Uso del catéter Hickman para el acceso vascular a largo plazo en un modelo porcino preclínico

Resumen

Se describe un enfoque fiable y reproducible para la inserción y el mantenimiento de un catéter Hickman tunelizado para el acceso vascular a largo plazo en cerdos. La colocación de un catéter venoso central permite la toma de muestras diarias de sangre entera de animales despiertos y la administración intravenosa de medicamentos y líquidos.

Resumen

Los catéteres venosos centrales (CVC, por sus siglas en inglés) son dispositivos invaluables en la investigación con animales grandes, ya que facilitan una amplia gama de aplicaciones médicas, incluida la monitorización de la sangre y la administración confiable de líquidos y medicamentos intravenosos. Específicamente, el catéter Hickman multilumen (HC) tunelizado se usa comúnmente en modelos porcinos debido a sus menores tasas de extracción y complicaciones. A pesar de tener menos complicaciones en relación con otros CVC, la morbilidad relacionada con la HC presenta un desafío significativo, ya que puede retrasar significativamente o afectar negativamente los estudios en curso. La correcta inserción y mantenimiento de los HC es primordial para prevenir estas complicaciones, pero no existe consenso sobre las mejores prácticas. El propósito de este protocolo es describir de manera exhaustiva un enfoque para la inserción y el mantenimiento de un HC tunelizado en cerdos que mitigue las complicaciones y la morbilidad relacionadas con el HC. El uso de estas técnicas en cerdos >100 ha dado como resultado líneas permeables sin complicaciones de hasta 8 meses y sin mortalidad relacionada con el catéter o infección del sitio quirúrgico ventral. Este protocolo ofrece un método para optimizar la vida útil del HC y una guía para abordar los problemas durante su uso.

Introducción

El papel indispensable de los catéteres venosos centrales (CVC) en la atención al paciente se debe a su conveniencia, perfil de seguridad favorable y versatilidad¹. Las funciones de un CVC incluyen el acceso confiable para la nutrición parenteral total, el trasplante de células madre hematopoyéticas, la plasmaféresis/aféresis y la administración eficiente de líquidos, sangre o cofármacos². En medicina veterinaria, los CVC también minimizan las molestias de los animales mediante la rápida dilución de fármacos irritantes y la toma de muestras de sangre sin necesidad de repetir la venopunción³. A pesar de sus amplias aplicaciones, el uso de CVC en la investigación con animales grandes todavía presenta varios desafíos considerables⁴.

La colocación percutánea de CVC a través de una guía o un catéter introductor puede ser difícil para los investigadores no veterinarios, especialmente en animales con estructuras venosas profundas⁵. Una técnica de instalación inadecuada del CVC puede dar lugar a una colocación inadvertida en estructuras cercanas, lo que requiere la colocación guiada por ecografía o una radiografía posterior al procedimiento de la posición⁶. Sin embargo, en comparación con los quirófanos humanos, los ultrasonidos no están disponibles en muchos laboratorios de investigación con animales grandes. Además, el uso prolongado de catéteres permanentes puede provocar la torcedura de la vía, la punción, la infección o la extracción por parte de los animales, con la posible interrupción del tratamiento oportuno, el seguimiento clínico y los resultados de la investigación ^4,7. El reemplazo del CVC requiere recursos adicionales, incluida la adquisición de material, la programación quirúrgica, el tiempo de ayuno y el acceso radiográfico. Por lo tanto, las complicaciones relacionadas con el CVC pueden crear importantes barreras técnicas y financieras o una interrupción de la investigación traslacional productiva, especialmente en cerdos. La contaminación por alimentos o heces, el rascado contra las paredes de la jaula y las patadas en los sitios de irritación pueden comprometer un CVC, y el riesgo de complicaciones relacionadas con el CVC se amplifica con el uso a largo plazo. Por lo tanto, el mantenimiento seguro y sin complicaciones de un CVC en cerdos requiere una cuidadosa consideración de la elección, colocación, sujeción, protección, saneamiento y vigilancia del CVC.

