この作品はNIH助成金によって資金提供されました: NS100624, DA013137, HD043680, MH106392 & T32トレーニンググラント5T32GM081740によって

すべての動物のプロトコルは、サウスカロライナ大学の動物ケアと使用委員会によって見直され、承認されました。
1. ストックソリューションの準備
<ol><li>溶液1(1 L):900mLの脱イオン化H2Oは、100mLのリン酸緩衝生理食塩水(PBS)と2mLのトリトンX-100を加える。</li>
	<li>溶液2(1 L):脱イオン化H2Oの900mLに、10x PBSの100mL、Tween-20の2mL、10mg/mLヘパリンストック溶液の1mLを加える。</li>
	<li>溶液3(500mL):溶液1の400mLに、グリシン11.5gとジメチルスルホキシド(DMSO)100mLを加える。</li>
	<li>溶液4(50mL):溶液1の42mLに、対応する血清3 mLとDMSOの5 mLを加える。</li>
	<li>一次抗体溶液(50 mL):溶液2の46mLに、DMSOの2.5mLおよび1.5mLの対応する血清を加える。</li>
	<li>二次抗体溶液(50 mL):溶液2の48.5mLに、対応する血清1.5mLを加える。 注:溶液4、一次溶液、および二次溶液については、二次抗体(例えば、ヤギ、馬、ウシ)に対応する血清を使用してください。</li>
</ol>2. サンプル準備
注:PFAへの露出を制限するため、ヒュームフードでステップ2.1〜2.7を実行してください。
<ol><li>セボフルランを使用して若い(3-6週間)ラットを深く麻酔します。ラットが応答せず、つま先と尾のピンチに応答しない場合は2.2に進みます。</li>
	<li>ラットを仰向けの位置に置き、アイリスはさみを使用して腹壁を切開します。</li>
	<li>マヨはさみを使用して、リブケージの両側の鎖骨にリブケージの底を切り抜きます。</li>
	<li>胸骨と肋骨を心臓と肺から離し、止まり止めをします。</li>
	<li>灌流ポンプに取り付けられた23G針で左心室を突き刺し、アイリスハサミで右心房を切ります。</li>
	<li>約75mLの100mM(1x)PBSで経心面灌流を行います。</li>
	<li>1x PBSで約100mLのパラホルムアルデヒド(PFA)緩衝を行い、経心透交を続けます。</li>
	<li>鉗子を使用して頭蓋骨から脳を取り除く。</li>
	<li>脳を矢状位置に置き、カミソリの刃とラットの脳マトリックスを使用して4等分(幅約3mm)にスライスします。</li>
	<li>各セクションを1x PBSで4%PFAで密閉し、5mLプラスチックチューブを4°Cで一晩シェーカーで固定します。</li>
	<li>シェーカー上で1時間、室温(RT)で1x PBSで4%PFAで1時間固定を続けます。</li>
	<li>RTで各セクションを1x PBSで30分間3回洗浄します。</li>
</ol>3. 脱水・脱色
<ol><li>試料を20%メタノール/80%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間たたきます。</li>
	<li>サンプルを40%メタノール/60%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間行います。</li>
	<li>サンプルを60%メタノール/40%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間たたきます。</li>
	<li>サンプルを80%メタノール/20%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間培養します。</li>
	<li>RTで100%メタノールで100%メタノールでサンプルをインキュベートし、100%メタノール以上で繰り返し、RTで1時間インキュベートする。</li>
	<li>サンプルを4°Cで100%メタノールで約10分間冷やします。</li>
	<li>66%ジクロロメタン(DCM)/33%メタノール溶液を調製します。</li>
	<li>サンプルをDCM/メタノール溶液に一晩RTでインキュベートし、振盪します。</li>
	<li>RTでメタノールを30分、2回洗浄します。</li>
	<li>サンプルを4°Cで100%メタノールで約10分間冷やします。</li>
	<li>冷蔵し、4°Cで一晩メタノール中に5%過酸化水素を調製した漂白剤。</li>
	<li>サンプルを80%メタノール/20%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間培養します。</li>
	<li>サンプルを60%メタノール/40%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間たたきます。</li>
	<li>サンプルを40%メタノール/60%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間行います。</li>
	<li>試料を20%メタノール/80%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間たたきます。</li>
	<li>サンプルを1x PBSで1時間RTでインキュベートする。</li>
	<li>溶液1をRTで1時間、2回洗浄する。</li>
</ol>4. コレラ毒素サブユニットBラベル
<ol><li>1 mL シリンジの針先を、直腸核部位に挿入します。</li>
	<li>20秒以上の1%ビオチン-CTBの2.5 μLをゆっくりと注入する。</li>
	<li>針先を1分間所定の位置に置き、漏れを防ぐために10s以上ゆっくりと取り外します。</li>
</ol>5. 抗体アプリケーション
<ol><li>溶液3のサンプルを水浴中の37°Cで2日間インキュベートする。</li>
	<li>溶液4のサンプルを水浴中の37°Cで2日間インキュベートする。</li>
	<li>一次抗体を水浴中の37°Cで7日間インキュベートする。</li>
	<li>溶液2で5回洗浄し、1回の洗浄につき1時間インキュベートする。一晩RTでソリューション2に保存します。</li>
	<li>二次抗体を水浴中の37°Cで7日間インキュベートする。</li>
	<li>溶液2で5回洗浄し、1回の洗浄につき1時間のインキュベート。一晩RTでソリューション2に保管してください。 注: 5.6 以降のすべてのステップ (最終ストレージを含む) は、低照度で行う必要があります。サンプル管はアルミニウムホイルによって保護することができる。このプロトコルで抗体に使用された濃度は、TH 1:100、Iba1 1:200、2次抗体1:100でした。手順 5.1 ~ 5.6 にソリューション 2 を追加して、チューブが完全に充填されるようにします。</li>
</ol>6. 組織のクリアリング
<ol><li>試料を20%メタノール/80%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間たたきます。</li>
	<li>サンプルを40%メタノール/60%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間行います。</li>
	<li>サンプルを60%メタノール/40%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間たたきます。</li>
	<li>サンプルを80%メタノール/20%脱イオン水溶液にインキュベートし、RTで1時間培養します。</li>
	<li>試料を100%メタノールで1時間RTでインキュベートする。</li>
	<li>RTで一晩新鮮な100%メタノールでインキュベート。</li>
