This work was supported by a grant from the US National Institutes of Health National Institute for Arthritis and Musculoskeletal and Skin Diseases (AR-054342) to NJS. CJG was funded by a Doctoral training studentship funded by the University of Nottingham. JJB was funded by an MRC Doctoral training award (J500495). The funders had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish, or preparation of the manuscript.

1. Cepas, Cultura, y Microscopía <ol><li> Manejar y mantener cepas de C. elegans como anteriormente descritos 19. Las cepas están disponibles en el Centro de Genética Caenorhabditis (CGC). NOTA: Las cepas utilizadas en estos experimentos fueron CB5600 (ccIs4251 (Pmyo-3-lacZ :: Ngfp; Pmyo-3 :: Mtgfp) I; él-8 (e1489) IV) con proteínas de fusión GFP localizados a las mitocondrias y núcleos; PJ727 (jls01 (myo-3 :: GFP, rol-6 (su1006)); UNC-54 :: lacZ V) con proteínas de fusión GFP localizados en el aparato contráctil y PD55 (ccIs55 (sup-7 (ST5); UNC 54 :: lacZ) V) con proteínas de fusión β-galactosidasa localizadas en el citosol. </li><li> Experimentos de ARNi completos tal como se describe anteriormente para los experimentos de ARNi multigeneracionales 13 y obtener bacterias RNAi de la secuencia verificados biblioteca ORF-RNAi construido por Marc Vidal et al. 12. </li><li> Construir las cepas que contienen &lt;em&gt; CCIS 4251, jls01 o CCIS 55 usando técnicas estándar 20. Utilice estos transgenes para crear una cepa para evaluar la estructura de la red mitocondrial, organización miosina o el estado de Proteostasis, respectivamente. Cruzar las cepas en un mutante que buscabas en uno de estos compartimentos subcelulares se desea en cada animal. </li><li> Utilice el inhibidor de PtdIns-3-quinasa, LY-294002 (LY) como se describió previamente 21. Brevemente, añadir LY-294002 a una concentración final de 160 mM en la parte superior de las placas-OP50 sin semillas secas NGM. </li><li> Captura todas las imágenes utilizando un filtro de las buenas prácticas agrarias para experimentos basados ​​en las buenas prácticas agrarias y un microscopio con un filtro de paso triple, que permite obtener imágenes de los canales rojo, verde y azul al mismo tiempo para evaluar el potencial de membrana en vivo con C 32 H 32 Cl 2 N 2 O, comúnmente comercializado como MitoTracker Red CMXRos. Llevar a cabo el análisis de imágenes y la preparación figura en el software de procesamiento de imágenes. </li></ol><ol><li> Un mínimo de 1 día antes es necesario, haga tampón M9 - 22.04 mM KH 2 PO 4, 42.27 mM Na 2 HPO 4, NaCl 85,56 mM (concentraciones finales), y esterilizar en autoclave. Una vez enfriado a 45 ° C, añadir estéril MgSO 4 a 1 mM después de la esterilización en autoclave para evitar la precipitación 22. Deje que se enfríe la M9 a 4 ° C y alícuota en tubos de 50 ml. </li><li> En el día del experimento, añadir 3 ml de tampón M9 a una sola placa de 9 cm con altos números de larvas L1. Lavar la placa varias veces por aspiración el líquido M9 y pipeteado contra la superficie del agar con la placa realizada en un ángulo. </li><li> Lavar las de L1 de la placa y luego transferir el M9 a un tubo de ensayo de 10 ml con una pipeta. </li><li> Dejar durante 2,5 minutos para permitir que el adulto más grande y animales etapa larval posteriores a caen al fondo del tubo de ensayo y los animales L1 más pequeños permanecen cerca de la top del tampón M9. </li><li> Retire las 500 l de M9 en el tubo de ensayo con una pipeta. Entonces pipetear las larvas L1 M9 que contiene a una nueva placa de NGM se sembró con 500 l OP50 bajo un microscopio de disección. </li><li> Por lo general, el objetivo de transferir ~ 200-300 larvas L1 por placa. Monitorear placas todos los días de la edad adulta y, si es necesario, recoger los animales en placas OP50 NGM frescos para evitar OP50 fuente de alimento se consume. NOTA: Esto es por lo general 1-3 gotas de M9 utilizando una pipeta P1000, aunque esto varía en gran medida dependiendo de la cantidad de la L1 en la plancha original. </li><li> Si se desean los estudios prospectivos en los animales individuales, una vez que los animales llegan a la edad adulta, recoger animales individuales para separar NGM placas sembradas. Animales de Transferencia de cada 24 a 48 horas para separar a partir de animales de larvas. </li></ol> 3. Movimiento Ensayos 19 <ol><li> Un mínimo de 2 horas antes de comenzar la experimentación, eliminar una parte alícuota de 50 ml de M9 y permitir que se equilibre a la temperatura ambientebibliografía. </li><li> Escoja un solo animal adulto en el buffer M9 50 l en un portaobjetos de microscopio. </li><li> Cuente el número de curvas del cuerpo izquierda y hacia la derecha en 10 segundos, donde uno hacia la izquierda y una curva hacia la derecha es igual a un accidente cerebrovascular. </li><li> Repita el conteo de golpes del cuerpo para dar un total de por lo menos 5 mediciones a partir del cual se puede tomar un promedio. Multiplique estas cifras por seis para dar la tasa de movimiento por minuto. </li><li> Con una pipeta, transferir el animal de nuevo a la placa de Petri. Este método permite la medición temporal de movimiento durante toda la vida útil en C. elegan s. </li></ol><img alt="Figura 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52043/52043fig1highres.jpg" width="600" /> Figura 1: ensayos de movimiento. Una vez que los gusanos se recogen en el búfer, uno hacia la izquierda (A) y uno hacia la derecha (B) curva se suman para dar un movimiento completo(Accidente cerebrovascular). 4. Obtención de imágenes de mitocondriales Redes y sarcómeros en músculo de la pared del cuerpo <ol><li> NOTA: El mismo protocolo se aplica para la imagen tanto de la mitocondria y sarcómeros. </li><li> Sincronizar gusanos como se describió previamente (Sección 1) y crecer durante 48-60 horas a 20 ° C cuando van a llegar a la edad adulta joven. </li><li> Escoja 20 gusanos (representativas de la placa) de las placas a 20 l M9 en un portaobjetos de microscopio. </li><li> Aplicar una hoja de cubierta y proceder a la imagen usando un microscopio de fluorescencia bajo un filtro de las buenas prácticas agrarias (460-500 nm, azul luz de excitación) a 40 aumentos. </li></ol> 5. Evaluación de Potencial de membrana mediante el uso de un ensayo in vivo de Acumulación con MitoTracker Red CMXRos (C 32 H 32 Cl 2 N 2 O) <ol><li> Sincronizar CB5600 (Sección 1), todos los etiquetados con las buenas prácticas agrarias en las mitocondrias de los músculos, y crecer hasta la edad adulta temprana en NGM contiene OP50 por 48-60 horas a 20 ° C. </li><li> Añadir 100 ml de DMSO a la alícuota de 50 g de C 32 H 32 Cl 2 N 2 O para hacer una solución madre de 940.692 M. </li><li> Tome 1 l de la solución madre de 940.692 M y resuspender en 199 l M9 para crear una solución de trabajo de 4,70 m (4,70346 m). Preparar esta en marrón tubos de 1,5 ml porque C 32 H 32 Cl 2 N 2 O es fotosensible. </li><li> Preparar 20 ml de alícuotas de los 4,70 M de solución (20 gusanos adultos por 20 l alícuota) de trabajo. </li><li> Escoja 20 animales adultos en 20 l de 4,70 M C 32 H 32 Cl 2 N 2 O en los marrones tubos de 1,5 ml. Incubar a 20 ° C durante 1 hora. </li><li> Después de la incubación de 1 hora, añadir 1 ml M9 a los marrones tubos de 1,5 ml que contienen los gusanos, se centrifuga a 2.000 g durante 10 segundos y luego eliminar el sobrenadante. Repita este paso de lavado antes de resuspender el sedimento de gusano y la transferencia de los 20 μ restantesl (que contiene los gusanos) a una diapositiva para formación de imágenes. </li><li> Tomar imágenes de la mitocondria con un aumento de 40X utilizando un filtro de paso triple, que permite la visualización tanto de los canales rojo, azul y verde simultáneamente. Imaging utilizando el filtro de paso de triple muestra co-localización de C 32 H 32 Cl 2 N 2 O con GFP localizada en las mitocondrias que aparecen como naranja. </li><li> Después de haber tomado una imagen de la mitocondria de naranja, foto-blanquear el animal durante 10 segundos utilizando la luz de longitud de onda 540/25 nm en ajustes máximos con todos los filtros removidos. Esto blanquear el rojo dentro de las mitocondrias y revelar la GFP mitocondrial solo para confirmar colocalización en las mitocondrias del músculo. </li></ol> 6. Evaluación de la Degradación de proteína muscular en C. elegans <ol><li> Sincronizar PD55s (o cualquier cepa que contiene el transgén lacZ) en placas de NGM sembraron con OP50 (Sección 1). Crecer a la edad adulta de 48 a 60 horas a 20 ° C. </li><li> Escoja 20 gusanos adultos en 20 l ddH2O en un portaobjetos de microscopio. Tenga cuidado para tratar de recoger sólo el gusano y no cualquier bacteria con la selección. Etiquetar el portaobjetos de un microscopio en un lápiz. </li><li> Coloque en el desecador durante 30 min se sequen y agrieten la cutícula de los animales. Asegurar un sello hermético en el desecador con grasa alrededor del sello. </li><li> Compruebe la desecación ha sido eficaz bajo un microscopio de disección (Figura 2). </li><li> Sumergir el portaobjetos en acetona enfriada con hielo durante 3,5 min y después se dejan el portaobjetos de microscopio sobre una toalla de papel a temperatura ambiente durante 15 min para permitir que la acetona en la diapositiva se evapore. En este punto descongelar el tampón de X-gal y la oxidación y permitir equilibrar a temperatura ambiente. </li><li> Añadir 2 l X-gal a 100 l de tampón de oxidación y agitar suavemente para asegurar esto es homogénea. Este es el maestro de la mezcla tampón de X-gal / oxidación. </li><li> Añadir 20 l de la mezcla maestra de amortiguación X-gal / oxidación para cada uno oárea riginal de 20 gusanos. Inspeccione bajo un microscopio de disección para asegurar la mezcla maestra cubre por completo todos los animales totalmente. Inclinar suavemente el portaobjetos de un microscopio para mover la mezcla maestra sobre las áreas donde los animales no están cubiertos. </li><li> Coloque el portaobjetos de un microscopio en una cámara de humedad durante 1-2,5 horas a 20 ° C. Animales de imagen cuando un color azul oscuro está presente en los músculos de la pared del cuerpo de los animales de control. Evaluar los animales de control bajo un microscopio de disección cada 15 minutos para determinar cuando los animales deben ser reflejados. </li></ol><img alt="Figura 2" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52043/52043fig2highres.jpg" width="600" /> Figura 2: Evaluación de la degradación de la proteína muscular usando ensayos de β-galactosidasa. (A) Los animales que contienen un transgén lacZ se recogen de las placas de Petri a 20 l ddH 2 O en un portaobjetos de microscopía (B). Los animales son desecado y se convierten en fracturado <strong&gt; (C). Los animales se lavaron a continuación en acetona (D). Una vez que la acetona se evapora, se añade la mezcla maestra tampón de X-gal / oxidación (E). El desarrollo del color azul en los animales de control se evalúa a intervalos de 15 min (FL) a partir de t = 0 min (F) hasta que un color azul oscuro se obtiene a través de la longitud de los animales (L). Imágenes de gusanos se toman con un aumento de 2,5 veces en AE y 8X en FL. Aleja en C, D, F, G y L son 4X el aumento original.

The authors have nothing to disclose.

