Uso del catetere di Hickman per l'accesso vascolare a lungo termine in un modello preclinico di suino

Riepilogo

Viene descritto un approccio affidabile e riproducibile per l'inserimento e la manutenzione di un catetere Hickman tunnelizzato per l'accesso vascolare a lungo termine nei suini. Il posizionamento di un catetere venoso centrale consente un comodo prelievo giornaliero di sangue intero da animali svegli e la somministrazione endovenosa di farmaci e fluidi.

Abstract

I cateteri venosi centrali (CVC) sono dispositivi preziosi nella ricerca sugli animali di grandi dimensioni in quanto facilitano un'ampia gamma di applicazioni mediche, tra cui il monitoraggio del sangue e la somministrazione affidabile di liquidi e farmaci per via endovenosa. In particolare, il catetere Hickman multi-lume tunnelizzato (HC) è comunemente usato nei modelli di suini a causa dei suoi minori tassi di estricazione e complicanze. Nonostante il minor numero di complicanze rispetto ad altri CVC, la morbilità correlata all'HC rappresenta una sfida significativa, in quanto può ritardare significativamente o comunque avere un impatto negativo sugli studi in corso. Il corretto inserimento e mantenimento degli HC è fondamentale per prevenire queste complicanze, ma non c'è consenso sulle migliori pratiche. Lo scopo di questo protocollo è quello di descrivere in modo esaustivo un approccio per l'inserimento e il mantenimento di un HC tunnelizzato nei suini che mitighi le complicanze e la morbilità correlate all'HC. L'uso di queste tecniche nei suini >100 ha portato a linee di perplessità senza complicanze fino a 8 mesi e nessuna mortalità correlata al catetere o infezione del sito chirurgico ventrale. Questo protocollo offre un metodo per ottimizzare la durata dell'HC e una guida per affrontare i problemi durante l'uso.

Introduzione

Il ruolo indispensabile dei cateteri venosi centrali (CVC) nella cura del paziente è dovuto alla loro praticità, al profilo di sicurezza favorevole e alla versatilità¹. Le funzioni di un CVC includono un accesso affidabile per la nutrizione parenterale totale, il trapianto di cellule staminali ematopoietiche, la plasmaferesi/aferesi e la somministrazione efficiente di liquidi, sangue o co-farmaci². In medicina veterinaria, i CVC riducono al minimo il disagio degli animali attraverso la rapida diluizione di farmaci irritanti e il prelievo di sangue senza ripetute punture vene³. Nonostante le loro ampie applicazioni, l'uso dei CVC nella ricerca su animali di grandi dimensioni presenta ancora diverse sfide considerevoli⁴.

Il posizionamento percutaneo di CVC tramite un filo guida o un catetere introduttore può essere difficile per i ricercatori non veterinari, in particolare negli animali con strutture venose profonde⁵. Una tecnica di installazione CVC impropria può comportare il posizionamento involontario in strutture vicine, rendendo necessario il posizionamento ecoguidato o una radiografia post-procedura del posizionamento⁶. Tuttavia, rispetto alle sale operatorie umane, gli ultrasuoni non sono prontamente disponibili in molti grandi laboratori di ricerca sugli animali. Inoltre, l'uso a lungo termine di cateteri a permanenza può causare l'attorcigliamento della linea, la puntura, l'infezione o l'estricazione da parte degli animali, con la possibile interruzione del trattamento tempestivo, del monitoraggio clinico e dei risultati della ricerca ^4,7. La sostituzione del CVC richiede risorse aggiuntive, tra cui l'approvvigionamento di materiali, la programmazione chirurgica, il tempo di digiuno e l'accesso radiografico. Le complicazioni legate al CVC possono quindi creare ostacoli tecnici e finanziari significativi o un'interruzione della ricerca traslazionale produttiva, in particolare nei suini. La contaminazione da cibo o feci, graffi contro le pareti della gabbia e calci nei siti di irritazione possono compromettere un CVC e il rischio di complicanze correlate al CVC è amplificato dall'uso a lungo termine. Pertanto, la manutenzione sicura e semplice di un CVC nei suini richiede un'attenta considerazione della scelta, del posizionamento, della messa in sicurezza, della protezione, dell'igiene e della sorveglianza del CVC.

