Wir sind zutiefst dankbar, dass Dr. Frank Kirchhoff für die Bereitstellung von GFAP-EGFP und CX3CR1-EGFP Mausstämme. Die Arbeit wurde durch Zuschüsse aus dem Zentrum für internationale Mobilität von Finnland, Tekes, der finnischen Graduate School of Neuroscience (FGSN) und der Akademie von Finnland unterstützt.

Alle hier vorgestellten Verfahren wurden nach den örtlichen Leitlinien für die Tierpflege (Die finnische Gesetz über Tierversuche 62/2006) durchgeführt. Tier Lizenz (ESAVI/2857/04.10.03/2012) wurde von örtlichen Behörde (ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA) erhalten. Erwachsene Mäuse von 1-3 Monaten Alter, Gewicht 24-38 g, wurden in Einzelkäfigen in der zertifizierten Universität Tierhaltung gehalten und mit Futter und Wasser ad libitum zur Verfügung gestellt. 1. Brain Injury Imaging Durch eine Hirn Fenster <ol><li> Anästhesie Tiere und die Vorbereitung der Operationsfeld <ol><li> Betäuben Mäusen durch peritoneale Injektion einer Mischung aus Ketamin (Ketalar, 80 mg / kg) und Xylazin (Rompun, 10 mg / kg) in filtersterilisiert Phosphatpuffersalzlösung (PBS), pH 7,4 gelöst. Überprüfen Reflexe der Maus die regelmäßig (Schwanz-und Zehen Prise Sonde), um die Narkosetiefe zu überprüfen. Erhöhen Sie die Dosis gegebenenfalls, um die ordnungsgemäße Betäubung erhalten, sondern Overd vermeidenose. </li><li> Aufrechterhaltung des Tieres bei 37,0 ° C mit einem Heizkissen bei chirurgischen Operation Bildgebungssitzung und der ersten Stunde nach dem Erwachen aus der Narkose. </li><li> Um die Augen der Maus vor dem Austrocknen zu schützen, gelten Auge Schmiermittel. </li><li> Verwalten Dexamethason (Rapidexon Tierarzt, 2 mg / kg) durch subkutane Injektion zu Entzündungen und Hirnödem reduzieren. </li><li> Schmerzstill (zB Ketoprophene intraperitoneal) bis zu 30 Minuten vor oder unmittelbar nach der Operation. Wenn das Tier zeigt keine Schmerzen Symptome, wie Zurückhaltung zu bewegen, zu essen oder zu trinken, oder Gewichtsverlust, Speichelfluss, Piloerektion oder abnormale Atemgeräusche nach der Operation, wiederholen Sie die Injektion von Analgetikum. </li><li> Rasieren Sie die Maus &#39;Kopf mit einem Schermaschine (siehe Materialien und Equipment). Vermeiden Sie Beschädigungen der Barthaare. </li><li> Behandeln Sie die Haut auf dem Kopf der Maus mit 70% Ethanol-Lösung zur Reinigung der rasierten Bereich. </li><li> Mit OP-Schere (siehe Materialien undEquipment) und Pinzetten (siehe Materialien und Equipment), schneiden Sie die Haut von der Mittellinie zwischen den Ohren an der Stirn. </li><li> Vorsichtig abkratzen das Bindegewebe mit einer stumpfen Klinge mikro auf den Schädel befestigt. </li><li> Schieben Haut Grenzen seitwärts und leicht in klanglicher Öffnungen des Schädels für Kopf und Haut Fixierung ziehen Ohr Bars. </li><li> Reinigen Sie den Schädel mit sterilem PBS und Behandlung der Operationsstelle am Kopf der Maus die mit 0,5% Chlorhexidindigluconat, dann trocknen die Schädeloberfläche mit einer Kombination von sterilen Wattestäbchen und Druckluft. </li></ol></li><li> Zufügung der Verletzung stechen <ol><li> Positionieren Sie ein kleines Tier stereotaktischen Instrument mit einem Tierhalter (siehe Materialien und Equipment). </li><li> Einstellen der Position des Binokular neben dem stereotaktischen Instrument auf der Oberfläche des Tierschädel konzentrieren. </li><li> Mit einem Binokular, suchen Sie die Bregma Punkt auf dem Schädel. </li><li> Identifizieren Sie die region von Interesse, wobei die stereotaktischen Koordinaten. HINWEIS: Vermeiden Sie die Bereiche von Interesse, die direkt über oberflächliche Rindengefäße befinden. Zerstörung dieser kann stark auf die Trauma Progression. </li><li> Positionieren Sie den 30 G Nadel über der gewählten Region und markieren Sie die Zielseite durch Kratzen der Schädeloberfläche. </li><li> Bohren Sie den Schädel mit allen möglichen Vorkehrungen, um unnötige Verbreiterung der betroffenen Knochenfläche zu vermeiden. Verwenden Sie einen High-Speed-chirurgische Bohrer (siehe Materialien und Equipment) unter dem Mikroskop. Stoppen bohren, wenn Flüssigkeit in das gebohrte Bereich angezeigt. </li><li> Berühren Sie den unteren Rand der gebohrt und mit der Nadel. </li><li> Tauchen die Nadel glatt in das Gehirn (Einfügungsgeschwindigkeit 5-10 mm / min), die der Tiefe von 0,5-2,0 mm entsprechend den Koordinaten der Schwanz an der Applikationsstelle. </li><li> Entfernen Sie die Nadel sofort nach Erreichen der gewünschten Tiefe (Rückzugsrate von 5-10 mm / min) und wischen das Blut nach dem Stich mit einem kleinen Tampon erscheinen (see Materialien und Ausrüstung). </li><li> Führen Sie die Mikroinjektion von 100 uM Sulforhodamin 101 oder eine andere Verbindung von Interesse in der Läsion unter Verwendung einer Mikropumpe (WPI) und 10 ul Hamilton-Spritze