Queremos agradecer a nuestras fuentes de financiamiento: El Instituto de Medicina Regenerativa de California Clínica Fellow de Formación Grant (AN), National Science Foundation (MW), Irene Premio Perstein (TCM), Colegio Americano de Cirujanos (MTC), la American Pediatric Surgical Association ( MTC), y la March of Dimes (TCM).

1. Preparación de pipetas de inyección <ol><li> Calibrar el extractor de la pipeta de modo que la separación de la pipeta de vidrio se produce en 15 segundos (vea las instrucciones del fabricante con respecto a la calibración). La pipeta se tiene una forma cónica que se separa. </li><li> Corte el extremo de la pipeta de modo que la distancia desde el inicio de la puesta a punto hasta el final de la pipeta se 1.04cm de 1.05cm. La longitud de la pipeta es inversamente proporcional a la talla del orificio de la pipeta. Tenga en cuenta que la toma de una pipeta ya también se traduce en una punta más débil que es más susceptible a la rotura durante la inyección. </li><li> El siguiente paso en la toma de la pipeta es para crear un bisel liso de afilar la punta en una rueda de diamante afilado. En el momento de cortar la pipeta al tamaño adecuado, la pipeta a menudo se rompe con un bisel natural en su extremo que se debe utilizar cuando se coloca la pipeta en el volante. Durante este proceso, es importante para que se apoye la pipeta en la rueda de afilar y la reevaluación periódica para asegurarse de que la pipeta ha dejado de tocar la rueda (como el bisel se vuelve más suave, se pierde el contacto con la rueda de afilar). </li><li> Una vez que el bisel es suave, la punta de la pipeta debe estar afilada (Figura 1). Elevar la pipeta de tal manera que ya no es tocar la rueda de afilar, gire hacia la derecha por 10 a 50 grados, y coloque la pipeta sobre la rueda giratoria para el afilado de 10 segundos. Retirar la pipeta de la rueda de afilar y ahora a examinar el borde. Este paso lo general tiene que ser repetido con varios pequeños ajustes para crear un borde afilado. Si la pipeta se coloca en el borde por mucho tiempo, es más probable el desarrollo de una superficie irregular (Figura 1). Después de completar un lado, se puede proceder a afilar el extremo opuesto, repitiendo los pasos anteriores. </li><li> Use un marcador permanente para dibujar una línea circunferencial cada 4 mm de partida en el cono de la pipeta empieza. Estas demarcaciones corresponden a 5UL de volumen. </li></ol> 2. Trasplante en el útero <ol><li> Después de preparar el material inyectable (por ejemplo, células, virus, etc) se puede configurar para la inyección. Utilizamos un microinyector conectado a aire comprimido con la siguiente configuración: (ajustes de presión: de entrada 60-80 psi, llenar 40 psi, inyectar 8-12 psi, el balance de 0 psi, mantenga 0 psi, tiempo de inyección de 100 milisegundos). </li><li> Para esterilizar la pipeta de inyección, se limpia dos veces con EtOH al 70% seguido por dos veces con PBS estéril 1X. Como la punta de la pipeta es muy frágil, no recomendamos el autoclave las pipetas de inyección. </li><li> Las inyecciones se puede hacer uso de 2,5 veces, 3,5 veces las lupas de aumento o un microscopio de disección. Prepare el área de procedimiento con una manta térmica, la iluminación y los instrumentos quirúrgicos necesarios. </li><li> Anestesiar el ratón embarazadas (que utilizan el isoflurano y el oxígeno suministrado a través de una unidad de anestesia de flujo continuo). Coloque el ratón sobre una almohadilla en la posición supina y colocar cada parte con cinta adhesiva para sujetar el ratón en su lugar. </li><li> Clip de la piel. Entonces, el uso de guantes quirúrgicos estériles, preparación del abdomen con un 10% de povidona yodada seguido por el alcohol, y se inyecta un analgésico como la buprenorfina. </li><li> Haga una incisión de 1 cm en la parte baja del abdomen (la parte más inferior de la incisión debe ser de aproximadamente 1 cm superior a la del introito). Incisión en la piel y la fascia. Tenga cuidado de no dañar los órganos abdominales (intestino y la vejiga), que son inmediatamente debajo de la fina capa de la fascia. </li><li> Usar hisopos de algodón, estirar suavemente la fascia y entregar el útero grávido a través de la incisión. Cuente el número total de los fetos, en primer lugar la identificación de los ovarios a derecha e izquierda para asegurarse de que visualizar todo el útero. Lugar en el útero de nuevo en la cavidad abdominal antes de proceder a fin de que los fetos permanecer caliente mientras se prepara para las inyecciones. </li><li> Extraiga el volumen adecuado de material para el número de fetos va a inyectar. Mientras se llena la aguja con la muestra, es importante mantener la punta de la pipeta para evitar la aspiración sumergida la muestra en el tubo microinyector. Dado que las células están generalmente en un pequeño volumen, por lo general los coloca en una microcentrífuga pequeños (por ejemplo: 0,5 ml) de tubo o directamente en un trozo de Parafilm para poder llenar la aguja sin romper la punta de la pipeta. </li><li> Aplique suavemente cada feto e identificar la parte del feto va a inyectar (por ejemplo, hígado, la cavidad peritoneal, la pierna, etc.) Con el pulgar y el índice, se debe estabilizar el feto dentro de la cavidad amniótica para que no gire mientras está realizando la inyección. Es importante mantener el feto con la suficiente firmeza para estabilizarlo pero con cuidado suficiente para evitar que se dañe. </li><li> Introduzca con cuidado la pipeta a través del útero, amnios y la piel del feto, y en el órgano diana. Si la pipeta es fuerte, se debe pasar fácilmente a través de estos tejidos. Si la punta de la pipeta es aburrida, que wi<html> ll abombamiento aviso del útero y las membranas amnióticas. Inyectar el volumen deseado en cada feto. Es imprescindible que los movimientos se firme durante el tiempo de la inserción, la inyección y retiro de la pipeta. </li><li> Una vez que el volumen deseado mediante una inyección, retirar la pipeta con cuidado. Si se realiza correctamente, el material no debe salirse de la cavidad amniótica o el útero. Si un agujero grande que se crea en el amnios, que se puede reconocer por la pérdida de líquido amniótico, la supervivencia está en peligro. Finalmente, para los estudios que involucran a la cosecha después del parto, todos los fetos deben recibir inyecciones de técnica perfecta, ya que no hay manera de discernir los fetos inyectadas y no inyectadas después del nacimiento. </li><li> Si va a realizar inyecciones en el hígado fetal, en ocasiones puede ver sangre en la punta de la pipeta después de su retirada, lo que confirma que está en la posición correcta y no debe afectar a la supervivencia. Si se realiza intra-peritoneal inyecciones, el objetivo ligeramente por debajo del hígado fetal. Para las inyecciones intramusculares, es posible que la posición del feto para identificar la cadera y el fémur y se inyecta el músculo del glúteo. Finalmente, para la inyección intraventricular, es fácil ver los puntos de sutura coronal para dirigir la pipeta con el objetivo apropiado. Por estas inyecciones, un poco más grande pipetas calibre son necesarios para penetrar el cráneo sin romper la pipeta. </li><li> A continuación, coloque cuidadosamente el útero en la cavidad abdominal. Asegúrese de que no se tuerce sobre sí misma o alrededor de su aporte vascular. Entregar 1 ml de PBS estéril 1X en la cavidad peritoneal de la madre para reemplazar el líquido que se perdió durante el procedimiento. Cerrar la incisión en 2 capas con una sutura trenzada absorbible 5-0 (ex: Vicryl). En primer lugar cerrar la fascia, sin lesionar el intestino subyacente o de la vejiga, y luego cerrar la piel. </li><li> En este momento, después del procedimiento se pueden administrar medicamentos para la analgesia. Volver cada hembra inyecta a su jaula individual y colocar la jaula en una manta térmica. Monitorear el ratón hasta que esté en posición vertical. Poner camas en la jaula y coloque el ratón en una zona tranquila de la instalación del ratón en el que no debe ser alterado (es decir, sin limpiar la jaula) hasta varios días después del parto. Reducir al mínimo cualquier tensión adicional para el animal que disminuirá las posibilidades de un parto prematuro. </li><li> Una vez que haya completado la inyección, limpie su pipeta estéril dos veces con PBS 1X y una vez con EtOH al 70%. </li><li> Hembras inyectadas deben ser observados diariamente para asegurar que se están recuperando de un procedimiento sin dificultad. La incisión debe ser monitoreado por la hinchazón, inflamación de los signos, la separación de la herida, y otros de la infección. Post-operatorio se puede administrar analgésicos si es necesario. </li></ol> 3. Los resultados representativos: La supervivencia de los fetos inyectadas a la prestación de largo plazo es el principal factor limitante para lograr el éxito con esta técnica. Dependiendo de la inyección de materiales y la cepa de ratón se utilizan, las tasas de supervivencia puede variar. En general, las inyecciones de células hematopoyéticas en ratones de tipo salvaje en el E14 debe dar lugar a por lo menos 50% de los cachorros nacidos vivos. Las mayores tasas de supervivencia son posibles dependiendo de los aspectos técnicos de la inyección, así como las características de los ratones que se inyecta. Minimizar el trauma de las membranas y líquido amniótico del útero es el aspecto técnico más importante de este protocolo. Sharp, pipetas de pequeño calibre se traducirá en un mínimo trauma del útero durante la inyección. Nosotros no recomendamos el uso de agujas de inyección estándar como el calibre de los pre-fabricados agujas es demasiado grande y se traduciría en un gran agujero en el útero. Hechos a mano pipetas de inyección de vidrio son sólo las agujas de pequeño calibre que pueden ser utilizados en las inyecciones de útero. Técnica quirúrgica cuidadosa y meticulosa, incluyendo el manejo suave del útero y un breve anestésico también es crucial para obtener resultados óptimos. Características específicas de los ratones receptores tales como los antecedentes genéticos, la edad gestacional y tamaño de la camada también puede afectar a la supervivencia. Ciertas cepas de ratones son más susceptibles a trabajo de parto prematuro y pérdida del embarazo en función de sus antecedentes genéticos. 15 animales transgénicos con defectos musculares o neurodegenerativas pueden tener un deterioro de la capacidad para entregar los fetos por vía vaginal después de someterse a una laparotomía media. 8 Estas mujeres embarazadas pueden requerir la entrega de cesárea. También hemos encontrado que la edad gestacional en el momento de la inyección puede afectar la viabilidad. Los fetos que tienen menos de 12 días embrionarias tienen menores tasas de supervivencia de fetos mayores. Finalmente, hemos encontrado que la basura de gran tamaño (&gt; 10 fetos) tienden a tener mayores tasas de muerte fetal después de la inyección. Atención a los aspectos técnicos de esta técnica y las características específicas de los ratones que se inyecta se puede maximizar la supervivencia de los fetos inyectadas. ve_content &quot;&gt; Cuando estos métodos se llevan a cabo correctamente, se puede esperar que todos los fetos son expuestos a la sustancia que se inyecta. Similar a la configuración después del parto, sin embargo, la entrega exitosa de las células o virus en el útero no siempre se traduce en el injerto donante de células o genes expresión, respectivamente. El injerto de células madre, por ejemplo, depende de varios factores como la dosis y la fuente de las células trasplantadas. Del mismo modo, el éxito de la transducción viral es, en parte, determinada por el tipo de vector viral utilizado. Hay que entender los numerosos factores que la supervivencia de las crías del impacto, el injerto celular y transducción viral para lograr el éxito con este protocolo. <img src="/files/ftp_upload/2303/2303fig1.jpg" alt="Figura 1" /> Figura 1. Diagrama que representa el correcto afilado de las pipetas de inyección (Paso 1.4)

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N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+transgene+expression+by+administration+of+a+lentivirus-based+vector+to+the+fetal+circulation+of+immuno-competent+mice.">Long-term transgene expression by administration of a lentivirus-based vector to the fetal circulation of immuno-competent mice.</a> Gene Ther. 10, 1234-1240 (2003).</li><li>Schachtner, S., Buck, C., Bergelson, J., Baldwin, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporally+regulated+expression+patterns+following+in+utero+adenovirus-mediated+gene+transfer.">Temporally regulated expression patterns following in utero adenovirus-mediated gene transfer.</a> Gene Ther. 6, 1249-1257 (1999).</li></ol>

Más de 50 años, Billingham, Brent y Medawar utilizados en el útero de trasplante en ratones para inducir tolerancia inmunológica a proteínas extrañas. 16 Desde entonces, diversas variantes de esta técnica se han utilizado para tratar las cuestiones de la inmunología y la biología de células madre. El protocolo detallado aquí es uno de los métodos más accesibles para los IUT. El hígado fetal ofrece un blanco fácil de visualizar y proporciona acceso a la circ...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Pipettes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Kimble</td>
<td>71900-100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipette puller</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sutter Instruments Company</td>
<td>Model P-30</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microinjector</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Narishige</td>
<td>IM-300</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipette sharpener</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sutter Instruments Company</td>
<td>Model BV-10</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

a mouse model of in utero transplantation

El trasplante de células madre en el útero y el virus tiene un enorme potencial para el tratamiento de alteraciones congénitas en el feto humano. Por ejemplo, en el útero de trasplante (IUT) de las células madre hematopoyéticas se ha utilizado con éxito para tratar pacientes con inmunodeficiencia combinada severa 1,2. En otras condiciones, sin embargo, IUT se ha intentado sin éxito. 3 Teniendo en cuenta estos resultados mixtos, la disponibilidad de un sistema eficiente no humanos modelo para estudiar las secuelas biológicas del trasplante de células madre y terapia génica es fundamental para avanzar en este campo. Nosotros y otros han utilizado el modelo de ratón de la UIT para estudiar los factores que afectan de éxito del injerto en el útero trasplantado células madre hematopoyéticas, tanto en ratones de tipo salvaje 4-7 y personas con enfermedades genéticas. 8,9 El ambiente fetal también ofrece ventajas para el éxito de la terapia génica in utero. Por ejemplo, la entrega de adenovirus 10, adeno-asociado viral 10, 11 antirretrovirales, y los vectores lentiviral 12,13 en el feto ha dado lugar a la transducción de múltiples órganos distantes del sitio de la inyección con la expresión genética a largo plazo. En el útero por lo tanto, la terapia génica puede ser considerada como una posible estrategia de tratamiento para los trastornos de un único gen, como la distrofia muscular o fibrosis quística. Otra ventaja potencial de IUT es la capacidad de inducir tolerancia inmunológica a un antígeno específico. Como se ha visto en ratones con hemofilia, la introducción del factor IX a principios de los resultados del desarrollo de la tolerancia a esta proteína 14. Además de su uso en la investigación de terapias potenciales humanos, el modelo de ratón de IUT puede ser una poderosa herramienta para estudiar las cuestiones básicas de la biología celular y del desarrollo del tallo. Por ejemplo, se puede ofrecer varias moléculas pequeñas para inducir o inhibir la expresión de genes específicos en etapas definidas gestacional y manipular las vías de desarrollo. El impacto de estas alteraciones puede ser evaluado en los puntos de tiempo diferentes después del trasplante inicial. Además, se puede trasplantar células pluripotentes específicas o linaje progenitor en el medio ambiente fetal para estudiar la diferenciación de células madre en un entorno de acogida no irradiados y sin inmutarse. El modelo de ratón de IUT ya ha proporcionado información numerosas en el campo de la inmunología, biología celular y del desarrollo y el tallo. En este protocolo basado en video, se describe un enfoque paso a paso para realizar el IUT de fetos de ratones y delinear los pasos críticos y peligros potenciales de esta técnica.

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A Mouse Model of in Utero Transplantation

El modelo de ratón de<em&gt; En el útero</em&gt; El trasplante es una herramienta versátil que puede usarse para estudiar las posibles aplicaciones clínicas de trasplante de células madre y terapia génica en el feto. En este protocolo, se presenta un enfoque general a la realización de esta técnica

Un modelo de ratón En el útero Trasplante

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

A Mouse Model of in Utero Transplantation

19.3K vistas.  University of California. El modelo de ratón de En el útero El trasplante es una herramienta versátil que puede usarse para estudiar las posibles aplicaciones clínicas de trasplante de células madre y terapia génica en el feto. En este protocolo, se presenta un enfoque general a la realización de esta técnica

Video: A Mouse Model of in Utero Transplantation

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

El trasplante de la válvula pulmonar Utilizando un modelo de ratón de heterotópico trasplante cardiaco

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Investigación

Medicina

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each year. While several animal models exist for this procedure and mice are the species that is most commonly used. The reasons for using mice are the relative cost of using this species, the existence of many genetically defined strains that allow for the study of immune responses, and the existence of an extensive array of reagents that can be used to further define responses in this species. This model has been used to define factors in the cornea that are responsible for the relative immune privilege status of this tissue that enables corneal allografts to survive acute rejection in the absence of immunosuppressive therapy. It has also been used to define those factors that are most important in rejection of such allografts. Consequently, much of what we know concerning mechanisms of both corneal allograft acceptance and rejection are due to studies using a murine model of corneal transplantation. In addition to describing a model for acute corneal allograft rejection, we also present for the first time a model of late-term corneal allograft rejection.

Mice have been used as a model for studying many forms of transplantation, including corneal transplantation. We describe in this report a murine model for both acute and late-term corneal transplantation.

Murino Trasplante corneal: un modelo para estudiar la forma más común de trasplante de órganos sólidos

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

Transplantation Into the Mouse Ovarian Fat Pad

Orthotopic transplantation assays in mice are invaluable for studies of cell regeneration and neoplastic transformation. Common approaches for orthotopic transplantation of ovarian surface and tubal epithelia include intraperitoneal and intrabursal administration of cells. The respective limitations of these methods include poorly defined location of injected cells and limited space volume. Furthermore, they are poorly suited for long-term structural preservation of transplanted organs. To address these challenges, we have developed an alternative approach, which is based on the introduction of cells and tissue fragments into the mouse fat pad. The mouse ovarian fat pad is located in the immediate vicinity of the ovary and uterine tube (aka oviduct, fallopian tube), and provides a familiar microenvironment for cells and tissues of these organs. In our approach fluorescence-labeled mouse and human cells, and fragments of the uterine tube are engrafted by using minimally traumatic dorsal incision surgery. Transplanted cells and their outgrowths are easily located in the ovarian fat pad for over 40 days. Long-term transplantation of the entire uterine tube allows correct preservation of all principle tissue components, and does not result in adverse side effects, such as fibrosis and inflammation. Our approach should be uniquely applicable for answering important biological questions such as differentiation, regenerative and neoplastic potential of specific cell populations. Furthermore, it should be suitable for studies of microenvironmental factors in normal development and cancer.

We describe an ovarian fad pad transplantation assay suitable for studies of normal and transformed epithelia of the female reproductive tract. The mouse fat pad allows transplantation of large tissue fragments, is easily accessible for surgery and imaging, and provides the most favorable native environment for tissues of M&#252;llerian origin.

Trasplante en la almohadilla del ratón de ovario grasa

Orthotopic transplantation assays in mice are invaluable for studies of cell regeneration and neoplastic transformation. Common approaches for orthotopic ...

