Name: dissection and live-imaging of the late embryonic drosophila gonad
Uploaded: 2020-10-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 8 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad at JoVE.com

Wir danken Lindsey W. Plasschaert und Justin Sui für ihre wesentlichen Beiträge zur frühen Entwicklung dieses Protokolls. Die Autoren danken der Fliegengemeinschaft für ihre Großzügigkeit mit Reagenzien und insbesondere Ruth Lehmann und Benjamin Lin für ihr Geschenk der Linie nos5'-Lifeact-tdtomato p2a tdkatushka2 Caax nos3' vor der Veröffentlichung. In dieser Studie wurden Bestände aus dem Bloomington Drosophila Stock Center (NIH P40OD018537) verwendet. Diese Arbeit wurde unterstützt durch NIH RO1 GM060804, R33AG04791503 und R35GM136270 (S.D) sowie Schulungszuschüsse T32GM007229 (B.W.) und F32GM125123 (L.A.).

1. Vorbereitung am Tag vor der Dissektion
<ol><li>Eine Wolframnadel24 elektrolytisch schärfen, so dass der resultierende Durchmesser ca. 0,03 mm beträgt. Stellen Sie die gelieferte Spannung auf ca. 14 V ein und verwenden Sie 3,3 M NaOH. Das Schärfen sollte nicht länger als 1 oder 2 Minuten dauern. VORSICHT: NaOH ist stark korrosiv und verursacht Verbrennungen bei Kontakt mit der Haut. Tragen Sie beim Handling Handschuhe und Schutzbrillen und arbeiten Sie in einer Dunstabzugshaube. HINWEIS: Nach Gebrauch NaOH in einem Falcon-Rohr aus Polypropylen aufbewahren.</li>
	<li>Stellen Sie die vorbereiteten Bildmedien her. Kombinieren Sie in einem konischen 15-ml-Röhrchen 4,25 ml Schneider-Medien mit 750 μL fetalem Rinderserum (FBS, 15% Endkonzentration) und 27,5 μL Penicillin-Streptomycin (0,05 U/μL Penicillin, 0,05 μg/μL Endkonzentration). Lagern Sie dieses vorbereitete Bildmedium bei 4 °C.</li>
	<li>Stellen Sie Heptan-Klebstoff-Lösung her. Fügen Sie etwa 0,5 ml Heptan zu einer 20 ml verschließbaren Durchstechflasche hinzu, die mit etwa 20 cm doppelseitigem Klebeband gefüllt ist. Etwa eine Stunde lang auf einem Nutator schaukeln oder mit einer Pipettenspitze umrühren, bis eine Konsistenz zwischen Wasser und Glycerin erreicht ist. Diese Lösung von gelöstem Kleber hält mehrere Tage, bevor das Heptan verdunstet. Um die Lösung aufzufrischen, fügen Sie ein zusätzliches 0,5 ml Heptan und Gestein hinzu. HINWEIS: Eine effektive Heptankleberlösung kann unter Verwendung verschiedener Verhältnisse von Heptan zu Band sowie unterschiedlicher Schaukel- / Rührdauer hergestellt werden. Die oben genannten Spezifikationen sind lediglich Vorschläge zur Vorbereitung oder Auffrischung einer solchen geeigneten Lösung.</li>
</ol>2. Embryonenentnahme – 15–17 h vor der Dissektion
<ol><li>Fügen Sie frische Hefepaste zu einer Apfelsaft-Agarplatte25 hinzu. Stellen Sie einen Embryo-Sammelkäfig auf, indem Sie erwachsene Fliegen (weniger als 10 Tage alt) in eine leere Futterflasche geben, die mit kleinen Löchern26 perforiert ist. Verschließen Sie den Sammelkäfig mit der mit Hefe versehenen Agarplatte, die an die Flasche geklebt ist, und stellen Sie den Käfig mit der Tellerseite nach unten für 1 Stunde in einen 25 °C dunklen Inkubator. HINWEIS: Die Fliegen müssen ein Transgen exprimieren, das die Gonade fluoreszierend markiert, zum Beispiel six4-eGFP::Moesin 20, da die Dissektion von Embryonen unter einemstereofluoreszierenden Mikroskop stattfindet. Siehe Tabelle der Materialien für eine Liste der Genotypen, die zur Markierung der Gonade verwendet werden.</li>
	<li>Entfernen Sie den Käfig aus dem Inkubator und verwerfen Sie diese erste Sammlung. Ersetzen Sie es durch eine frisch gehegte Agarplatte und legen Sie den Käfig für 2 Stunden wieder in den Inkubator. HINWEIS: Die erste Embryonensammlung wird verwendet, um Weibchen von befruchteten, sich entwickelnden Embryonen zu befreien, um eine eng getaktete zweite Sammlung von Embryonen zu erreichen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Agarplatte aus dem Käfig und legen Sie sie (mit Hefeseite nach oben) auf ein feuchtes Papiertuch in einem verschließbaren Kunststoffbehälter. Legen Sie diese feuchte Kammer in einen 25 ° C-Inkubator, um die Embryonen für 14,5 h zu altern (Endalter, 14,5-16,5 h nach der Eiablage). HINWEIS: Führen Sie unmittelbar vor Beginn von Schritt 2.4 die Schritte 3.1 und 3.2 aus.</li>
	<li>Entfernen Sie die Agarplatte aus dem Inkubator und fügen Sie mit einer Spritzflasche genügend Wasser in die Agarplatte ein, um die Hefepaste aufzulösen, indem Sie sie leicht mit einem Pinsel bürsten. Spülen Sie die Embryonen und die gelöste Hefe in einen kleinen Netzsiebkorb, der in einem Wiegeboot sitzt. Spülen Sie den Korb mit der Wasserspritzflasche ab, bis die meiste Hefepaste durch das Netz gefiltert ist.</li>
	<li>Entfernen Sie das Wasser vom Wiegeboot und legen Sie den Korb wieder hinein. Dechorionieren Sie die Embryonen, indem Sie sie mit einer Spritzflasche in eine 50% ige Bleichlösung tauchen. Die Bleichlösung sollte eine Tiefe von 3–5 mm haben. Halten Sie die Embryonen für ~ 2 min in Bleichmittel getaucht, mit gelegentlichem Wirbeln. VORSICHT: Bleichmittel ist korrosiv und kann Augen und Atemwege reizen oder schädigen. Tragen Sie Handschuhe und Schutzbrillen, während Sie mit Bleichmittel umgehen. HINWEIS: Führen Sie während dieser Zeit Schritt 3.3 so weit wie möglich aus. Der Dechorionationsfortschritt kann überprüft werden, indem der Korb unter ein Stereomikroskop gestellt und auf das Fehlen der dorsalen Anhängsel überprüft wird. Tauchen Sie die Embryonen bei Bedarf für zusätzliche Zeit in die Bleichlösung.</li>
	<li>Entsorgen Sie das Bleichmittel und spülen Sie die Embryonen im Korb gründlich mit Wasser aus einer Spritzflasche aus (für ~ 3 s, den Netzkorb mit Papiertüchern abtupfen; 2-3 Mal wiederholen).</li>
</ol>3. Vorbereitung auf den Tag der Sezierung
<ol><li>30 μL Insulin (10 mg/ml) in 1.500 μL präparierte Bildgebungsmedien (siehe Schritt 1.2) in einem 1,5 ml Eppendorf-Röhrchen (0,2 mg/ml Endkonzentration) geben. Gut mischen und das Rohr auf der Tischplatte lassen, um es auf Raumtemperatur auszugleichen.</li>
	<li>Bereiten Sie mit Kleber beschichtete Deckglasstreifen vor.<ol>
<li>Verwenden Sie ein Messer mit Diamantspitze, um ein 22 mm x 22 mm großes Deckglas in vier gleich große Streifen zu schneiden (Abbildung 1A).</li>
		<li>Verwenden Sie eine Pinzette, um einen Streifen aufzunehmen und insgesamt etwa 30 μL Heptankleberlösung auf beiden Seiten des Bandes zu verteilen (Abbildung 1B). Um eine gleichmäßige Schicht aus Leimrückständen zu erreichen, neigen Sie den Streifen in verschiedenen Winkeln, während das Heptan verdunstet.</li>
		<li>Lagern Sie den mit Leim überzogenen Streifen in einem leeren Schlitz einer Deckglasschachtel; Um seine Klebrigkeit zu erhalten, platzieren Sie den Streifen in einer schrägen, aber aufrechten Position und lehnen Sie sich an die Kanten des Kastens, um den Kontakt mit den Kastenoberflächen zu minimieren (Abbildung 1C). Schließen Sie die Box, damit Partikel in der Luft den Kleber nicht beschichten und seine Klebrigkeit verringern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Legen Sie die folgenden Gegenstände auf die Tischplatte: eine 6-Zoll-Pasteur-Pipette aus Glas, einen Objektträger, eine P200- und eine P1000-Pipette mit den entsprechenden Pipettenspitzen, Ringer-Lösung27 (pH-Wert eingestellt auf 7,3 mit NaOH) und eine unbedeckte, Poly-D-Lysin-beschichtete 35-mm-Bildschale.</li>
	<li>Übertragen Sie Embryonen aus dem Netzsiebkorb in ein kleines Uhrenglas, das mit 500–750 μL Heptan gefüllt ist.<ol>
<li>Die Seiten und den Boden des Korbes mit einem Taschentuch trocken tupfen. Befeuchten Sie einen Pinsel im Heptan, berühren Sie den Pinsel mit den Embryonen (die hydrophobe Vitellinmembran sollte an den Borsten haften) und tauchen Sie den Pinsel wieder in das Heptan im Uhrenglas (Embryonen sollten zu Boden sinken). HINWEIS: Die nächsten Schritte müssen so schnell wie möglich durchgeführt werden, um ein Austrocknen der Embryonen zu verhindern. Embryonen sollten nicht länger als 20 s der Luft ausgesetzt werden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Die Embryonen werden mit einer Pasteur-Pipette auf den Objektträger übertragen (Abbildung 1D). Ziehen Sie Embryonen langsam in die Pipette und beschränken Sie sie auf den schmalen Teil der Pipette. Pipettenembryonen langsam auf den Objektträger, so dass sie sich direkt in der Spitze der Pipette aggregieren, bevor sie auf den Objektträger fließen. Drehen Sie die Ecke eines Gewebewischtuchs in eine feine Spitze und leiten Sie Heptan von Embryonen auf dem Objektträger ab. Sie aggregieren und bedecken eine kleinere Fläche, wodurch es einfacher wird, sie im nächsten Schritt auf einem mit Leim bedeckten Streifen zu erfassen.</li>
	<li>Nehmen Sie mit einer Pinzette einen mit Leim bedeckten Streifen auf und berühren Sie ihn vorsichtig mit den Embryonen (Abbildung 1E). Legen Sie den Streifen in die Bildgebungsschüssel, mit der Embryonenseite nach oben und direkt außerhalb des Poly-D-Lysin-beschichteten Zentrums. Drücken Sie den Streifen mit einer Pinzette auf die Schale, um sicherzustellen, dass er an Ort und Stelle fixiert ist. Sofort die Schale mit 2–3,5 ml Ringer-Lösung überfluten; Tauchen Sie zuerst in die Embryonen ein, um zu verhindern, dass sie austrocknen (Abbildung 1F).</li>
</ol>4. Sezieren