El músculo es un tejido multifuncional, muy apreciado por su papel en la locomoción, el apoyo postural y el metabolismo. El desarrollo y mantenimiento de músculo sano requiere la coordinación de múltiples procesos y componentes celulares. Ya sea a través daño o enfermedad, puede ocurrir la desregulación, resultando en la estructura muscular alterada y / o función. Declive asociado a la edad en la función muscular presenta una importante carga para los presupuestos de salud en el mundo occidental, ya que el músculo masa 1,2 y particularmente la fuerza muscular y la resistencia 3.5 se correlacionó negativamente con la mortalidad. La medición de los aspectos relacionados con el deterioro de la función muscular, tales como la función mitocondrial alterada o perturbación sarcómero, se puede lograr una mejor comprensión de los mecanismos que sustentan el desarrollo muscular y la salud en general. Elegans C aenorhabditis (C. elegans) es una microscópicos bes nematodost sabe porque fue el primer organismo multicelular tener la totalidad de su genoma secuenciado 6, el primero en tener los genes silenciados mediante RNAi 7, y la única metazoos tener sus todo linaje de células 8 y 9 neuroanatomía determinado. C. elegans fue propuesto por primera vez como un modelo para el estudio del control genético de la conducta en 1974 por Sydney Brenner 10 y la importancia de esto y el trabajo posterior fue reconocida con el primero de los tres premios Nobel otorgados a C. elegans investigadores. Aproximadamente el 35% de C. elegans genes ortólogos han identificado en seres humanos, con C. elegans ser un organismo clave utilizada para entender el control genético del desarrollo muscular 11. Casi todos los genes en el genoma de C. elegans puede ser derribado mediante RNAi 7,12. Por lo tanto, derribando los genes en el músculo completamente desarrollado, los componentes genéticos que contribuyen a la regulación de la salud muscular puede ser investigado con relativa sencillez 13. La capacidad combinada de usar RNAi, mutantes, y compuestos químicos hace que C. elegans un sistema principal de la exploración de la regulación genética 7,14,15 de la estructura y función de los músculos con 16 años de edad y en modelos de enfermedad 17. El impacto de la caída de genes, mutación y / o la exposición a compuestos químicos sobre la estructura y / o función muscular puede medirse a través de múltiples aspectos. Aquí se describen brevemente las técnicas simples para la evaluación de C. elegans estructura y función muscular, muchos de los cuales se puede utilizar en estudios prospectivos de la salud del músculo. El desarrollo de la proteína fluorescente verde (GFP) 18 ha permitido la visualización tanto de la localidad de proteínas específicas y la estructura general de los orgánulos en C. elegans. Aquí le explicamos cómo las buenas prácticas agrarias expresó especicamente dentro del cuerpo músculo de la pared mitocondrias, núcleos, o sarcómeros se pueden utilizar para determinar si la distrofia de estas estructuras subcelulares está presente. Como estructura no es siempre un sustituto fiable para la función, también explicamos cómo el uso de colorantes catiónicos en vivo permite la evaluación del potencial de membrana mitocondrial alterada dentro de los músculos. Cuando se utilizan los colorantes en combinación con GFP, que permiten el estudio de la arquitectura y de la función de una manera temporal durante toda la vida. Por último, también explicamos cómo la homeostasis de proteínas en el músculo puede ser evaluado y cómo todas estas medidas se puede utilizar para correlacionar los cambios en la salud músculo animal entero mediante el uso de ensayos de movimiento. Estas técnicas, combinadas con caída de genes, mutaciones, y / o compuestos químicos proporcionan un arsenal de gran alcance para el estudio de cómo los genes o compuestos específicos influyen en la salud del músculo in vivo. Los paralelos en la estructura, el metabolismo y la función muscular bruta de entre C. elegans ymamíferos significan C. elegans es un organismo modelo excelente para la comprensión de la regulación de los músculos en los organismos superiores, incluidos los humanos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="603">
	<tbody>
		<tr height="45">
			<td height="45" style="height:45px;width:195px;">Name of Material/Equipment</td>
			<td style="width:103px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:187px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="85">
			<td height="85" style="height:85px;width:195px;">MitoTracker Red CMXRos (C32H32Cl2N2O)</td>
			<td style="width:103px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">M-7512</td>
			<td style="width:187px;">Red mitochondrial dye which accumulates based on a negative membrane potential</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:195px;">DMSO</td>
			<td style="width:103px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">67-63-5</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:195px;">KH2 PO4</td>
			<td style="width:103px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">7778-77-0</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:195px;">Na2HPO4</td>
			<td style="width:103px;">BDH</td>
			<td style="width:119px;">301584L</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:195px;">NaCl</td>
			<td style="width:103px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">7647-14-5</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:195px;">MgSO4</td>
			<td style="width:103px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">M-7506</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="64">
			<td height="64" style="height:64px;width:195px;">Microscopy Slides</td>
			<td style="width:103px;">Starfrost</td>
			<td style="width:119px;">K220</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:195px;">Microscopy Cover Slips</td>
			<td style="width:103px;">VW2 International</td>
			<td style="width:119px;">631-0124</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="43" style="height:43px;width:195px;">1.5ml Eppendorph Tubes</td>
			<td style="width:103px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">FB74031</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:195px;">Dessicator</td>
			<td style="width:103px;">Nalgene</td>
			<td style="width:119px;">D2672</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:195px;">Nikon Microscope</td>
			<td style="width:103px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">H600L</td>
			<td style="width:187px;">Nikon H600L microscope with proprietary software</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:195px;">Nikon Camera</td>
			<td style="width:103px;">Nikon</td>
			<td style="width:119px;">DS-Fi1</td>
			<td style="width:187px;">Nikon Digital Sight DS-Fi1 digital camera&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="101">
			<td height="101" style="height:101px;width:195px;">Zeiss Microscope</td>
			<td style="width:103px;">Zeiss</td>
			<td style="width:119px;">Ax10</td>
			<td style="width:187px;">Zeiss AX10 microscope with an Axiocam MRC digital camera and Axiovision LE software and a triple-pass filter</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:195px;">Plates 9cm</td>
			<td style="width:103px;">Starstedt</td>
			<td style="width:119px;">82-1473</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="42" rowspan="2" style="height:42px;width:195px;">Plates 6cm</td>
			<td rowspan="2" style="width:103px;">Gosselin</td>
			<td rowspan="2" style="width:119px;">BP53-01</td>
			<td rowspan="2" style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="84" rowspan="3" style="height:84px;width:195px;">Potassium Ferrocyanide</td>
			<td rowspan="3" style="width:103px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td rowspan="3" style="width:119px;">14459-95-1&#160;</td>
			<td rowspan="3" style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="26">
			<td height="26" style="height:26px;width:195px;">MgCl2</td>
			<td style="width:103px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">7786-30-3</td>
			<td style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="61" rowspan="3" style="height:61px;width:195px;">Na3PO4</td>
			<td rowspan="3" style="width:103px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td rowspan="3" style="width:119px;">7601-54-9</td>
			<td rowspan="3" style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="106">
			<td height="147" rowspan="3" style="height:147px;width:195px;">5-Bromo-4-chloro-3-indolyl &#946;-D-galactopyranoside</td>
			<td rowspan="3" style="width:103px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td rowspan="3" style="width:119px;">7240-90-6&#160;</td>
			<td rowspan="3" style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
		<tr height="43">
			<td height="84" rowspan="3" style="height:84px;width:195px;">N,N8-dimethylformamide</td>
			<td rowspan="3" style="width:103px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td rowspan="3" style="width:119px;">68-12-2&#160;</td>
			<td rowspan="3" style="width:187px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
		</tr>
		<tr height="21">
		</tr>
	</tbody>
</table>