	<li>66%DCM/33%メタノールで3時間、振動しながら室温でインキュベートする。</li>
	<li>ジベンジルエーテル(DBE)を振らずにインキュベートする。透明になるまでサンプルを DBE に残し、イメージングまで DBE に保存します。</li>
</ol>7. 取り付け
<ol><li>Visijet M3クリスタル樹脂(idisco.info のウェブサイトで入手可能なテンプレート)で作られた3Dプリントチャンバーを入手してください。</li>
	<li>エポキシを使用して顕微鏡スライドにチャンバーを固定します。</li>
	<li>チャンバーの中央にある正方形のスペースにサンプルを置きます。</li>
	<li>チャンバーをDBEで完全に充填します。</li>
	<li>厚さ0.17mmのカバースリップをチャンバーの上に置き、カバースリップがチャンバーの壁に完全に接触するまで圧力を加えます。</li>
	<li>エポキシを使用して、カバースリップの端をチャンバーに密封します。</li>
	<li>チャンバーを回転させて、気泡が充填入口から抜け出せるようにします。</li>
	<li>追加のDBEでチャンバーを充填します。</li>
	<li>充填インレットをエポキシで密封し、治癒を許可します。 メモ:マウント中に余分なDBEがこぼれます。</li>
</ol>8. イメージング
<ol><li>共焦点顕微鏡システムを使用して、4倍の倍率でZスキャンを実行します(付属の 3Dビデオを参照)。</li>
	<li>二次抗体で指定された波長と同様の波長で発光するレーザーセットを用いて、試料の蛍光励起を実現します。TH励起は、632nmで発光するように設定されたHeNeレーザーを利用して達成された。</li>
	<li>検出器をレーザー放射に近い波長に設定します。本プロトコルについては、THの検出器を650nmに設定した。</li>
	<li>目に見える信号が出るまで検出器のゲインを上げます。画像の650LPゲインは7.50 Bに設定されました。</li>
	<li>共焦点イメージングソフトウェアの スキャン オプションを使用して、サンプルが焦点になるまで顕微鏡のステージを移動します。</li>
	<li>すべての平野の組織を移動し、共焦点イメージングソフトウェアを使用して単一の画像またはZスタック画像を取得します。</li>
	<li>イメージングが完了したら、チャンバーからサンプルを取り出します。DBEで完全に充填されたチューブに戻し、RTで暗い場所に保管し、好ましくはアルミホイルで覆います。 注: サンプルは、蛍光信号が依然として強い場合に限り、再マウントおよびイメージ化できます。</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chung, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+and+molecular+interrogation+of+intact+biological+systems.">Structural and molecular interrogation of intact biological systems.</a> Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).</li><li>Susaki, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-brain+imaging+with+single-cell+resolution+using+chemical+cocktails+and+computational+analysis.">Whole-brain imaging with single-cell resolution using chemical cocktails and computational analysis.</a> Cell. 157 (3), 726-739 (2014).</li><li>Ueda, H. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+clearing+and+its+applications+in+neuroscience.">Tissue clearing and its applications in neuroscience.</a> Nature Reviews Neuroscienc. 21, 298 (2020).</li><li>Renier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=iDISCO:+a+simple,+rapid+method+to+immunolabel+large+tissue+samples+for+volume+imaging.">iDISCO: a simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging.</a> Cell. 159 (4), 896-910 (2014).</li><li>Renier, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+of+brain+activity+by+automated+volume+analysis+of+immediate+early+genes.">Mapping of brain activity by automated volume analysis of immediate early genes.</a> Cell. 165 (7), 1789-1802 (2016).</li><li>Reid, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+HIV-1+transgenic+rat+that+develops+HIV-related+pathology+and+immunologic+dysfunction.">An HIV-1 transgenic rat that develops HIV-related pathology and immunologic dysfunction.</a> Proceedings of the National Academy of Science U. S. A. 98, 9271-9276 (2001).</li><li>Vigorito, M., Connaghan, K. P., Chang, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+HIV-1+transgenic+rat+model+of+neuroHIV.">The HIV-1 transgenic rat model of neuroHIV.</a> Brain, Behavior, and Immunity. 48, 336-349 (2015).</li><li>McLaurin, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptic+connectivity+in+medium+spiny+neurons+of+the+nucleus+accumbens:+A+sex-dependent+mechanism+underlying+apathy+in+the+HIV-1+transgenic+rat.">Synaptic connectivity in medium spiny neurons of the nucleus accumbens: A sex-dependent mechanism underlying apathy in the HIV-1 transgenic rat.</a> Frontiers in Behavior Neurosciences. 12, 285 (2018).