HINWEIS: Diese Schritte müssen unter einem stereofluoreszierenden Mikroskop durchgeführt werden.
<ol><li>Devitellinisieren Sie 10-15 Embryonen. HINWEIS: Dies kann von zwei Embryonen für Anfänger bis zu fünfzehn Embryonen für Experten reichen.<ol>
<li>Wählen Sie Embryonen im Stadium 16 basierend auf der Darmmorphologie aus (Abbildung 2). In diesem Stadium haben Embryonen drei Darmverengungen, die vier gestapelte Darmsegmente erzeugen (Abbildung 2 B, B'). Um mit der Devitellinisierung zu beginnen, durchbohren Sie den ausgewählten Embryo an einem Ende, vorzugsweise am vorderen Ende, mit der Wolframnadel. Der Embryo kann aus seiner Vitellinmembran herausspringen, aber wenn nicht, schälte die Membran vom Embryo ab. HINWEIS: Embryonen, die zu jung sind, um sie zu sezieren, haben nicht regionalisierte Eingeweide (Abbildung 2C). Die Dissektion von Embryonen im Stadium 17 ist möglich, aber schwieriger als die Dissektion von Embryonen im Stadium 16, da sich die Kutikula in diesem Stadium zu entwickeln beginnt. Embryonen im Frühstadium 17 mit vier Darmsegmenten, die relativ zueinander verschoben sind (Abbildung 2D,D').</li>
		<li>Haken Sie die Nadel durch den Embryo in einer Region, die weit von den Gonaden entfernt ist. Übertragen Sie den hakenförmigen Embryo in die mit Polylysin beschichtete Region der Schale (von hier an einfach als "Deckblatt" bezeichnet) und ziehen Sie ihn gegen den Boden, bis er anhaftet. Wiederholen Sie diese Schritte und ordnen Sie devitellinisierte Embryonen in einer Reihe entlang der Oberseite des mit Polylysin beschichteten Deckglases an (Abbildung 3A), so dass unten viel Platz für eine weitere Sezierung bleibt. HINWEIS: Die Gonaden erscheinen als kleine sphärische Aggregate von Zellen, die je nach verwendetem Marker und Transgenkopienzahl hell fluoreszieren sollten. In diesem Stadium befinden sich die Gonaden lateral im Segment A5, bei etwa 70% -80% der Embryonenlänge von vorne. Während des gesamten Dissektionsprotokolls kann das Gewebe an der Nadel haften bleiben. Um die Nadel von den Ablagerungen zu befreien, heben Sie sie direkt über die Oberfläche der Ringer-Lösung. Die Devitellinisierung kann unordentlich sein, solange die eigentliche Gonade so wenig wie möglich gestört wird.</li>
	</ol></li>
	<li>Finesse die Gonaden aus dem Embryo und auf die Schale (Abbildung 3C,D).<ol>
<li>Filetieren Sie zuerst den Embryo, um sein Inneres freizulegen (Abbildung 3C). Schneiden Sie den Embryo von seiner Mitte durch und bewegen Sie die Nadel nach hinten zwischen den Gonaden. Necken Sie etwas inneres Gewebe heraus, da dieses viel besser an der Schale haften bleibt als die äußere Kutikula. Die Klebrigkeit des Gewebes ermöglicht es den nächsten Manipulationen, die Gonade zu enthüllen und sie am Deckglas haften zu lassen. HINWEIS: Wenn das Gewebe nicht an der Schale haftet, versuchen Sie, es an einen nicht kontaminierten Bereich des beschichteten Deckglases zu locken. Die äußeren Bereiche des Deckglases werden besonders klebrig sein. Wie in Schritt 4.1.2 erwähnt, spielt es keine Rolle, ob die Dissektionsmanipulationen zu einem verstümmelten Embryokadaver führen, solange die Gonaden unversehrt bleiben.</li>
		<li>Verwenden Sie die Nadel, um eine Gonade zu schneiden, bis ein Stück Gewebe, einschließlich der Gonade, vom verbleibenden Kadaver getrennt ist. Ziehen Sie dieses Gewebe mit der Nadel in einen frischen Bereich aus beschichtetem Deckglas und locken Sie es gegen den Boden, bis es an der Schale haftet. HINWEIS: Die beste Bildgebung wird für die Fälle erreicht, in denen die Gonade selbst direkt am Deckglas befestigt wird, anstatt indirekt über darüber liegendes Gewebe befestigt zu werden. Versuchen Sie daher, wenn das Gewebe vom Kadaver weggeführt wird, dass die Gonade zuerst den Deckslip berührt, anstatt Fremdgewebe.</li>
		<li>Entfernen Sie so viel umgebendes Gewebe wie möglich aus der Gonade (Abbildung 3D), indem Sie das anhaftende Gewebe vorsichtig mit der Nadel von der Gonade wegziehen. Vermeiden Sie es, die Gonade direkt zu berühren, da sie beschädigt werden könnte (Abbildung 4E). Um sicherzustellen, dass die Gonade ausreichend an der Schale haftet, bewegen Sie die Nadel in einer sanften kreisförmigen Bewegung um die Gonade - wenn sie sich bewegt, berühren Sie die Nadel mit dem verbleibenden anhaftenden Gewebe und richten Sie die Gonade auf einen frischen Bereich aus klebrigem Deckglas. Wiederholen Sie diesen Vorgang, bis keine Bewegung der Gonade mehr erkennbar ist.</li>
		<li>Kehren Sie zum Embryokadaver zurück und sezieren Sie die zweite Gonade. Wiederholen Sie diesen Vorgang an so vielen Embryonen wie möglich, überschreiten Sie jedoch NICHT 25 Minuten. Die Lebensfähigkeit des Gewebes wird in Ringers Lösung nach mehr als ~ 40-45 Minuten beeinträchtigt.</li>
	</ol></li>
	<li>Nachdem die Dissektionen abgeschlossen sind, verwenden Sie einen unauslöschlichen Marker, um Registrierungsmarkierungen am äußeren Rand der Bildschale hinzuzufügen, um ihre Ausrichtung während der Dissektion aufzuzeichnen.</li>
	<li>Entfernen Sie den mit Leim beschichteten Streifen von der Schale.<ol>
<li>Führen Sie den unteren Stift einer Pinzette vorsichtig unter den Streifen ein, umschließen und neigen Sie den Streifen langsam nach oben, um ihn mit so wenig Schwappen der Ringerlösung wie möglich aus der Schale zu befreien, um die Störung der anhaftenden Gonaden zu minimieren. HINWEIS: Der Streifen sollte von den sezierten Gonaden weggeneigt werden.</li>
	</ol></li>
	<li>Tragen Sie die Schale vorsichtig zum bildgebenden Mikroskop, so dass ein Schwappen der Ringerlösung vermieden wird.</li>
</ol>5. Bildgebung
<ol><li>Legen Sie die abbildende Schale in den Bühnenhalter und verwenden Sie die Eintragungszeichen, um die Schale in der ungefähren Ausrichtung wie bei der Dissektion zu platzieren. Identifizieren und fokussieren Sie mit Hilfe der Hellfeldmikroskopie und eines Objektivs mit geringem Stromverbrauch (~ 10x) jedes Stück Gewebe, das auf dem Deckglas haftet. Schalten Sie die Okulareinstellungen um, um die Fluoreszenz anzuzeigen, und scannen Sie mit den binokularen Okularen systematisch die Schale und markieren Sie die Position jeder Gonade in der Bildgebungssoftware (siehe Materialtabelle). HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Gonaden im Sichtfeld zentriert sind, bevor Sie Positionen markieren.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig die gesamte Bühnenhalterbaugruppe mit der abbildenden Schale in der Halterung, und legen Sie die Baugruppe auf die Werkbank.</li>
	<li>Ersetzen Sie die Lösung des Ringers durch die vorbereiteten bildgebenden Medien, die Insulin enthalten (siehe Schritte 1.2 und 3.1).<ol>
<li>Verwenden Sie einen P1000, um alle Ringer-Lösungen von der inneren oberen Leiste der Bildschale zu entfernen (pipettieren Sie Ringer nicht aus dem zentralen Deckglasbereich). Als nächstes wechseln Sie zu einem P200 und platzieren Sie seine Spitze direkt unter der Oberfläche der verbleibenden Ringer's in der zentralen Region. Entfernen Sie vorsichtig 50–100 μL Ringer's; Entfernen Sie NICHT die gesamte Lösung.</li>
		<li>Ziehen Sie ~ 200 μL Bildmedien auf und platzieren Sie die P200-Spitze wieder direkt unter der Oberfläche der verbleibenden Ringer-Medien, fügen Sie diese Bildgebungsmedien langsam hinzu. Als nächstes fügen Sie die verbleibenden Bildmedien (~ 1.300 μL) in die Schale hinzu, beginnend am äußersten Rand der oberen Kante. Bewegen Sie sich beim Pipettieren in Richtung der zentralen Kuppel der Flüssigkeit und verschmelzen Sie schließlich die beiden, indem Sie die Pipettenspitze über beide streichen. Legen Sie den Deckel auf die Schüssel. HINWEIS: Bildgebende Medien sollten den gesamten Innendurchmesser der Schale mit einer Tiefe von etwa 2 mm abdecken, um eine Verdunstung zu verhindern (Abbildung 4D).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Schalten Sie das Mikroskop auf ein Objektiv mit höherer Leistung (63x, 1,2 NA) um, wenden Sie die richtige Tauchflüssigkeit basierend auf dem verwendeten Objektiv an (Tauchflüssigkeitstyp und Brechungsindex für das Objektiv erforderlich) und ersetzen Sie dann die Tischhalterbaugruppe. Verwenden Sie die Hellfeldmikroskopie, um sich auf das Gewebe zu konzentrieren, das am Boden der Bildgebungsschale haftet. HINWEIS: Wenn die Bühne nicht bewegt wurde, sollte die letzte Gonade in Sicht kommen, sobald das Ziel fokussiert ist.</li>
	<li>Gehen Sie durch jede markierte Gonadenposition und passen Sie diese Position bei Bedarf an. Wählen Sie aus, welche Gonaden basierend auf Bildklarheit, Gonadengeschlecht usw. abgebildet werden sollen. Passen Sie die Bildgebungseinstellungen an (Mehrkanal, Belichtungszeiten, Laserintensitäten, Inkremente der Z-Serie, Zeitraffer mit geeigneten Intervallen usw.). Beginnen Sie mit der Bildgebung. HINWEIS: Männliche Gonaden können durch das Vorhandensein sowohl einer Nische als auch am gegenüberliegenden Ende der Gonade identifiziert werden, einem Cluster kleiner, stark kreisförmiger somatischer Zellen, die als männlich-spezifische somatische Gonadenvorläufer (msSGPs) bezeichnet werden. Wenn der Fluoreszenzmarker six4-eGFP::moesin verwendet wird, sind die Nischenzellen die zweithellsten Zellen in der Gonade, wobei die hellsten die msSGPs sind. In diesem Stadium haben weibliche Gonaden weder eine Nische noch msSGPs.</li>
</ol>