El catéter Hickman (HC) utilizado en este protocolo es un CVC tunelizado con un manguito de poliéster y de uno a tres lúmenes, que se utiliza comúnmente para el acceso intravenoso a largo plazo en humanos y animales 1,4,8,9. El abordaje del catéter tunelizado se asoció con menores tasas de complicaciones y costos de mantenimiento en relación con las variaciones no tunelizadas^10,11,12. El manguito reduce la extracción de HC al incorporarse a los tejidos subcutáneos que rodean el sitio de salida de la piel. El diseño multilúmenes también permite separar la administración de medicamentos y las extracciones de sangre, minimizando así la contaminación y la inexactitud de las muestras de sangre. A pesar de esto, el uso de HC no está exento de desafíos, los más comunes incluyen fractura, migración, oclusión e infección^13,14,15,16. Por lo tanto, la instalación y el mantenimiento adecuados de un HC son habilidades indispensables cuando se utilizan en la investigación traslacional. Sin embargo, la literatura actual ofrece poca orientación sobre las mejores prácticas para el uso de HC en cerdos durante ensayos a largo plazo ^5,6,17.

El propósito de este estudio es esbozar un enfoque optimizado para la inserción de HC en la vena yugular interna (IJV), la sujeción de la piel y la protección duradera que minimice las complicaciones y molestias a largo plazo relacionadas con el catéter en cerdos. Se incluye un análisis de las consideraciones importantes para el uso de HC, los posibles desafíos que pueden surgir y las modificaciones que pueden mejorar la calidad de este enfoque.

Protocolo

Todos los procedimientos con animales se llevaron a cabo de acuerdo con un protocolo animal aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Johns Hopkins. Las cepas de cerdos machos y hembras que se someten a la colocación de HC incluyen cerdos miniatura de la colonia porcina del Hospital General de Massachusetts (MGH), cerdos de Yucatán y cerdos cruzados de Yorkshire de un proveedor agrícola (20-40 kg). Los cerdos tenían entre 3 y 10 meses de edad cuando se colocó el HC. El HC puede colocarse en cualquier momento en relación con el procedimiento experimental del animal. Sin embargo, se recomienda colocarlo previamente para permitir la recolección de valores sanguíneos basales. También se recomienda dar a los cerdos al menos un período de aclimatación de 1 semana antes de someterse a cualquier manipulación experimental.

1. Planificación preoperatoria

1. Antes de la cirugía, pídale a un veterinario que realice una evaluación clínica exhaustiva de todos los animales.
2. Ayunar a los animales (sin alimentos sólidos) al menos 12 h antes del procedimiento. Proporcione agua ad libitum en todo momento. Pesar a los animales para la administración controlada de medicamentos.
3. El día de la cirugía, sedar a los animales con ketamina (20-30 mg/kg) y xilacina (2-3 mg/kg por vía intramuscular [IM]) mezclados en una sola jeringa. Si es necesario, administre agentes sedantes (ketamina y xilacina) lentamente por vía intravenosa [IV]. Use un ungüento oftálmico estéril en los ojos para evitar la desecación mientras está bajo anestesia.
4. Colocar un catéter intravenoso en una vena marginal del oído y administrar líquido de mantenimiento a 5-10 ml/(kg∙h) de solución salina al 0,9% o solución de ringers lactato (LRS) durante todo el procedimiento.
5. Cuando el animal esté en decúbito dorsal, colocar un tubo endotraqueal de tamaño adecuado, conectarlo a la máquina de anestesia y colocar ventilación a mano (mantenido con isoflurano al 0,5-3% con 1-2 L_{O 2}/min).
6. Administrar analgesia preventiva (0,02 mg/kg de buprenorfina IV); Administre dosis adicionales de buprenorfina durante la operación según sea necesario. Administrar antibióticos profilácticos (20-22 mg/kg de cefazolina IV) 10 min antes del inicio de la cirugía y de nuevo cada 90 min intraoperatoriamente. Administrar protonix (0,5-1,0 mg/kg IV) y citrato maropitant (1 mg/kg IV) una vez antes del inicio de la cirugía.
7. Afeitar el cuello ventral y dorsal, que servirá como sitio para la colocación del catéter venoso central. Realizar la preparación preliminar del área quirúrgica con un exfoliante de clorhexidina.
8. Confirme que el cerdo se encuentra dentro de un plano apropiado de anestesia quirúrgica. Evalúe la profundidad anestésica probando el tono palpebral y mandibular. Si es necesario, aumente el anestésico inhalante o administre agentes sedantes adicionales (como ketamina) por vía intravenosa lentamente para que surta efecto.
9. Transfiera los cerdos a la mesa de operaciones.