</li><li>Fitting, S., Booze, R. M., Mactutus, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HIV-1+proteins,+Tat+and+gp120,+target+the+developing+dopamine+system.">HIV-1 proteins, Tat and gp120, target the developing dopamine system.</a> Current HIV Research. 13, 135-137 (2015).</li><li>Javadi-Paydar, M., Roscoe, R. F., Denton, A. R., Mactutus, C. F., Booze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HIV-1+and+cocaine+disrupt+dopamine+reuptake+and+medium+spiny+neurons+in+female+rat+striatum.">HIV-1 and cocaine disrupt dopamine reuptake and medium spiny neurons in female rat striatum.</a> PLos One. 12 (11), 0188404 (2017).</li><li>Bertrand, S. J., Mactutus, C. F., Harrod, S. B., Moran, L. M., Booze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HIV-1+proteins+dysregulate+motivational+processes+and+dopamine+circuitry.">HIV-1 proteins dysregulate motivational processes and dopamine circuitry.</a> Science Report. 8, 6152 (2018).</li><li>Denton, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+monoaminergic+and+histaminergic+circuit+dysregulation+following+long-term+HIV-1+protein+exposure.">Selective monoaminergic and histaminergic circuit dysregulation following long-term HIV-1 protein exposure.</a> Journal of neurovirology. 25 (4), 540-550 (2019).</li><li>Berendse, H. W., Groenewegen, H. J., Lohman, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmental+distribution+of+ventral+striatal+neurons+projecting+to+the+mesencephalon+in+the+rat.">Compartmental distribution of ventral striatal neurons projecting to the mesencephalon in the rat.</a> Journal of Neuroscienc. 12 (6), 2079-2103 (1992).</li><li>Peyron, C., Petit, J. M., Rampon, C., Jouvet, M., Luppi, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Forebrain+afferents+to+the+rat+dorsal+raphe+nucleus+demonstrated+by+retrograde+and+anterograde+tracing+methods.">Forebrain afferents to the rat dorsal raphe nucleus demonstrated by retrograde and anterograde tracing methods.</a> Neuroscience. 82 (2), 443-468 (1998).</li><li>Barrot, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Braking+dopamine+systems:+a+new+GABA+master+structure+for+mesolimbic+and+nigrostriatal+functions.">Braking dopamine systems: a new GABA master structure for mesolimbic and nigrostriatal functions.</a> The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscienc. 32 (41), 14094-14101 (2012).</li><li>Roostalu, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+whole-brain+3D+imaging+of+tyrosine+hydroxylase-labeled+neuron+architecture+in+the+mouse+MPTP+model+of+Parkinson's+disease.">Quantitative whole-brain 3D imaging of tyrosine hydroxylase-labeled neuron architecture in the mouse MPTP model of Parkinson's disease.</a> Disease Models &amp; Mechanisms. 12 (11), (2019).</li><li>Ransohoff, R., Cardona, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+myeloid+cells+of+the+central+nervous+system+parenchyma.">The myeloid cells of the central nervous system parenchyma.</a> Nature. 468, 253-262 (2010).</li><li>Rocha, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+Clearing+and+Light+Sheet+Microscopy:+Imaging+the+Unsectioned+Adult+Zebra+Finch+Brain+at+Cellular+Resolution.">Tissue Clearing and Light Sheet Microscopy: Imaging the Unsectioned Adult Zebra Finch Brain at Cellular Resolution.</a> Frontiers in Neuroanatomy. 13, 13 (2019).</li><li>Richardson, D. S., Lichtman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clarifying+tissue+clearing.">Clarifying tissue clearing.</a> Cell. 162 (2), 246-257 (2015).</li></ol>