<ol>
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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+Drosophila+gonad+formation+reveals+roles+for+Six4+in+regulating+germline+and+somatic+cell+migration.">Live imaging of Drosophila gonad formation reveals roles for Six4 in regulating germline and somatic cell migration.</a> BMC Devlopmental Biology. 7, 1-9 (2007).</li><li>Sheng, X. R., Brawley, C. M., Matunis, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dedifferentiating+spermatogonia+outcompete+somatic+stem+cells+for+niche+occupancy+in+the+Drosophila+testis.">Dedifferentiating spermatogonia outcompete somatic stem cells for niche occupancy in the Drosophila testis.</a> Cell Stem Cell. 5, 191-203 (2009).</li><li>Tanentzapf, G., Devenport, D., Godt, D., Brown, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Europe+PMC+Funders+Group+integrin-dependent+anchoring+of+a+stem+cell+niche.">Europe PMC Funders Group integrin-dependent anchoring of a stem cell niche.</a> Nature Cell Biology. 9, 1413-1418 (2007).</li><li>Brady, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+technique+for+making+very+fine,+durable+dissecting+needles+by+sharpening+tungsten+wire+electrolytically+a+motorized+molluscicide+dispenser.">A simple technique for making very fine, durable dissecting needles by sharpening tungsten wire electrolytically a motorized molluscicide dispenser.</a> Bulletin of the World Health Organization. , 105-106 (1960).</li><li>Featherstone, D. E., Chen, K., Broadie, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Harvesting+and+preparing+Drosophila+embryos+for+electrophysiological+recording+and+other+procedures.">Harvesting and preparing Drosophila embryos for electrophysiological recording and other procedures.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. , (2009).</li><li>JoVE. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Embryo+and+Larva+Harvesting+and+Preparation.">Embryo and Larva Harvesting and Preparation.</a> JoVE Science Education Database. , (2020).</li><li>Cold Spring Harbor Protocols. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ringer's+solution+for+Drosophila.">Ringer's solution for Drosophila.</a> Cold Spring Harbor Protocols. , (2011).</li><li>Schuh, M., Lehner, C. F., Heidmann, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incorporation+of+Drosophila+CID/CENP-A+and+CENP-C+into+Centromeres+during+Early+Embryonic+Anaphase.">Incorporation of Drosophila CID/CENP-A and CENP-C into Centromeres during Early Embryonic Anaphase.</a> Current Biology. 17, 237-243 (2007).</li><li>Lin, B., Luo, J., Lehmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Collectively+stabilizing+and+orienting+posterior+migratory+forces+disperses+cell+clusters+in+vivo.">Collectively stabilizing and orienting posterior migratory forces disperses cell clusters in vivo.</a> Nature Communications. 11, 1-16 (2020).</li><li>Prasad, M., Jang, A. C. C., Starz-Gaiano, M., Melani, M., Montell, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protocol+for+culturing+drosophila+melanogaster+stage+9+egg+chambers+for+live+imaging.">A protocol for culturing drosophila melanogaster stage 9 egg chambers for live imaging.</a> Nature Protocols. 2, 2467-2473 (2007).</li><li>Gabay, L., Lowell, S., Rubin, L. L., Anderson, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deregulation+of+dorsoventral+patterning+by+FGF+confers+trilineage+differentiation+capacity+on+CNS+stem+cells+in+vitro.">Deregulation of dorsoventral patterning by FGF confers trilineage differentiation capacity on CNS stem cells in vitro.</a> Neuron. 40, 485-499 (2003).</li><li>Engler, A. J., Sen, S., Sweeney, H. L., Discher, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Matrix+elasticity+directs+stem+cell+lineage+specification.">Matrix elasticity directs stem cell lineage specification.</a> Cell. 126, 677-689 (2006).</li></ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Während der Gonadogenese erfährt die embryonale Gonade und insbesondere die Stammzellnische innerhalb der männlichen Gonade15 schnelle morphologische Veränderungen. Entwicklungsmechanismen, die diesen dynamischen Veränderungen zugrunde liegen, lassen sich am besten durch Live-Imaging-Techniken verstehen. Im embryonalen Stadium 17 wird die In-vivo-Bildgebung der Gonade jedoch durch den Beginn großflächiger Muskelkontraktionenunmöglich gemacht 17. Mit diesem ...

