe mit dem Brechungsindex des gewählten Bildgebungsmediums übereinstimmt, kann ein klares Bild der Probe erhalten werden. Hydrogel-basierte Techniken wie CLARITY sichern Biomoleküle im Gewebe, indem sie mit Hydrogelen auf Acrylbasis verbunden werden, was strukturelle Schäden und den Verlust von Proteinen verhindert1. Hydrogel-Techniken verwenden jedoch aggressive Chemikalien, die das Potenzial haben, zerbrechlichere Gewebe zu schädigen, und dichtere Gewebeproben sind möglicherweise nicht mit dem Hydrogel-Protokoll kompatibel. Bestimmte Hydrogeltechniken können teure Geräte erfordern oder zu einer Gewebeausdehnung führen. Hydrophile Techniken, wie CUBIC, bewahren die 3D-Struktur durch die Bildung von Wasserstoffbrückenbindungen im Gewebe2. Gewebeerweiterung kann auch in bestimmten hydrophilen Protokollen auftreten. Die Clearingfähigkeit hydrophiler Techniken entspricht oft nicht der Fähigkeit hydrophober Techniken, die für dichtere und dickere Gewebe wichtig ist3.
Hydrophobe Techniken sind in der Regel schnell, erfordern keine spezielle Ausrüstung und produzieren eine Probe, die einfach zu handhaben und zu lagern ist. iDISCO ist eine hydrophobe Technik, die die Schrumpfung beseitigt, die in anderen hydrophoben Protokollen auftreten kann. Ursprünglich wurde die iDISCO Gewebereinigungstechnik von Renier et al.4 für die Embryonen und dichten, adulten Organe von Mäusen beschrieben. Diese Technik entfernt dem Gewebe im ersten Austrocknungsschritt Wasser und reduziert so die Lichtstreuung. Gewebe wird während der Vorbehandlung permeabilisiert, um eine tiefe Antikörperpenetration zu ermöglichen. Alexa Fluor Farbstoffe im fernroten Spektrum werden zur Immunmarkierung verwendet, um autofluoreszenz des Gewebes bei niedrigeren Wellenlängen zu vermeiden5. Gewebe, das hydrophoben Clearing-Protokollen unterzogen wurde, kann leicht gehandhabt und aufgrund der Langlebigkeit der Alexa Fluor-Farbstoffe mehrmals abgebildet werden. Bei richtiger Lagerung können Gewebe nach der ersten Verarbeitung Monate bis zu einem Jahr lang Bilder liefern.
Im vorliegenden Protokoll wurden Tyrosinhydroxylase (TH) Antikörper, Iba1 Antikörper und Cholera Toxin Subunit B (CTB) sowohl bei männlichen und weiblichen Kontroll- als auch bei HIV-1 transgenen (Tg) Rattengehirnen eingesetzt. Die HIV-1 Tg-Ratte besitzt sieben der neun Gene, aus denen das HIV-1-Virusgenom besteht, was zu einem nicht-infektiösen Modell der langfristigen HIV-1-Proteinexposition führt6,7,8. Dopaminerge Veränderungen wurden zuvor bei der HIV-1 Tg-Ratte nachgewiesen, und HIV-1 selbst ist eine entzündliche Erkrankung, so dass die Antikörperwahl für das experimentelle Design relevant war9,10,11,12. CTB ist ein Tracer, der über Gangliosidbindung an Neuronen bindet und verwendet werden kann, um affelinete Projektionen im Gehirn zu verfolgen. CTB wurde zuvor verwendet, um Projektionen vom Nucleus accumbens bis zum Substantia nigra-Bereich zu untersuchen, zwei Bereichen des Gehirns, die stark an dopaminergen Signalwegen beteiligt sind13,14,15.
In diesem Protokoll wird TH als Marker für die Dopaminproduktion dienen, und Iba1 wird aktivierte Mikroglia markieren. Der verwendete TH-Antikörper kennzeichnet selektiv ein einzelnes Band bei etwa 62 kDa, das der Tyrosinhydroxylase entspricht. Der Iba1-Antikörper entspricht der Iba1-Carboxy-terminalen Sequenz. Beide Antikörper wurden bei Kaninchen aufgezogen und waren polyklonal. CTB wird zur retrograden Rückverfolgung von Neuronen vom Nucleus accumbens-Bereich bis zum Substantia nigra-Bereich verwendet. Das aktuelle Protokoll bietet auch eine Richtlinie für die Anpassung des ursprünglichen iDISCO-Protokolls auf zwei verschiedene Arten: 1) Gesamtreduktion der Hintergrundfärbung durch Änderung der Serumreagenzien in den Blockierungsschritten und 2) Skalierung der Inkubationszeit, um für größere Gewebeproben geeignet zu sein. Insgesamt liefert das vorliegende Protokoll weiterhin Beweise dafür, dass hydrophobe Clearing-Techniken im Gehirngewebe der Ratte durchführbar sind, keine erkennbaren schädlichen Wechselwirkungen mit HIV-1-Virusproteinen aufweisen und mit TH-Antikörpern, Iba1-Antikörpern und CTB kompatibel sind.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Cholera Toxin Subunit B (Recombinant), Alexa Fluor 488</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C34775</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DBE</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>108014-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DCM</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>270997-100mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>472301-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycine</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>G46-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-rabbit Alexa Fluor Plus 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A32733</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat serum</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>G9023-10mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>41121-0010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iba1 primary antibody</td>
			<td>FUJIFILM Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik-sil epoxy</td>
			<td>VWR</td>
			<td>70730-062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>34860-1l-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP2944-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion machine</td>
			<td>VWR</td>
			<td>70730-062</td>
			<td>mini pump variable flow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>158127-3KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TH primary antibody</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>AB152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TritonX-100</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP151-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween-20</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP337-500</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a hydrophobic tissue clearing method for rat brain tissue