montieren mit Glaspipette. HINWEIS: Bei der Herstellung der Glaspipette aus Borosilikatglas Kapillare, schärfen die Spitze zu einem Durchmesser von 10-20 um. </li><li> Infuse 250-1,500 nl der Injektionslösung mit einer Geschwindigkeit von 5.2 nl / sec. HINWEIS: Lassen Sie die Pipette nach dem Ende der Infusion für mindestens 5 min in Hirnparenchym, entfernen Sie sie dann langsam und vorsichtig, um Lösung Abfluss zu verhindern. </li></ol></li><li> Kraniotomie für chronische Hirn Fenster <ol><li> Bohren Sie den Schädel sanft und vorsichtig, um einen Kreis Fenster um die verletzte Stelle zu machen. Verwenden Fenster Durchmesser von 3-3,5 mm. </li><li> Einen Tropfen Cortex-Puffer (125 mM NaCl, 5 mM KCl, 10 mM Glucose, 10 mM HEPES, 2 mM CaCl 2 und 2 mM MgSO 4 in destilliertem H 2 O), um die wi deckenNDOW. </li><li> Platzieren Sie einen runden Deckglas (# 1.5 Dicke) auf der Schädelfenster. </li><li> Entfernen Sie den Überschuss der Kortex Puffer um das Deckglas. </li><li> Seal die Ränder des Deckglases mit Polyacryl-Kleber (siehe Materialien und Equipment). HINWEIS: Sicherstellen, dass der Klebstoff nicht an der oberen Oberfläche des Deckglases aufgebracht. Wenn das Deckglas mit Klebstoff verschmutzt, warten Sie, bis das Glas stabil auf den Schädel geklebt und der Kleber auf der Glasoberfläche trocken wird, dann vorsichtig die verunreinigenden Kleber mit einem Mikroklinge. </li><li> Warten Sie 5 Minuten, bis der Leim trocknen lassen. </li><li> Mit den Ohr Bar Höhe schrauben, passen Sie die Kopfposition, so dass der Metallhalterung platziert werden können. </li><li> Eine kleine Menge von Polyacryl-Kleber auf dem Ring der Stahlhalter (siehe Materialien und Equipment). </li><li> Kleben Sie den Ring der Stahlhalter an der Deckglas mit der Metallhalterung Handgriff nach hinten gerichtet. </li><li> Warten Sie 5 Minuten, bis der Leim trocknen lassen. </li><li> Mix Zahnzement (siehe Materialien und Ausrüstung) mit Polyacryl-Kleber in einem 3,5 cm-Petrischale (oder analog) zu zähflüssig Bedingungen zu erreichen. </li><li> Abdichtung der Ränder der Schädel Fenster mit dem Zement + Leim-Gemisch und der Abdeckung der freiliegenden Oberfläche des Schädels mit der gleichen Mischung auf die Haut Grenze. </li><li> Warten Sie 15 min bis der Zement + Leim-Gemisch trocknen lassen und dann entfernen Ohr Bars. </li><li> Führen Sie zwei-Photonen-Anregung mikroskopischen (TPEM)-Bildgebung für die Region von Interesse und einer Regelzone, wie es im Protokoll Nr. 3 beschrieben. </li><li> Nach der Bebilderung ermöglichen das Tier aus der Narkose auf einem Heizkissen erholen und halten Sie sie in einem individuellen Käfig unter Beobachtung bis zur vollständigen Genesung. Nassfutter gegeben, um Kau-und Flüssigkeitszufuhr zu erleichtern. </li></ol></li></ol> 2. Brain Injury Imaging Durch die ausgedünnten Schädel <ol><li> Anästhesierende Tiere und die Vorbereitung des Operationsfeldes <ol><li> Anesthetize die Maus und bereiten sie für die Trauma-Induktionwie in Schritt 1.1 beschrieben. </li></ol></li><li> Schädel Ausdünnung und Zufügung der Verletzung stechen <ol><li> Positionieren Sie ein kleines Tier stereotaktischen Instrument mit dem Tierhalter (siehe Materialien und Ausrüstung). </li><li> Einstellen der Position eines Binokular neben dem stereotaktischen Instrument auf dem Tierschädel Oberfläche zu fokussieren. </li><li> Suchen Sie die Bregma Punkt auf dem Schädel mit dem Binokular, identifizieren Sie den Bereich des Gehirns auf der Grundlage stereotaktischen Koordinaten abgebildet werden, und markieren Sie ihn durch Kratzen. HINWEIS: Schädel Ausdünnung Position sollte nicht über oder in der Nähe Schädelnähte befinden, wie der Schädel Stabilität ist in diesen Gebieten gefährdet. Darüber hinaus sind große kortikale oder Hirnhautgefäße und Hirnhaut unterhalb der Schädelnähte liegt wahrscheinlich Bildartefakte verursachen. </li><li> Legen Sie die Metallhalterung mit Kleber über den Bereich von Interesse auf des Tieres Schädel beschichtet, mit leichtem Druck und 5 Minuten warten, bis die Metallhalterung ist fest mit dem Schädel geklebt. </li&gt; <li> Mix Zahnzement (siehe Materialien und Ausrüstung) mit Polyacryl-Kleber in einem 3,5 cm-Petrischale (oder analog) zu zähflüssig Bedingungen zu erreichen. </li><li> Verschließen Sie die Grenzen der Metallhalter mit dem Zement + Leim-Gemisch und decken die freigelegte Oberfläche des Schädels mit der gleichen Mischung bis auf die Haut Grenze. </li><li> Warten Sie 15 min bis der Zement-und Leim-Gemisch trocknen lassen. </li><li> Spülen des ausgedünnten Schädel-Region und den umgebenden Teilen des Metallhalters mehrere Male mit PBS, so dass die Reste der nicht polymerisierten Klebstoff weggewaschen. HINWEIS: Es ist entscheidend, um eine stabile Befestigung der Schädel auf den Halter zu