Die Drosophila melanogaster testis hat als Paradigma für unser Verständnis vieler dynamischer zellulärer Prozesse gedient. Studien dieses Modells haben Aufschluss über die Stammzellteilungsregulation 1,2,3, die Keimzellentwicklung4,5, die piRNA-Biologie 6,7,8 und die Nischenstammzell-Signalisierungsereignisse 9,10,11,12,13 gegeben. Dieses Modell ist vorteilhaft, weil es genetisch behandelbar ist14,15 und eines der wenigen ist, bei denen wir Stammzellen in ihrer natürlichen Umgebung live darstellenkönnen 3,16,17,18. Die Live-Bildgebung dieses Modells war jedoch auf adultes Gewebe und frühe Embryonalstadien beschränkt, was eine Lücke in unserem Wissen über die Gonadendynamik im späten Embryo hinterlässt, dem genauen Stadium, in dem sich die Nische zum ersten Mal bildet und zu funktionieren beginnt.
Die embryonale Gonade im Spätstadium ist eine Kugel, die aus somatischen Nischenzellen im vorderen Bereich und Keimzellen besteht, die von somatischen Gonadenzellen in hintereren Regioneneingestreut werden 19. Dieses Organ kann live in vivo bis zum frühen Embryonalstadium 17 17,20,21 abgebildet werden. Eine weitere Bildgebung wird durch die Einleitung großflächiger Muskelkontraktionen verhindert. Diese Kontraktionen sind so stark, dass sie die Gonade aus dem Bildgebungsrahmen drücken, und eine solche Bewegung kann nicht mit einer Bildgebungssoftware korrigiert werden. Unser Labor ist daran interessiert, die Mechanismen der Nischenbildung aufzudecken, die während dieser schwer fassbaren Zeit für die Live-Bildgebung auftritt. Daher haben wir einen Ex-vivo-Ansatz entwickelt, um die Gonade ab dem Embryonalstadium 16 live abzubilden, was die Untersuchung der Zelldynamik während dieser entscheidenden Phase der Gonadenentwicklung erleichtert. Frühere Arbeiten aus unserem Labor zeigen, dass diese Ex-vivo-Bildgebung in vivo Gonadenentwicklung originalgetreu rekapituliert17. Diese Technik ist die erste und einzige ihrer Art für die embryonale Gonade Drosophila.
Hier stellen wir das Dissektionsprotokoll vor, das für die Ex-vivo-Live-Bildgebung der Gonade in späten Embryonalstadien erforderlich ist. Dieses Protokoll kann mit pharmakologischen Behandlungen oder transgener Manipulation spezifischer Zelllinien innerhalb der Gonade kombiniert werden. Mit dieser Technik haben wir die Schritte der Stammzellnischenbildung erfolgreich abgebildet17. Dieser bildgebende Ansatz ist daher für das Gebiet der Stammzellbiologie von entscheidender Bedeutung, da er die Visualisierung der Anfangsstadien der Nischenbildung in Echtzeit in seiner natürlichen Umgebung ermöglicht15,17. Während diese Methode für das Gebiet der Stammzellbiologie von Vorteil ist, ist sie zusätzlich anwendbar, um dynamische Prozesse zu visualisieren, die während dieses Entwicklungszeitpunkts in der Gonade auftreten, einschließlich zellulärer Umlagerungen 22, Zelladhäsion2, 12, 23 und Zellmigration23. Dieses Sezierprotokoll wird somit unser Verständnis vieler grundlegender zellbiologischer Prozesse verbessern.