methods to assess subcellular compartments of muscle in c. elegans

El músculo es un tejido dinámico que responde a los cambios en la nutrición, el ejercicio, y el estado de la enfermedad. La pérdida de masa muscular y la función con la enfermedad y la edad son cargas importantes de salud pública. Actualmente entendemos muy poco sobre la regulación genética de la salud muscular con la enfermedad o la edad. El nematodo C. elegans es un modelo establecido para la comprensión de la regulación genómica de los procesos biológicos de interés. Músculos de la pared del cuerpo de este gusano muestran un alto grado de homología con los músculos de las especies de metazoos superiores. Desde C. elegans es un organismo transparente, la localización de GFP a las mitocondrias y sarcómeros permite la visualización de estas estructuras en vivo. Del mismo modo, la alimentación de animales colorantes catiónicos, que se acumulan basa en la existencia de un potencial de membrana mitocondrial, permite la evaluación de la función mitocondrial in vivo. Estos métodos, así como la evaluación de la proteína muscular homeostasis, se combinan con la evaluación de la función muscular animal completo, en forma de ensayos de movimiento, para permitir la correlación de defectos sub-celulares con medidas funcionales de rendimiento muscular. Así, C. elegans proporciona una potente plataforma con la cual evaluar el impacto de las mutaciones, caída de genes y / o compuestos químicos sobre la estructura y la función muscular. Por último, como GFP, colorantes catiónicos, y los ensayos de movimiento se evalúan de forma no invasiva, los estudios prospectivos de la estructura y la función muscular pueden llevar a cabo en todo el curso de la vida y esto en la actualidad no pueden ser fácilmente investigaron in vivo en cualquier otro organismo.