著者の誰も宣言する利害の対立を持っていません。

組織のクリアリングは、従来のIHCプロトコルの限界に対するソリューションを提供します。透明な試料は、光の散乱および吸収を最小限に抑え、無傷の組織18,19への細胞レベルの光学的アクセスを提供する。組織クリア技術は、脱脂、脱色、および溶媒の投与による脱灰によって組織を透明にする。組織試料の屈折率が選択した撮像媒体の屈折率と...

いくつかの組織クリアリング技術は、脳内での使用のために検証されている:ヒドロゲル、親水性、および疎水性。これらの技術は、溶媒の投与を介して脱脂、脱色、および脱灰を通じて組織を透明にすることを目指しています。組織試料の屈折率が選択した撮像媒体の屈折率と一致すると、サンプルの鮮明な画像が得られる。CLARITYなどのヒドロゲルベースの技術は、それらをアクリルベースのヒドロゲルにリンクすることによって組織中の生体分子を固定し、タンパク質の構造的損傷および損失を防ぐ。しかし、ヒドロゲル技術は、より脆弱な組織を損傷する可能性を持つよりも過酷な化学物質を利用し、より密度の高い組織サンプルはヒドロゲルプロトコルと互換性がない可能性があります。ある種のヒドロゲル技術は、高価な機器を必要とするか、組織の膨張につながる可能性があります。親水性の技術は、CUBICのような、組織内の水素結合の形成を通じて3D構造を保存する2。組織の膨張はまた、特定の親水性プロトコルで起こり得る。親水性技術のクリア能は、疎水性技術が有する能力と一致しないことが多く、これはより密度が高く、より厚い組織3にとって重要である。
疎水性の技術は、通常、高速で、特別な機器を必要とせず、取り扱い、保管が容易なサンプルを製造します。iDISCOは、他の疎水性プロトコルで起こり得る収縮を排除する疎水性技術です。もともと、iDISCO組織除去技術は、マウスの胚および緻密な成人器官に対するRenier et4 によって記述された。この技術は、初期脱水工程で組織から水分を除去し、光散乱を低減させる。組織は、深い抗体の浸透を可能にするために、前処理中に透過化されます。遠赤色スペクトルのアレクサ蛍光色素は、低波長5で組織の自己蛍光を避けるために免疫標識に使用される。疎水性のクリアリングプロトコルを受けた組織は容易に扱うことができる、Alexa Fluor染料の長寿のために数回イメージすることができる。適切に保存されていれば、組織は初期処理後数ヶ月から1年の画像を提供することができます。
本プロトコルにおいて、チロシンヒドロキシラーゼ(TH)抗体、Iba1抗体、およびコレラ毒素サブユニットB(CTB)は、男性および女性の両方のコントロールおよびHIV-1トランスジェニック(Tg)ラット脳に使用された。HIV-1 Tgラットは、HIV-1ウイルスゲノムを構成する9つの遺伝子のうち7個を有し、これは長期HIV-1タンパク質暴露6、7、8の非感染モデルをもたらす。ドーパミン作動性変化は、HIV-1 Tgラットで以前に実証されており、HIV-1自体は炎症性疾患であるため、抗体選択は実験計画9、10、11、12に関連していた。CTBは、神経節側結合を介してニューロンに付着し、脳内の発泡性突起を追跡するために使用することができるトレーサーです。CTBは以前、副坐核から実質的なニグラ領域への突起を研究するために使用されてきたが、ドーパミン作動経路13、14、15に深く関与する脳の2つの領域。
このプロトコルでは、THはドーパミン産生のマーカーとして機能し、Iba1は活性化ミクログリアをマークします。TH抗体は、チロシンヒドロキシラーゼに対応する約62kDaで単一のバンドを選択的に標識します。Iba1抗体は、Iba1カルボキシ末端配列に対応します。両方の抗体はウサギで育てられ、ポリクローナルであった。CTBは、核accumbens領域から実質的なニグラ領域へのニューロンの逆行トレースに使用されます。現在のプロトコルはまた、2つの異なる方法で元のiDISCOプロトコルの調整のためのガイドラインを提供しています:1)ブロッキングステップで血清試薬を変更することによってバックグラウンド染色の全体的な減少、および2)より大きな組織サンプルに適したインキュベーション時間のスケーリング。全体として、本プロトコルは、疎水性除去技術がラットの脳組織において実現可能であり、HIV-1ウイルスタンパク質との識別可能な有害相互作用を有せず、TH抗体、Iba1抗体およびCTBと互換性があるという継続的な証拠を提供する。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Cholera Toxin Subunit B (Recombinant), Alexa Fluor 488</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>C34775</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DBE</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>108014-1KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DCM</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>270997-100mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>472301-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycine</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>G46-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat anti-rabbit Alexa Fluor Plus 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A32733</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Goat serum</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>G9023-10mL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>Acros Organics</td>
			<td>41121-0010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iba1 primary antibody</td>
			<td>FUJIFILM Wako</td>
			<td>019-19741</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kwik-sil epoxy</td>
			<td>VWR</td>
			<td>70730-062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methanol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>34860-1l-R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP2944-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Perfusion machine</td>
			<td>VWR</td>
			<td>70730-062</td>
			<td>mini pump variable flow</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PFA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>158127-3KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TH primary antibody</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>AB152</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TritonX-100</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP151-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween-20</td>
			<td>Fisher Bioreagents</td>
			<td>BP337-500</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a hydrophobic tissue clearing method for rat brain tissue