<table><tbody><tr><td>Alfa Aesar Tungsten wire</td><td>Fisher Scientific</td><td>AA10408G6</td><td>0.25mm (0.01 in.) dia., 99.95% (metals basis)</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;D. melanogaster:&lt;/em&gt; His2Av::mRFP1</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center (BDSC)</td><td>FBtp0056035</td><td>Schuh, Lehner, &amp;amp; Heidmann, Current Biology, 2007</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;D. melanogaster: nos&lt;/em&gt;-lifeact::tdtomato</td><td>Gift from Ruth Lehmann Lab</td><td></td><td>Lin, Luo, &amp;amp; Lehmann, Nature Communications, 2020: nos5&#039;- Lifeact-tdtomato p2a tdkatushka2 Caax nos3&#039;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;D. melanogaster: P-Dsix4-eGFP::Moesin&lt;/em&gt;</td><td></td><td>FBtp0083398</td><td>Sano et al., PLoS One, 2012</td></tr><tr><td>Diamond-tipped knife</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Double-sided tape</td><td>Scotch</td><td>665</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>GIBCO</td><td>10082</td><td></td></tr><tr><td>Imaging dish</td><td>MatTek</td><td>P35GC-1.5-14-C</td><td></td></tr><tr><td>Imaging software</td><td>Molecular Devices</td><td></td><td>MetaMorph Microscopy Automation and Image Analysis Software v7.8.4.0</td></tr><tr><td>Insulin, bovine</td><td>Sigma</td><td>l0516</td><td>Store aliquots at 4 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Needle holder</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-955</td><td></td></tr><tr><td>Nytex basket</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/streptomycin</td><td>Corning</td><td>30-002-Cl</td><td></td></tr><tr><td>Ringer&#039;s solution</td><td></td><td></td><td>2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 130 mM NaCl, 5mM KCl, 36 mM Sucrose, 5mM Hepe&amp;rsquo;s Buffer; adjusted with NaOH until pH of 7.3 is achieved</td></tr><tr><td>Schneider&#039;s Insect Media</td><td>GIBCO</td><td>21720-024</td><td></td></tr></tbody></table>