Hydrophobe Gewebereinigungsmethoden sind leicht einstellbare, schnelle und kostengünstige Verfahren, die die Untersuchung eines Moleküls von Interesse in unveränderten Gewebeproben ermöglichen. Herkömmliche Immunmarkierungsverfahren erfordern das Schneiden der Probe in dünne Abschnitte, was die Fähigkeit einschränkt, intakte Strukturen zu kennzeichnen und zu untersuchen. Wenn jedoch Hirngewebe während der Verarbeitung intakt bleiben kann, können Strukturen und Schaltkreise für die Analyse intakt bleiben. Zuvor etablierte Clearing-Methoden brauchen viel Zeit, um das Gewebe vollständig zu reinigen, und die aggressiven Chemikalien können oft empfindliche Antikörper schädigen. Die iDISCO-Methode räumt Gewebe schnell und vollständig, ist mit vielen Antikörpern kompatibel und erfordert keine spezielle Laborausrüstung. Diese Technik wurde ursprünglich für den Einsatz in Mäusegewebe validiert, aber das aktuelle Protokoll passt diese Methode an die Abbildung von Hemisphären von Kontroll- und transgenen Rattengehirnen an. Darüber hinaus nimmt das vorliegende Protokoll auch mehrere Anpassungen am bereits vorhandenen Protokoll vor, um klarere Bilder mit weniger Hintergrundflecken zu liefern. Antikörper gegen Iba-1 und Tyrosinhydroxylase wurden bei der transgenen HIV-1-Ratte und bei F344/N-Kontrollratten mit der vorliegenden hydrophoben Gewebereinigungsmethode validiert. Das Gehirn ist ein verwobenes Netzwerk, in dem Strukturen häufiger zusammenarbeiten als getrennt voneinander. Die Analyse des Gehirns als Gesamtsystem im Gegensatz zu einer Kombination einzelner Teile ist der größte Vorteil dieser gesamten Gehirnreinigungsmethode.