2. Seguimiento intraoperatorio

1. Mientras esté bajo anestesia de mantenimiento, controle continuamente la frecuencia cardíaca y la electrocardiografía, la presión arterial no invasiva, la oximetría de pulso, la capnografía y la temperatura esofágica o rectal, registrando al menos cada 15 minutos.
   1. Controle la presión arterial de forma no invasiva a través de un manguito de presión arterial en una extremidad o en la cola.
   2. Use un ventilador para regular con mayor precisión la respiración y la administración de anestesia inhalante. Para los parámetros del ventilador, asegúrese de que el volumen corriente esté en el rango de 5-10 ml/kg. Ajustar la frecuencia respiratoria a lo largo del procedimiento en respuesta a la profundidad anestésica del animal; Ajuste el límite de presión máxima a 20 mmHg.
2. Use una manta o almohadilla de aire caliente con temperatura regulada durante toda la operación para evitar la hipotermia.

3. Preparación quirúrgica

1. Designe al menos dos personas para que sean estériles (cirujano y asistente) y al menos dos personas para que no sean estériles (circulador y anestesista).
2. Bajo anestesia general, coloque al cerdo en decúbito ventral en la mesa de operaciones con las patas aseguradas para su estabilización (Figura 1).
3. Preparar asépticamente el campo quirúrgico con tres exfoliantes alternos de clorhexidina y etanol al 70%, seguidos de un ionóforo en la superficie de la piel durante un tiempo mínimo de contacto de 10 min. Realice una preparación estéril de las dos áreas siguientes:
   1. En el lado ventral, se extienden desde el ángulo de la mandíbula hasta la mitad del esternón y se extienden bilateralmente hasta el borde lateral del esternocleidomastoideo. Coloque toallas estériles a lo largo de los bordes del área estérilmente preparada.
   2. En el lado dorsal, prepare el cuello dorsolateral ipsilateral al IJV objetivo. Coloque toallas estériles debajo del cuello dorsal y por encima del campo dorsal para mantener la esterilidad mientras trabaja en el campo ventral.
4. Coloque una cortina estéril sobre los cerdos. Corta un área rectangular en la cortina para exponer el campo ventral.
5. En una mesa separada con cubierta estéril, conecte el HC de doble lumen a una pieza introductora larga.
   1. Atornille las claves en los adaptadores Luer Lock al final de cada línea de lúmenes (ancho: rojo; estrecho: blanco). Enjuague las líneas rojas y blancas con 10 ml de solución salina al 0,9 %. A continuación, sujeta ambas líneas.

4. Identificación y preparación de la vena yugular interna

1. En el campo ventral, realizar una incisión de 4 cm entre la tráquea y el borde medial del esternocleidomastoideo (Figura 2). Divida el platisma y diseccione el tejido conectivo para revelar el IJV en el borde lateral del músculo esternocleidomastoideo.
2. Aísle 3-4 cm del IJV dividiendo sus ramas con lazos de sutura no absorbibles recubiertos y trenzados 4-0. Diseccionar circunferencialmente lejos del tejido conectivo circundante. Cree dos lazos de sutura no absorbibles recubiertos y trenzados para suspender y estabilizar el IJV durante la inserción del catéter (Figura 3).
   1. En el extremo craneal de la IJV, pase dos veces por debajo del vaso un lazo de sutura no absorbible recubierto y trenzado para crear un bucle a su alrededor.
   2. En el extremo caudal de la IJV, pase una atadura de sutura no absorbible recubierta y trenzada una vez por debajo del vaso para crear un cabestrillo.
3. Libere la tracción de las ataduras de sutura. Coloque una gasa estéril empapada en solución salina en el sitio quirúrgico para proteger el vaso y mantener la ubicación de la atadura.

5. Preparación del sitio de salida del catéter

1. Reposicione a los cerdos a través de la inclinación lateral hacia el lado no quirúrgico para exponer el campo quirúrgico dorsal ipsilateral. Vuelva a asegurar las extremidades (Figura 4).
2. Con un bisturí de hoja #10, realice una punción de 0,5 cm en la piel en el sitio de salida del catéter deseado, 3 cm lateral a la columna vertebral y 5 cm caudal a la cabeza (Figura 5).