dissection and live-imaging of the late embryonic drosophila gonad

Die männliche embryonale Gonade Drosophila melanogaster ist ein vorteilhaftes Modell, um verschiedene Aspekte der Entwicklungsbiologie zu untersuchen, einschließlich, aber nicht beschränkt auf die Entwicklung von Keimzellen, die piRNA-Biologie und die Nischenbildung. Hier stellen wir eine Seziertechnik vor, um die Gonade ex vivo in einer Zeit live abzubilden, in der die Live-Bildgebung in vivo höchst ineffektiv ist. Dieses Protokoll beschreibt, wie man Embryonen in eine Bildgebungsschale transferiert, geeignete männliche Embryonen auswählt und die Gonade aus ihrem umgebenden Gewebe seziert, während ihre strukturelle Integrität erhalten bleibt. Nach der Dissektion können Gonaden mit einem konfokalen Mikroskop abgebildet werden, um dynamische zelluläre Prozesse zu visualisieren. Das Sezierverfahren erfordert präzises Timing und Geschicklichkeit, aber wir geben Einblicke, wie häufige Fehler vermieden und diese Herausforderungen überwunden werden können. Unseres Wissens ist dies das erste Dissektionsprotokoll für die embryonale Drosophila-Gonade und ermöglicht Live-Imaging während eines ansonsten unzugänglichen Zeitfensters. Diese Technik kann mit pharmakologischen oder zelltypspezifischen transgenen Manipulationen kombiniert werden, um dynamische Prozesse zu untersuchen, die innerhalb oder zwischen den Zellen in ihrer natürlichen Gonadenumgebung ablaufen.

Wir veranschaulichen die Zubereitung der bildgebenden Schale in Abbildung 1, wie unter "Tag der Dissektionsvorbereitung" beschrieben. Diese Methoden sollten letztendlich dazu führen, dass gut hydrierte Embryonen an einem Deckglasstreifen haften, der vorübergehend am Boden der Schale befestigt und in Ringers Lösung eingetaucht wird (Abbildung 1F). Ein Messer mit Diamantspitze ermöglicht es, einen 22 x 22 mm großen Deckschlitten sauber in drei bis vier kleine...