Die vollständige Beseitigung großer Abschnitte von F344/N- und HIV-1-Rattenhirngewebe wurde mit diesem modifizierten hydrophoben Gewebereinigungsprotokoll erreicht. Abbildung 1 zeigt ein typisches konfokales Bild für TH im Bereich substantia nigra. Abbildung 1A stellt eine dichte, positive Färbung dar. Dichte Bereiche wie diese können durch Fokussierung durch die "Z" -Ebene analysiert werden, um eine positive Färbung und die richtige Zellmorphologie zu bes...

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A Hydrophobic Tissue Clearing Method for Rat Brain Tissue

Hier stellen wir eine hydrophobe Gewebereinigungsmethode vor, die es ermöglicht, Zielmoleküle als Teil intakter Gehirnstrukturen zu betrachten. Diese Technik wurde nun für die F344/N-Kontrolle und HIV-1 transgene Ratten beiderlei Geschlechts validiert.

Eine hydrophobe Gewebereinigungsmethode für Rattenhirngewebe

Hydrophobic tissue clearing methods are easily adjustable, fast, and low-cost procedures that allows for the study of a molecule of interest in unaltered ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.8K Aufrufe.  University of South Carolina. Hier stellen wir eine hydrophobe Gewebereinigungsmethode vor, die es ermöglicht, Zielmoleküle als Teil intakter Gehirnstrukturen zu betrachten. Diese Technik wurde nun für die F344/N-Kontrolle und HIV-1 transgene Ratten beiderlei Geschlechts validiert.

Serie: A Hydrophobic Tissue Clearing Method for Rat Brain Tissue

Preparation of Mouse Brain Tissue for Immunoelectron Microscopy

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments (dendrite, dendritic spine, axon, axon terminal, perikaryon), as well as their intracellular organelles and cytoskeleton, in the central nervous system at high spatial resolution. Combined with TEM, pre-embedding immunocytochemistry allows the discrimination of cellular elements with few distinctive features and identification criteria (e.g., microglial perikarya and processes, when using an antibody against the microglia-specific marker Iba1 (ionized calcium binding adaptor molecule 1; as presented here)), identifying the neurotransmitter contents of cellular elements (e.g., serotonergic) and their ultrastructural localization of soluble or membrane-bound proteins (e.g., 5 HT1A and EphA4 receptors). Here, we describe a protocol for transcardiac perfusion of mice with acrolein fixative, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase-diaminobenzidine (DAB) staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with TEM. When rigorously performed, this technique provides an excellent compromise between optimal ultrastructural preservation and immunocytochemical detection.

We describe a protocol for transcardiac perfusion of mice, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with transmission electron microscopy.

Vorbereitung von Gehirngewebe der Maus für Immunelektronenmikroskopie

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments ...

Forschung

Neurowissenschaften

Chromatin Immunoprecipitation from Dorsal Root Ganglia Tissue following Axonal Injury

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after injury (Teng et al., 2006). It is recognized that transcriptional programs essential for neurite and axonal outgrowth are 
reactivated upon injury in the PNS (Makwana et al., 2005). However the tools available to analyze neuronal gene regulation in vivo are limited and 
often challenging.
The dorsal root ganglia (DRG) offer an excellent injury model system because both the CNS and PNS are innervated by a 
bifurcated axon originating from the same soma. The ganglia represent a discrete collection of cell bodies where all transcriptional events occur, 
and thus provide a clearly defined region of transcriptional activity that can be easily and reproducibly removed from the animal. Injury of nerve 
fibers in the PNS (e.g. sciatic nerve), where axonal regeneration does occur, should reveal a set of transcriptional programs that are distinct from 
those responding to a similar injury in the CNS, where regeneration does not take place (e.g. spinal cord). Sites for transcription factor binding, 
histone and DNA modification resulting from injury to either PNS or CNS can be characterized using chromatin immunoprecipitation (ChIP). 
Here, we describe a ChIP protocol using fixed mouse DRG tissue following axonal injury. This powerful combination provides a means for characterizing the pro-regeneration chromatin environment necessary for promoting axonal regeneration.