Il catetere di Hickman (HC) utilizzato in questo protocollo è un CVC tunnelizzato con un bracciale in poliestere e da uno a tre lumen, comunemente utilizzato per l'accesso endovenoso a lungo termine nell'uomo e negli animali 1,4,8,9. L'approccio con catetere tunnelizzato è stato associato a tassi di complicanze e costi di manutenzione inferiori rispetto alle variazioni non tunnellizzate^10,11,12. Il bracciale riduce l'estricazione dell'HC incorporandosi nei tessuti sottocutanei che circondano il sito di uscita della pelle. Il design multi-lumen consente inoltre di separare la somministrazione dei farmaci e i prelievi di sangue, riducendo così al minimo la contaminazione e l'imprecisione del campione di sangue. Nonostante ciò, l'uso dell'HC non è privo di sfide, le più comuni delle quali includono fratture, migrazioni, occlusioni e infezioni^13,14,15,16. La corretta installazione e manutenzione di un HC sono quindi competenze indispensabili quando vengono utilizzate nella ricerca traslazionale. Tuttavia, la letteratura attuale offre poche indicazioni sulle migliori pratiche per l'uso dell'HC nei suini durante le prove a lungo termine ^5,6,17.

Lo scopo di questo studio è quello di delineare un approccio ottimizzato per l'inserimento dell'HC nella vena giugulare interna (IJV), il fissaggio della pelle e la protezione duratura che riduce al minimo le complicanze e il disagio a lungo termine correlati al catetere nei suini. È inclusa una discussione delle considerazioni importanti per l'uso dell'HC, delle potenziali sfide che possono essere incontrate e delle modifiche che possono migliorare la qualità di questo approccio.

Protocollo

Tutte le procedure sugli animali sono state condotte in conformità con un protocollo sugli animali approvato dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali della Johns Hopkins University (IACUC). I ceppi di suini maschi e femmine sottoposti a posizionamento HC includono suini in miniatura provenienti dalla colonia suina del Massachusetts General Hospital (MGH), suini dello Yucatan e suini incrociati con lo Yorkshire provenienti da un venditore agricolo (20-40 kg). I suini avevano un'età compresa tra i 3 e i 10 mesi quando è stato collocato l'HC. L'HC può essere posizionato in qualsiasi momento rispetto alla procedura sperimentale dell'animale. Tuttavia, si consiglia di posizionarlo in anticipo per consentire la raccolta dei valori ematici basali. Si raccomanda inoltre di dare ai suini un periodo di acclimatazione di almeno 1 settimana prima di sottoporsi a qualsiasi manipolazione sperimentale.