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Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad

Hier stellen wir ein Sezierprotokoll zur Verfügung, das erforderlich ist, um die spätembryonale Drosophila-Gonade live zu fotografieren. Dieses Protokoll ermöglicht die Beobachtung dynamischer zellulärer Prozesse unter normalen Bedingungen oder nach transgener oder pharmakologischer Manipulation.

Dissektion und Live-Imaging der späten embryonalen Drosophila-Gonade

The Drosophila melanogaster male embryonic gonad is an advantageous model to study various aspects of developmental biology including, but not limited to, ...

dissection-and-live-imaging-of-the-late-embryonic-drosophila-gonad

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad

3.2K Aufrufe.  University of Pennsylvania. Hier stellen wir ein Sezierprotokoll zur Verfügung, das erforderlich ist, um die spätembryonale Drosophila-Gonade live zu fotografieren. Dieses Protokoll ermöglicht die Beobachtung dynamischer zellulärer Prozesse unter normalen Bedingungen oder nach transgener oder pharmakologischer Manipulation.

Serie: Dissection and Live-Imaging of the Late Embryonic Drosophila Gonad

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

Live-Bilder aus dem<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupal Augen

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

Forschung

Entwicklungsbiologie

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

Langfristige Live-Imaging von<em&gt; Drosophila</em&gt; Augen Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

Live-Imaging von Gliazellen Migration in der Drosophila Eye Imaginalscheibe

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

Biologie

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Visualizing developing organ formation as well as progession and treatment of disease often heavily relies on the ability to optically interrogate molecular and functional changes in intact living organisms. Most existing optical imaging methods are inadequate for imaging at dimensions that lie between the penetration limits of modern optical microscopy (0.5-1mm) and the diffusion-imposed limits of optical macroscopy (&gt;1cm) [1]. Thus, many important model organisms, e.g. insects, animal embryos or small animal extremities, remain inaccessible for in-vivo optical imaging. 
Although there is increasing interest towards the development of nanometer-resolution optical imaging methods, there have not been many successful efforts in improving the imaging penetration depth. The ability to perform in-vivo imaging beyond microscopy limits is in fact met with the difficulties associated with photon scattering present in tissues. Recent efforts to image entire embryos for example [2,3] require special chemical treatment of the specimen, to clear them from scattering, a procedure that makes them suitable only for post-mortem imaging. These methods however evidence the need for imaging larger specimens than the ones usually allowed by two-photon or confocal microscopy, especially in developmental biology and in drug discovery.
We have developed a new optical imaging technique named Mesoscopic Fluorescence Tomography [4], which appropriate for non-invasive in-vivo imaging at dimensions of 1mm-5mm. The method exchanges resolution for penetration depth, but offers unprecedented tomographic imaging performance and it has been developed to add time as a new dimension in developmental biology observations (and possibly other areas of biological research) by imparting the ability to image the evolution of fluorescence-tagged responses over time. As such it can accelerate studies of morphological or functional dependencies on gene mutations or external stimuli, and can importantly, capture the complete picture of development or tissue function by allowing longitudinal time-lapse visualization of the same, developing organism.
The technique utilizes a modified laboratory microscope and multi-projection illumination to collect data at 360-degree projections. It applies the Fermi simplification to Fokker-Plank solution of the photon transport equation, combined with geometrical optics principles in order to build a realistic inversion scheme suitable for mesoscopic range. This allows in-vivo whole-body visualization of non-transparent three-dimensional structures in samples up to several millimeters in size.
We have demonstrated the in-vivo performance of the technique by imaging three-dimensional structures of developing Drosophila tissues in-vivo and by following the morphogenesis of the wings in the opaque Drosophila pupae in real time over six consecutive hours.

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Mesoscopic fluorescence tomography operates beyond the penetration limits of tissue-sectioning fluorescence microscopy. The technique is based on multi-projection illumination and a photon transport description. We demonstrate in-vivo whole-body 3D visualization of the morphogenesis of GFP-expressing wing imaginal discs in Drosophila melanogaster.

Mesoscopic Fluoreszenz-Tomographie für In-vivo Imaging der Entwicklungsländer Drosophila</em

Visualizing  developing organ formation as well as progession and treatment of disease often  heavily relies on the ability to optically interrogate ...

Live Dissection of Drosophila Embryos: Streamlined Methods for Screening Mutant Collections by Antibody Staining

Drosophila embryos between stages 14 and 17 of embryonic development can be readily dissected to generate "fillet" preparations. In these preparations, the central nervous system runs down the middle, and is flanked by the body walls. Many different phenotypes have been examined using such preparations. In most cases, the fillets were generated by dissection of antibody-stained fixed whole-mount embryos. These "fixed dissections" have some disadvantages, however. They are time-consuming to execute, and it is difficult to sort mutant (GFP-negative) embryos from stocks in which mutations are maintained over GFP balancer chromosomes. Since 2002, our group has been conducting deficiency and ectopic expression screens to identify ligands for orphan receptors. In order to do this, we developed streamlined protocols for live embryo dissection and antibody staining of collections containing hundreds of balanced lines. We have concluded that it is considerably more efficient to examine phenotypes in large collections of stocks by live dissection than by fixed dissection. Using the protocol described here, a single trained individual can screen up to 10 lines per day for phenotypes, examining 4-7 mutant embryos from each line under a compound microscope. This allows the identification of mutations conferring subtle, low-penetrance phenotypes, since up to 70 hemisegments per line are scored at high magnification with a 40X water-immersion lens.

Live Dissection of Drosophila Embryos: Streamlined Methods for Screening Mutant Collections by Antibody Staining

We describe a streamlined protocol for generating "fillet" preparations of Drosophila embryos of specific genotypes. This protocol allows efficient execution of a variety of genetic screens. It also allows excellent visualization of structures in the late embryo.