Movimiento Los ensayos para cuantificar defectos Movimiento Descenso Movimiento es un buen predictor de mortalidad en C. elegans 16, con una disminución de las tasas que indican problemas con el sistema neuromuscular. Cambios en el movimiento, como se evaluó por ensayos de movimiento, pueden resultar de ARNi contra un gen específico o tratamiento farmacológico (Figuras 3-5) o en animales mutantes 13, 23. Una disminución en el movimiento puede resultar de desarrollo alterado por ejemplo después de golpe abajo de los genes en el desarrollo de transporte de electrones que codifican complejo I, III, IV o V 24. Además, las intervenciones específicas pueden ser probados en sólo adultos C. elegans con el fin de investigar el efecto sobre la fisiología post-desarrollo. Por ejemplo, los animales tratados con RNAi contra unc-112, que codifica la C. elegans orthologue de kindlin-1 que se localiza a la integrina que contienecomplejos de unión de músculos (Figuras 3 y 4), o gas-1, que codifica un componente del complejo I de la cadena de transporte de electrones (Figura 4), ​​muestran una reducción progresiva en el movimiento versus control 48 a 72 horas después de la edad adulta. Esto puede ser indicativo de problemas con la fisiología del músculo. Del mismo modo, una pérdida de movimiento 24-72 horas se observa en la respuesta al tratamiento de los adultos normalmente desarrolladas con el tratamiento con el inhibidor de PI3K LY-294002 (Figura 5). También es posible para probar el efecto de un segundo tratamiento RNAi, la mutación o de una droga en la restauración de movimiento en animales que presenten reducida movimiento en respuesta a una intervención inicial. Por ejemplo, UNC 112 mutantes muestran una reducción cuantificable en movimiento en comparación con animales de tipo salvaje que se atenúa en presencia de una segunda mutación en dim-1 13. Por lo tanto, los ensayos de movimiento pueden identificar tanto las intervenciones que alteran neuromuscudesarrollo lar y / o función, así como los que mejoran y / o restaurar la función neuromuscular. Evaluación de Sarcómero Interrupción Habiendo identificado un defecto de movimiento, a menudo es deseable determinar si la causa del defecto movimiento puede explicarse por problemas dentro de los nervios, músculos, o ambos. Sarcómeros son los varios complejos de proteínas dentro de los músculos que permiten la contracción y así forzar la generación y el movimiento. Por animales que utilizan proteínas de fusión que expresan GFP miosina localizados en el aparato contráctil, el grado de perturbación de los filamentos de miosina y sarcómeros se puede observar relativamente no invasiva y de forma prospectiva en los animales individuales a través del desarrollo y / o la edad adulta. Animales de tipo salvaje muestran sarcómeros dispuestos que aparecen verdes como múltiples líneas rectas paralelas dentro de cada músculo del cuerpo de la pared (Figura 3). La interrupción de estas matrices normales puede ser relativamente menor consarcómeros dispuestos aparecen fusionar en lugar de permanecer en paralelo. Este fenotipo, visible con unc-112 RNAi en t = 24 h o 48 h (Figura 3), es comparable a la transmisión de Z-línea de sitios de unión de actina en el músculo de los mamíferos. Del mismo modo, pequeñas porciones de las matrices pueden colapsar o pueden desaparecer por completo tal como tratamiento con unc-112 RNAi en t = 48 h o t = 72 h (Figura 3). La presencia de defectos del sarcómero en el músculo de los animales que muestran un defecto de movimiento (Figura 3) es suficiente para explicar el defecto movimiento pero no necesariamente descarta otros problemas con los músculos, los nervios, y / o en otros tejidos en respuesta a una intervención . Evaluación de la estructura mitocondrial Red En la presencia de un defecto de movimiento a veces es deseable para examinar el músculo para otros defectos que pueden causar o contribuir al movimiento deperfecta. Las mitocondrias proporcionan la mayor parte de la energía celular y la disminución de movimiento puede ser el resultado de la reducción de la provisión de ATP, reduciendo la energía disponible para la contracción muscular. Así, la estructura de las mitocondrias puede ser examinado para detectar anomalías. Es importante no para anestesiar a los animales con azida de sodio ya que induce la rápida fragmentación mitocondrial; animales en estos experimentos fueron inmovilizados por la presión aplicada por la hoja de la cubierta. Dentro de tipo salvaje C. elegans músculo de la pared del cuerpo, las mitocondrias están contenidas dentro de las redes organizadas (Figura 4) y existe la mitocondria y la función como un retículo 25. La interrupción de la red de las mitocondrias se presenta como la fragmentación de la red (gas-1 RNAi, la Figura 4B) 26. La fragmentación puede llegar a ser tan grave que hay apariencia de redes organizadas permanece como el tratamiento con UNC-112 RNAi (Figura 4 B y C) 13. Como with interrupciones en la estructura del sarcómero, defectos en el músculo estructura mitocondrial en animales que muestran un defecto de movimiento pueden ser suficientes para explicar el defecto movimiento, pero esto no excluye necesariamente a otros problemas con los músculos, los nervios, y / u otros tejidos. Por ejemplo, unc 112-mutantes 13 y el tratamiento con unc-112 RNAi (Figuras 3 y 4) de visualización tanto sarcómeros interrumpidos y rompen la estructura mitocondrial. Evaluación de la función mitocondrial en Vivo El potencial de membrana mitocondrial determina la capacidad de las mitocondrias para crear la fuerza motriz de protones y generar ATP 27, por lo tanto, la capacidad de evaluar el potencial de membrana mitocondrial in vivo indica la capacidad de ese animal para producir ATP. Como interrupciones estructurales mitocondriales pueden o no alterar la capacidad funcional mitocondrial, puede ser desirable para evaluar la función mitocondrial en animales que presenten estructura mitocondrial alterada. C 32 H 32 Cl 2 N 2 O se acumula en la mitocondria, de todos los tipos de células, donde un potencial de membrana está presente y las manchas de la mitocondria 28 (Figura 4C). Para evaluar específicamente la función mitocondrial en el músculo, se puede utilizar C 32 H 32 Cl 2 N 2 O y GFP marcado mitocondrias del músculo para demostrar los efectos de una intervención específicamente en