1. Pianificazione preoperatoria

1. Prima dell'intervento chirurgico, chiedi a un veterinario di eseguire un'approfondita valutazione clinica di tutti gli animali.
2. Digiunare gli animali (senza cibo solido) almeno 12 ore prima della procedura. Fornire acqua ad libitum in ogni momento. Pesare gli animali per la somministrazione controllata del farmaco.
3. Il giorno dell'intervento, sedare gli animali con ketamina (20-30 mg/kg) e xilazina (2-3 mg/kg per via intramuscolare [IM]) miscelati in un'unica siringa. Se necessario, somministrare lentamente agenti sedativi (ketamina e xilazina) per via endovenosa [IV]. Utilizzare un unguento oftalmico sterile sugli occhi per prevenire l'essiccazione durante l'anestesia.
4. Posizionare un catetere endovenoso in una vena marginale dell'orecchio e somministrare liquido di mantenimento a 5-10 mL/(kg∙h) di soluzione salina allo 0,9% o di soluzione di ringer lattati (LRS) durante la procedura.
5. Quando l'animale è in decubito dorsale, posizionare un tubo endotracheale di dimensioni adeguate, collegarlo alla macchina per anestesia e posizionare sulla mano la ventilazione (mantenuta con isoflurano allo 0,5-3% con 1-2 L O₂/min).
6. somministrare analgesia preventiva (0,02 mg/kg di buprenorfina EV); Somministrare dosi aggiuntive di buprenorfina intraoperatoria, se necessario. Somministrare antibiotici profilattici (20-22 mg/kg di cefazolina EV) 10 minuti prima dell'inizio dell'intervento chirurgico e di nuovo ogni 90 minuti intraoperatoriamente. Somministrare protonix (0,5-1,0 mg/kg EV) e citrato maropitant (1 mg/kg EV) una volta prima dell'inizio dell'intervento.
7. Radere il collo ventrale e dorsale, che servirà come sito per il posizionamento del catetere venoso centrale. Eseguire la preparazione preliminare dell'area chirurgica utilizzando lo scrub alla clorexidina.
8. Verificare che il suino si trovi all'interno di un piano appropriato di anestetico chirurgico. Valutare la profondità dell'anestetico testando il tono palpebrale e mascellare. Se necessario, aumentare l'anestetico inalante o somministrare lentamente agenti sedativi aggiuntivi (come la ketamina) per via endovenosa.
9. Trasferire i suini sul tavolo operatorio.

2. Monitoraggio intraoperatorio

1. Durante l'anestesia di mantenimento, monitorare continuamente la frequenza cardiaca e l'elettrocardiografia, la pressione arteriosa non invasiva, la pulsossimetria, la capnografia e la temperatura esofagea o rettale, registrando almeno ogni 15 minuti.
   1. Monitorare la pressione sanguigna in modo non invasivo tramite un bracciale per la pressione sanguigna su un'estremità o sulla coda.
   2. Utilizzare un ventilatore per regolare in modo più accurato la respirazione e la somministrazione di anestesia inalatoria. Per i parametri del ventilatore, assicurarsi che il volume corrente sia compreso tra 5 e 10 ml/kg. Regolare la frequenza respiratoria durante la procedura in risposta alla profondità dell'anestetico dell'animale; impostare il limite di pressione massima a 20 mmHg.
2. Utilizzare una coperta o un cuscinetto ad aria calda a temperatura regolata durante l'operazione per prevenire l'ipotermia.

3. Preparazione chirurgica

1. Designare almeno due persone sterili (chirurgo e assistente) e almeno due persone non sterili (circolatore e anestesista).
2. In anestesia generale, posizionare il suino in decubito ventrale sul tavolo operatorio con le gambe fissate per la stabilizzazione (Figura 1).
3. Preparare asetticamente il campo operatorio con tre scrub alternati di clorexidina ed etanolo al 70%, seguiti da uno ionoforo sulla superficie della pelle per un tempo minimo di contatto di 10 min. Eseguire una preparazione sterile delle seguenti due aree:
   1. Sul lato ventrale, si estendono dall'angolo della mandibola al centro dello sterno e si estendono bilateralmente fino al bordo laterale dello sternocleidomastoideo. Posizionare asciugamani sterili lungo i bordi dell'area preparata in modo sterile.
   2. Sul lato dorsale, preparare il collo dorsolaterale omolaterale all'IJV bersaglio. Posizionare asciugamani sterili sotto il collo dorsale e sopra il campo dorsale per mantenere la sterilità mentre si lavora nel campo ventrale.
4. Metti un telo sterile sui maiali. Taglia un'area rettangolare nel telo per esporre il campo ventrale.
5. Su un tavolo separato drappeggiato sterile, collegare l'HC a doppio lume a un lungo introduttore.
   1. Avvitare le clave sugli adattatori luer lock all'estremità di ciascuna linea di lumen (largo: rosso; stretto: bianco). Sciacquare le linee rosse e bianche con 10 ml di soluzione fisiologica allo 0,9%. Quindi, clamp entrambe le linee.