Live-Präparation Drosophila Embryos: Optimierte Verfahren für das Screening Mutant Sammlungen von Antikörper-Färbung

Drosophila embryos between stages 14 and 17 of embryonic development can be readily dissected to generate "fillet" preparations.  In these preparations, ...

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A remarkable example is given by sensory epithelia, where cells of the same or distinct identities are brought together via cell-cell adhesion showing highly organized planar patterns. Cells align to one another in the same direction and display equivalent polarity over large distances. This organization of the mature epithelia is established over the course of morphogenesis. To understand how the planar arrangement of the mature epithelia is achieved, it is crucial to track cell orientation and growth dynamics with high spatiotemporal fidelity during development in vivo. Robust analytical tools are also essential to identify and characterize local-to-global transitions. The Drosophila pupa is an ideal system to evaluate oriented cell shape changes underlying epithelial morphogenesis. The pupal developing epithelium constitutes the external surface of the immobile body, allowing long-term imaging of intact animals. The protocol described here is designed to image and analyze cell behaviors at both global and local levels in the pupal abdominal epidermis as it grows. The methodology described can be easily adapted to the imaging of cell behaviors at other developmental stages, tissues, subcellular structures, or model organisms.

Imaging and Analysis of Tissue Orientation and Growth Dynamics in the Developing Drosophila Epithelia During Pupal Stages

This protocol is designed for the imaging and analysis of the dynamics of cell orientation and tissue growth in the Drosophila abdominal epithelia as the fruit fly undergoes metamorphosis. The methodology described here can be applied to the study of different developmental stages, tissues, and subcellular structures in Drosophila or other model organisms.

Bildgebung und Analyse der Gewebeorientierung und Wachstumsdynamik in der Entwicklung drosophila Epithelia während der Pupal-Stadien

Within multicellular organisms, mature tissues and organs display high degrees of order in the spatial arrangements of their constituent cells. A ...

Bildgebung von lebenden Hirnexplantaten von Drosophila melanogaster Larven des dritten Stadiums

Live-Cell Imaging of Drosophila melanogaster Third Instar Larval Brains

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a differentiating ganglion mother cell (GMC), which will undergo one additional division to give rise to two neurons or glia. Studies in NBs have uncovered the molecular mechanisms underlying cell polarity, spindle orientation, neural stem cell self-renewal, and differentiation. These asymmetric cell divisions are readily observable via live-cell imaging, making larval NBs ideally suited for investigating the spatiotemporal dynamics of asymmetric cell division in living tissue. When properly dissected and imaged in nutrient-supplemented medium, NBs in explant brains robustly divide for 12-20 h. Previously described methods are technically difficult and may be challenging to those new to the field. Here, a protocol is described for the preparation, dissection, mounting, and imaging of live third-instar larval brain explants using fat body supplements. Potential problems are also discussed, and examples are provided for how this technique can be used.

Autor im Rampenlicht: Untersuchung der asymmetrischen Zellteilungsdynamik: Ein Protokoll für die Live-Bildgebung von Drosophila-Larven-Hirnexplantaten 

Here, we discuss a workflow to prepare, dissect, mount, and image live explant brains from Drosophila melanogaster third instar larvae to observe the cellular and subcellular dynamics under physiological conditions.

Lebendzell-Bildgebung von Drosophila melanogaster im dritten Stadium des Larvengehirns

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a ...

Real-Time Imaging of Germline Stem Cells in Drosophila Ex Vivo Germaria Culture

Extended Live Imaging of Female Drosophila melanogaster Germline Stem Cell Niches

Live imaging methods allow the analysis of dynamic cellular processes in detail and in real-time. The Drosophila ovary represents an excellent model to explore the dynamics of a myriad of developmental processes, such as cell division, stemness, differentiation, migration, apoptosis, autophagy, cellular adhesion, etc., over time. Recently, we have implemented an extended ex vivo culture and live imaging of the female Drosophila GSC niche. Using a Drosophila line harboring a GFP::Par-1 transgene as an example, this method allows the visualization of the GSCs&#39; asymmetric division within their niche and the description of the changes in the spectrosome morphology along the cell cycle. Here, we present a detailed protocol for the ex vivo culture of Drosophila germaria, enabling prolonged visualization of the female GSC niche. Importantly, this protocol is broadly applicable to live imaging GSCs with multiple fluorescently tagged proteins of interest that are available in stock centers and/or in the Drosophila research community.

Here, we provide a detailed protocol to perform live imaging of the asymmetric division of germline stem cells (GSCs) in the Drosophila ovarian niche. We use a transgenic line that ubiquitously expresses a green fluorescent protein (GFP) fusion of the spectrosome protein Par-1.

Live imaging methods allow the analysis of dynamic cellular processes in detail and in real-time. The Drosophila ovary represents an excellent model to ...

Dissektion und Live-Imaging der späten embryonalen Drosophila-Gonade

Zusammenfassung

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Kapitel in diesem Video

Live-Bilder aus dem

Langfristige Live-Imaging von

Live-Imaging von Gliazellen Migration in der Drosophila Eye Imaginalscheibe

Mesoscopic Fluoreszenz-Tomographie für In-vivo Imaging der Entwicklungsländer Drosophila

Live-Präparation Drosophila Embryos: Optimierte Verfahren für das Screening Mutant Sammlungen von Antikörper-Färbung

Bildgebung und Analyse der Gewebeorientierung und Wachstumsdynamik in der Entwicklung drosophila Epithelia während der Pupal-Stadien

Lebendzell-Bildgebung von Drosophila melanogaster im dritten Stadium des Larvengehirns

Lebendzell-Bildgebung von Drosophila melanogaster im dritten Stadium des Larvengehirns

Lebendzell-Bildgebung von Drosophila melanogaster im dritten Stadium des Larvengehirns

Extended Live Imaging of Female Drosophila melanogaster Germline Stem Cell Niches