We present a method for chromatin immunoprecipitation from dorsal root ganglia tissue following axonal injury. The approach can be used to identify specific transcription factor binding sites and epigenetic modification of histone and DNA important for the regeneration of injured axons in both the peripheral and central nervous system.

Chromatin Immunopräzipitation aus Spinalganglien Tissue folgende axonale Schädigung

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after ...

Intact Histological Characterization of Brain-implanted Microdevices and Surrounding Tissue

Research into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices that interface chronically with surrounding brain tissue. Tissue surrounding these implants is thought to react to the presence of the devices over time, which includes the formation of an insulating "glial scar" around the devices. However, histological analysis of these tissue changes is typically performed after explanting the device, in a process that can disrupt the morphology of the tissue of interest.
Here we demonstrate a protocol in which cortical-implanted devices are collected intact in surrounding rodent brain tissue. We describe how, once perfused with fixative, brains are removed and sliced in such a way as to avoid explanting devices. We outline fluorescent antibody labeling and optical clearing methods useful for producing an informative, yet thick tissue section. Finally, we demonstrate the mounting and imaging of these tissue sections in order to investigate the biological interface around brain-implanted devices.

Here we present a histological method for capturing, labeling, optically clearing, and imaging the intact brain tissue interface around chronically implanted microdevices in rodent brain tissue. Results from the techniques comprising this method are useful for understanding the impact of various penetrating brain-implants on their surrounding tissue.

Intact Histologische Charakterisierung von Brain-implantierten Microdevices und des umgebenden Gewebes

Research  into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as  microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices ...

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Immunhistochemische Analyse im Rat des Zentralnervensystems und peripheren Lymphknoten Gewebeschnitte

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons

Immunohistochemistry is a widely used technique for detecting the presence, location, and relative abundance of antigens in situ. This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brain tissue, using markers for microglia and neuronal elements as an example. Specifically, this paper is a step-by-step protocol for fluorescent visualization of microglia and neurons via immunohistochemistry for Iba1 and Pan-neuronal, respectively. Fluorescence double-labeling is particularly useful for the localization of multiple proteins within the same sample, providing the opportunity to accurately observe interactions between cell types, receptors, ligands, and/or the extracellular matrix in relation to one another as well as protein co-localization within a single cell. Unlike other visualization techniques, fluorescence immunohistochemistry staining intensity may decrease in the weeks to months following staining, unless appropriate precautions are taken. Despite this limitation, in many applications fluorescence double-labeling is preferred over alternatives such as 3,3&#39;-diaminobenzidine tetrahydrochloride (DAB) or alkaline phosphatase (AP), as fluorescence is more time efficient and allows for more precise differentiation between two or more markers. The discussion includes troubleshooting tips and advice to promote success.

This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brains, using markers for microglia and neuronal elements as an example.

Primer für die Immunhistochemie auf gefriergeschnitten Rat Brain Tissue: Beispiel Färbung für Mikroglia und Neuronen

Immunohistochemistry is a widely used technique for detecting the presence, location, and relative abundance of antigens in situ. This introductory level ...