4. Identificazione e preparazione della vena giugulare interna

1. Nel campo ventrale, praticare un'incisione di 4 cm tra la trachea e il bordo mediale dello sternocleidomastoideo (Figura 2). Dividi il platisma e seziona il tessuto connettivo per rivelare l'IJV sul bordo laterale del muscolo sternocleidomastoideo.
2. Isolare 3-4 cm dell'IJV dividendo i suoi rami con fascette di sutura non assorbibili rivestite e intrecciate 4-0. Sezionare circonferenzialmente lontano dal tessuto connettivo circostante. Creare due fascette di sutura non assorbibili rivestite e intrecciate per sospendere e stabilizzare l'IJV durante l'inserimento del catetere (Figura 3).
   1. All'estremità cranica dell'IJV, passare due volte una fascetta di sutura non assorbibile rivestita e intrecciata sotto il vaso per creare un anello intorno ad esso.
   2. All'estremità caudale dell'IJV, passare una fascetta di sutura non assorbibile rivestita e intrecciata una volta sotto il vaso per creare un'imbracatura.
3. Rilasciare la trazione dalle fascette di sutura. Posizionare una garza sterile imbevuta di soluzione salina nel sito chirurgico per proteggere il vaso e mantenere la posizione del legame.

5. Preparazione del sito di uscita del catetere

1. Riposizionare il suino tramite l'inclinazione laterale verso il lato non chirurgico per esporre il campo chirurgico dorsale omolaterale. Rifissare gli arti (Figura 4).
2. Con un bisturi a lama #10, praticare una puntura di 0,5 cm nella pelle nel sito di uscita del catetere desiderato: 3 cm lateralmente alla colonna vertebrale e 5 cm caudale alla testa (Figura 5).

6. Introduzione e tunneling del catetere

1. Nel campo ventrale, rimuovere la garza bagnata e identificare nuovamente il segmento IJV isolato. Scegliere un sito di ingresso target per introdurre il catetere per via sottocutanea. Assicurarsi che questo sia alla stessa profondità dell'IJV, più profondo dello sternocleidomastoideo e tra i due legami di sutura non assorbibili rivestiti e intrecciati (Figura 6).
   NOTA: I modelli sottocuticolari devono avere nodi di sutura sepolti sotto la pelle. Poiché le suture dermiche profonde sono annodate più volte per garantire stabilità e manutenzione, a volte occupano uno spazio più ampio di quello desiderato e possono essere esposte attraverso la pelle. Questa piccola area di esposizione non è di grande interesse e la pelle dovrebbe guarire in modo appropriato nonostante questa piccola area di esposizione.
2. Posizionare la mano dominante nel campo chirurgico dorsale e la mano non dominante nel campo chirurgico ventrale. Tenere l'introduttore HC nel campo chirurgico dorsale. Sospendere la lunghezza rimanente del catetere nell'aria sopra il campo sterile.
3. Inserire l'introduttore nel sito di puntura di uscita con la mano dominante, puntando la punta del dispositivo verso la mano non dominante nel campo ventrale.
4. Spingere la punta dell'introduttore superficialmente e medialmente per incanalare il catetere attraverso il tessuto adiposo, sentendo l'emergere della punta con la mano non dominante. Una volta che la punta emerge nel sito di ingresso del bersaglio, tirare l'introduttore e il catetere attraverso il tunnel sottocutaneo fino a quando la cuffia della linea principale non si trova appena sotto la superficie della pelle nel campo dorsale.
5. Tagliare l'introduttore dalla linea. Sostituire la garza bagnata nel sito chirurgico ventrale.