Using the Sleeve Technique in a Mouse Model of Aortic Transplantation - An Instructional Video

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the aorta in mice using the sleeve method was short and easy averaging 20 min, permitting studies of iso/allo grafts. The following article describes the aortic transplantation procedure used in our laboratory. The mice were anesthetized with a mixture of 1.5% volume isoflurane and 100% oxygen through a face mask. At this point, the segment of the aorta between the renal arteries and its bifurcation was separated from the vena cava, freely prepared and clampedat the proximal and distal segments with a single silk suture. Prior to the removal of the aorta, a saline solution containing heparin was injected into the inferior vena cava. Then the aorta was cut between the clamps and a saline heparin solution was used to flush the lumen. The sleeve technique with monofilament sutures was used in order to transplant the abdominal aorta in the orthotopic position.

We present an orthotopic aortic transplantation model using the sleeve technique in mice. It is a very rapid anastomosis method, which can be employed in studies of vascular disease.

Utilizando la técnica de la manga en un modelo murino de trasplante aórtico - un Video instructivo

Orthotopic aortic transplantation using the sleeve technique reduces injury to the aorta with failure rate of only 10-20%. The time to anastomose the ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

Modelo murino de trasplante de páncreas mediante una técnica modificada del pun ¢ o

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Intravital Microscopy and Thrombus Induction in the Earlobe of a Hairless Mouse

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions between cellular and non-cellular blood components during thrombus formation, reliable studies of the physiology and pathophysiology of thrombosis can only be performed in vivo. Therefore, this article presents an ear model in hairless mice and focuses on the in vivo analysis of microcirculation, thrombus formation, and thrombus evolution. By using intravital fluorescence microscopy and the intravenous (iv) application of the respective fluorescent dyes, a repetitive analysis of microcirculation in the auricle can easily be performed, without the need for surgical preparation. Furthermore, this model can be adapted for in vivo studies of different issues, including wound healing, reperfusion injury, or angiogenesis. In summary, the ear of hairless mice is an ideal model for the in vivo study of skin microcirculation in physiological or pathophysiological conditions and for the evaluation of its reaction to different systemic or topical treatments.

The ear model of the hairless SKH1-Hrhr mouse enables intravital fluorescence microscopy of microcirculation and phototoxic thrombus induction without prior surgical preparation in the examined microvascular bed. Therefore, the ear of the hairless mouse is an excellent in vivo model to study the complex interactions during microvascular thrombus formation, thrombus evolution, and thrombolysis.

Microscopia intravital y trombos de inducción en el lóbulo de la oreja de un ratón sin pelo

Thrombotic complications of vascular diseases are one leading cause of morbidity and mortality in industrial nations. Due to the complex interactions ...

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

Puente cardiopulmonar en un modelo de ratón: un nuevo enfoque

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

Intraportal Transplantation of Pancreatic Islets in Mouse Model

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation site in experimental islet transplantation is the kidney capsule. However, as less is known about the interaction of pancreatic islets with blood constituents, it also makes sense to utilize the portal vein approach in experimental islet transplantation.
This protocol demonstrates an intraportal islet transplantation technique in NMRI nude mice. Streptozotocin (180 mg/kg) is injected intraperitoneally to induce hyperglycemia in recipient mice. They are considered as diabetic at a non-fasting blood glucose level greater than 20 mmol/L. One day prior to transplantation, mouse pancreatic islets are isolated from the donor pancreas by collagenase digestion; a minimum of 350 islets are utilized per diabetic recipient. Depending upon the islet isolation yield, two or more donor mice are utilized per recipient. After overnight culture at 37 &#176;C, islets are administered into the recipient liver via the portal vein. After surgery, the mice are protected in red Makrolon houses and observed until are awake. This protocol maintains glycemic control for 120 days in syngeneic mice and 15 days in allogeneic mice.

Pancreatic islet transplantation is a way to achieve normoglycemia in type 1 diabetes. This article focuses on the transplantation technique through the intraportal route to maintain normal glucose levels in diabetic mice.

Intraportal trasplante de islotes pancreáticos en modelo murino

Pancreatic islet transplantation to reduce hyperglycemia is highly successful in rodents with chemically-induced diabetes. The most common transplantation ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Medición de la contractilidad isométrica de la arteria mesentérica de ratón con cable miografía

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Oxigenación por membrana extracorpórea veno-venosa en un ratón

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...