las mitocondrias del músculo (Figura 4C). Por ejemplo, la pérdida de potencial de membrana mitocondrial tras el tratamiento con unc-112 RNAi impide C 32 H 32 Cl 2 N 2 O de entrar en la matriz. Por tanto, las mitocondrias muestran poca o ninguna tinción con rojo de la mitocondria, además de la GFP etiquetado de las mitocondrias (Figura 4C). Photo-blanqueo también se puede utilizar para confirmar que el observadomitocondrias son específicamente aquellos en el músculo (Figura 4C). Identificación de una reducción de la capacidad para producir ATP es suficiente para dar cuenta de un defecto de movimiento observado, pero no descarta que otros problemas dentro de los músculos, los nervios, y / u otros tejidos. Independientemente, como la reducción de la capacidad de producción de ATP está asociada con estados de enfermedad en los seres humanos y el envejecimiento 29 30, la identificación de un defecto de este tipo en respuesta a una intervención proporciona una plataforma para el cribado de compuestos y / o tratamientos de ARNi que mejoran la capacidad de producción de ATP y éstos pueden entonces estudiar más a fondo para el potencial terapéutico. Evaluación de la degradación de proteínas En la presencia de un defecto de movimiento y sarcómeros y mitocondrias normales a veces es deseable para examinar el músculo para otros defectos que pueden causar o contribuir al defecto movimiento. La capacidad de mantener la homeostasis de la proteína es una firma de nimal de salud, mientras que una reducción en la síntesis de proteínas y / o un aumento en la degradación de proteínas es una consecuencia del envejecimiento 31 y múltiples estados de enfermedad 32,33. Por lo tanto, puede ser deseable para examinar músculos de los animales con un defecto de movimiento para la homeostasis proteína alterada. Esto se puede lograr a través de la evaluación de los niveles de proteínas musculares citosólicas. El uso de las proteínas codificadas transgénicamente permite la evaluación del músculo Proteostasis específico. Por ejemplo, el uso de animales que contienen β-galactosidasa, fusionado a una porción N-terminal de la miosina, que se sintetiza bajo el control de un promotor y potenciador de la miosina del músculo permite la evaluación citosólica contenido de proteína 19. La presencia de la mancha azul en adultos de tipo salvaje demuestra la presencia de β-galactosidasa activa y la ausencia de degradación de la proteína citosólica patológica. Una pérdida de la tinción en respuesta al tratamiento sugiere la degradación de proteínas patológica se está produciendo (Figura 5 </strong&gt;), Como β-galactosidasa es estable durante 72 - 96 horas posteriores la edad adulta en los adultos de tipo salvaje 13,14,19. Por ejemplo, de tipo salvaje animales no tratados presentan una intensa mancha azul de 72 horas después de la edad adulta, mientras que LY-249002 animales tratados muestran una falta de tinción (Figura 5). Al igual que con defectos en la estructura del sarcómero y la función mitocondrial, la presencia de la degradación de proteínas musculares patológica es suficiente para dar cuenta de un defecto de movimiento observada pero no necesariamente descarta otros problemas con los músculos, los nervios, y / u otros tejidos. <img alt="Figura 3" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52043/52043fig3highres.jpg" width="600" /> Figura 3: (A) UNC-112 RNAi causa un defecto importante movimiento en t = 72 h (B) Evaluación de la estructura vistió A-banda dentro de los músculos de la pared corporal.. En wt, A-bandas en el músculo aparecen como líneas rectas en la edad adulta joven (t = 0 h) y se mantienen en gran medida uniforme hasta más allá de las 72 horas de la edad adulta (véase peso de zoom). unc-112 ARNi hace que los sarcómeros perder arquitectura en pequeñas áreas de el músculo (t = 24 h), se derrumbó y sarcómeros desaparecidos (t = 48 h), agregación (panel superior t = 72 horas y zoom) y la pérdida de la linealidad de sarcómeros (panel inferior t = 72 h) y el zoom. Las barras de escala representan 25 M y zooms son 2,5 veces. <img alt="Figura 4" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52043/52043fig4highres.jpg" width="600" /> Figura 4: (A) UNC-112 o gas-1 RNAi causa un defecto movimiento (B) Evaluación de la estructura mitocondrial en músculo de la pared del cuerpo.. Las mitocondrias en el músculo aparecen como líneas rectas en red en la edad adulta joven (en peso). El tratamiento de los animales con UNC-112 RNAi produce mitochondrfragmentación ial como ya se observó entre las 24 horas y las 72 horas de la edad adulta (zooms y flecha) 13. Asimismo, RNAi contra gas -1 resultados en la fragmentación de las redes mitocondriales como anteriormente observaron 26. Estos están presentes como pequeñas lagunas en la red mitocondrial en t = 24 horas y el progreso a la desorganización generalizada en 72 horas (ver zoom y flecha). (C) Evaluación del potencial de membrana mitocondrial in vivo. En los animales también contienen GFP localizada en las mitocondrias, C 32 H 32 Cl 2 N 2 O se acumula en las mitocondrias del músculo de la pared del cuerpo y aparece de color naranja bajo un filtro de paso de triple de la edad adulta joven (t = 0 h) hasta la edad adulta puesto 72 h. El tratamiento con unc-112 RNAi causa una pérdida progresiva del potencial de membrana como se muestra a las 72 horas, donde las mitocondrias restantes muestran una menor acumulación de C 32 H 32 Cl 2 N 2 O vs. peso. Photobleaching para 10 SEc usando blanqueadores 540/25 nm luz del rojo de la MitoTracker y revela la GFP localizada en las mitocondrias del músculo (+ de blanqueo de fotos). Las barras de escala representan 25 micras y zooms en son 2,5 veces. <img alt="La Figura 5" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/52043/52043fig5highres.jpg" width="600" /> Figura 5: (A) El tratamiento con LY-294002 animales induce un defecto de movimiento (B) Evaluación de la degradación de proteínas utilizando un ensayo de β-galactosidasa.. Edad sincronizado peso larvas L1 se cultivan a la edad adulta a los 20 ° C (t = 0 h) antes de transferir a NGM sembrado con OP50 (control de peso) o NGM siembra con LY-294002 (tratamiento inhibidor de PI3K) durante 24 horas a 20 ° C . En A, aproximadamente 20 a 30 animales se tiñeron para la actividad β-galactosidasa (azul) en t = 0 horas y después de 24 h, 48 hy 72 h.