疎水性組織のクリアリング方法は、容易に調整可能で、速く、そして、不変の組織サンプルの目的の分子の研究を可能にする低コストのプロシージャである。従来の免疫標識法では、サンプルを薄い部分に切断する必要があり、無傷の構造にラベルを付け、検査する能力が制限されます。しかし、処理中に脳組織がそのまま残る場合、構造や回路は解析のためにそのまま残ることができます。以前に確立された清算方法は、組織を完全にクリアするのにかなりの時間がかかり、過酷な化学物質はしばしば敏感な抗体を損傷する可能性があります。iDISCO法は、組織を迅速かつ完全にクリアし、多くの抗体と互換性があり、特別なラボ機器を必要としません。この技術は、マウス組織での使用のために最初に検証されたが、現在のプロトコルは、制御およびトランスジェニックラット脳の半球を画像化するためにこの方法を適応させる。これに加えて、本プロトコルは、より少ない背景染色でより鮮明な画像を提供するために、既存のプロトコルにいくつかの調整を行います。Iba-1およびチロシンヒドロキシラーゼに対する抗体は、本疎水性組織除去法を用いてHIV-1トランスジェニックラット及びF344/N対照ラットで検証された。脳は、構造が互いに別々よりも頻繁に一緒に働く織り交ぜられたネットワークです。個々の部分の組み合わせとは対照的に、システム全体として脳を分析することは、この脳全体のクリアリング方法の最大の利点です。

F344/NおよびHIV-1ラットの両方の脳組織の大きなセクションの完全なクリアは、この修飾された疎水性組織クリアリングプロトコルを使用して達成された。 図1 は、立証ニグラ領域におけるTHの典型的な共焦点像を示す。 図1Aは 、密な正の染色を示す。このような密集した領域は、正の染色と適切な細胞形態を確認するために「Z」平面を通して焦点?...

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A Hydrophobic Tissue Clearing Method for Rat Brain Tissue

ここでは、インタクトな脳構造の一部として標的分子を観察することを可能にする疎水性組織クリアリング法を提示する。この技術は現在、両方の男女のF344/ NコントロールおよびHIV-1トランスジェニックラットについて検証されている。

ラット脳組織の疎水性組織除去法

Hydrophobic tissue clearing methods are easily adjustable, fast, and low-cost procedures that allows for the study of a molecule of interest in unaltered ...

a-hydrophobic-tissue-clearing-method-for-rat-brain-tissue

Research

JoVE Journal

Neuroscience

3.9K ビュー.  University of South Carolina. ここでは、インタクトな脳構造の一部として標的分子を観察することを可能にする疎水性組織クリアリング法を提示する。この技術は現在、両方の男女のF344/ NコントロールおよびHIV-1トランスジェニックラットについて検証されている。

ビデオ: A Hydrophobic Tissue Clearing Method for Rat Brain Tissue

Preparation of Mouse Brain Tissue for Immunoelectron Microscopy

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments (dendrite, dendritic spine, axon, axon terminal, perikaryon), as well as their intracellular organelles and cytoskeleton, in the central nervous system at high spatial resolution. Combined with TEM, pre-embedding immunocytochemistry allows the discrimination of cellular elements with few distinctive features and identification criteria (e.g., microglial perikarya and processes, when using an antibody against the microglia-specific marker Iba1 (ionized calcium binding adaptor molecule 1; as presented here)), identifying the neurotransmitter contents of cellular elements (e.g., serotonergic) and their ultrastructural localization of soluble or membrane-bound proteins (e.g., 5 HT1A and EphA4 receptors). Here, we describe a protocol for transcardiac perfusion of mice with acrolein fixative, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase-diaminobenzidine (DAB) staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with TEM. When rigorously performed, this technique provides an excellent compromise between optimal ultrastructural preservation and immunocytochemical detection.