7. Inserimento del catetere

1. Riposizionare i suini in posizione supina. Rifissare gli arti, sostituire i guanti sterili e rimuovere la garza dal sito chirurgico ventrale.
2. Clamp le estremità delle fascette di sutura non riassorbibili rivestite craniche e caudali e intrecciate. Appoggiare i morsetti sui teli in modo che il segmento IJV sia leggermente sollevato.
3. Tagliare l'estremità del catetere all'incirca alla lunghezza in cui arriverebbe fino a 1/3 della lunghezza dello sterno del suino.
   NOTA: Ridurre al minimo la manipolazione della punta del catetere facendo transettare la punta con un unico taglio perpendicolare alla linea in modo da evitare la frammentazione o l'intasamento della linea. Una volta inserito, l'HC dovrebbe trovarsi all'interno della vena cava superiore, immediatamente craniale all'atrio destro (Figura 7).
4. Usando la pinza di Adson-Brown, afferrare il centro del segmento IJV isolato. Nello stesso punto, fai un taglio a metà del vaso con le forbici Metzenbaum curve.
5. Tenendo il segmento IJV con la pinza di Adson-Brown, inserire il plettro venoso nel segmento caudale del vaso (Figura 6). Mantenendo la tensione sulla fascetta di sutura cranica, inserire e infilare l'estremità del catetere nel vaso caudalmente. Una volta che il catetere è completamente inserito, annodare una volta la fascetta di sutura caudale per fissare temporaneamente l'HC.
6. Testare la pervietà di entrambe le linee al di fuori del campo sterile tramite prelievi di sangue e lavaggi utilizzando 3-5 ml di soluzione fisiologica normale allo 0,9% seguita da 5 ml di 100 unità USP/mL di soluzione fisiologica.
7. Una volta confermata la pervietà, annodare la sutura caudale una o due volte di più per fissare il segmento distale IJV attorno al catetere endovenoso. Annodare la sutura cranica una volta per occludere il flusso sanguigno nel segmento IJV.
8. Chiudere il sito chirurgico ventrale a strati: platisma suture semplici interrotte con una sutura riassorbibile intrecciata 3-0 e suture sottocuticolari con una sutura riassorbibile monofilamento 3-0.

