This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant n&#956;LIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph B&#228;rtschi and Roland M&#228;der for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

1. SU-8 fabricação principal (Figura 2) Nota: Execute a fabricação dos SU-8 moldes de mestre em uma sala limpa para evitar defeitos causados ​​por partículas de poeira. Duas bolachas são necessários para a fabricação, uma bolacha com características de microfluidos e um sem. <ol><li> Prepare os moldes de mestre para o chip microfluídico. Primeiro, aplicar uma camada de adesão para a bolacha de silício. <ol><li> Desidratar uma bolacha de silício de 10 min a 200 ° C. Arrefecer o wafer até RT e carregá-lo em um coater rotação e rotação revesti-la com SU-8 2002, com o seguinte protocolo. </li><li> Dispensar cerca de 3 ml para resistir a bolacha. </li><li> Girar a bolacha a 500 rpm durante 10 segundos para espalhar a resistir ao longo de toda a bolacha. </li><li> Girar a bolacha a 2.000 rpm durante 30 segundos para atingir uma altura de resistir aproximadamente 2 mm. </li></ol></li><li> Remover o excesso de resistir a partir da borda da pastilha com um algodão embebido em acetona embebido, para evitardegola da bolacha para a placa quente no passo seguinte. Cozer a bolacha durante 60 segundos a 95 ° C sobre uma placa quente. </li><li> Expor toda a bolacha com luz ultravioleta (80 mJ / cm2 a 365 nm). Pós-coza a bolacha, durante 120 segundos a 95 ° C. </li><li> Arrefecer a bolacha para baixo e imediatamente revestimento girar a bolacha novamente utilizando o seguinte protocolo para SU-8 2050: <ol><li> Girar a bolacha a 100 rpm durante 20 seg (cerca de 3 ml dispensar SU-8 resistir durante este passo). </li><li> Girar a bolacha a 500 rpm durante 10 segundos para espalhar a resistir ao longo de toda a bolacha. </li><li> Girar a bolacha em 3250 rpm durante 30 segundos, resultando em uma espessura de resistir a cerca de 40 mm. </li></ol></li><li> Novamente, remover o excesso de resistir a partir da borda da pastilha com um algodão embebido em acetona e embebido coza a bolacha mole em uma placa quente para 180 segundos a 65 ° C e durante 360 ​​segundos a 95 ° C. </li><li> Prepare o photomask por sticking-lo a um vidro de soda-lime. Veja a Figura 3 para o projecto de máscara. Usar um alinhador de máscara para expor a resistir com luz ultravioleta (160 mJ / cm2, medido a 365 nm) através da máscara preparado. Cozer a bolacha novamente exposta sobre uma placa quente durante 60 segundos a 65 ° C e durante 360 ​​segundos a 95 ° C. </li><li> Depois de arrefecer o wafer de RT, mergulhá-lo em uma placa de Petri de vidro cheio de desenvolvedor para 5 min para desenvolver a resistir. Agite suavemente a placa de Petri para remover não impressionados SU-8. Lavar o wafer com isopropanol e explodi-lo seco, com uma arma de nitrogênio. </li><li> Examinar a bolacha sob um microscópio. No caso pouco desenvolvida resistir restos sobre as características, desenvolver a bolacha de novo durante alguns minutos, tal como descrito na etapa 1.7. </li><li> Remover qualquer solvente residual cozendo as bolachas durante 2 horas a 200 ° C. Verifique a altura das características com um perfilador passo. No caso da altura medida difere da altura desejada começar com este protocol novamente e se adaptar a velocidade de centrifugação na etapa 1.1.4. </li><li> Para prevenir a aderência do PDMS para a bolacha silanizar-lo, colocando-o em exsicador em conjunto com 50 ul de 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane em um pequeno prato de porcelana. Reduzir a pressão no exsicador para 100 mbar e incubar a bolacha durante 12 h. <ol><li> Para as peças em branco de PDMS silanizar outra pastilha de silício utilizando o método do passo 1.10. Para poupar tempo, ambos os silanizar bolachas, ao mesmo tempo num único exsicador. </li></ol></li></ol> 2. LADE Chip Fabrication NOTA: O chip CARREGAR é feita de dois PDMS peças que são ligadas uma à outra por ligação adesiva 24. A primeira parte contém as características microfluídicos. A outra parte é plana e utilizado para selar os canais. Bonded juntos, eles formam a forma redonda necessário para fazer a interface do chip com o sistema de transporte da gota. Aqui, a fabricação deas duas peças e a sua ligação é descrito. Todos os passos do processo são mostrados na Figura 4. <ol><li> Preparar 44 g de PDMS por mistura de 40 g de pré-polímero com 4 g do PDMS agente de cura (isto irá resultar em até 6 batatas fritas). Desgasificar os PDMS em um dessecador até que esteja livre de bolhas (isso vai levar cerca de 20 min). </li><li> Replica moldagem das metades estruturadas. <ol><li> Coloque a forma de fundição em cima do wafer e encaixá-la utilizando as estruturas de orientação em torno do projeto (ver Figura 5). Ir a rotura no lugar para o halve PDMS plana. </li><li> Pour cerca de 3 a 4 g do PDMS desgaseificados sob a forma de fundição e coloque-o durante 6 minutos num prato quente a 150 ° C. Arrefecer o PDMS curados sob a forma de fundição e levante cuidadosamente o wafer forma de fundição com uma espátula. </li><li> A fim de evitar qualquer contaminação dos canais de microfluidos cobrir o lado do chip que foi previamente em contacto with da bolacha com fita. Corte cuidadosamente a fita ao longo da borda da parte PDMS para remover o excesso de PDMS. </li></ol></li><li> Para fabricar as metades PDMS planas repetir o 2.2.1 passos acima mencionados para 2.2.3 com a bolacha silanizada branco. </li><li> Peel da fita e furos de conexão fluido para as metades estruturadas com um perfurador de biópsia. Proteger as estruturas com fita durante o armazenamento. </li><li> Unir as partes PDMS juntos por colagem utilizando as PDMS agente 24 de cura. <ol><li> Tome uma pastilha de silício não tratada e girar revesti-la com PDMS agente de cura para 30 segundos a 6.000 rpm. Pegue o wafer fora do coater rodada. </li><li> Remover a fita a partir das metades estruturadas e colocá-los com as estruturas voltadas para baixo sobre a bolacha. Empurrar suavemente no topo dos PDMS para remover bolhas de ar. </li><li> Retire a fita dos PDMS em branco metades. Dê uma halve estruturado a partir do wafer e alinhá-lo manualmente em cima do halve PDMS plana. Aperte delicadamente oseparar em conjunto para remover as bolhas de ar e deixar a cura de chip montado durante 24 horas à temperatura ambiente. Não empurre as partes em conjunto com força, pois isso pode fazer com que os canais a entrar em colapso. </li></ol></li><li> Cortar o bico do chip ao longo da linha indicadora ortogonal para o canal do bocal com uma faca para abrir o bocal de saída. Use um dispositivo de alinhamento para garantir um corte em linha reta, o que é necessário para uma ejeção de líquido em linha reta. Inspecione o circuito sob um microscópio para defeitos nos canais microfluídicos e partículas de poeira. Coloque uma fita adesiva sobre os orifícios de entrada para proteger os chips durante o armazenamento. </li><li> Ligue uma garrafa Woulff com tubulação a uma fonte de nitrogênio seco e para todas as entradas do chip LADE. Depósito de 50 