gewährleisten. Dies ermöglicht die Herstellung Stabilität während der Bildgebung. </li><li> Mit dem hohen Vergrößerungsmodus des binokularen Mikroskop, entfernen oberen Schichten der Schädelknochen mit einem Hochgeschwindigkeits-Mikrobohrer, einen ausgedünnten Schädel Bereich von ~ 0,5 bis 1,5 mm Durchmesser erstellen. Mit Druckluft beim Bohren der Knochenreste zu entfernen. Führen Sie die Bohrungen intermittently während der Durchforstung Verfahren, um reibungsbedingten Überhitzung zu vermeiden. Kühlen Sie den Bohrer mit der Lösung bei Raumtemperatur und Puffer regelmäßig gelten für den verdünnten Bereich, um Wärme zu absorbieren. HINWEIS: Um Schäden an der Rinde zu vermeiden, nicht über große Regionen zu bohren (&gt; 1,5 mm) bis auf eine dünne Schicht (&lt;50 um). HINWEIS: Das Nagetier Schädel Knochenstruktur besteht aus zwei dünnen Schichten von kompakten Knochen von einer dicken Schicht von spongiösen Knochen getrennt. Tiny Hohlräume der Spongiosa Form konzentrischer Kreise und Kanälchen, der Blutgefäße enthalten. Verwenden der Mikrobohrer, um sowohl die externe kompakten Knochenschicht und das meiste des schwammigen Schicht zu entfernen. Störung der Blutgefäße innerhalb des spongiösen Knochen kann zu Blutungen führen. Verwenden Hämostase Kollagenschwamm, diese Blutung zu stoppen. </li><li> Verwenden Erzeugung der zweiten Harmonischen (SHG)-Bildgebung zu untersuchen, ob die Mehrheit der spongiösen Knochen entfernt wurde. Seien Sie vorsichtig, um übermäßige Verdünnung zu vermeiden, stellen Sie sicher, dass die restlichen Knochen ist thFlimmern als 50 um in diesem Stadium der Herstellung. </li><li> Geben Sie einen Tropfen warmen Puffer (35-37 ° C) auf der Oberseite des verdünnten Bereich. Verwenden Sie einen mikrochirurgischen Klinge oder Micro Finishing Bur weiter entfernen Knochenschichten und eine glatte Fläche von ~ 700 um im Durchmesser mit Knochendicke von ~ 20 um. In diesem Schritt ist es hilfreich, sich wiederholenden SHG Bildgebung durchführen und messen regelmäßig die Knochendicke. </li><li> Führen TPEM Bildgebung für die Region von Interesse und einer Regelzone. </li><li> Stellen Sie die Kopfposition mit den Ohr Bar Höhe Schrauben in einer Weise, die verdünnten Bereich ist streng horizontal angeordnet. Positionieren Sie die Nadel über dem ausgedünnten Region und stellen Sie sicher, dass es keine große Schiffe unter der Ziel-Website. </li><li> Einen Läsion durch Eintauchen der Nadel in das Gehirn, um die Tiefe von 0,5-2,0 mm aus verdünnten Schädeloberfläche und entsprechend den Koordinaten der Schwanz an der Applikationsstelle. </li><li> Entfernen Sie die Nadel und Blutungen unterdrücken nach t erscheinener akuten Hirnschädigung mit blutstillende Tampons (siehe Materialien und Ausrüstung). Warten Sie, bis Blutgerinnsel bilden und Gefäß Pulsation an der Verletzungsstelle anhält. </li><li> Führen Sie die Mikroinjektion von 100 uM Sulforhodamin 101 oder eine andere Verbindung von Interesse in der Läsion, wie in Abschnitt 1.2.10 beschrieben. </li><li> Führen TPEM Bildgebung, um die Schädigung Progression und Erholung zu überwachen, wie im Protokoll Nr. 3 beschrieben. </li><li> Nach der Abbildung, lassen Sie das Tier das Bewusstsein aus der Narkose auf einem Heizkissen wieder zu erlangen. Das Tier nicht unbeaufsichtigt lassen und sie wieder in ihre Heimatkäfig erst nach vollständiger körperliche Erholung. </li></ol></li></ol> 3. Imaging <ol><li> Legen Sie das Tier unter dem Mikroskop durch das Anbringen der Metallhalterung auf den speziell angefertigten Rahmen. </li><li> Für die Bildgebung, verwenden Sie z. B. die FV1000MPE Zwei-Photonen-Mikroskop mit Mai Tai DeepSee Laser-und XLPLN 25X NA 1.05 Wasserimmersionsobjektiv für in vivo-Zwei-Photonen-optimiert sindImaging. </li><li> Identifizieren Sie die Läsion unter dem Mikroskop mit Weitfeld-Fluoreszenz-Modus. Verwenden Sie lange Passfilter zu Hirngefäßsystem zu visualisieren, und wählen Sie die Kontrollzone nach dem beobachteten Muster der Blutgefäße. </li><li> Um das Bild zu der Erzeugung der zweiten Harmonischen (SHG)-Signal, Abstimmung der Femtosekunden-Laser auf die 800 nm Wellenlänge und sammeln das emittierte Licht mit der 380-410 nm Bypass-Filter. Für Fluoreszenz-Imaging, verwenden Sie den Bandpassfilter (515-560 nm) emittiert Licht zu sammeln und die folgenden Wellenlängen verwendet werden, um die Fluoreszenz erregt: GFP-860 nm, 950 nm-YFP. </li><li> Verwenden FluoView Software für Bildaufnahme. </li><li> Shop-Koordinaten eines jeden ROI für nachfolgende wiederholende Bildgebung. Bild die gleiche ROIs im Laufe der Zeit und passen Koordinaten jedes Mal um das Bild zu Überschneidungen zu maximieren. </li><li> Analysieren Sie Bilder mit der entsprechenden Software (zB. ImageJ). Rekonstruktionen hier vorgestellt wurden mit Imaris Software. </li></ol>

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Methods. 140, 23-28 (2004).</li><li>Holtmaat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term,+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window.">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nat. Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).</li><li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice.">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nat. Protoc. 5, 201-208 (2010).</li><li>Cianchetti, F. A., Kim, D. H., Dimiduk, S., Nishimura, N., Schaffer, C. 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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Hirn-Trauma ist eine plötzliche, unvorhersehbare Ereignis. Hier, das Tiermodell, die ein Spektrum von in menschlichen Patienten nach einer Hirnschädigung wie Neurodegeneration, die Beseitigung von Dendriten, Gehirn-Ödem, Glia-Narben, Blutungen in der Hirnrinde verbunden mit Brenn Subarachnoidalblutung und erhöhte Durchlässigkeit der beobachteten pathologischen Veränderungen reproduziert beschreiben wir Blut-Hirn-Schranke. Um Primär-und Sekundär Pathogenese, sowie Rückgewinnung nach dem Trauma zu untersuchen, wu...

Akute Hirnverletzung ist eine bedeutende Problem der öffentlichen Gesundheit mit hoher Inzidenz von Verletzungen in Autounfälle, Stürze oder Überfällen und hohen Prävalenz von chronischen Folge Behinderung. Therapeutische Ansätze zur Behandlung von Hirnverletzungen bleiben völlig symptomatisch, wodurch die Effektivität der präklinischen, OP-und Intensivpflege Begrenzung. Das macht die sozialen und wirtschaftlichen Auswirkungen der Hirnschädigung besonders schwer. Aus einer Vielzahl von Gründen fehlgeschlagen meisten klinischen Studien zu einer Verbesserung der Erholung nach einer Hirnschädigung Verwendung neuer therapeutischer Ansätze zu demonstrieren. Tiermodelle sind von entscheidender Bedeutung für die Entwicklung neuer therapeutischer Strategien für eine Phase, in der Wirksamkeit von Medikamenten bei Patienten mit Hirnverletzungen vorhergesagt werden. Derzeit mehreren etablierten Tiermodellen von Kopfverletzungen vorhanden sind, einschließlich gesteuert kortikalen Auswirkungen ein, Fluid-Percussion-Verletzung 2, dynamische Verformung kortikalen 3, Gewicht-Drop4, 5 und Foto Verletzungen. Eine Reihe von experimentellen Modelle wurden verwendet, um bestimmte morphologische, molekulare und Verhaltensaspekte von Kopftrauma-assoziierten Pathologie zu studieren. Allerdings ist kein einziges Tiermodell bei der Validierung neuer therapeutischer Strategien ganz erfolgreich. Entwicklung von zuverlässigen, reproduzierbaren und kontrollierten Tiermodell der Gehirnverletzung notwendig ist, um die komplexen pathologischen Prozessen zu beurteilen. Die neuartige Kombination aus den neuesten mikroskopische Imaging-Technologien und genetisch kodierte Fluoreszenz Reporter bietet eine beispiellose Gelegenheit, um alle Phasen der Hirnschädigung, die primäre Verletzung sind, die Verbreitung der Primärverletzung, Sekundärschädigung und Regeneration zu untersuchen. Insbesondere ist in vivo Zweiphotonenmikroskopie eine eindeutige nicht-lineare optische Technologie, die Echtzeit-Visualisierung von zellulären und subzellulären Strukturen auch in tiefen kortikalen Schichten von Nagetier Gehirn ermöglicht. Verschiedene Arten von Zellen und orgaNelles können gleichzeitig durch die Kombination verschiedener Fluoreszenzmarker abgebildet werden. Mit diesem leistungsstarken Werkzeug können wir dynamische morphologische und funktionelle Veränderungen in lebenden Gehirn unter posttraumatischen Bedingungen zu visualisieren. Die Vorteile der in-vivo-Zwei-Photonen-Mikroskopie in das Studium Hirn-Verletzungen wurden vor kurzem von Kirov und Kollegen 6 demonstriert. Mit einem milden fokalen kortikalen Kontusion Modell zeigten diese Autoren, dass dendritische akuten Verletzung in der perikontusionelle Kortex wird durch den Rückgang der lokalen Blutfluss verknüpft. Außerdem zeigten sie, dass die metabolisch beeinträchtigt Kortex um die Quetschung Ort wird durch die Ausbreitung Depolarisation beschädigt. Diese Sekundärschaden betroffen synaptischen Schaltungen, so dass die Folgen von Schädel-Hirn-Verletzungen schwerer. Hier schlagen wir vor, die Methode der stereotaktischen stechen mit einer Spritzennadel, die bei gleichzeitiger Anwendung topischer Arzneimittel kombiniert werden könnte, als eine fortgeschrittene Modell für lokale GehirnVerletzungen und als Werkzeug zur pathophysiologischen Folgen von akutem Trauma im Gehirn von Säugetieren in vivo zu studieren.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">2A-sa dumb Tweezers, 115mm</td>
			<td style="width:71px;">XYtronic</td>
			<td style="width:119px;">XY-2A-SA</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">30G &#189;&#8217;&#8217; needle</td>
			<td style="width:71px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">REF 304000</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Animal trimmer, shaving machine</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap</td>
			<td style="width:119px;">Isis GT420</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Binocular Microscope</td>
			<td style="width:71px;">Zeiss&#160;</td>
			<td style="width:119px;">Stemi 2000</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Biological Temperature Controller with stainless steel heating pad</td>
			<td style="width:71px;">Supertech</td>
			<td style="width:119px;">TMP-5b</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Blunt microsurgical blade</td>
			<td style="width:71px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">REF 374769</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Borosilicate tube with filament</td>