8. Fissaggio del catetere

1. Sganciare i suini e riposizionarli in decubito dorsale. Rifissare gli arti.
2. Fissare l'HC alla pelle dell'animale in più di tre punti per evitare il distacco del catetere (Figura 8).
   1. Orientare l'HC in modo che formi una forma a "U".
   2. Identificare i punti: assicurarsi che il primo punto si trovi entro 2 cm dal sito di uscita, il secondo punto sia sopra la porzione biforcuta del catetere, dove le linee rosse e bianche divergono, e il terzo punto sia nella parte superiore della "U" tra i primi due punti.
   3. In ogni punto, posizionare un pezzo di ~3 cm di nastro medico da 1 pollice (in) sul catetere per creare un'ala su ciascun lato. Con una sutura in polipropilene sintetico, monofilamento e non assorbibile, fissare ogni ala alla pelle tramite un'unica semplice sutura interrotta. Nel secondo punto sopra la parte biforcuta, aggiungi una singola sutura interrotta attraverso lo spazio tra le due linee e assicurati che il nodo si trovi sopra il nastro per evitare irritazioni.
      NOTA: A seconda delle dimensioni del sito di puntura del collo dorsale, è possibile posizionare una semplice sutura interrotta per ridurre le dimensioni e ridurre al minimo il rischio di spostamento involontario del catetere fuori dalla pelle. Assicurarsi che il bracciale intorno al catetere rimanga sottocutaneo.
   4. Testare la pervietà di entrambe le linee bianche e rosse al di fuori del campo sterile tramite prelievi di sangue e lavaggi utilizzando 10 mL di soluzione fisiologica normale allo 0,9% e 10 mL di soluzione fisiologica eparinizzata.
3. Crea un collare protettivo.
   1. Avvolgi 4 in un'imbottitura di cotone intorno al collo tre o quattro volte nel modo seguente:
      1. Partendo dal collo dorsale nell'angolo cranico sinistro, avvolgere diagonalmente verso l'angolo caudale destro, andando sopra o sotto le linee rosse e bianche. Avvolgi sotto il collo verso l'angolo caudale sinistro. Avvolgi diagonalmente verso l'angolo cranico destro, sopra o sotto le linee rosse e bianche, quindi avvolgi fino al punto di partenza nell'angolo cranico sinistro. Alternare andando sopra e sotto le linee rosse e bianche ad ogni avvolgimento successivo.
         NOTA: Il collare deve coprire completamente i siti di attacco della pelle e la linea principale dell'HC. Solo le linee rosse e bianche dovrebbero essere lasciate fuori e accessibili.
   2. Avvolgere 3 o 4 con nastro adesivo elastico intorno al collo tre o quattro volte allo stesso modo dell'imbottitura di cotone (passaggio 8.4.1). Se la benda copre le linee, crea una fessura nella benda per accoglierle.
      NOTA: Fare attenzione a non avvolgere questo strato troppo stretto: un dito dovrebbe poter essere facilmente fatto scivolare sotto il collare protettivo circonferenzialmente.
   3. Con una sutura in polipropilene sintetico, monofilamento, non assorbibile, suturare ogni angolo all'estremità della benda agli strati sottostanti per mantenerne la posizione.
   4. Con una sutura sintetica in polipropilene monofilamento non assorbibile, fissare il collare alla pelle legando una sutura a materasso orizzontale lateralmente alla colonna vertebrale sia all'estremità cranica che caudale. Assicurati che i nodi si trovino sopra la benda.
   5. Create una sacca per catetere per proteggere e conservare le linee rosse e bianche (Figura 9).
      1. Tagliare un pezzo di nastro adesivo elastico di ~100 cm di lunghezza e ~7,5 cm di larghezza.
      2. Misura un segmento di nastro di ~16 cm. Ripiega il nastro su se stesso in modo che i lati adesivi siano uno di fronte all'altro per creare un lembo di 16 cm con due strati di nastro adesivo. Con il nastro rimanente, ripetete questo processo altre due volte per creare tre lembi di uguale lunghezza a forma di "W" (Figura 10).
      3. Piega la coda rimanente del nastro adesivo sul bordo dei tre lembi. Con la coda orientata verso l'alto, numerare i lembi da 1 a 3 dall'alto verso il basso. Numerare i lati da 1 a 4, partendo dal bordo della coda e muovendosi in senso orario.
      4. Sul lato 4, rimuovere una scheggia nel senso della lunghezza dal lembo 2, escludendo 1 cm su entrambe le estremità. Assicurarsi che la larghezza del nastro sia di ~1 cm.
      5. Utilizzo di una sutura non assorbibile rivestita e intrecciata 0 per eseguire le suture correnti: cucire insieme i lembi 1 e 3 sul lato 4, i lembi 1, 2 e 3 insieme sul lato 3 e i lembi 1 e 2 insieme sul lato 2. Praticare un foro di 2 cm al centro del lembo 1.
   6. Con il lembo 1 rivolto verso il basso, allineare il foro con il punto in cui le linee escono dal colletto e orientare la sacca in modo che l'apertura sia caudale. Assicurati che la sacca si trovi sulla linea mediana o leggermente lateralmente al collo dorsale.
   7. Tirare le linee rosse e bianche attraverso il foro nel lembo 1. Assicurarsi che le linee siano piatte tra i lembi 1 e 2, con il lembo 3 rivolto verso l'alto (Figura 8).
   8. Utilizzando una sutura in polipropilene sintetico, monofilamento, non assorbibile, fissare la sacca al collare con una semplice sutura interrotta ad ogni angolo e a metà di ogni bordo. Non suturare attraverso la pelle.