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Métodos para evaluar los compartimentos subcelulares del músculo en C. elegans | Biología | Video

Methods to Assess Subcellular Compartments of Muscle in C. elegans

El músculo esquelético es esencial para la locomoción y es la tienda principal proteína de los cuerpos. Se describen las medidas de salud musculares dentro de C. elegans. Los posibles cambios en la estructura y la función muscular se evaluó a través de las buenas prácticas agrarias localizadas y colorantes catiónicos.

Métodos para evaluar subcelulares compartimentos de músculo en<em&gt; C. elegans</em

Muscle is a dynamic tissue that responds to changes in nutrition, exercise, and disease state. The loss of muscle mass and function with disease and age ...

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16.4K vistas.  University of Nottingham.  El músculo esquelético es esencial para la locomoción y es la tienda principal proteína de los cuerpos. Se describen las medidas de salud musculares dentro de C. elegans. Los posibles cambios en la estructura y la función muscular se evaluó a través de las buenas prácticas agrarias localizadas y colorantes catiónicos. 

Video: Methods to Assess Subcellular Compartments of Muscle in C. elegans

Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

Generación de transgénicos estable C. elegans con microinyección

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

Investigación

Biología

RNAi Screening to Identify Postembryonic Phenotypes in C. elegans

C. elegans has proven to be a valuable model system for the discovery and functional characterization of many genes and gene pathways1. More sophisticated tools and resources for studies in this system are facilitating continued discovery of genes with more subtle phenotypes or roles. 
Here we present a generalized protocol we adapted for identifying C. elegans genes with postembryonic phenotypes of interest using RNAi2. This procedure is easily modified to assay the phenotype of choice, whether by light or fluorescence optics on a dissecting or compound microscope. This screening protocol capitalizes on the physical assets of the organism and molecular tools the C. elegans research community has produced. As an example, we demonstrate the use of an integrated transgene that expresses a fluorescent product in an RNAi screen to identify genes required for the normal localization of this product in late stage larvae and adults. First, we used a commercially available genomic RNAi library with full-length cDNA inserts. This library facilitates the rapid identification of multiple candidates by RNAi reduction of the candidate gene product. Second, we generated an integrated transgene that expresses our fluorecently tagged protein of interest in an RNAi-sensitive background. Third, by exposing hatched animals to RNAi, this screen permits identification of gene products that have a vital embryonic role that would otherwise mask a post-embryonic role in regulating the protein of interest. Lastly, this screen uses a compound microscope equipped for single cell resolution.