			<td style="width:71px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:119px;">BF120-69-10</td>
			<td style="width:167px;">For glass pipette production</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carprofene</td>
			<td style="width:71px;">Pfizer</td>
			<td style="width:119px;">Rimadyl vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Chlorhexidine digluconate</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">C9394</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Dental cement</td>
			<td style="width:71px;">DrguDent, Dentsply</td>
			<td style="width:119px;">REF 640 200 271</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Dexamethasone</td>
			<td style="width:71px;">FaunaPharma</td>
			<td style="width:119px;">Rapidexon vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Disposable drills</td>
			<td style="width:71px;">Meisinger</td>
			<td style="width:119px;">HP 310&#160;104&#160;001&#160;001&#160;008</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dulbeco&#8217;s PBS 10X</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">D1408</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dumont #5 forceps, 110 mm</td>
			<td style="width:71px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">91150-20</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Ealing microelectrode puller</td>
			<td style="width:71px;">Ealing</td>
			<td style="width:119px;">50-2013</td>
			<td style="width:167px;">Vertical puller for glass pipette production</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Eyes-ointment</td>
			<td style="width:71px;">Novartis</td>
			<td style="width:119px;">Viscotears</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Foredom drill control</td>
			<td style="width:71px;">Foredom&#160;</td>
			<td style="width:119px;">FM3545</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Foredom micro motor handpiece</td>
			<td style="width:71px;">Foredom</td>
			<td style="width:119px;">MH-145</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Gas anesthesia platform for mice</td>
			<td style="width:71px;">Stoelting</td>
			<td align="right" style="width:119px;">50264</td>
			<td style="width:167px;">Assembled on stereotaxic instrument</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Hemostasis Collagen Sponge</td>
			<td style="width:71px;">Avitene, Ultrafoam BARD</td>
			<td style="width:119px;">Ref 1050050</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Imaris</td>
			<td style="width:71px;">Bitplane</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ketamine</td>
			<td style="width:71px;">Intervet</td>
			<td style="width:119px;">Ketaminol vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Mai Tai DeepSee laser</td>
			<td style="width:71px;">Spectra-Physics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Metal holder</td>
			<td style="width:71px;">Neurotar</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micro dressing forceps, 105 mm</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap</td>
			<td style="width:119px;">BD302R</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Microfil</td>
			<td style="width:71px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">MF34G-5</td>
			<td style="width:167px;">Micro syringe filling capillaries</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mineral oil</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">M8410</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Multiphoton Laser Scanning Microscope</td>
			<td style="width:71px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">FV1000MPE</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">NanoFil Syringe 10 microliter</td>
			<td style="width:71px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">NANOFIL</td>
			<td style="width:167px;">Hamilton syringe</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Nonwoven swabs 5&#215;5</td>
			<td style="width:71px;">Molnlycke Health Care</td>
			<td style="width:119px;">Mesoft</td>
			<td style="width:167px;">Surgical tampons</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">polyacrylic glue</td>
			<td style="width:71px;">Henkel</td>
			<td style="width:119px;">Loctite 401</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:216px;">Round glass coverslip&#160;</td>
			<td rowspan="2" style="width:71px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td rowspan="2" style="width:119px;"></td>
			<td rowspan="2" style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1.5 thickness&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Small animal stereotaxic instrument</td>
			<td style="width:71px;">David Kopf Instruments</td>
			<td align="right" style="width:119px;">900</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Stoelting mouse and neonatal rat adaptor</td>
			<td style="width:71px;">Stoelting</td>
			<td align="right" style="width:119px;">51625</td>
			<td style="width:167px;">Assembled on stereotaxic instrument.</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Student iris scissors, straight 11.5 cm</td>
			<td style="width:71px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">91460-11</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Sulforhodamine 101</td>
			<td style="width:71px;">Molecular Probes</td>
			<td style="width:119px;">S-359</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">UMP3 microsyringe pump and Micro 4 microsyringe pump controller</td>
			<td style="width:71px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">UMP3-1</td>
			<td style="width:167px;">Microinjector and controller</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Xylazine</td>
			<td style="width:71px;">Bayer Health Care</td>
			<td style="width:119px;">Rompun vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