6. Introducción y tunelización del catéter

1. En el campo ventral, retire la gasa húmeda y vuelva a identificar el segmento aislado del IJV. Elija un sitio de entrada objetivo para introducir el catéter por vía subcutánea. Asegúrese de que esté a la misma profundidad que el IJV, más profundo que el esternocleidomastoideo y entre las dos ataduras de sutura no absorbibles recubiertas y trenzadas (Figura 6).
   NOTA: Los patrones subcuticulares deben tener nudos de sutura enterrados debajo de la piel. Debido a que las suturas dérmicas profundas se anudan varias veces para garantizar la estabilidad y el mantenimiento, ocasionalmente ocupan un espacio más grande de lo deseado y pueden quedar expuestas a través de la piel. Esta pequeña área de exposición no es de gran preocupación, y la piel debe sanar adecuadamente a pesar de esta pequeña área de exposición.
2. Coloque la mano dominante en el campo quirúrgico dorsal y la mano no dominante en el campo quirúrgico ventral. Sostenga el introductor HC en el campo quirúrgico dorsal. Suspenda la longitud restante del catéter en el aire por encima del campo estéril.
3. Inserte el introductor en el sitio de punción de salida con la mano dominante, apuntando la punta del dispositivo hacia la mano no dominante en el campo ventral.
4. Empuje la punta del introductor superficial y medialmente para hacer un túnel del catéter a través del tejido adiposo, sintiendo la aparición de la punta con la mano no dominante. Una vez que la punta emerge en el sitio de entrada objetivo, tire del introductor y el catéter a través del túnel subcutáneo hasta que el manguito de la vía principal esté justo debajo de la superficie de la piel en el campo dorsal.
5. Corta el introductor de la línea. Vuelva a colocar la gasa húmeda en el sitio quirúrgico ventral.

7. Inserción del catéter

1. Vuelva a colocar a los cerdos en posición supina. Vuelva a asegurar las extremidades, reemplace los guantes estériles y retire la gasa del sitio quirúrgico ventral.
2. Sujete los extremos de las ataduras de sutura no absorbibles recubiertas y trenzadas craneales y caudales. Apoye las abrazaderas en las cortinas de modo que el segmento IJV quede ligeramente elevado.
3. Corte el extremo del catéter aproximadamente a la longitud a la que llegaría a 1/3 de la longitud del esternón del cerdo.
   NOTA: Minimice la manipulación de la punta del catéter seccionando la punta con un solo corte perpendicular a la línea para evitar la fragmentación u obstrucción de la línea. Una vez insertado, el HC debe estar dentro de la vena cava superior, inmediatamente craneal a la aurícula derecha (Figura 7).
4. Con unas pinzas de Adson-Brown, agarre la mitad del segmento aislado del IJV. En ese mismo punto, haga un corte a la mitad del recipiente con unas tijeras Metzenbaum curvas.
5. Mientras sostiene el segmento del IJV con las pinzas de Adson-Brown, inserte el pico de vena en el segmento caudal del vaso (Figura 6). Mientras mantiene la tensión en la sutura craneal, inserte y enhebre el extremo del catéter en el vaso caudalmente. Una vez que el catéter esté completamente insertado, anude la sutura caudal una vez para asegurar temporalmente el HC.
6. Pruebe la permeabilidad de ambas líneas fuera del campo estéril mediante extracciones de sangre y enjuagues con 3-5 ml de solución salina normal al 0,9 %, seguida de 5 ml de solución salina heparinizada de 100 unidades USP/ml.
7. Una vez confirmada la permeabilidad, anude la sutura caudal una o dos veces más para asegurar el segmento distal del IJV alrededor del catéter intravenoso. Anudar la sutura craneal una vez para ocluir el flujo sanguíneo en el segmento del IJV.
8. Cerrar el sitio quirúrgico ventral en capas: suturas interrumpidas de platisma simple con una sutura reabsorbible trenzada 3-0, y suturas subcuticulares corridas con una sutura absorbible de monofilamento 3-0.

8. Fijación del catéter

1. Desencubrir a los cerdos y recolocarlos en decúbito dorsal. Vuelva a asegurar las extremidades.
2. Fije el HC a la piel del animal en más de tres puntos para evitar el desprendimiento del catéter (Figura 8).
   1. Oriente el HC para que forme una "U".
   2. Identifique los puntos: asegúrese de que el primer punto esté a menos de 2 cm del sitio de salida, el segundo punto esté sobre la parte bifurcada del catéter, donde las líneas roja y blanca divergen, y el tercer punto esté en la parte superior de la "U" entre los dos primeros puntos.
   3. En cada punto, coloque un trozo de ~3 cm de cinta médica de 1 pulgada (pulgadas) sobre el catéter para crear un ala a cada lado. Con una sutura de polipropileno 0 sintético, monofilamento y no absorbible, asegure cada ala a la piel a través de una sola sutura interrumpida simple. En el segundo punto sobre la parte bifurcada, agregue una sola sutura interrumpida a través del espacio entre las dos líneas y asegúrese de que el nudo quede encima de la cinta para evitar irritaciones.
      NOTA: Dependiendo del tamaño del sitio de punción dorsal del cuello, se puede colocar una sutura interrumpida simple para disminuir el tamaño y minimizar el riesgo de desplazamiento involuntario del catéter fuera de la piel. Asegúrese de que el manguito alrededor del catéter permanezca subcutáneo.
   4. Pruebe la permeabilidad de las líneas blanca y roja fuera del campo estéril mediante extracciones de sangre y enjuagues con 10 ml de solución salina normal al 0,9% y 10 ml de solución salina heparinizada.
3. Crea un collar protector.
   1. Envuelva 4 en un relleno de algodón alrededor del cuello tres o cuatro veces de la siguiente manera:
      1. Comenzando en el cuello dorsal en la esquina craneal izquierda, envuelva diagonalmente hacia la esquina caudal derecha, yendo por encima o por debajo de las líneas rojas y blancas. Envuélvelo por debajo del cuello hacia la esquina caudal izquierda. Envuelva en diagonal hacia la esquina craneal derecha, por encima o por debajo de las líneas roja y blanca, y luego envuelva hasta el punto inicial en la esquina craneal izquierda. Alterna por encima y por debajo de las líneas rojas y blancas con cada envoltura subsiguiente.
         NOTA: El collar debe cubrir completamente los sitios de unión de la piel y la línea principal del HC. Solo las líneas roja y blanca deben dejarse fuera y ser accesibles.
   2. Envuelva 3 o 4 con cinta adhesiva elástica alrededor del cuello tres o cuatro veces de la misma manera que el relleno de algodón (paso 8.4.1). Si el vendaje cubre las líneas, haz una hendidura en el vendaje para acomodarlas.
      NOTA: Tenga cuidado de no envolver esta capa demasiado apretada, ya que un dedo debería poder deslizarse fácilmente debajo del collar protector circunferencialmente.
   3. Con una sutura de polipropileno sintético, monofilamento y no absorbible, sutura cada esquina al final del vendaje a las capas subyacentes para mantener su posición.
   4. Con una sutura de polipropileno no absorbible, monofilamento 0 sintético, asegure el collar a la piel atando una sutura de colchón horizontal lateral a la columna vertebral tanto en el extremo craneal como en el caudal. Asegúrese de que los nudos queden encima del vendaje.
   5. Cree una bolsa para catéter para proteger y almacenar las líneas rojas y blancas (Figura 9).
      1. Corta un trozo de cinta adhesiva elástica de ~100 cm de largo y ~7,5 cm de ancho.
      2. Mide un segmento de cinta adhesiva de ~16 cm. Dobla la cinta sobre sí misma de modo que los lados adhesivos queden uno frente al otro para crear una solapa de 16 cm con dos capas de cinta. Con la cinta restante, repita este proceso dos veces más para crear tres solapas de igual longitud en forma de "W" (Figura 10).
      3. Dobla la cola restante de cinta adhesiva sobre el borde de las tres solapas. Con la cola orientada hacia arriba, numera las solapas del 1 al 3 de arriba a abajo. Numera los lados del 1 al 4, comenzando desde el borde de la cola y moviéndote en el sentido de las agujas del reloj.
      4. En el lado 4, retire una astilla longitudinal de la solapa 2, excluyendo 1 cm en cada extremo. Asegúrese de que el ancho de la astilla sea de ~ 1 cm.
      5. Usando una sutura no absorbible recubierta y trenzada con recubrimiento 0 para realizar suturas continuas: cose los colgajos 1 y 3 juntos en el lado 4, los colgajos 1, 2 y 3 juntos en el lado 3 y los colgajos 1 y 2 juntos en el lado 2. Corta un agujero de 2 cm en el centro de la solapa 1.
   6. Con la solapa 1 hacia abajo, alinee el orificio con el punto donde las líneas salen del collar y oriente la bolsa de modo que la abertura sea caudal. Asegúrese de que la bolsa esté en la línea media o ligeramente lateral al cuello dorsal.
   7. Tira de las líneas rojas y blancas a través del agujero de la solapa 1. Asegúrese de que las líneas queden planas entre las solapas 1 y 2, con la solapa 3 hacia arriba (Figura 8).
   8. Usando una sutura de polipropileno no absorbible, monofilamento 0 sintético, asegure la bolsa al collar con una sutura simple interrumpida en cada esquina y a la mitad de cada borde. No suturar a través de la piel.