ul de 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane na parte inferior da garrafa Woulff e fechar. </li><li> Silanizadas os canais de microfluidos por lavagem todos os canais de 20 min com a corrente de azoto que contém 1 H, 1 H </em&gt;, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane a uma taxa de fluxo de aproximadamente 1 ml / s. Os chips são pronto para experimentos e pode ser armazenado durante pelo menos várias semanas à temperatura ambiente. </li></ol> 3. Preparação para o Sistema de Medição / Gota Transportes NOTA: construir todo o sistema de transporte de gotícula em cima de uma mesa óptica, uma vez que é necessário para construir uma estrutura de suporte estável para a configuração. Um esquema de todo o sistema de transporte de gotas é representado na Figura 6. <ol><li> Instale um poli ciclônica personalizado (metacrilato de metila) adaptador (PMMA) com mais 50 cm acoplada tubo de aço inoxidável na vertical. Ligue o adaptador a uma fonte de hélio com um controlador de fluxo de massa. Anexar uma câmera (alta velocidade) e uma lâmpada para o adaptador nos locais opostos para visualização gota. </li><li> Coloque um aquecedor de cartucho no meio do tubo de aço e usar poli (cloreto de vinilo) (PVC) e tubagem um tubo Legrisconector para ligar a extremidade do tubo de aço com a entrada do desolvator membrana. </li><li> Ligue a saída do desolvator com outro tubo de PVC de um adaptador de fluxo laminar, que está directamente ligada à entrada ICPMS. Conecte o adaptador de fluxo laminar a uma fonte de argônio com um controlador de fluxo de massa e, mais tarde, usá-lo para misturar Argon para alcançar uma condição de operação estável. </li><li> Alinhar o adaptador, bem como o tubo de aço vertical, com um nível de bolha. Se o alinhamento não é preciso, pois pode levar a perdas significativas de gotículas. Colocar um tampão no adaptador para evitar gases vazando durante o tempo de aquecimento do sistema. </li><li> Comece fluxos de gás todos acima mencionados e dispositivos usando as configurações a partir da Tabela 1. Permitir que o sistema aquecer por 15 min. O aquecedor de cartucho tem 2 horas para estabilizar a temperatura, ligue-o com antecedência. </li><li> Coloque as bombas de seringa em uma cremalheira na altura do adaptador de hélio ciclônica. Manter a distância entre obombas de seringa e o adaptador tão curto quanto possível. </li></ol> 4. Medições NOTA: O protocolo seguinte é escrita em termos gerais, devido à variedade de soluções e suspensões, que podem ser utilizados. No entanto, as suspensões de células devem ser diluídas a uma concentração de &lt;1 x 10 7 células / ml, quando a análise de célula única é realizado, para assegurar que a maior parte das gotículas de transportar apenas uma célula. Para medições com células colocar as bombas de seringa com um ângulo de modo a que a saída das seringas apontar para baixo e instalar o tubo de tal maneira que eles apontam para baixo. <ol><li> Anexar a tubulação para as seringas. Carga duas seringas de 5 ml com perf luoro-hexano e uma seringa de 1 ml com uma solução ou suspensão de amostra. Remova todas as bolhas de ar nas seringas e tubos. </li><li> Instale as seringas em uma bomba de seringa e conectá-los às entradas do chip. Comece as bombas de seringa usando as configurações iniciais deTabela 1 (ou as taxas de fluxo mais elevadas). Dê os fluxos de 3 a 5 min para estabilizar. <ol><li> Remover o excesso de líquido a partir da ponta do chip com um tecido. Os líquidos devem agora ejetar do chip em um jato direto. Se uma ejecção não linear pode ser alcançada, limpando com um tecido substituir o chip e começar de novo com este passo. </li></ol></li><li> Remova o plugue do adaptador e insira cuidadosamente o chip no adaptador. Lubrifique o chip com FC-40, se necessário. Um chip pode ser utilizado para, pelo menos, 2 horas de experiências. </li><li> Alterar a velocidade de fluxo para estar dentro das configurações de medição recomendadas da Tabela 1. Taxa mais baixa de fluxo do PFH não só economiza PFH, mas também reduz o fundo do sinal, causado por interferências isobáricas. </li><li> Submeter o sistema de 2-5 min para estabilizar (dependendo dos caudais escolhidos). Otimizar os ICPMS para a maior intensidade do sinal dos analitos de interesse. <ol><li> Ajustar sucessivamente os fluxos de todos os gases nos controladores de fluxo de massa (ver as gamas recomendadas na Tabela 1) até que a intensidade máxima do sinal dos analitos de interesse é conseguida. Sintonizar a energia do plasma e as tensões de lentes de focagem (de acordo com gamas recomendadas pelo fabricante) sobre os ICPMS da mesma maneira. </li></ol></li><li> Definir as ICPMS para um tempo de pausa de 10 ms (aplicada para obter as ICPMS usados ​​mas pode ser ajustada com outros instrumentos para assegurar uma aquisição resolvida no tempo). Iniciar a gravação do sinal de um m / z particular, utilizando o protocolo do fabricante. </li><li> Após a medição, transferir os dados em bruto para o programa de análise de dados para a avaliação. Bin os dados, dados em contagens por 10 ms, com um built-in-função, e gráfico resultante valores centro bin contra contagens. Encaixe cada pico no histograma de distribuição de freqüência plotados com uma função de Gauss. A média e o ajuste de sigma representam a intensidade de sinal média e o seu desvio padrão, respectivamente. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. A calibração Concept <ol><li> Medir uma solução única ou padrão multi-elemento que contém o elemento ou os elementos de interesse nas mesmas taxas de fluxo como a amostra. </li><li> Coloque um chip CARREGAR numa placa de Petri sobre um microscópio. Para uma melhor qualidade de imagem usar um chip não-round. Fabricar este chip conforme descrito na etapa 2, mas usando uma forma de fundição retangular simples em vez de um parcialmente em forma redonda. </li><li> Siga os passos 4.1 a 4.2.1 para iniciar a geração de gotículas. Defina as taxas de fluxo para as taxas de fluxo utilizadas na etapa 5.1. </li><li> Grava imagens das gotículas aquosas com uma câmera de alta velocidade acoplada a um microscópio (objetiva 20X). Use um software de análise de imagem como a morfometria gota e software velocimetria por Basu 25 para obter o diâmetro médio de gota a partir das gravações. </li><li> Utilizar o diâmetro médio das gotículas de calcular o volume de gotícula, assumindo que a gotícula é um objecto esférico. <ol><li> Deste volume e o knprópria concentração de um analito na gotícula calcular o número de átomos correspondentes. Dividir o número de iões medidos por gota ao número de átomos de obter a eficiência de detecção. Utilizar esta eficiência de detecção para calcular o número de átomos presentes numa amostra desconhecida. NOTA: Uma vez que as variações entre os chips individuais são pequenos 22, não é necessário repetir a medição do tamanho das gotas para cada chip ou solução se as taxas de fluxo permanecer o mesmo. A lista dos tamanhos de gotas e frequências de acordo com as taxas de fluxo específicos é publicado pela Verboket et al. 22. </li></ol></li></ol>