Using Fluorescence Activated Cell Sorting to Examine Cell-Type-Specific Gene Expression in Rat Brain Tissue

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant cell type in the brain, neurons are the most widely studied of these cell types given their direct role in impacting behaviors. Other cell types in the brain also impact neuronal function and behavior via the signaling molecules they produce. Neuroscientists must understand the interactions between the cell types in the brain to better understand how these interactions impact neural function and disease. To date, the most common method of analyzing protein or gene expression utilizes the homogenization of whole tissue samples, usually with blood, and without regard for cell type. This approach is an informative approach for examining general changes in gene or protein expression that may influence neural function and behavior; however, this method of analysis does not lend itself to a greater understanding of cell-type-specific gene expression and the effect of cell-to-cell communication on neural function. Analysis of behavioral epigenetics has been an area of growing focus which examines how modifications of the deoxyribonucleic acid (DNA) structure impact long-term gene expression and behavior; however, this information may only be relevant if analyzed in a cell-type-specific manner given the differential lineage and thus epigenetic markers that may be present on certain genes of individual neural cell types. The Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) technique described below provides a simple and effective way to isolate individual neural cells for the subsequent analysis of gene expression, protein expression, or epigenetic modifications of DNA. This technique can also be modified to isolate more specific neural cell types in the brain for subsequent cell-type-specific analysis.

The goal of this protocol is to use the fluorescence activated cell sorting (FACS) technique to sort specific types of neural cells for subsequent analysis of cell-type-specific gene expression, epigenetic markers, and or protein expression.

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant ...

A Rat Model of Mild Intrauterine Hypoperfusion with Microcoil Stenosis

Intrauterine hypoperfusion/ischemia is one of the major causes of intrauterine/fetal growth restriction, preterm birth, and low birth weight. Most studies of this phenomenon have been performed in either models with severe intrauterine ischemia or models with gradient degree of intrauterine hypoperfusion. No study has been performed in a model on uniform mild intrauterine hypoperfusion (MIUH). Two models have been used for studies of MIUH: a model based on suture ligation of either side of the arterial arcade formed with the uterine and ovarian arteries, and a transient model based on clipping the bilateral ovarian arteries and aorta having patency. Those two rodent models of MIUH have some limitations, e.g., not all fetuses are subjected to MIUH, depending on their position in the uterine horn. In our MIUH model, all fetuses are subjected to a comparable level of intrauterine hypoperfusion. MIUH was achieved by mild stenosis of all four arteries feeding the uterus, i.e., the bilateral uterine and ovarian arteries.
Arterial stenosis was induced by metal microcoils wrapped around the feeding arteries. Producing arterial stenosis with microcoils allowed us to control, optimize, and reproduce decreased blood flow with very little inter-animal variability and a low mortality rate, thus enabling accurate evaluation. When microcoils with an inner diameter of 0.24 mm were used, the blood flow in both the placenta and fetus was mildly decreased (approximately 30% from the pre-stenosis level in the placenta). The offspring of our MIUH model clearly demonstrates long-lasting alterations in neurological, neuroanatomical and behavioral test results.

Mild intrauterine hypoperfusion was produced by artery stenosis with metal microcoils wrapped around the uterine and ovarian arteries in rats at embryonic day 17. This procedure produced prenatal hypoperfusion and intrauterine growth restriction.

Einem Rattenmodell der milden Intrauterine Hypoperfusion mit Microcoil Stenose

Intrauterine hypoperfusion/ischemia is one of the major causes of intrauterine/fetal growth restriction, preterm birth, and low birth weight. Most studies ...

Novel Passive Clearing Methods for the Rapid Production of Optical Transparency in Whole CNS Tissue

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, a multitude of novel clearing methodologies including CUBIC (clear, unobstructed brain imaging cocktails and computational analysis), SWITCH (system-wide control of interaction time and kinetics of chemicals), MAP (magnified analysis of the proteome), and PACT (passive clarity technique), have been established to further expand the existing toolkit for the microscopic analysis of biological tissues. The present study aims to improve upon and optimize the original PACT procedure for an array of intact rodent tissues, including the whole central nervous system (CNS), kidneys, spleen, and whole mouse embryos. Termed psPACT (process-separate PACT) and mPACT (modified PACT), these novel techniques provide highly efficacious means of mapping cell circuitry and visualizing subcellular structures in intact normal and pathological tissues. In the following protocol, we provide a detailed, step-by-step outline on how to achieve maximal tissue clearance with minimal invasion of their structural integrity via psPACT and mPACT.