9. Cuidados postoperatorios

1. Después de recuperarse de la anestesia, regrese al cerdo a su jaula de origen. Debido a la naturaleza masticatoria de los cerdos, asegúrese de que el cerdo esté alojado individualmente para evitar que un cerdo conespecífico retire el catéter. Si se aloja junto a otros cerdos, coloque una barrera para evitar que el catéter muerda entre la jaula.
2. Durante el período postoperatorio inmediato, vigile al animal al menos una vez al día para detectar signos de dolor, infección y curación. La frecuencia respiratoria, la frecuencia cardíaca, la temperatura, la energía, el apetito y el consumo de agua son buenos indicadores de salud durante este tiempo. Administrar dosis adicionales de un analgésico (p. ej., 0,12 mg/kg de BAL de liberación sostenida con buprenorfina [SR] cada 48 h) si se presentan signos de dolor. Realizar el mantenimiento del catéter (paso 10) y la inspección visual del sitio de la cirugía diariamente, a partir del día postoperatorio (POD) 1.
   NOTA: Los investigadores que opten por adoptar esta técnica de inserción de catéter Hickman pueden modificar este procedimiento con analgesia multimodal; sin embargo, los AINE pueden alterar los hallazgos del estudio dependiendo de otros elementos del diseño experimental. Esto debe tenerse en cuenta antes de planificar el régimen de analgesia.
3. Una vez que el sitio de la cirugía del catéter esté curado, realice controles de control de mantenimiento en el animal: realice mediciones semanales del peso corporal y realice controles visuales durante el mantenimiento diario del catéter. Consulte a un veterinario si presenta signos de infección, como disminución del apetito o disminución de la energía. Si se necesitan hemogramas completos, recoja sangre de la línea roja.
   NOTA: A menudo se observa una leucocitosis caracterizada por una neutrofilia en animales infectados.

10. Mantenimiento del catéter

1. Designe la línea roja más ancha exclusivamente para las extracciones de sangre y la línea blanca más estrecha exclusivamente para la administración de medicamentos. Manipule siempre el catéter con las manos enguantadas.
   NOTA: Estas funciones pueden ser diferentes según el diseño del estudio.
2. Enjuague la línea roja (designada para la extracción de sangre) diariamente para evaluar la permeabilidad y prevenir la coagulación de la siguiente manera:
   1. Use una técnica aséptica: Limpie la clave y la punta de la jeringa con una almohadilla con alcohol entre cada paso. Si la clave o la jeringa se vuelven estériles, reemplace el material contaminado antes de continuar.
   2. Enjuague 1 ml de solución salina al 0,9 % en la vía. Confirme que el líquido pueda enjuagarse sin fuerza excesiva para evitar empujar los coágulos de la línea hacia el animal.
   3. Retire 2 ml de líquido. Confirme la permeabilidad de la línea observando que el líquido extraído es sangre de color rojo oscuro.
   4. Si es necesario extraer sangre, coloque una jeringa vacía para extraer la cantidad adecuada de sangre.
      NOTA: Si se extrae un exceso de sangre, la sangre se puede devolver al animal empujándola hacia atrás a través de la línea para disminuir la pérdida de sangre. Esto solo debe hacerse si la jeringa que contiene sangre continúa siendo manipulada con una técnica aséptica. No vuelva a colocar sangre contaminada en la vía central.
   5. Enjuague la vía con 5 ml de solución salina heparinizada de 100 USP/mL, o una cantidad necesaria para enjuagar toda la vía. Sujeta la línea. Regrese la línea a la bolsa protectora, teniendo cuidado de no doblar ni anudar la línea.
3. Enjuague la línea blanca (administración de medicamentos diseñada) diariamente para evaluar la permeabilidad y prevenir la coagulación de la siguiente manera:
   1. Utilice una técnica aséptica: limpie la clave y la punta de la jeringa con una almohadilla con alcohol entre cada paso. Si la clave o la jeringa se vuelven estériles, reemplace el material contaminado antes de continuar.
   2. Enjuague 1 ml de solución salina al 0,9 % en la vía. Confirme que el líquido pueda enjuagarse sin fuerza excesiva para evitar empujar los coágulos de la línea hacia el animal.
   3. Administre los medicamentos con esta línea a una velocidad y dilución específicas para cada medicamento. Enjuague la línea con 1-3 ml de solución salina al 0.9% entre medicamentos.
   4. Enjuague la vía con 5 ml de solución salina heparinizada de 100 USP/mL, o una cantidad necesaria para enjuagar toda la vía. Sujeta la línea. Regrese la línea a la bolsa protectora, teniendo cuidado de no doblar ni anudar la línea.
4. Revise las claves diariamente en busca de signos de disfunción, rotura o contaminación manifiesta con sangre, alimentos o heces. Si es así, reemplace la clave inmediatamente. Inspeccione visualmente la bolsa Hickman y el collar protector diariamente para asegurarse de que las suturas colocadas en los pasos 8.2 y 8.3 permanezcan intactas.