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R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+injection+with+microfluidics+using+picoinjectors.">High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).</li><li>Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decompressing+emulsion+droplets+favors+coalescence.">Decompressing emulsion droplets favors coalescence.</a> Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).</li><li>Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pillar-induced+droplet+merging+in+microfluidic+circuits.">Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).</li><li>Song, H., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond+kinetics+on+a+microfluidic+chip+using+nanoliters+of+reagents.">Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents.</a> J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).</li><li>Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactions+in+droplets+in+microflulidic+channels.">Reactions in droplets in microflulidic channels.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).</li><li>Lombardi, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics+with+magnetic+beads:+a+new+tool+to+investigate+drug-protein+interactions.">Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions.</a> Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalization+of+chemically+separated+components+into+droplets.">Compartmentalization of chemically separated components into droplets.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary+electrophoresis+separation+in+the+presence+of+an+immiscible+boundary+for+droplet+analysis.">Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis.</a> Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).</li><li>Baret, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-activated+droplet+sorting+(FADS):+efficient+microfluidic+cell+sorting+based+on+enzymatic+activity.">Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity.</a> Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).</li><li>Agresti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution.">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Embora a fabricação dos chips é muito confiável há alguns pontos críticos durante a fabricação que requerem atenção especial. Em primeiro lugar, a limpeza durante a montagem é muito importante para evitar a contaminação do chip pela poeira. A poeira pode bloquear os canais e prevenir uma geração de gotículas estável. Em segundo lugar, é especialmente importante que a ponta é cortada ortogonal para o canal do bocal. O ângulo de corte influencia fortemente o ângulo de ejecção. Se o líquido é eject...