acute brain trauma in mice followed by longitudinal two-photon imaging

Obwohl akute Hirntrauma führt oft von Kopf Schäden in verschiedenen Unfällen und betrifft einen wesentlichen Anteil der Bevölkerung, gibt es keine wirksame Behandlung für die es noch nicht. Einschränkungen der derzeit verwendeten Tiermodelle behindern Verständnis der Pathologie-Mechanismus. Multiphotonen-Mikroskopie ermöglicht das Studium Zellen und Gewebe im intakten Tier Gehirne in Längsrichtung unter physiologischen und pathologischen Bedingungen. Hier beschreiben wir zwei Modellen der akuten Hirnverletzung untersucht mittels Zwei-Photonen-Bildgebung von Hirnzellverhalten bei posttraumatischen Zuständen. Eine ausgewählte Hirnregion ist mit einer scharfen Nadel, um ein Trauma einer kontrollierten Breite und Tiefe in das Hirnparenchym erzeugen verletzt. Unsere Methode verwendet stereotaktischen stechen mit einer Spritzennadel, die bei gleichzeitiger Anwendung Drogen kombiniert werden können. Wir schlagen vor, dass diese Methode kann als erweitertes Tool zur zellulären Mechanismen der pathophysiologischen Folgen eines akuten Traumas im Gehirn von Säugetieren zu untersuchen <em&gt; In vivo. In diesem Video kombinieren wir akuten Hirnschädigung mit zwei Präparaten: Schädelfenster und Schädel Verdünnung. Wir diskutieren auch Vorteile und Grenzen der beiden Präparate für Multisession-Bildgebung von Hirnregeneration nach Trauma.

1) chronische Hirn Fenster und 2) Schädel Ausdünnung, für posttraumatische Gehirnbildgebung in transgenen Mäusen: Wir haben zwei Betriebsabläufe optimiert. Schematische Darstellung der Versuchspräparate ist in Fig. 1 dargestellt. Traumatische stechen durch Stahlnadel von 0,3 mm Außendurchmesser (30 G) an den Bohrbrunnen (Abbildung 1A) aufgebracht. Eine erfolgreiche Vorbereitung Schädelfenster ermöglicht die Abbildung in Tiefen bis zu 650 um unter der Pia-Oberfläche (Ab...

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Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Akute Hirn-Trauma ist eine schwere Verletzung, die keine angemessene Behandlung bis heute hat. Multiphotonen-Mikroskopie ermöglicht Studium in Längsrichtung den Prozess der akuten Hirntrauma Entwicklung und Untersuchung therapeutische Strategien bei Nagern. Zwei Modelle des akuten Hirn-Trauma untersucht mit in vivo Zwei-Photonen-Imaging von Gehirn werden in diesem Protokoll demonstriert.

Akute Brain Trauma in Mäusen Gefolgt durch Längs Zwei-Photonen-Imaging

Although acute brain trauma often results from head damage in different accidents and affects a substantial fraction of the population, there is no ...

acute-brain-trauma-in-mice-followed-by-longitudinal-two-photon-imaging

Research

JoVE Journal

Medicine

12.4K Aufrufe.  University of Helsinki.  Akute Hirn-Trauma ist eine schwere Verletzung, die keine angemessene Behandlung bis heute hat. Multiphotonen-Mikroskopie ermöglicht Studium in Längsrichtung den Prozess der akuten Hirntrauma Entwicklung und Untersuchung therapeutische Strategien bei Nagern. Zwei Modelle des akuten Hirn-Trauma untersucht mit in vivo Zwei-Photonen-Imaging von Gehirn werden in diesem Protokoll demonstriert. 

Serie: Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Pseudofracture: An Acute Peripheral Tissue Trauma Model

Following trauma there is an early hyper-reactive inflammatory response that can lead to multiple organ dysfunction and high mortality in trauma patients; this response is often accompanied by a delayed immunosuppression that adds the clinical complications of infection and can also increase mortality.1-9 Many studies have begun to assess these changes in the reactivity of the immune system following trauma.10-15 
Immunologic studies are greatly supported through the wide variety of transgenic and knockout mice available for in vivo modeling; these strains aid in detailed investigations to assess the molecular pathways involved in the immunologic responses.16-21
The challenge in experimental murine trauma modeling is long term investigation, as fracture fixation techniques in mice, can be complex and not easily reproducible.22-30
This pseudofracture model, an easily reproduced trauma model, overcomes these difficulties by immunologically mimicking an extremity fracture environment, while allowing freedom of movement in the animals and long term survival without the continual, prolonged use of anaesthesia. The intent is to recreate the features of long bone fracture; injured muscle and soft tissue are exposed to damaged bone and bone marrow without breaking the native bone.
The pseudofracture model consists of two parts: a bilateral muscle crush injury to the hindlimbs, followed by injection of a bone solution into these injured muscles. The bone solution is prepared by harvesting the long bones from both hindlimbs of an age- and weight-matched syngeneic donor. These bones are then crushed and resuspended in phosphate buffered saline to create the bone solution.
Bilateral femur fracture is a commonly used and well-established model of extremity trauma, and was the comparative model during the development of the pseudofracture model. Among the variety of available fracture models, we chose to use a closed method of fracture with soft tissue injury as our comparison to the pseudofracture, as we wanted a sterile yet proportionally severe peripheral tissue trauma model. 31
Hemorrhagic shock is a common finding in the setting of severe trauma, and the global hypoperfusion adds a very relevant element to a trauma model. 32-36 The pseudofracture model can be easily combined with a hemorrhagic shock model for a multiple trauma model of high severity. 37

Pseudofracture, a reproducible murine model of sterile musculoskeletal trauma, allows for evaluation of late term post-traumatic immune responses. This article describes the procedural execution of the model step by step, including the potential for experimental model combinations to permit study of multiple trauma.

Pseudofracture: eine akute periphere Gewebe Trauma-Modell

Following trauma there is an early hyper-reactive inflammatory response that can lead to multiple organ dysfunction and high mortality in trauma patients; ...