Resultados

Más de 100 cerdos se han sometido con éxito a la inserción de HC en nuestro laboratorio. El HC se puede colocar y asegurar de manera segura y correcta en menos de 1 hora con un cirujano, un asistente, un circulador y un anestesista. La bolsa del catéter tarda aproximadamente entre 15 y 20 minutos en hacerse. La técnica es sencilla y fácil de enseñar y ha sido realizada por veterinarios, residentes de cirugía y estudiantes de medicina siguiendo instrucciones supervisadas.

Los HC han per...

Discusión

Si bien los CVC cumplen una amplia gama de funciones en la investigación con animales grandes, la literatura actual carece de un enfoque consensuado para el uso seguro y sostenible en ensayos a largo plazo de más de 30 días. El procedimiento paso a paso de este protocolo para la inserción de HC, la fijación de la piel y el almacenamiento en una bolsa hecha a mano ha sido objeto de ajustes significativos para mejorar la calidad. Como tal, este protocolo presenta una técnica para el uso de HC que permite un acceso in...

Materiales

Name	Company	Catalog Number	Comments
#10 blade	Medline	MDS15110
0.9% Sterile Sodium Chloride	Baxter	2F7123
0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture	Covidien	S-196
0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture	Ethicon	8690H
1 inch Medical Tape	3M	1548S-1
10 USP units/mL Heparin flush	Becton, Dickinson and Company	306424
3-0 Braided Absorbable Suture	Covidien	SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle)
3-0 Monofilament Absorbable Suture	Covidien	SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle)
4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties	Ethicon	A303H
70% Ethanol	Vedco	VINV-IPA7
Adson tissue forceps	MPM Medical Supply	132-508
Adson-Brown forceps	MPM Medical Supply	106-2572
Air warming blanket and pad	3M Bair Hugger	UPC 00608223595770
Backhaus towel clamp	MPM Medical Supply	117-5508
Brown needle holder	MPM Medical Supply	110-1513
Buprenorphine	PAR Pharmaceutical	3003408B
Cefazolin	Hikma Farmacuetica (Portugal)	PLB 133-WES/1
Chlorhexidine	Vet One	501027
Clave	Baxter	7N8399
Cotton Padding	Medline	NON6027
Debakey forceps	MPM Medical Supply	106-5015
Elastic Adhesive Bandage Tape	3M	XH002016489
Halstead mosquito forceps	MPM Medical Supply	115-4612
Hickman Catheter	Bard Access Systems	603710
Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors	Bard Access Systems	0601690 (red), 0601680 (white), 502017
Kelly hemostatic forceps	MPM Medical Supply	115-7014
Ketamine	Vet One	383010-03
Lactated Ringers	Baxter	2B2324X
Maropitant Citrate	Zoetis	106
Mayo scissors	MPM Medical Supply	103-5014
Metzenbaum scissors	MPM Medical Supply	132-711
Pantoprazole	JH Pharmacy	NDC 0143-9284-10
Scalpel blade handle	Medline	MDS10801
Vein Pick	SAI infusion technologies	VP-10
Veterinary Ophthalmic Ointment	Dechra	IS4398
Xylazine	Vet One	510004