We describe a protocol for transcardiac perfusion of mice, removal and sectioning of the brain, as well as immunoperoxidase staining, resin embedding, and ultrathin sectioning of the brain sections. Upon completion of these procedures, the immunostained material is ready for examination with transmission electron microscopy.

免疫電子顕微鏡のためのマウスの脳組織の準備

Transmission electron microscopy (TEM) is extremely useful for visualizing microglial, oligodendrocytic, astrocytic, and neuronal subcellular compartments ...

神経科学

Chromatin Immunoprecipitation from Dorsal Root Ganglia Tissue following Axonal Injury

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after injury (Teng et al., 2006). It is recognized that transcriptional programs essential for neurite and axonal outgrowth are 
reactivated upon injury in the PNS (Makwana et al., 2005). However the tools available to analyze neuronal gene regulation in vivo are limited and 
often challenging.
The dorsal root ganglia (DRG) offer an excellent injury model system because both the CNS and PNS are innervated by a 
bifurcated axon originating from the same soma. The ganglia represent a discrete collection of cell bodies where all transcriptional events occur, 
and thus provide a clearly defined region of transcriptional activity that can be easily and reproducibly removed from the animal. Injury of nerve 
fibers in the PNS (e.g. sciatic nerve), where axonal regeneration does occur, should reveal a set of transcriptional programs that are distinct from 
those responding to a similar injury in the CNS, where regeneration does not take place (e.g. spinal cord). Sites for transcription factor binding, 
histone and DNA modification resulting from injury to either PNS or CNS can be characterized using chromatin immunoprecipitation (ChIP). 
Here, we describe a ChIP protocol using fixed mouse DRG tissue following axonal injury. This powerful combination provides a means for characterizing the pro-regeneration chromatin environment necessary for promoting axonal regeneration.

We present a method for chromatin immunoprecipitation from dorsal root ganglia tissue following axonal injury. The approach can be used to identify specific transcription factor binding sites and epigenetic modification of histone and DNA important for the regeneration of injured axons in both the peripheral and central nervous system.

軸索損傷後の脊髄後根神経節の組織からのクロマチン免疫沈降

Axons in the central nervous system (CNS) do not regenerate while those in the peripheral nervous system (PNS) do regenerate 
to a limited extent after ...

Intact Histological Characterization of Brain-implanted Microdevices and Surrounding Tissue

Research into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices that interface chronically with surrounding brain tissue. Tissue surrounding these implants is thought to react to the presence of the devices over time, which includes the formation of an insulating "glial scar" around the devices. However, histological analysis of these tissue changes is typically performed after explanting the device, in a process that can disrupt the morphology of the tissue of interest.
Here we demonstrate a protocol in which cortical-implanted devices are collected intact in surrounding rodent brain tissue. We describe how, once perfused with fixative, brains are removed and sliced in such a way as to avoid explanting devices. We outline fluorescent antibody labeling and optical clearing methods useful for producing an informative, yet thick tissue section. Finally, we demonstrate the mounting and imaging of these tissue sections in order to investigate the biological interface around brain-implanted devices.

Here we present a histological method for capturing, labeling, optically clearing, and imaging the intact brain tissue interface around chronically implanted microdevices in rodent brain tissue. Results from the techniques comprising this method are useful for understanding the impact of various penetrating brain-implants on their surrounding tissue.

脳移植マイクロデバイス及び周辺組織の無傷の組織学的性状

Research  into the design and utilization of brain-implanted microdevices, such as  microelectrode arrays, aims to produce clinically relevant devices ...

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

ラット中枢神経系および末梢リンパ節の組織切片での免疫組織化学的解析

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

Primer for Immunohistochemistry on Cryosectioned Rat Brain Tissue: Example Staining for Microglia and Neurons

Immunohistochemistry is a widely used technique for detecting the presence, location, and relative abundance of antigens in situ. This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brain tissue, using markers for microglia and neuronal elements as an example. Specifically, this paper is a step-by-step protocol for fluorescent visualization of microglia and neurons via immunohistochemistry for Iba1 and Pan-neuronal, respectively. Fluorescence double-labeling is particularly useful for the localization of multiple proteins within the same sample, providing the opportunity to accurately observe interactions between cell types, receptors, ligands, and/or the extracellular matrix in relation to one another as well as protein co-localization within a single cell. Unlike other visualization techniques, fluorescence immunohistochemistry staining intensity may decrease in the weeks to months following staining, unless appropriate precautions are taken. Despite this limitation, in many applications fluorescence double-labeling is preferred over alternatives such as 3,3&#39;-diaminobenzidine tetrahydrochloride (DAB) or alkaline phosphatase (AP), as fluorescence is more time efficient and allows for more precise differentiation between two or more markers. The discussion includes troubleshooting tips and advice to promote success.