9. Cure postoperatorie

1. Dopo il recupero dall'anestesia, riportare il maiale nella sua gabbia di casa. A causa della natura masticatoria dei suini, assicurarsi che il maiale sia alloggiato singolarmente per evitare la rimozione del catetere da parte di un suino conspecifico. Se alloggiato accanto ad altri suini, posizionare una barriera per impedire la masticazione del catetere tra una gabbia e l'altra.
2. Durante il periodo immediatamente postoperatorio, monitorare l'animale almeno una volta al giorno per segni di dolore, infezione e guarigione. La frequenza respiratoria, la frequenza cardiaca, la temperatura, l'energia, l'appetito e il consumo di acqua sono buoni indicatori di salute durante questo periodo. Somministrare dosi aggiuntive di un analgesico (ad es. 0,12 mg/kg di buprenorfina a rilascio prolungato [SR] LAB ogni 48 ore) se si sviluppano segni di dolore. Eseguire quotidianamente la manutenzione del catetere (fase 10) e l'ispezione visiva del sito dell'intervento, a partire dal giorno postoperatorio (POD) 1.
   NOTA: I ricercatori che scelgono di adottare questa tecnica di inserimento del catetere di Hickman possono modificare questa procedura con l'analgesia multimodale; tuttavia, i FANS possono alterare i risultati dello studio a seconda di altri elementi del disegno sperimentale. Questo dovrebbe essere considerato prima di pianificare il regime di analgesia.
3. Una volta guarita la sede chirurgica del catetere, eseguire controlli di monitoraggio di mantenimento sull'animale: eseguire misurazioni settimanali del peso corporeo ed eseguire controlli visivi durante la manutenzione quotidiana del catetere. Consultare un veterinario se si sviluppano segni di infezione, come diminuzione dell'appetito o diminuzione dell'energia. Se è necessario un esame emocromometrico completo, raccogliere il sangue dalla linea rossa.
   NOTA: Una leucocitosi caratterizzata da neutrofilia è spesso osservata negli animali con infezione.

10. Manutenzione del catetere

1. Designare la linea rossa più larga esclusivamente per i prelievi di sangue e la linea bianca più stretta esclusivamente per la somministrazione dei farmaci. Maneggiare sempre il catetere con le mani guantate.
   NOTA: questi ruoli possono essere diversi a seconda del disegno dello studio.
2. Sciacquare quotidianamente la linea rossa (prelievo di sangue designato) per valutare la pervietà e prevenire la coagulazione come segue:
   1. Utilizzare una tecnica asettica: pulire la clave e la punta della siringa con un tampone imbevuto di alcol tra un passaggio e l'altro. Se la clave o la siringa non sono sterili, sostituire il materiale contaminato prima di continuare.
   2. Sciacquare 1 mL di soluzione fisiologica allo 0,9% nella linea. Verificare che il liquido sia in grado di fluire senza forza eccessiva per evitare di spingere i coaguli dalla linea nell'animale.
   3. Estrarre 2 mL di liquido. Confermare la pervietà della linea osservando che il liquido tirato indietro è sangue rosso scuro.
   4. Se è necessario un prelievo di sangue, collegare una siringa vuota per prelevare la quantità appropriata di sangue.
      NOTA: Se viene prelevato sangue in eccesso, il sangue può essere restituito all'animale spingendolo indietro attraverso la linea per ridurre la perdita di sangue. Questo deve essere fatto solo se la siringa contenente il sangue continua ad essere maneggiata con tecnica asettica. Non reimmettere il sangue contaminato nella linea centrale.
   5. Sciacquare la linea con 5 mL di soluzione fisiologica eparinizzata da 100 USP/mL o una quantità necessaria per lavare l'intera linea. Clamp la linea. Rimettere il filo nella custodia protettiva, facendo attenzione a non piegare o annodare il filo.
3. Sciacquare quotidianamente la linea bianca (somministrazione di farmaci progettata) per valutare la pervietà e prevenire la coagulazione come segue:
   1. Utilizzare una tecnica asettica: pulire la clave e la punta della siringa con un tampone imbevuto di alcol tra un passaggio e l'altro. Se la clave o la siringa non sono sterili, sostituire il materiale contaminato prima di continuare.
   2. Sciacquare 1 mL di soluzione fisiologica allo 0,9% nella linea. Verificare che il liquido sia in grado di fluire senza forza eccessiva per evitare di spingere i coaguli dalla linea nell'animale.
   3. Somministrare i farmaci utilizzando questa linea a una velocità e una diluizione specifiche per il farmaco. Sciacquare la linea con 1-3 ml di soluzione fisiologica allo 0,9% tra i farmaci.
   4. Sciacquare la linea con 5 mL di soluzione fisiologica eparinizzata da 100 USP/mL o una quantità necessaria per lavare l'intera linea. Clamp la linea. Rimettere il filo nella custodia protettiva, facendo attenzione a non piegare o annodare il filo.
4. Controllare quotidianamente le clavi per segni di disfunzione, rottura o contaminazione evidente con sangue, cibo o feci. In tal caso, sostituire immediatamente la clave. Ispezionare visivamente la sacca Hickman e il collare protettivo ogni giorno per assicurarsi che i punti di sutura posizionati nei passaggi 8.2 e 8.3 rimangano intatti.