Forschung

Medizin

Pressure Controlled Ventilation to Induce Acute Lung Injury in Mice

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged mechanical ventilation, contributes to morbidity and mortality of critical illness, and studies on novel genetic or pharmacological targets are areas of intense investigation (1-3, 5, 8, 26, 30, 33-36). ALI is defined by the acute onset of the disease, which leads to non-cardiac pulmonary edema and subsequent impairment of pulmonary gas exchange (36). We have developed a murine model of ALI by using a pressure-controlled ventilation to induce ventilator-induced lung injury (2). For this purpose, C57BL/6 mice are anesthetized and a tracheotomy is performed followed by induction of ALI via mechanical ventilation. Mice are ventilated in a pressure-controlled setting with an inspiratory peak pressure of 45 mbar over 1 - 3 hours. As outcome parameters, pulmonary edema (wet-to-dry ratio), bronchoalveolar fluid albumin content, bronchoalveolar fluid and pulmonary tissue myeloperoxidase content and pulmonary gas exchange are assessed (2). Using this technique we could show that it sufficiently induces acute lung inflammation and can distinguish between different treatment groups or genotypes (1-3, 5). Therefore this technique may be helpful for researchers who pursue molecular mechanisms involved in ALI using a genetic approach in mice with gene-targeted deletion.

A murine model for ventilator induced lung injury is an important tool to study an acute lung injury in vivo. Here, we report an easy applicable in situ model for acute lung injury using high-pressure mechanical ventilation to induce acute failure of the lung.

Pressure Controlled Ventilation zu Acute Lung Injury in Mäusen zu induzieren

Murine models are extensively used to investigate acute injuries of different organs systems (1-34). Acute lung injury (ALI), which occurs with prolonged ...

The Use of Pharmacological-challenge fMRI in Pre-clinical Research: Application to the 5-HT System

Pharmacological MRI (phMRI) is a new and promising method to study the effects of substances on brain function that can ultimately be used to unravel underlying neurobiological mechanisms behind drug action and neurotransmitter-related disorders, such as depression and ADHD. Like most of the imaging methods (PET, SPECT, CT) it represents a progress in the investigation of brain disorders and the related function of neurotransmitter pathways in a non-invasive way with respect of the overall neuronal connectivity. Moreover it also provides the ideal tool for translation to clinical investigations. MRI, while still behind in molecular imaging strategies compared to PET and SPECT, has the great advantage to have a high spatial resolution and no need for the injection of a contrast-agent or radio-labeled molecules, thereby avoiding the repetitive exposure to ionizing radiations. Functional MRI (fMRI) is extensively used in research and clinical setting, where it is generally combined with a psycho-motor task. phMRI is an adaptation of fMRI enabling the investigation of a specific neurotransmitter system, such as serotonin (5-HT), under physiological or pathological conditions following activation via administration of a specific challenging drug.
The aim of the method described here is to assess brain 5-HT function in free-breathing animals. By challenging the 5-HT system while simultaneously acquiring functional MR images over time, the response of the brain to this challenge can be visualized. Several studies in animals have already demonstrated that drug-induced increases in extracellular levels of e.g. 5-HT (releasing agents, selective re-uptake blockers, etc) evoke region-specific changes in blood oxygenation level dependent (BOLD) MRI signals (signal due to a change of the oxygenated/deoxygenated hemoglobin levels occurring during brain activation through an increase of the blood supply to supply the oxygen and glucose to the demanding neurons) providing an index of neurotransmitter function. It has also been shown that these effects can be reversed by treatments that decrease 5-HT availability16,13,18,7. In adult rats, BOLD signal changes following acute SSRI administration have been described in several 5-HT related brain regions, i.e. cortical areas, hippocampus, hypothalamus and thalamus9,16,15. Stimulation of the 5-HT system and its response to this challenge can be thus used as a measure of its function in both animals and humans2,11.

The goal of this technique is to assess serotonin (5-HT) neurotransmitter function in the live and free-breathing animal with pharmacological magnetic resonance imaging (phMRI) and an intravenous challenge with a selective serotonin reuptake inhibitor (SSRI), fluoxetine.

Die Verwendung von pharmakologischen fMRT-Herausforderung in der präklinischen Forschung: Anwendung auf die 5-HT-System

Pharmacological MRI (phMRI) is a new and promising method to study the effects of substances on brain function that can ultimately be used to unravel ...

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controlled Cervical Laceration Verletzungen in Mäuse

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology rely on the injection of a suspension of glioma cells into the brain parenchyma following incision of the dura-mater. Whereas the cells have to be injected superficially to be accessible to intravital two-photon microscopy, superficial injections fail to recapitulate the physiopathological conditions. Indeed, escaping through the injection tract most tumor cells reach the extra-dural space where they expand abnormally fast in absence of mechanical constraints from the parenchyma.
Our improvements consist not only in focally implanting a glioma spheroid rather than injecting a suspension of glioma cells in the superficial layers of the cerebral cortex but also in clogging the injection site by a cross-linked dextran gel hemi-bead that is glued to the surrounding parenchyma and sealed to dura-mater with cyanoacrylate. Altogether these measures enforce the physiological expansion and infiltration of the tumor cells inside the brain parenchyma. Craniotomy was finally closed with a glass window cemented to the skull to allow chronic imaging over weeks in absence of scar tissue development.
Taking advantage of fluorescent transgenic animals grafted with fluorescent tumor cells we have shown that the dynamics of interactions occurring between glioma cells, neurons (e.g. Thy1-CFP mice) and vasculature (highlighted by an intravenous injection of a fluorescent dye) can be visualized by intravital two-photon microscopy during the progression of the disease.
The possibility to image a tumor at microscopic resolution in a minimally compromised cerebral environment represents an improvement of current GBM animal models which should benefit the field of neuro-oncology and drug testing.

We have established a cortical orthotopic glioblastoma model in mice for intravital two-photon microscopy that recapitulates the biophysical constraints normally at play during the growth of the tumor. A chronic glass window replacing the skull above the tumor enables the follow-up of the tumor progression over time by two-photon microscopy.