This introductory level protocol describes the reagents, equipment, and techniques required to complete immunohistochemical staining of rodent brains, using markers for microglia and neuronal elements as an example.

ミクログリアとニューロンのための例染色：凍結切片ラット脳組織の免疫組織化学のためのプライマー

Immunohistochemistry is a widely used technique for detecting the presence, location, and relative abundance of antigens in situ. This introductory level ...

Using Fluorescence Activated Cell Sorting to Examine Cell-Type-Specific Gene Expression in Rat Brain Tissue

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant cell type in the brain, neurons are the most widely studied of these cell types given their direct role in impacting behaviors. Other cell types in the brain also impact neuronal function and behavior via the signaling molecules they produce. Neuroscientists must understand the interactions between the cell types in the brain to better understand how these interactions impact neural function and disease. To date, the most common method of analyzing protein or gene expression utilizes the homogenization of whole tissue samples, usually with blood, and without regard for cell type. This approach is an informative approach for examining general changes in gene or protein expression that may influence neural function and behavior; however, this method of analysis does not lend itself to a greater understanding of cell-type-specific gene expression and the effect of cell-to-cell communication on neural function. Analysis of behavioral epigenetics has been an area of growing focus which examines how modifications of the deoxyribonucleic acid (DNA) structure impact long-term gene expression and behavior; however, this information may only be relevant if analyzed in a cell-type-specific manner given the differential lineage and thus epigenetic markers that may be present on certain genes of individual neural cell types. The Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) technique described below provides a simple and effective way to isolate individual neural cells for the subsequent analysis of gene expression, protein expression, or epigenetic modifications of DNA. This technique can also be modified to isolate more specific neural cell types in the brain for subsequent cell-type-specific analysis.

The goal of this protocol is to use the fluorescence activated cell sorting (FACS) technique to sort specific types of neural cells for subsequent analysis of cell-type-specific gene expression, epigenetic markers, and or protein expression.

The brain is comprised of four primary cell types including neurons, astrocytes, microglia and oligodendrocytes. Though they are not the most abundant ...

A Rat Model of Mild Intrauterine Hypoperfusion with Microcoil Stenosis

Intrauterine hypoperfusion/ischemia is one of the major causes of intrauterine/fetal growth restriction, preterm birth, and low birth weight. Most studies of this phenomenon have been performed in either models with severe intrauterine ischemia or models with gradient degree of intrauterine hypoperfusion. No study has been performed in a model on uniform mild intrauterine hypoperfusion (MIUH). Two models have been used for studies of MIUH: a model based on suture ligation of either side of the arterial arcade formed with the uterine and ovarian arteries, and a transient model based on clipping the bilateral ovarian arteries and aorta having patency. Those two rodent models of MIUH have some limitations, e.g., not all fetuses are subjected to MIUH, depending on their position in the uterine horn. In our MIUH model, all fetuses are subjected to a comparable level of intrauterine hypoperfusion. MIUH was achieved by mild stenosis of all four arteries feeding the uterus, i.e., the bilateral uterine and ovarian arteries.
Arterial stenosis was induced by metal microcoils wrapped around the feeding arteries. Producing arterial stenosis with microcoils allowed us to control, optimize, and reproduce decreased blood flow with very little inter-animal variability and a low mortality rate, thus enabling accurate evaluation. When microcoils with an inner diameter of 0.24 mm were used, the blood flow in both the placenta and fetus was mildly decreased (approximately 30% from the pre-stenosis level in the placenta). The offspring of our MIUH model clearly demonstrates long-lasting alterations in neurological, neuroanatomical and behavioral test results.

Mild intrauterine hypoperfusion was produced by artery stenosis with metal microcoils wrapped around the uterine and ovarian arteries in rats at embryonic day 17. This procedure produced prenatal hypoperfusion and intrauterine growth restriction.

栓塞狭窄軽度子宮内血流の低下のモデルラット

Intrauterine hypoperfusion/ischemia is one of the major causes of intrauterine/fetal growth restriction, preterm birth, and low birth weight. Most studies ...