Risultati

Oltre 100 suini sono stati sottoposti con successo all'inserimento di HC nel nostro laboratorio. L'HC può essere posizionato e fissato in modo sicuro e corretto in meno di 1 ora con un chirurgo, un assistente, un circolatore e un anestesista. La sacca del catetere richiede circa 15-20 minuti per essere realizzata. La tecnica è semplice e facile da insegnare ed è stata eseguita da veterinari, specializzandi in chirurgia e studenti di medicina seguendo istruzioni supervisionate.

Gli HC sono r...

Discussione

Sebbene i CVC svolgano uno spettro di funzioni nella ricerca su animali di grandi dimensioni, la letteratura attuale manca di un approccio consensuale per un uso sicuro e sostenibile in studi a lungo termine di oltre 30 giorni. La procedura graduale di questo protocollo per l'inserimento dell'HC, il fissaggio della pelle e la conservazione in una busta fatta a mano ha subito modifiche significative per il miglioramento della qualità. In quanto tale, questo protocollo presenta una tecnica per l'uso dell'HC che consente u...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
#10 blade	Medline	MDS15110
0.9% Sterile Sodium Chloride	Baxter	2F7123
0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture	Covidien	S-196
0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture	Ethicon	8690H
1 inch Medical Tape	3M	1548S-1
10 USP units/mL Heparin flush	Becton, Dickinson and Company	306424
3-0 Braided Absorbable Suture	Covidien	SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle)
3-0 Monofilament Absorbable Suture	Covidien	SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle)
4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties	Ethicon	A303H
70% Ethanol	Vedco	VINV-IPA7
Adson tissue forceps	MPM Medical Supply	132-508
Adson-Brown forceps	MPM Medical Supply	106-2572
Air warming blanket and pad	3M Bair Hugger	UPC 00608223595770
Backhaus towel clamp	MPM Medical Supply	117-5508
Brown needle holder	MPM Medical Supply	110-1513
Buprenorphine	PAR Pharmaceutical	3003408B
Cefazolin	Hikma Farmacuetica (Portugal)	PLB 133-WES/1
Chlorhexidine	Vet One	501027
Clave	Baxter	7N8399
Cotton Padding	Medline	NON6027
Debakey forceps	MPM Medical Supply	106-5015
Elastic Adhesive Bandage Tape	3M	XH002016489
Halstead mosquito forceps	MPM Medical Supply	115-4612
Hickman Catheter	Bard Access Systems	603710
Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors	Bard Access Systems	0601690 (red), 0601680 (white), 502017
Kelly hemostatic forceps	MPM Medical Supply	115-7014
Ketamine	Vet One	383010-03
Lactated Ringers	Baxter	2B2324X
Maropitant Citrate	Zoetis	106
Mayo scissors	MPM Medical Supply	103-5014
Metzenbaum scissors	MPM Medical Supply	132-711
Pantoprazole	JH Pharmacy	NDC 0143-9284-10
Scalpel blade handle	Medline	MDS10801
Vein Pick	SAI infusion technologies	VP-10
Veterinary Ophthalmic Ointment	Dechra	IS4398
Xylazine	Vet One	510004