Ein Orthotopische Glioblastoma Maus-Modell Pflege Gehirn Parenchymale Körperliche Einschränkungen und geeignet für Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

Ultrasound Imaging-guided Intracardiac Injection to Develop a Mouse Model of Breast Cancer Brain Metastases Followed by Longitudinal MRI

Breast cancer brain metastasis, occurring in 30% of breast cancer patients at stage IV, is associated with high mortality. The median survival is only 6 months. It is critical to have suitable animal models to mimic the hemodynamic spread of the metastatic cells in the clinical scenario. Here, we are introducing the use of small animal ultrasound imaging to guide an accurate injection of brain tropical breast cancer cells into the left ventricle of athymic nude mice. Longitudinal MRI is used to assessing intracranial initiation and growth of brain metastases. Ultrasound-guided intracardiac injection ensures not only an accurate injection and hereby a higher successful rate but also significantly decreased mortality rate, as compared to our previous manual procedure. In vivo high resolution MRI allows the visualization of hyperintense multifocal lesions, as small as 310 &#181;m in diameter on T2-weighted images at 3 weeks post injection. Follow-up MRI reveals intracranial tumor growth and increased number of metastases that distribute throughout the whole brain.

A breast cancer brain metastasis mouse model is established with ultrasound imaging-guided intracardiac injection of MDA-MB231/Br-GFP cells. Development of multifocal intracranial metastases has been monitored longitudinally using high-resolution 9.4 T MRI.

Ultraschall-Imaging-guided Intra Injection zur Entwicklung eines Mausmodells von Brustkrebs Hirnmetastasen durch Längs MRI Gefolgt

Breast cancer brain metastasis, occurring in 30% of breast cancer patients at stage IV, is associated with high mortality. The median survival is only 6 ...

Candida albicans Biofilm Development on Medically-relevant Foreign Bodies in a Mouse Subcutaneous Model Followed by Bioluminescence Imaging

Candida albicans biofilm development on biotic and/or abiotic surfaces represents a specific threat for hospitalized patients. So far, C. albicans biofilms have been studied predominantly in vitro but there is a crucial need for better understanding of this dynamic process under in vivo conditions. We developed an in vivo subcutaneous rat model to study C. albicans biofilm formation. In our model, multiple (up to 9) Candida-infected devices are implanted to the back part of the animal. This gives us a major advantage over the central venous catheter model system as it allows us to study several independent biofilms in one animal. Recently, we adapted this model to study C. albicans biofilm development in BALB/c mice. In this model, mature C. albicans biofilms develop within 48 hr and demonstrate the typical three-dimensional biofilm architecture. The quantification of fungal biofilm is traditionally analyzed post mortem and requires host sacrifice. Because this requires the use of many animals to perform kinetic studies, we applied non-invasive bioluminescence imaging (BLI) to longitudinally follow up in vivo mature C. albicans biofilms developing in our subcutaneous model. C. albicans cells were engineered to express the Gaussia princeps luciferase gene (gLuc) attached to the cell wall. The bioluminescence signal is produced by the luciferase that converts the added substrate coelenterazine into light that can be measured. The BLI signal resembled cell counts obtained from explanted catheters. Non-invasive imaging for quantifying in vivo biofilm formation provides immediate applications for the screening and validation of antifungal drugs under in vivo conditions, as well as for studies based on host-pathogen interactions, hereby contributing to a better understanding of the pathogenesis of catheter-associated infections.

Candida albicans Biofilm Development on Medically-relevant Foreign Bodies in a Mouse Subcutaneous Model Followed by Bioluminescence Imaging

We present an experimental procedure of Candida albicans biofilm development in a mouse subcutaneous model. Fungal biofilms were quantified by determining the number of colony forming units and by a non-invasive bioluminescence imaging, where the amount of light that is produced corresponds with the number of viable cells.

Candida albicans Biofilm-Entwicklung über die medizinisch relevanten Fremdkörper in einem Maus-Modell durch subkutane Biolumineszenz Imaging Gefolgt

Candida albicans biofilm development on biotic and/or abiotic surfaces represents a specific threat for hospitalized patients. So far, C. albicans ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

in Längsrichtung<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging des Cerebrovasculature: Bedeutung für ZNS-Erkrankungen

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an increased use of mouse models in orthopedic research was noted, most probably because mouse models offer a large number of genetically-modified strains and special antibodies for the analysis of molecular mechanisms of fracture healing. To control the biomechanical conditions, well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory, also in mice. Here, we report on the design and use of a closed bone healing model to stabilize femur fractures in mice. The intramedullary screw, made of medical-grade stainless steel, provides through fracture compression an axial and rotational stability compared to the mostly used simple intramedullary pins, which show a complete lack of axial and rotational stability. The stability achieved by the intramedullary screw allows the analysis of endochondral healing. A large amount of callus tissue, received after stabilization with the screw, offers ideal conditions to harvest tissue for biochemical and molecular analyses. A further advantage of the use of the screw is the fact that the screw can be inserted into the femur with a minimally invasive technique without inducing damage to the soft tissue. In conclusion, the screw is a unique implant that can ideally be used in closed fracture healing models offering standardized biomechanical conditions.

This protocol describes a minimally invasive osteosynthesis technique using an intramedullary screw for standardized stabilization of femur fractures, which can be used to analyze endochondral bone healing in mice.

Eine Minimal-Invasive Modell Endochondral Frakturheilung bei Mäusen unter standardisierten Bedingungen biomechanische Analyse

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Induzieren akute Lungenschädigung bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...