Novel Passive Clearing Methods for the Rapid Production of Optical Transparency in Whole CNS Tissue

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, a multitude of novel clearing methodologies including CUBIC (clear, unobstructed brain imaging cocktails and computational analysis), SWITCH (system-wide control of interaction time and kinetics of chemicals), MAP (magnified analysis of the proteome), and PACT (passive clarity technique), have been established to further expand the existing toolkit for the microscopic analysis of biological tissues. The present study aims to improve upon and optimize the original PACT procedure for an array of intact rodent tissues, including the whole central nervous system (CNS), kidneys, spleen, and whole mouse embryos. Termed psPACT (process-separate PACT) and mPACT (modified PACT), these novel techniques provide highly efficacious means of mapping cell circuitry and visualizing subcellular structures in intact normal and pathological tissues. In the following protocol, we provide a detailed, step-by-step outline on how to achieve maximal tissue clearance with minimal invasion of their structural integrity via psPACT and mPACT.

Here, we present two novel methodologies, psPACT and mPACT, for achieving maximal optical transparency and subsequent microscopic analysis of tissue vasculature in the intact rodent whole CNS.

新規パッシブ全体の中枢神経系組織における光透過性の急速な生産のための方法をクリア

Since the development of CLARITY, a bioelectrochemical clearing technique that allows for three-dimensional phenotype mapping within transparent tissues, ...

Isolation of Cerebral Capillaries from Fresh Human Brain Tissue

Understanding blood-brain barrier function under physiological and pathophysiological conditions is critical for the development of new therapeutic strategies that hold the promise to enhance brain drug delivery, improve brain protection, and treat brain disorders. However, studying the human blood-brain barrier function is challenging. Thus, there is a critical need for appropriate models. In this regard, brain capillaries isolated from human brain tissue represent a unique tool to study barrier function as close to the human in vivo situation as possible. Here, we describe an optimized protocol to isolate capillaries from human brain tissue at a high yield and with consistent quality and purity. Capillaries are isolated from fresh human brain tissue using mechanical homogenization, density-gradient centrifugation, and filtration. After the isolation, the human brain capillaries can be used for various applications including leakage assays, live cell imaging, and immune-based assays to study protein expression and function, enzyme activity, or intracellular signaling. Isolated human brain capillaries are a unique model to elucidate the regulation of the human blood-brain barrier function. This model can provide insights into central nervous system (CNS) pathogenesis, which will help the development of therapeutic strategies for treating CNS disorders.

Isolated brain capillaries from human brain tissue can be used as a preclinical model to study barrier function under physiological and pathophysiological conditions. Here, we present an optimized protocol to isolate brain capillaries from fresh human brain tissue.

新鮮な人間の脳から脳の毛細血管の分離

Understanding blood-brain barrier function under physiological and pathophysiological conditions is critical for the development of new therapeutic ...

Immunostaining of Whole-Mount Retinas with the CLARITY Tissue Clearing Method

The tissue hydrogel delipidation method (CLARITY), originally developed by the Deisseroth laboratory, has been modified and widely used for immunostaining and imaging of thick brain samples. However, this advanced technology has not yet been used for whole-mount retinas. Although the retina is partially transparent, its thickness of approximately 200 &#181;m (in mice) still limits the penetration of antibodies into the deep tissue as well as reducing light penetration for high-resolution imaging. Here, we adapted the CLARITY method for whole-mount mouse retinas by polymerizing them with an acrylamide monomer to form a nanoporous hydrogel and then clearing them in sodium dodecyl sulfate to minimize protein loss and avoid tissue damage. CLARITY-processed retinas were immunostained with antibodies for retinal neurons, glial cells, and synaptic proteins, mounted in a refractive index matching solution, and imaged. Our data demonstrate that CLARITY&#160;can improve the quality of standard immunohistochemical staining and imaging for retinal neurons and glial cells in whole-mount preparation. For instance, 3D resolution of fine axon-like and dendritic structures of dopaminergic amacrine cells were much improved by CLARITY. Compared to non-processed whole-mount retinas, CLARITY can reveal immunostaining for synaptic proteins such as postsynaptic density protein 95. Our results show that CLARITY renders the retina more optically transparent after the removal of lipids and preserves fine structures of retinal neurons and their proteins, which can be routinely used for obtaining high-resolution imaging of retinal neurons and their subcellular structures in whole-mount preparation.

Here we present a protocol to adapt the CLARITY method of the brain tissues for whole-mount retinas to improve the quality of standard immunohistochemical staining and high-resolution imaging of retinal neurons and their subcellular structures.

CLARITY組織クリアリング法による全マウントレティナの免疫染色

The tissue hydrogel delipidation method (CLARITY), originally developed by the Deisseroth laboratory, has been modified and widely used for immunostaining ...