RNAi Screening to Identify Postembryonic Phenotypes in C. elegans

We describe a sensitized method to identify postembryonic regulators of protein expression and localization in C. elegans using an RNAi-based genomic screen and an integrated transgene that expresses a functional, fluorescently tagged protein.

RNAi de detección para identificar fenotipos postembrionarios en C. elegans</em

C. elegans has proven to be a valuable model system for the discovery and functional characterization of many genes and gene pathways1. More sophisticated ...

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

Básico<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Métodos de sincronización y de observación

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, normal development or changes in environmental conditions2-5. Understanding the cellular signaling pathways that are involved in the response to hypoxia could provide new insight into treatment strategies for diverse human pathologies, from stroke to cancer. This goal has been impeded, at least in part, by technical difficulties associated with controlled hypoxic exposure in genetically amenable model organisms.
The nematode Caenorhabditis elegans is ideally suited as a model organism for the study of hypoxic response, as it is easy to culture and genetically manipulate. Moreover, it is possible to study cellular responses to specific hypoxic O2 concentrations without confounding effects since C. elegans obtain O2 (and other gasses) by diffusion, as opposed to a facilitated respiratory system6. Factors known to be involved in the response to hypoxia are conserved in C. elegans. The actual response to hypoxia depends on the specific concentration of O2 that is available. In C. elegans, exposure to moderate hypoxia elicits a transcriptional response mediated largely by hif-1, the highly-conserved hypoxia-inducible transcription factor6-9. C .elegans embryos require hif-1 to survive in 5,000-20,000 ppm O27,10. Hypoxia is a general term for "less than normal O2". Normoxia (normal O2) can also be difficult to define. We generally consider room air, which is 210,000 ppm O2 to be normoxia. However, it has been shown that C. elegans has a behavioral preference for O2 concentrations from 5-12% (50,000-120,000 ppm O2)11. In larvae and adults, hif-1 acts to prevent hypoxia-induced diapause in 5,000 ppm O212. However, hif-1 does not play a role in the response to lower concentrations of O2 (anoxia, operational definition &lt;10 ppm O2)13. In anoxia, C. elegans enters into a reversible state of suspended animation in which all microscopically observable activity ceases10. The fact that different physiological responses occur in different conditions highlights the importance of having experimental control over the hypoxic concentration of O2.
Here, we present a method for the construction and implementation of environmental chambers that produce reliable and reproducible hypoxic conditions with defined concentrations of O2. The continual flow method ensures rapid equilibration of the chamber and increases the stability of the system. Additionally, the transparency and accessibility of the chambers allow for direct visualization of animals being exposed to hypoxia. We further demonstrate an effective method of harvesting C. elegans samples rapidly after exposure to hypoxia, which is necessary to observe many of the rapidly-reversed changes that occur in hypoxia10,14. This method provides a basic foundation that can be easily modified for individual laboratory needs, including different model systems and a variety of gasses.

Creating Defined Gaseous Environments to Study the Effects of Hypoxia on C. elegans

This paper details how to use continuous-flow hypoxia chambers to generate atmospheres with defined concentrations of O2 to understand biological responses to decreased O2. This system is easy to setup and maintain, and flexible enough to suit a wide range of O2 concentrations and model systems

Creación de ambientes definidos de gases para el Estudio de los efectos de la hipoxia en el<em&gt; C. elegans</em

Oxygen is essential for all metazoans to survive, with one known exception1. Decreased O2 availability (hypoxia) can arise during states of disease, ...

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages as well as by the availability of genetic mutants and transgenic strains expressing a myriad of fusion proteins1-4. In addition, dynamic processes such as cell division can be viewed using fluorescently labeled reporter proteins. The study of mitosis can be facilitated through the use of time-lapse experiments in various systems including intact organisms; thus the early C. elegans embryo is well suited for this study. Presented here is a technique by which in vivo imaging of sub-cellular structures in response to anoxic (99.999% N2; &lt;2 ppm O2) stress is possible using a simple gas flow through setup on a high-powered microscope. A microincubation chamber is used in conjunction with nitrogen gas flow through and a spinning disc confocal microscope to create a controlled environment in which animals can be imaged in vivo. Using GFP-tagged gamma tubulin and histone, the dynamics and arrest of cell division can be monitored before, during and after exposure to an oxygen-deprived environment. The results of this technique are high resolution, detailed videos and images of cellular structures within blastomeres of embryos exposed to oxygen deprivation.

Use of Time Lapse Microscopy to Visualize Anoxia-induced Suspended Animation in C. elegans Embryos

Described here is an in vivo technique to image sub-cellular structures in animals exposed to anoxia using a gas flow through microincubation chamber in conjunction with a spinning disc confocal microscope. This method is straightforward and flexible enough to suit a variety of experimental parameters and model systems.

El uso de microscopía lapso de tiempo para Visualizar anoxia inducida animación suspendida en<em&gt; C. elegans</em&gt; Los embriones

Caenorhabdits elegans has been used extensively in the study of stress resistance, which is facilitated by the transparency of the adult and embryo stages ...

C. elegans Chemotaxis Assay

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates. Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis behavior.
 The premise behind testing the response of the worms to an odorant is to place them in an area and observe the movement evoked in response to an odorant. Even with the many available assays, optimizing worm starting location relative to both the control and test areas, while minimizing the interaction of worms with each other, while maintaining a significant sample size remains a work in progress 1-10. The method described here aims to address these issues by modifying the assay developed by Bargmann et al.1. A Petri dish is divided into four quadrants, two opposite quadrants marked "Test" and two are designated "Control". Anesthetic is placed in all test and control sites. The worms are placed in the center of the plate with a circle marked around the origin to ensure that non-motile worms will be ignored. Utilizing a four-quadrant system rather than one 2 or two 1 eliminates bias in the movement of the worms, as they are equidistant from test and control samples, regardless of which side of the origin they began. This circumvents the problem of worms being forced to travel through a cluster of other worms to respond to an odorant, which can delay worms or force them to take a more circuitous route, yielding an incorrect interpretation of their intended path. This method also shows practical advantages by having a larger sample size and allowing the researcher to run the assay unattended and score the worms once the allotted time has expired.