Análise elementar de amostras líquidas por espectrometria de massas com plasma (ICPMS) é comumente realizada utilizando nebulizadores em combinação com câmaras de pulverização como o sistema de introdução 1. Neste sistema de introdução da amostra, a amostra é pulverizada através de um nebulizador para gerar um aerossol polidispersa. A câmara de pulverização downstream é usado para filtrar grandes gotas. Este método está associado a um elevado consumo de amostra (&gt; 0,3 ml min -1) 2 e um meio de transporte da amostra incompleta. Assim, torna-se impraticável para aplicações onde os volumes de amostra apenas microlitro estão disponíveis, como em estudos biológicos, forenses, toxicológicos e clínicos 3. Para reduzir o consumo de amostra, os nebulizadores com dimensões de bicos menores foram desenvolvidos 3. No entanto, o tamanho do bico reduzida aumenta o risco de entupimento quando amostras de fluidos biológicos não digeridas ou soluções salinas concentradas têm de ser analisados ​​3. et al. 4. Os autores injectado um líquido em ICPMS sob a forma de microgotículas monodispersas discretas, que foram produzidos por uma microbomba conduzido piezo-electricamente. Mesmo que esse mesmo sistema não encontrou a aplicação larga, iniciou o desenvolvimento do conceito de introdução gota discreta em ICPMS. Hoje, piezo-electricamente impulsionada sistemas, o que pode gerar gotículas de tamanho de 30, 50, 70 e 100 ^ m e a frequências de 100-2,000 Hz distribuição, podem ser adquiridos. As gotas podem ser transportadas para ICPMS com perto de 100% de eficiência 5. Estes distribuidores microgotícula foram aplicadas para medir quantitativamente nanopartículas individuais 5,6, bem como caracterizar as células biológicas individuais 7. Um sistema semelhante com base na tecnologia de jacto de tinta térmico 8 foi testado para análise de amostras biológicas 9. Embora o available sistemas individuais de introdução das gotículas são muito eficientes, podem ser utilizados para pequenos volumes de amostra e são promissores para a análise de células e nanopartículas, eles têm várias limitações. Para um tamanho fixo do bocal, o tamanho das gotas pode ser variada apenas ligeiramente (a menos que ajustes personalizados são utilizados 10). As alterações das propriedades físicas do líquido (pH, teor de sal) podem alterar as características de gotículas (tamanho, velocidade de injecção). Além disso, estes dispositivos são bastante caros, propensos a entupimento e são difíceis de limpar. Outro método para gerar gotículas é conhecido no campo da gota de 11 microfluidos. Nos últimos anos gota microfluidics ganhou interesse para (bio) reações químicas 12-15 e para estudos de células únicas 16,17. Além disso, esta técnica foi aplicada para a introdução de amostras em espectrometria de massa por ionização por electropulverização 18,19 e para a preparação de amostras de laser assistida por matriz dessorção / ionizatioespectrometria de massa n 20,21. Recentemente, nós introduzimos um sistema baseado microfluídicos para a introdução da amostra em ICPMS 22. O principal componente do nosso sistema de introdução é a ejecção de gotículas (LADE) chip de líquido assistida. Este chip consiste totalmente de poli (dimetilsiloxano) (PDMS). Na primeira junção do canal de fluxo a focagem é usado para gerar gotículas monodispersas de uma solução aquosa a amostra (Figura 1). Para este efeito, a altamente volátil (ponto de 58-60 ° C de ebulição 23) e o transportador de fase imiscível perfluoro (PFH) é utilizado (Figura 1). Estas propriedades de PFH permitir uma geração de gotículas estável e rápida remoção da fase da portadora. As alterações nas propriedades do líquido de amostra influência este método de geração menos, em comparação com outros geradores de gotas. O tamanho das gotículas é ajustável ao longo de uma vasta gama, alterando as taxas de fluxo da fase aquosa e a PSF. Numa secondar jusantey junção, mais PFH é adicionado para aumentar a velocidade do fluxo de, pelo menos, 1 m seg -1. A esta velocidade, o líquido pode ser ejetado do chip no jet estável e reto (Figura 1), sem destruição das gotículas (Figura 1 caixa). Este projeto de junção dupla permite controlar a estabilidade jet independente de geração de gotículas. As gotículas são transportados para os ICPMS com um sistema de transporte personalizado. Este sistema compreende um tubo de queda e uma desolvator membrana para remover o PFH. Os resíduos secos das gotículas aquosas são subsequentemente ionizado no plasma do ICPMS e um detector mede os iões de massa. A parte da frente do chip é garantir uma conexão firme com o sistema de transporte de gotícula em forma de barril. A ejecção da amostra aquosa como gotículas de PFH é benéfica, porque o contacto com o bocal é evitada. Isto reduz consideravelmente o risco de entupimento do bico, o qual pode ser um problema quando se trabalha com suspensões de células ou de cosoluções salinas ncentrated. Os chips LADE, fabricados por PDMS litografia macia, são baratas (custo do material de aproximadamente US $ 2 por chip), descartáveis ​​e fácil de modificar. Em combinação com a fabricação, que requer apenas uma pequena quantidade de trabalho manual cada experiência pode ser realizada com um novo chip. Portanto, uma limpeza laboriosa não é necessário e é minimizada a contaminação cruzada. Aqui, a fabricação do chip CARREGAR por litografia macia e sua aplicação para ICPMS são descritos. Exemplos de medições com uma solução aquosa e uma suspensão de células são apresentados.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="919">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:320px;">Company</td>
			<td style="width:147px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:183px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Silicon wafer 100 mm</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Si-Mat (Kaufering, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">SU-8 2002</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n.a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">SU-8 2050</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n.a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Acetone</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">100014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">MR-developer 600</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Isopropanol</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">109634</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">1H,1H,2H,2H-perfluorodecyltrichlorosilane</td>
			<td align="left" style="width:320px;">ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">AB111155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Dow Corning (Michigan, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">39100000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Perfluorohexane 99%</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">281042</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">FC-40</td>
			<td align="left" style="width:320px;">ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">AB103511</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Phosphate-buffered saline&#160;</td>
			<td align="left">Life Technologies (Paisley, U.K.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">10010-015</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Red blood cells in phosphate-buffered saline</td>
			<td align="left">Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">R400-0100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td align="left" height="42" style="height:42px;width:269px;">Single-element standard solutions Na, Fe</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Multielement standard solution&#160;</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">IV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Nitric acid</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sub-boiled</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Ultrahigh-purity water</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;"></td>
			<td style="width:320px;"></td>
			<td style="width:147px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:269px;">Name of Equipment</td>
			<td style="width:320px;"></td>
			<td style="width:147px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Hot plate HP 160 III BM</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sawatec (Sax, Switzerland)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for wafer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Spin modules SM 180 BM</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Sawatec (Sax, Switzerland)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for wafer preparation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">MA-6 mask aligner</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Su&#776;ss MicroTec (Garching, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">High resolution film photomask</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Microlitho (Essex, U.K.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Step profiler Dektak XT advanced</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Bruker&#160; (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Hot plate MR 3002</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Heidolph (Schwabach, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for replica molding&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">1.5 mm biopsy puncher</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Miltex (Pennsylvania, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">33-31AA/33-31A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Spin coater&#160; WS-400 BZ-6NPP/LITE</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Laurell (Pennsylvania, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">used for adhesive bonding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Syringe pump neMESYS</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Cetoni (Korbussen, Germany)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">1 mL syringe&#160;</td>
			<td align="left">Codan (Lensahn, Germany)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">62.1002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">5 mL syringe&#160;</td>
			<td align="left">B. Braun (Melsungen, Germany)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">4606051V</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">PTFE tubing&#160;</td>
			<td align="left">PKM SA (Lyss, Switzerland)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">PTFE-AWG-TFT20.N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Quadrupole-based ICPMS ELAN6000</td>
			<td align="left">PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.)&#160;</td>
			<td>n. a.&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">Membrane desolvator CETAC6000AT+</td>
			<td align="left">CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)&#160;</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td align="left">only the desolvator unit is used</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;">High speed camera Miro M110</td>
			<td align="left">Vision Research (New Jersey, U.S.A.)</td>
			<td style="width:147px;">n. a.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Data analysis program Origin pro</td>
			<td align="left" style="width:320px;">OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">version 8.6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td align="left" height="21" style="height:21px;width:269px;">Microscope</td>
			<td align="left" style="width:320px;">Olympus (Tokyo, Japan)</td>
			<td align="left" style="width:147px;">IX71</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a microfluidic chip for icpms sample introduction

Este protocolo discute a fabricação e uso de um baixo custo chip microfluídico descartável como o sistema de introdução de amostras para a espectrometria de massas com plasma (ICPMS). O chip produz gotículas monodispersas em amostras aquosas de perfluoro-hexano (PFH). Tamanho e frequência das gotículas aquosas pode ser variada no intervalo de 40 a 60 mm e de 90 a 7000 Hz, respectivamente. As gotículas são ejectadas a partir do chip com um segundo fluxo de PFH e permanecer intacta durante a ejecção. Um sistema de dessolvatação construído sob encomenda remove o PFH e transporta as gotas para os ICPMS. Aqui, os sinais muito estáveis ​​com uma estreita distribuição de intensidade pode ser medido, mostrando o monodispersity das gotículas. Mostra-se que o sistema de introdução podem ser utilizados para a determinação quantitativa de ferro nas células vermelhas do sangue de bovinos individuais. No futuro, as capacidades do dispositivo de introdução pode ser facilmente estendido pela integração de módulos microfluídicos adicionais.

O sistema apresentado pode ser empregue para medir pequenos volumes de soluções ou suspensões que contêm células ou nanopartículas. Exemplos de uma medição de uma solução padrão e caracterização de células individuais são mostradas aqui. Mais exemplos podem ser encontrados em Verboket et ai. 22. Tipicamente, o sinal de uma única gota de uma solução é um evento muito curto. Ele geralmente dura alguns 100 ms 26. Com os ICPMS utilizados aqui (te...

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A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Nós apresentamos um sistema de introdução de amostras de gotículas discreto para espectrometria de massas com plasma (ICPMS). Baseia-se um chip de microfluidos barato e descartável, que gera gotículas altamente monodispersas numa gama de tamanhos de 40-60 mm a frequências de 90 a 7.000 Hz.

Um chip microfluídico para ICPMS Amostra Introdução

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

a-microfluidic-chip-for-icpms-sample-introduction

Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.1K visualizações.  ETH Zurich.  Nós apresentamos um sistema de introdução de amostras de gotículas discreto para espectrometria de massas com plasma (ICPMS). Baseia-se um chip de microfluidos barato e descartável, que gera gotículas altamente monodispersas numa gama de tamanhos de 40-60 mm a frequências de 90 a 7.000 Hz. 

Vídeo: A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Fluorescence detection methods for microfluidic droplet platforms

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that accompany system miniaturisation. Advantages include the ability to efficiently process nano- to femoto- liter volumes of sample, facile integration of functional components, an intrinsic predisposition towards large-scale multiplexing, enhanced analytical throughput, improved control and reduced instrumental footprints.1
In recent years much interest has focussed on the development of droplet-based (or segmented flow) microfluidic systems and their potential as platforms in high-throughput experimentation.2-4 Here water-in-oil emulsions are made to spontaneously form in microfluidic channels as a result of capillary instabilities between the two immiscible phases. Importantly, microdroplets of precisely defined volumes and compositions can be generated at frequencies of several kHz. Furthermore, by encapsulating reagents of interest within isolated compartments separated by a continuous immiscible phase, both sample cross-talk and dispersion (diffusion- and Taylor-based) can be eliminated, which leads to minimal cross-contamination and the ability to time analytical processes with great accuracy. Additionally, since there is no contact between the contents of the droplets and the channel walls (which are wetted by the continuous phase) absorption and loss of reagents on the channel walls is prevented.
Once droplets of this kind have been generated and processed, it is necessary to extract the required analytical information. In this respect the detection method of choice should be rapid, provide high-sensitivity and low limits of detection, be applicable to a range of molecular species, be non-destructive and be able to be integrated with microfluidic devices in a facile manner. To address this need we have developed a suite of experimental tools and protocols that enable the extraction of large amounts of photophysical information from small-volume environments, and are applicable to the analysis of a wide range of physical, chemical and biological parameters. Herein two examples of these methods are presented and applied to the detection of single cells and the mapping of mixing processes inside picoliter-volume droplets. We report the entire experimental process including microfluidic chip fabrication, the optical setup and the process of droplet generation and detection.

Droplet-based microfluidic platforms are promising candidates for high throughput experimentation since they are able to generate picoliter, self-compartmentalized vessels inexpensively at kHz rates. Through integration with fast, sensitive and high resolution fluorescence spectroscopic methods, the large amounts of information generated within these systems can be efficiently extracted, harnessed and utilized.

Métodos de detecção de fluorescência para as plataformas de gotículas microfluídicos

The development of microfluidic platforms for performing chemistry and biology has in large part been driven by a range of potential benefits that ...

Bioengenharia

Microfluidic Chip Fabrication and Method to Detect Influenza

Fast and effective diagnostics play an important role in controlling infectious disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we present an integrated microfluidic thermoplastic chip with the ability to amplify influenza A virus in patient nasopharyngeal (NP) swabs and aspirates. Upon loading the patient sample, the microfluidic device sequentially carries out on-chip cell lysis, RNA purification and concentration steps within the solid phase extraction (SPE), reverse transcription (RT) and polymerase chain reaction (PCR) in RT-PCR chambers, respectively. End-point detection is performed using an off-chip Bioanalyzer (Agilent Technologies, Santa Clara, CA). For peripherals, we used a single syringe pump to drive reagent and samples, while two thin film heaters were used as the heat sources for the RT and PCR chambers. The chip is designed to be single layer and suitable for high throughput manufacturing to reduce the fabrication time and cost. The microfluidic chip provides a platform to analyze a wide variety of virus and bacteria, limited only by changes in reagent design needed to detect new pathogens of interest.

An integrated microfluidic thermoplastic chip has been developed for use as a molecular diagnostic. The chip performs nucleic acid extraction, reverse transcriptase, and PCR. Methods for fabricating and running the chip are described.

Fabricação de chips microfluídicos e método para detectar a gripe

Fast  and effective diagnostics play an important role in controlling infectious  disease by enabling effective patient management and treatment. Here, we ...

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

Um chip microfluídico para a Versátil Análise Química de células individuais

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

The Multi-organ Chip - A Microfluidic Platform for Long-term Multi-tissue Coculture

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need for new solutions for substance testing. Many drugs that have been removed from the market due to drug-induced liver injury released their toxic potential only after several doses of chronic testing in humans. However, a controlled microenvironment is pivotal for long-term multiple dosing experiments,&#160;as even minor alterations in extracellular conditions may greatly influence the cell physiology. We focused within our research program on the generation of a microengineered bioreactor, which can be dynamically perfused by an on-chip pump and combines at least two culture spaces for multi-organ applications. This circulatory system mimics the in vivo conditions of primary cell cultures better and assures a steadier,&#160;more quantifiable extracellular relay of signals to the cells. 
For demonstration purposes, human liver equivalents, generated by aggregating differentiated HepaRG cells with human hepatic stellate cells in hanging drop plates, were cocultured with human skin punch biopsies for up to 28 days inside the microbioreactor. The use of cell culture inserts enables the skin to be cultured at an air-liquid interface, allowing topical substance exposure. The microbioreactor system is capable of supporting these cocultures at near physiologic fluid flow and volume-to-liquid ratios, ensuring stable and organotypic culture conditions. The possibility of long-term cultures enables the repeated exposure to substances. Furthermore, a vascularization of the microfluidic channel circuit using human dermal microvascular endothelial cells yields a physiologically more relevant vascular model.

Here, we present a protocol to coculture primary cells, tissue models and punch biopsies in a microfluidic multi-organ chip for up to 28 days. Human dermal microvascular endothelial cells, liver aggregates and skin biopsies were successfully combined in a common media circulation.

O Chip Multi-organ - Uma plataforma microfluídica para longo prazo Coculture Multi-tecidos

The ever growing amount of new substances released onto the market and the limited predictability of current in vitro test systems has led to a high need ...

Electrotaxis Studies of Lung Cancer Cells using a Multichannel Dual-electric-field Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of physiological dcEF in guiding cell movement during embryo development, cell differentiation, and wound healing has been demonstrated in many studies. By applying microfluidic chips to an electrotaxis assay, the investigation process is shortened and experimental errors are minimized. In recent years, microfluidic devices made of polymeric substances (e.g., polymethylmethacrylate, PMMA, or acrylic) or polydimethylsiloxane (PDMS) have been widely used in studying the responses of cells to electrical stimulation. However, unlike the numerous steps required to fabricate a PDMS device, the simple and rapid construction of the acrylic micro&#64258;uidic chip makes it suitable for both device prototyping and production. Yet none of the reported devices facilitate the efficient study of the simultaneous chemical and dcEF effects on cells. In this report, we describe our design and fabrication of an acrylic-based multichannel dual-electric-field (MDF) chip to investigate the concurrent effect of chemical and electrical stimulation on lung cancer cells. The MDF chip provides eight combinations of electrical/chemical stimulations in a single test. The chip not only greatly shortens the required experimental time but also increases accuracy in electrotaxis studies.

Many microfluidic devices have been developed for use in the study of electrotaxis. Yet, none of these chips allows the efficient study of the simultaneous chemical and electric-field (EF) effects on cells. We developed a polymethylmethacrylate-based device that offers better-controlled coexisting EF and chemical stimulation for use in electrotaxis research.

Electrotaxis Estudos de pulmão células de câncer usando um Multichannel Dual-elétrico-campo Microfluidic Chip

The behavior of directional cell migration under a direct current electric-field (dcEF) is referred to as electrotaxis. The significant role of ...

Co-culture of Living Microbiome with Microengineered Human Intestinal Villi in a Gut-on-a-Chip Microfluidic Device

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human gut-on-a-chip microphysiological device. We recapitulate the intestinal lumen-capillary tissue interface in a microfluidic device, where physiological mechanical deformations and fluid shear flow are constantly applied to mimic peristalsis. In the lumen microchannel, human intestinal epithelial Caco-2 cells are cultured to form a &#39;germ-free&#39; villus epithelium and regenerate small intestinal villi. Pre-cultured microbial cells are inoculated into the lumen side to establish a host-microbe ecosystem. After microbial cells adhere to the apical surface of the villi, fluid flow and mechanical deformations are resumed to produce a steady-state microenvironment in which fresh culture medium is constantly supplied and unbound bacteria (as well as bacterial wastes) are continuously removed. After extended co-culture from days to weeks, multiple microcolonies are found to be randomly located between the villi, and both microbial and epithelial cells remain viable and functional for at least one week in culture. Our co-culture protocol can be adapted to provide a versatile platform for other host-microbiome ecosystems that can be found in various human organs, which may facilitate in vitro study of the role of human microbiome in orchestrating health and disease.

We describe an in vitro protocol to co-culture gut microbiome and intestinal villi for an extended period using a human gut-on-a-chip microphysiological system.

Co-cultura de Vida Microbiome com Intestinal Microengineered Humano Villi num Gut-on-a-Chip Microfluidic Dispositivo

Here, we describe a protocol to perform long-term co-culture of multi-species human gut microbiome with microengineered intestinal villi in a human ...

Multi-step Variable Height Photolithography for Valved Multilayer Microfluidic Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to entry for non-specialists who would benefit greatly from the ability to develop their own microfluidic devices to address research questions. Particularly lacking has been the open dissemination of protocols related to photolithography, a key step in the development of a replica mold for the manufacture of polydimethylsiloxane (PDMS) devices. While the fabrication of single height silicon masters has been explored extensively in literature, fabrication steps for more complicated photolithography features necessary for many interesting device functionalities (such as feature rounding to make valve structures, multi-height single-mold patterning, or high aspect ratio definition) are often not explicitly outlined. 
Here, we provide a complete protocol for making multilayer microfluidic devices with valves and complex multi-height geometries, tunable for any application. These fabrication procedures are presented in the context of a microfluidic hydrogel bead synthesizer and demonstrate the production of droplets containing polyethylene glycol (PEG diacrylate) and a photoinitiator that can be polymerized into solid beads. This protocol and accompanying discussion provide a foundation of design principles and fabrication methods that enables development of a wide variety of microfluidic devices. The details included here should allow non-specialists to design and fabricate novel devices, thereby bringing a host of recently developed technologies to their most exciting applications in biological laboratories.

Multilayer microfluidic devices often involve the fabrication of master molds with complex geometries for functionality. This article presents a complete protocol for multi-step photolithography with valves and variable height features tunable to any application. As a demonstration, we fabricate a microfluidic droplet generator capable of producing hydrogel beads.

Multi-passo fotolitografia Variável Altura para Valved multicamada microfluídicos Devices

Microfluidic systems have enabled powerful new approaches to high-throughput biochemical and biological analysis. However, there remains a barrier to ...

Dry Film Photoresist-based Electrochemical Microfluidic Biosensor Platform: Device Fabrication, On-chip Assay Preparation, and System Operation

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An easy-to-use and low-cost sensor platform is highly desired to measure various types of analytes (e.g., biomarkers, hormones, and drugs) quantitatively and specifically. For this reason, dry film photoresist technology - enabling cheap, facile, and high-throughput fabrication - was used to manufacture the microfluidic biosensor presented here. Depending on the bioassay used afterwards, the versatile platform is capable of detecting various types of biomolecules. For the fabrication of the device, platinum electrodes are structured on a flexible polyimide (PI) foil in the only clean-room process step. The PI foil serves as a substrate for the electrodes, which are insulated with an epoxy-based photoresist. The microfluidic channel is subsequently generated by the development and lamination of dry film photoresist (DFR) foils onto the PI wafer. By using a hydrophobic stopping barrier in the channel, the channel is separated into two specific areas: an immobilization section for the enzyme-linked assay and an electrochemical measurement cell for the amperometric signal readout.
The on-chip bioassay immobilization is performed by the adsorption of the biomolecules to the channel surface. The glucose oxidase enzyme is used as a transducer for electrochemical signal generation. In the presence of the substrate, glucose, hydrogen peroxide is produced, which is detected at the platinum working electrode. The stop-flow technique is applied to obtain signal amplification along with rapid detection. Different biomolecules can quantitatively be measured by means of the introduced microfluidic system, giving an indication of different types of diseases, or, in regard to therapeutic drug monitoring, facilitating a personalized therapy.

A microfluidic biosensor platform was designed and fabricated using low-cost dry film photoresist technology for the rapid and sensitive quantification of various analytes. This single-use system allows for the electrochemical readout of on-chip-immobilized enzyme-linked assays by means of the stop-flow technique.

Película seca baseada em fotorresiste eletroquímica Microfluidic Biosensor plataforma: Fabricação de dispositivo, ensaio em-microplaqueta preparação e operação de sistema

In recent years, biomarker diagnostics became an indispensable tool for the diagnosis of human disease, especially for the point-of-care diagnostics. An ...

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means of identifying radiosensitive sites in living organisms. This paper describes a series of on-chip immobilization methods developed for the targeted microbeam irradiation of live individuals of Caenorhabditis elegans. Notably, the treatment of the polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic chips that we previously developed to immobilize C. elegans individuals without the need for anesthesia is explained in detail. This chip, referred to as a worm sheet, is resilient to allow the microfluidic channels to be expanded, and the elasticity allows animals to be enveloped gently. Also, owing to the self-adsorption capacity of the PDMS, animals can be sealed in the channels by covering the surface of the worm sheet with a thin cover film, in which animals are not pushed into the channels for enclosure. By turning the cover film over, we can easily collect the animals. Furthermore, the worm sheet shows water retention and allows C. elegans individuals to be subjected to microscopic observation for long periods under live conditions. In addition, the sheet is only 300 &#181;m thick, allowing heavy ions such as carbon ions to pass through the sheet enclosing the animals, thus allowing the ion particles to be detected and the applied radiation dose to be measured accurately. Because selection of the cover films used for enclosing the animals is very important for successful long-term immobilization, we conducted the selection of the suitable cover films and showed a recommended one among some films. As an application example of the chip, we introduced imaging observation of muscular activities of animals enclosing the microfluidic channel of the worm sheet, as well as the microbeam irradiation. These examples indicate that the worm sheets have greatly expanded the possibilities for biological experiments.

Immobilization of Live Caenorhabditis elegans Individuals Using an Ultra-thin Polydimethylsiloxane Microfluidic Chip with Water Retention

A series of immobilization methods has been established to allow the targeted irradiation of live Caenorhabditis elegans individuals using a recently developed ultra-thin polydimethylsiloxane microfluidic chip with water retention. This novel on-chip immobilization is also adequate for imaging observations. The detailed treatment and application examples of the chip are explained.

Imobilização de indivíduos ao vivo Caenorhabditis elegans , usando um Chip de Microfluidic polidimetilsiloxano ultrafino com retenção de água

Radiation is widely used for biological applications and for ion-beam breeding, and among these methods, microbeam irradiation represents a powerful means ...

Establishing Single-Cell Based Co-Cultures in a Deterministic Manner with a Microfluidic Chip

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases including cancer. However, it is challenging to clarify the complex mechanism of intercellular interactions in highly heterogeneous cell populations using conventional co-culture systems because the heterogeneity of the cell subpopulation is obscured by the average values; the conventional co-culture systems can only be used to describe the population signal, but are incapable of tracking individual cells behavior. Furthermore, conventional single-cell experimental methods have low efficiency in cell manipulation because of the Poisson distribution. Microfabricated devices are an emerging technology for single-cell studies because they can accurately manipulate single cells at high-throughput and can reduce sample and reagent consumption. Here, we describe the concept and application of a microfluidic chip for multiple single-cell co-cultures. The chip can efficiently capture multiple types of single cells in a culture chamber (~46%) and has a sufficient culture space useful to study the cells&#39; behavior (e.g., migration, proliferation, etc.) under cell-cell interaction at the single-cell level. Lymphatic endothelial cells and oral squamous cell carcinoma were used to perform a single-cell co-culture experiment on the microfluidic platform for live multiple single-cell interaction studies.

This report describes a microfluidic chip-based method to set up a single cell culture experiment in which high-efficiency pairing and microscopic analysis of multiple single cells can be achieved.

Estabelecendo co-culturas baseadas em uma única célula de forma determinística com um chip Microfluídico

Cell co-culture assays have been widely used for studying cell-cell interactions between different cell types to better understand the biology of diseases ...