Here, we present two novel methodologies, psPACT and mPACT, for achieving maximal optical transparency and subsequent microscopic analysis of tissue vasculature in the intact rodent whole CNS.

Neuartige passiv Clearing Methoden für die schnelle Produktion von optischen Transparenz im gesamten ZNS-Gewebe

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, ...

Isolation of Cerebral Capillaries from Fresh Human Brain Tissue

Understanding blood-brain barrier function under physiological and pathophysiological conditions is critical for the development of new therapeutic strategies that hold the promise to enhance brain drug delivery, improve brain protection, and treat brain disorders. However, studying the human blood-brain barrier function is challenging. Thus, there is a critical need for appropriate models. In this regard, brain capillaries isolated from human brain tissue represent a unique tool to study barrier function as close to the human in vivo situation as possible. Here, we describe an optimized protocol to isolate capillaries from human brain tissue at a high yield and with consistent quality and purity. Capillaries are isolated from fresh human brain tissue using mechanical homogenization, density-gradient centrifugation, and filtration. After the isolation, the human brain capillaries can be used for various applications including leakage assays, live cell imaging, and immune-based assays to study protein expression and function, enzyme activity, or intracellular signaling. Isolated human brain capillaries are a unique model to elucidate the regulation of the human blood-brain barrier function. This model can provide insights into central nervous system (CNS) pathogenesis, which will help the development of therapeutic strategies for treating CNS disorders.

Isolated brain capillaries from human brain tissue can be used as a preclinical model to study barrier function under physiological and pathophysiological conditions. Here, we present an optimized protocol to isolate brain capillaries from fresh human brain tissue.

Isolierung der zerebralen Kapillaren aus frischem menschlichen Hirngewebe

Understanding blood-brain barrier function under physiological and pathophysiological conditions is critical for the development of new therapeutic ...

Preparation of Newborn Rat Brain Tissue for Ultrastructural Morphometric Analysis of Synaptic Vesicle Distribution at Nerve Terminals

Our laboratory and many others have exploited the high resolving power of transmission electron microscopy to study the morphology and spatial organization of synaptic vesicles. In order to obtain high-quality electron micrographs that can yield the degree of morphological detail necessary for quantitative analysis of pre-synaptic vesicle distribution, optimal specimen preparation is critical. Chemical fixation is the first step in the process of specimen preparation, and of utmost importance to preserve fine ultrastructure. Vascular fixation with a glutaraldehyde-formaldehyde solution, followed by treatment of vibratome-sectioned specimens with osmium tetroxide, stabilizes the maximum number of molecules, especially proteins and lipids, and results in superior conservation of ultrastructure. Tissue is then processed with counterstaining, sequential dehydration and resin-embedding. En bloc staining with uranyl acetate (i.e., staining of vibratome-sectioned tissue before resin embedding) enhances endogenous contrast and stabilizes cell components against extraction during specimen processing. Contrast can be further increased by applying uranyl acetate as a post-stain on ultrathin sections. Double-staining of ultrathin sections with lead citrate after uranyl acetate treatment also improves image resolution, by intensifying electron-opacity of nucleic acid-containing structures through selective binding of lead to uranyl acetate. Transmission electron microscopy is a powerful tool for characterization of the morphological details of synaptic vesicles and quantification of their size and spatial organization in the terminal bouton. However, because it uses fixed tissue, transmission electron microscopy can only provide indirect information regarding living or evolving processes. Therefore, other techniques should be considered when the main objective is to study dynamic or functional aspects of synaptic vesicle trafficking and exocytosis.

We describe procedures for processing newborn rat brain tissue to obtain high-resolution electron micrographs for morphometric analysis of synaptic vesicle distribution at nerve terminals. The micrographs obtained with these methods can also be used to study the morphology of a number of other cellular components and their dimensional structural relationships.