C. elegans Chemotaxis Assay

A method of quantitatively evaluating the chemotactic response of Caenorhabditis elegans is described. A chemotactic index (CI) was employed as a way to precisely evaluate the response of worms to certain targets, and serve as a platform of comparison between strains and compounds of interest.

C. elegans Ensayo de quimiotaxis

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates.  Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis ...

Force Measurement During Contraction to Assess Muscle Function in Zebrafish Larvae

Zebrafish larvae provide models of muscle development, muscle disease and muscle-related chemical toxicity, but related studies often lack functional measures of muscle health. In this video article, we demonstrate a method to measure force generation during contraction of zebrafish larval trunk muscle. Force measurements are accomplished by placing an anesthetized larva into a chamber filled with a salt solution. The anterior end of the larva is tied to a force transducer and the posterior end of the larva is tied to a length controller. An isometric twitch contraction is elicited by electric field stimulation and the force response is recorded for analysis. Force generation during contraction provides a measure of overall muscle health and specifically provides a measure of muscle function. Although we describe this technique for use with wild-type larvae, this method can be used with genetically modified larvae or with larvae treated with drugs or toxicants, to characterize muscle disease models and evaluate treatments, or to study muscle development, injury, or chemical toxicity.

Force measurements can be used to demonstrate changes in muscle function due to development, injury, disease, treatment or chemical toxicity. In this video, we demonstrate a method to measure force during a maximal contraction of zebrafish larval trunk muscle.

Medición de fuerza durante la contracción para evaluar la función muscular en larvas de pez cebra

Zebrafish larvae provide models of muscle development, muscle disease and muscle-related chemical toxicity, but related studies often lack functional ...

Antibody Staining in C. Elegans Using &quot;Freeze-Cracking&quot;

To stain C. elegans with antibodies, the relatively impermeable cuticle must be bypassed by chemical or mechanical methods. "Freeze-cracking" is one method used to physically pull the cuticle from nematodes by compressing nematodes between two adherent slides, freezing them, and pulling the slides apart. Freeze-cracking provides a simple and rapid way to gain access to the tissues without chemical treatment and can be used with a variety of fixatives. However, it leads to the loss of many of the specimens and the required compression mechanically distorts the sample. Practice is required to maximize recovery of samples with good morphology. Freeze-cracking can be optimized for specific fixation conditions, recovery of samples, or low non-specific staining, but not for all parameters at once. For antibodies that require very hard fixation conditions and tolerate the chemical treatments needed to chemically permeabilize the cuticle, treatment of intact nematodes in solution may be preferred. If the antibody requires a lighter fix or if the optimum fixation conditions are unknown, freeze-cracking provides a very useful way to rapidly assay the antibody and can yield specific subcellular and cellular localization information for the antigen of interest.

Antibody Staining in C. Elegans Using &quot;Freeze-Cracking&quot;

"Freeze-cracking," a method for exposing the inner tissues of the nematode C. elegans to antibodies for protein localization, is demonstrated.

Tinción de anticuerpos en<em&gt; C. Elegans</em&gt; Uso de &quot;Freeze-Cracking&quot;

To stain C.  elegans with antibodies, the relatively impermeable cuticle must be  bypassed by chemical or mechanical methods.  "Freeze-cracking" is one ...

An Anoxia-starvation Model for Ischemia/Reperfusion in C. elegans

Protocols for anoxia/starvation in the genetic model organism C. elegans simulate ischemia/reperfusion. Worms are separated from bacterial food and placed under anoxia for 20 hr&#160;(simulated ischemia), and subsequently moved to a normal atmosphere with food (simulated reperfusion). This experimental paradigm results in increased death and neuronal damage, and techniques are presented to assess organism viability, alterations to the morphology of touch neuron processes, as well as touch sensitivity, which represents the behavioral output of neuronal function. Finally, a method for constructing hypoxic incubators using common kitchen storage containers is described. The addition of a mass flow control unit allows for alterations to be made to the gas mixture in the custom incubators, and a circulating water bath allows for both temperature control and makes it easy to identify leaks. This method provides a low cost alternative to commercially available units.

An Anoxia-starvation Model for Ischemia/Reperfusion in C. elegans

A protocol is described that uses anoxia/starvation in C. elegans to model ischemia/reperfusion. Functional outcomes include increased mortality, visible abnormalities in GFP-labeled neuronal processes, and impaired behavioral responses that require neuronal function.

Un Modelo Anoxia inanición por isquemia / reperfusión en el<em&gt; C. elegans</em

Protocols for anoxia/starvation in the genetic model organism C. elegans simulate ischemia/reperfusion. Worms are separated from bacterial food and placed ...

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound responses and repair in this model have illuminated our understanding of the cytoskeletal and genomic responses to tissue damage. The two most commonly used methods to wound the C. elegans adult skin are pricks with microinjection needles, and local laser irradiation. Needle wounding locally disrupts the cuticle, epidermis, and associated extracellular matrix, and may also damage internal tissues. Laser irradiation results in more localized damage. Wounding triggers a succession of readily assayed responses including elevated epidermal Ca2+ (seconds-minutes), formation and closure of an actin-containing ring at the wound site (1-2 hr), elevated transcription of antimicrobial peptide genes (2-24 hr), and scar formation. Essentially all wild type adult animals survive wounding, whereas mutants defective in wound repair or other responses show decreased survival. Detailed protocols for needle and laser wounding, and assays for quantitation and visualization of wound responses and repair processes (Ca dynamics, actin dynamics, antimicrobial peptide induction, and survival) are presented.

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The adult C. elegans skin is a tractable model for studies of epithelial wound responses, including wound closure, scar formation, and innate immunity.

Los métodos para la piel Heridas y ensayos para Respuestas de heridas en<em&gt; C. elegans</em

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound ...