Siamo profondamente grati al Dr. Frank Kirchhoff per la fornitura di GFAP-EGFP e ceppi di topi CX3CR1-EGFP. Il lavoro è stato sostenuto da finanziamenti del Centro di Mobilità Internazionale della Finlandia, Tekes, finlandese Graduate School of Neuroscience (FGSN) e l&#39;Accademia di Finlandia.

Tutte le procedure qui presentate sono state eseguite secondo la guida locale per la cura degli animali (La legge finlandese sulla sperimentazione animale 62/2006). Licenza animali (ESAVI/2857/04.10.03/2012) è stato ottenuto da autorità locali (ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA). Topi adulti di 1-3 mesi di età, peso 24-38 g, sono stati tenuti in gabbie individuali nella struttura animale certificata dell&#39;Università e ha fornito cibo e acqua ad libitum. 1. Brain Injury Imaging attraverso una finestra cranica <ol><li> Anestetizzare gli animali e la preparazione del campo operatorio <ol><li> Anestetizzare topi mediante iniezione peritoneale di una miscela di ketamina (Ketalar, 80 mg / kg) e xilazina (Rompun, 10 mg / kg) sciolta in sterilizzata per filtrazione, tampone fosfato salino (PBS), pH 7,4. Controllare i riflessi del topo regolarmente (coda e sonda pizzico tep) per verificare la profondità dell&#39;anestesia. Aumentare la dose, se del caso, per mantenere l&#39;anestesia corretta, ma evitare Overdose. </li><li> Mantenere l&#39;animale a 37,0 ° C con un batuffolo di riscaldamento durante l&#39;intervento chirurgico, sessione di imaging e la prima ora dopo il recupero dall&#39;anestesia. </li><li> Per proteggere gli occhi del topo si asciughi, applicare il lubrificante occhio. </li><li> Somministrare desametasone (Rapidexon veterinario, 2 mg / kg) per via sottocutanea per ridurre l&#39;infiammazione ed edema cerebrale. </li><li> Somministrare un analgesico (ad esempio, Ketoprophene intraperitoneale) fino a 30 minuti prima o immediatamente dopo l&#39;intervento chirurgico. Se l&#39;animale presenta alcun sintomo di dolore, come la riluttanza a muoversi, mangiare o bere, o perdita di peso, salivazione, piloerezione, o respiratoria anormale suoni dopo l&#39;intervento chirurgico, ripetere l&#39;iniezione di analgesico. </li><li> Radersi la testa di topo &#39;con una macchina da barba (vedi Materiali e attrezzature). Evitare di danneggiare i baffi. </li><li> Trattare la pelle sulla testa del topo con una soluzione di etanolo al 70% per pulire la zona rasata. </li><li> Utilizzando le forbici chirurgiche (vedi Materiali eEquipment) e pinza (vedi Materiali e attrezzature), tagliare la pelle dalla linea di mezzo tra le orecchie alla fronte. </li><li> Raschiare delicatamente via il tessuto connettivo attaccato al cranio con una lama smussata microchirurgico. </li><li> Far scorrere i confini della pelle lateralmente e tirare bar orecchio leggermente in orifizi fonetiche del cranio per la testa e la fissazione della pelle. </li><li> Pulire il cranio con PBS sterile e curare il sito chirurgico sulla testa del mouse con lo 0,5% clorexidina digluconato, quindi asciugare la superficie del cranio usando una combinazione di tamponi di cotone sterili e aria compressa. </li></ol></li><li> Inflizione della lesione cazzo <ol><li> Posizionare un piccolo strumento stereotassico animale con un titolare di animali (vedi Materiali e attrezzature). </li><li> Regolare la posizione del microscopio binoculare accanto allo strumento stereotassico a concentrarsi sulla superficie del cranio dell&#39;animale. </li><li> Utilizzando un microscopio binoculare, individuare il punto bregma sul cranio. </li><li> Identificare il region di interesse utilizzando le coordinate stereotassica. NOTA: Evitare quelle aree di interesse che si trovano direttamente sopra vasi superficiali corticali. La distruzione di questi può influenzare fortemente la progressione trauma. </li><li> Posizionare l&#39;ago G 30 sopra la regione prescelta e segnare il sito di destinazione da graffiare la superficie del cranio. </li><li> Praticare il cranio con tutte le precauzioni possibili per evitare un inutile allargamento della superficie ossea interessata. Utilizzare un trapano chirurgico ad alta velocità (vedi Materiali e attrezzature) sotto il microscopio. Smettere di perforazione se il liquido viene visualizzata nell&#39;area forato. </li><li> Toccare il fondo del pozzo perforato con l&#39;ago. </li><li> Immergere l&#39;ago uniformemente nel cervello (tasso di inserimento 5-10 mm / min), alla profondità di 0,5-2,0 mm secondo le coordinate del sito di applicazione puntura. </li><li> Rimuovere l&#39;ago subito dopo aver raggiunto la profondità desiderata (tasso di svincolo 5-10 mm / min) e pulire il sangue che appare dopo la puntura con un piccolo tampone (see Materiali e attrezzature). </li><li> Eseguire microiniezione di 100 pM solforodamina 101 o un altro composto di interesse nel sito della lesione utilizzando una pompa microsiringa (WPI) e siringa da 10 microlitri Hamilton montare con pipetta di vetro. NOTA: Durante la preparazione della pipetta di vetro dal capillare di vetro borosilicato, affilare la punta di un diametro di 10-20 micron. </li><li> Infondere 250-1,500 nl della soluzione iniettabile alla velocità di 2-5 nl / sec. NOTA: Lasciare la pipetta dopo la fine dell&#39;infusione per almeno 5 minuti in parenchima cerebrale, quindi rimuoverlo lentamente e delicatamente per evitare la soluzione di deflusso. </li></ol></li><li> Craniotomy per la finestra cranica cronica <ol><li> Praticare delicatamente e con attenzione il cranio per fare una finestra cerchio intorno al sito di lesione. Utilizzare la finestra diametro di 3-3.5 mm. </li><li> Applicare una goccia di tampone corteccia (125 mM NaCl, KCl 5 mM, glucosio 10 mM, HEPES 10 mM, 2 mM CaCl 2 e 2 mM MgSO 4 in H 2 O distillata) per coprire il wiNdow. </li><li> Posizionare un vetrino di vetro rotondo (# 1.5 spessore) sulla finestra cranica. </li><li> Rimuovere l&#39;eccesso di tampone corteccia intorno al vetrino. </li><li> Sigillare i bordi del vetrino con colla polimetilmetacrilato (vedi Materiali e attrezzature). NOTA: Assicurarsi che la colla non è applicato alla superficie superiore del vetrino. Se il vetro di copertura è contaminato con colla, attendere che il vetro è stabilmente incollato al cranio e la colla sulla superficie del vetro si asciuga, poi rimuovere con attenzione la colla contaminando con un MicroBlade. </li><li> Attendere 5 minuti per lasciare che la colla asciughi. </li><li> Utilizzando le viti altezza della barra orecchio, regolare la posizione della testa in modo che il titolare del metallo può essere collocato. </li><li> Applicare una piccola quantità di colla poliacrilico sull&#39;anello di supporto in acciaio (vedi Materiali e attrezzature). </li><li> Incollare l&#39;anello di supporto in acciaio al vetrino di vetro con il manico di metallo titolare diretto all&#39;indietro. </li><li> Attendere 5 minuti per lasciare che la colla asciughi. </li><li> Mix cemento dentale (vedi Materiali e attrezzature) con colla poliacrilica in una capsula di Petri 3,5 centimetri (o analogico) per ottenere condizioni viscosi. </li><li> Sigillare i bordi della finestra cranica con la miscela + cemento colla e coprire la superficie esposta del cranio con la stessa miscela fino al confine della pelle. </li><li> Attendere 15 minuti per consentire la miscela di cemento + colla asciughi e poi rimuovere le barre orecchio. </li><li> Eseguire eccitazione a due fotoni microscopico (TPEM) di imaging per la regione di interesse e di una zona di controllo come descritto nel protocollo 3. </li><li> Dopo l&#39;imaging, permettono all&#39;animale di riprendersi dall&#39;anestesia su una piastra elettrica e tenerlo in un individuo gabbia sotto osservazione fino alla completa guarigione. Cibo umido può essere dato per facilitare masticazione e idratazione. </li></ol></li></ol> 2. Brain Injury Imaging Attraverso il Assottigliato Teschio <ol><li> Anestetizzare gli animali e la preparazione del campo operatorio <ol><li> Anestetizzare il mouse e prepararlo per l&#39;induzione traumacome descritto al punto 1.1. </li></ol></li><li> Skull assottigliamento e inflizione della lesione cazzo <ol><li> Posizionare un piccolo strumento stereotassico animale con il supporto degli animali (vedi Materiali e attrezzature). </li><li> Regolare la posizione di un microscopio binoculare accanto allo strumento stereotassico a concentrarsi sulla superficie del cranio animale. </li><li> Individuare il punto bregma sul cranio con il microscopio binoculare, di individuare l&#39;area del cervello per essere ripreso in base alle coordinate stereotassica e segnare da graffi. NOTA: Skull posizione diluizione non deve essere posizionato sopra o nelle vicinanze suture craniche, come la stabilità cranio è compromessa in quelle zone. Inoltre, le grandi navi e meningi situati sotto le suture del cranio corticali o meningea sono suscettibili di causare artefatti di imaging. </li><li> Posizionare il supporto metallico rivestito con colla sopra l&#39;area di interesse sul cranio dell&#39;animale, applicare una leggera pressione e attendere per 5 minuti fino a che il supporto del metallo è saldamente incollato al cranio. </li&gt; <li> Miscelare cemento dentale (vedi Materiali e attrezzature) con colla poliacrilica in una capsula di Petri 3,5 centimetri (o analogico) per ottenere condizioni viscosi. </li><li> Sigillare i bordi del supporto del metallo con la miscela + cemento colla e coprire la superficie esposta del cranio con la stessa miscela fino al confine della pelle. </li><li> Attendere 15 minuti per lasciare il cemento e la miscela di colla prosciugano. </li><li> Risciacquare regione cranio assottigliata e le parti circostanti del metallo titolare più volte con PBS, in modo che i residui di colla nonpolymerized vengono lavate via. NOTA: E &#39;fondamentale garantire l&#39;attaccamento stabile del cranio al titolare. Ciò consente la stabilità preparazione durante l&#39;imaging. </li><li> Modalità ad alta ingrandimento del microscopio binoculare, rimuovere gli strati superiori del cranio dell&#39;osso con un micro-trapano ad alta velocità per creare una zona assottigliata cranio di ~ 0,5-1,5 mm di diametro. Utilizzare aria compressa durante la foratura per rimuovere i detriti osso. Eseguire la perforazione intermittently durante la procedura di diradamento al fine di evitare il surriscaldamento per attrito. Raffreddare la punta utilizzando la soluzione a temperatura ambiente e periodicamente applica buffer alla zona assottigliata di assorbire calore. NOTA: Per evitare di danneggiare la corteccia, non forare su vaste regioni (&gt; 1,5 millimetri) fino a un sottile strato (&lt;50 micron). NOTA: La struttura roditore cranio ossea è costituito da due strati sottili di osso compatto separati da uno spesso strato di osso spugnoso. Piccole cavità della forma dell&#39;osso spugnoso cerchi e canaliculi concentrici, che contengono vasi sanguigni. Utilizzare il microdrill per rimuovere sia lo strato di osso compatto esterno e la maggior parte dello strato spugnoso. Turbativa dei vasi sanguigni all&#39;interno dell&#39;osso spugnoso possono causare sanguinamento. Utilizzare emostasi spugna di collagene per fermare questa emorragia. </li><li> Utilizzare generazione di seconda armonica (SHG) di imaging per esaminare se la maggior parte della spongiosa è stato rimosso. Prestare attenzione per evitare un eccessivo assottigliamento, assicurarsi che l&#39;osso residuo è ªIcker di 50 micron in questa fase della preparazione. </li><li> Mettere una goccia di tampone caldo (35-37 ° C) al di sopra della regione assottigliata. Utilizzare una lama microchirurgica o Micro Finishing Bur per rimuovere ulteriormente gli strati ossei e formare una superficie liscia di ~ 700 micron di diametro con spessore osseo di circa 20 micron. Durante questa fase, è utile effettuare ripetitivo immagini SHG e misurare regolarmente lo spessore dell&#39;osso. </li><li> Effettuare l&#39;imaging TPEM per la regione di interesse e una zona di controllo. </li><li> Regolare la posizione della testina utilizzando le viti altezza della barra orecchio in modo tale assottigliato regione è posizionato strettamente orizzontalmente. Posizionare l&#39;ago al di sopra della regione assottigliata e assicurarsi che non ci siano grandi navi sotto il sito di destinazione. </li><li> Effettuare una lesione immergendo l&#39;ago nel cervello, alla profondità di 0.5-2.0 mm dalla superficie del cranio assottigliato e secondo le coordinate del sito di applicazione puntura. </li><li> Rimuovere l&#39;ago e sopprimere l&#39;emorragia che appare dopo tegli acute lesioni cerebrali con tampone emostatico (vedi Materiali e attrezzature). Attendere fino a coaguli di sangue forma e vaso di pulsazione al sito di lesione si ferma. </li><li> Eseguire microiniezione di 100 pM solforodamina 101 o un altro composto di interesse nel sito della lesione, come sopra descritto nella sezione 1.2.10. </li><li> Effettuare l&#39;imaging TPEM per monitorare la progressione lesioni e ripristino come descritto nel protocollo 3. </li><li> Dopo l&#39;imaging, permettono all&#39;animale di riguadagnare la coscienza dall&#39;anestesia su una piastra elettrica. Non lasciare l&#39;animale incustodito e tornare alla sua gabbia casa solo dopo il pieno recupero fisico. </li></ol></li></ol> 3. Imaging <ol><li> Posto l&#39;animale al microscopio collegando il supporto del metallo al telaio su misura. </li><li> Per l&#39;imaging, ad esempio, utilizzare il FV1000MPE microscopio a due fotoni dotati di Mai Tai DeepSee laser e XLPLN 25X 1,05 NA obiettivo immersione in acqua ottimizzato per in vivo a due fotoniimaging. </li><li> Identificare il sito della lesione al microscopio a fluorescenza utilizzando la modalità a largo campo. Utilizzare filtri passa lunghi per visualizzare vascolare cerebrale e seleziona la zona di controllo secondo il modello osservato di vasi sanguigni. </li><li> Per l&#39;immagine del segnale di generazione di seconda armonica (SHG), sintonizzare il laser a femtosecondi per la lunghezza d&#39;onda di 800 nm e raccolgono la luce emessa utilizzando il filtro di bypass 380-410 nm. Per l&#39;imaging di fluorescenza, utilizzare il filtro passa banda (515-560 nm) per raccogliere la luce emessa, e le seguenti lunghezze d&#39;onda vengono utilizzate per eccitare la fluorescenza: GFP-860 nm, YFP-950 nm. </li><li> Utilizzare il software FluoView per l&#39;acquisizione delle immagini. </li><li> Conservare le coordinate di ogni ROI per la successiva rappresentazione ripetitiva. Immagine stessa ROI nel tempo, e regolare le coordinate ogni tempo per sfruttare la sovrapposizione dell&#39;immagine. </li><li> Analizzare le immagini con il software appropriato (ad es. ImageJ). Ricostruzioni qui presentate sono state effettuate utilizzando il software Imaris. </li></ol>

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Methods. 140, 23-28 (2004).</li><li>Holtmaat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term,+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window.">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nat. Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).</li><li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice.">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nat. Protoc. 5, 201-208 (2010).</li><li>Cianchetti, F. A., Kim, D. H., Dimiduk, S., Nishimura, N., Schaffer, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulus-evoked+calcium+transients+in+somatosensory+cortex+are+temporarily+inhibited+by+a+nearby+microhemorrhage.">Stimulus-evoked calcium transients in somatosensory cortex are temporarily inhibited by a nearby microhemorrhage.</a> PloS one. 8 (5), (2013).</li><li>Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+polished+and+reinforced+thinned-skull+window+for+long-term+imaging+of+the+mouse+brain.">A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain.</a> J. Vis. Exp. 61, (2012).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Trauma cerebrale è un evento imprevedibile brusco. Qui, descriviamo il modello animale che riproduce uno spettro di alterazioni patologiche osservate nei pazienti umani dopo lesione cerebrale come neurodegenerazione, eliminazione di dendriti, edema cerebrale, cicatrice gliale, emorragie nella corteccia cerebrale focale accoppiato con emorragia subaracnoidea e aumentata permeabilità della barriera emato-encefalica. Per studiare la patogenesi primaria e secondaria, nonché il recupero dopo un trauma, questo modello preg...

Lesione cerebrale acuta è un problema rilevante di sanità pubblica, con alta incidenza di lesioni in incidenti automobilistici, cadute o aggressioni, e l&#39;alta prevalenza di una successiva disabilità cronica. Approcci terapeutici per il trattamento di lesioni cerebrali rimangono del tutto sintomatico, limitando così l&#39;efficacia del trattamento preospedaliero, chirurgica e critica. Questo rende l&#39;impatto sociale ed economico delle lesioni cerebrali particolarmente grave. Per una serie di ragioni, la maggior parte degli studi clinici non hanno dimostrato un miglioramento nel recupero dopo lesione cerebrale utilizzando approcci terapeutici. I modelli animali sono fondamentali per lo sviluppo di nuove strategie terapeutiche nei confronti di una fase in cui l&#39;efficacia dei farmaci può essere previsto in pazienti con lesioni cerebrali. Allo stato attuale, esistono diversi modelli animali ben consolidata di trauma cranico, compreso l&#39;impatto controllato corticale 1, lesioni percussioni fluido 2, dinamico deformazione corticale 3, peso-drop4, e lesioni foto 5. Un certo numero di modelli sperimentali sono stati utilizzati per studiare alcuni aspetti morfologici, molecolari e comportamentali del trauma cranico associata patologia. Tuttavia, nessun singolo modello animale è del tutto riuscito a convalidare nuove strategie terapeutiche. Sviluppo di modelli animali affidabili, riproducibili e controllate di lesioni cerebrali è necessario valutare i processi patologici complessi. Il romanzo combinazione delle più recenti tecnologie di imaging microscopici e reporter fluorescenti geneticamente codificati offre un&#39;opportunità senza precedenti per studiare tutte le fasi di lesioni cerebrali, tra cui lesione primaria, diffusione della lesione primaria, lesione secondaria, e la rigenerazione. In particolare, in vivo microscopia a due fotoni è una tecnologia ottica non lineare unica che permette la visualizzazione in tempo reale delle strutture cellulari e subcellulari anche in strati profondi corticali del cervello dei roditori. Diversi tipi di cellule e organelles possono essere esposte contemporaneamente combinando marcatori fluorescenti differenti. L&#39;utilizzo di questo potente strumento, possiamo visualizzare i cambiamenti morfologici e funzionali dinamici nel cervello di vivere in condizioni post-traumatiche. I vantaggi di in vivo microscopia a due fotoni nello studio di lesioni cerebrali sono stati recentemente dimostrati da Kirov e colleghi 6. Utilizzando un modello di focale contusione corticale mite, questi autori hanno dimostrato che lesioni dendritiche acuto nella corteccia pericontusional è recintato dalla diminuzione del flusso sanguigno locale. Inoltre, hanno dimostrato che la corteccia metabolicamente compromesso attorno al sito contusione è ulteriormente danneggiato dalla depolarizzazione diffusione. Questo danno secondario riguarda circuiti sinaptici, rendendo le conseguenze di lesioni cerebrali traumatiche più gravi. Qui, proponiamo il metodo di puntura stereotassico con una siringa con ago, che può essere combinato con applicazione simultanea farmaco topico, come un modello avanzato per cervello localelesioni e come strumento per studiare le conseguenze fisiopatologiche del trauma acuto nel cervello dei mammiferi in vivo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">2A-sa dumb Tweezers, 115mm</td>
			<td style="width:71px;">XYtronic</td>
			<td style="width:119px;">XY-2A-SA</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">30G &#189;&#8217;&#8217; needle</td>
			<td style="width:71px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">REF 304000</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Animal trimmer, shaving machine</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap</td>
			<td style="width:119px;">Isis GT420</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Binocular Microscope</td>
			<td style="width:71px;">Zeiss&#160;</td>
			<td style="width:119px;">Stemi 2000</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Biological Temperature Controller with stainless steel heating pad</td>
			<td style="width:71px;">Supertech</td>
			<td style="width:119px;">TMP-5b</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Blunt microsurgical blade</td>
			<td style="width:71px;">BD</td>
			<td style="width:119px;">REF 374769</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Borosilicate tube with filament</td>
			<td style="width:71px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:119px;">BF120-69-10</td>
			<td style="width:167px;">For glass pipette production</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Carprofene</td>
			<td style="width:71px;">Pfizer</td>
			<td style="width:119px;">Rimadyl vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Chlorhexidine digluconate</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">C9394</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Dental cement</td>
			<td style="width:71px;">DrguDent, Dentsply</td>
			<td style="width:119px;">REF 640 200 271</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Dexamethasone</td>
			<td style="width:71px;">FaunaPharma</td>
			<td style="width:119px;">Rapidexon vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Disposable drills</td>
			<td style="width:71px;">Meisinger</td>
			<td style="width:119px;">HP 310&#160;104&#160;001&#160;001&#160;008</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dulbeco&#8217;s PBS 10X</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">D1408</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Dumont #5 forceps, 110 mm</td>
			<td style="width:71px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">91150-20</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Ealing microelectrode puller</td>
			<td style="width:71px;">Ealing</td>
			<td style="width:119px;">50-2013</td>
			<td style="width:167px;">Vertical puller for glass pipette production</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Eyes-ointment</td>
			<td style="width:71px;">Novartis</td>
			<td style="width:119px;">Viscotears</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Foredom drill control</td>
			<td style="width:71px;">Foredom&#160;</td>
			<td style="width:119px;">FM3545</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Foredom micro motor handpiece</td>
			<td style="width:71px;">Foredom</td>
			<td style="width:119px;">MH-145</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Gas anesthesia platform for mice</td>
			<td style="width:71px;">Stoelting</td>
			<td align="right" style="width:119px;">50264</td>
			<td style="width:167px;">Assembled on stereotaxic instrument</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Hemostasis Collagen Sponge</td>
			<td style="width:71px;">Avitene, Ultrafoam BARD</td>
			<td style="width:119px;">Ref 1050050</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Imaris</td>
			<td style="width:71px;">Bitplane</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ketamine</td>
			<td style="width:71px;">Intervet</td>
			<td style="width:119px;">Ketaminol vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Mai Tai DeepSee laser</td>
			<td style="width:71px;">Spectra-Physics</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Metal holder</td>
			<td style="width:71px;">Neurotar</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Micro dressing forceps, 105 mm</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap</td>
			<td style="width:119px;">BD302R</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Microfil</td>
			<td style="width:71px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">MF34G-5</td>
			<td style="width:167px;">Micro syringe filling capillaries</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mineral oil</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">M8410</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Multiphoton Laser Scanning Microscope</td>
			<td style="width:71px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">FV1000MPE</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">NanoFil Syringe 10 microliter</td>
			<td style="width:71px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">NANOFIL</td>
			<td style="width:167px;">Hamilton syringe</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Nonwoven swabs 5&#215;5</td>
			<td style="width:71px;">Molnlycke Health Care</td>
			<td style="width:119px;">Mesoft</td>
			<td style="width:167px;">Surgical tampons</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">polyacrylic glue</td>
			<td style="width:71px;">Henkel</td>
			<td style="width:119px;">Loctite 401</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:216px;">Round glass coverslip&#160;</td>
			<td rowspan="2" style="width:71px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td rowspan="2" style="width:119px;"></td>
			<td rowspan="2" style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1.5 thickness&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:216px;">Small animal stereotaxic instrument</td>
			<td style="width:71px;">David Kopf Instruments</td>
			<td align="right" style="width:119px;">900</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Stoelting mouse and neonatal rat adaptor</td>
			<td style="width:71px;">Stoelting</td>
			<td align="right" style="width:119px;">51625</td>
			<td style="width:167px;">Assembled on stereotaxic instrument.</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Student iris scissors, straight 11.5 cm</td>
			<td style="width:71px;">FST</td>
			<td style="width:119px;">91460-11</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Sulforhodamine 101</td>
			<td style="width:71px;">Molecular Probes</td>
			<td style="width:119px;">S-359</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">UMP3 microsyringe pump and Micro 4 microsyringe pump controller</td>
			<td style="width:71px;">WPI</td>
			<td style="width:119px;">UMP3-1</td>
			<td style="width:167px;">Microinjector and controller</td>
		</tr>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:216px;">Xylazine</td>
			<td style="width:71px;">Bayer Health Care</td>
			<td style="width:119px;">Rompun vet</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

acute brain trauma in mice followed by longitudinal two-photon imaging

Anche se trauma cerebrale acuto spesso deriva da danni testa in diversi incidenti e colpisce una frazione consistente della popolazione, non vi è ancora alcun trattamento efficace per esso. Limiti dei modelli animali attualmente utilizzati impedire la comprensione del meccanismo patologia. La microscopia multiphoton permette di studiare cellule e tessuti all&#39;interno cervelli animali intatti longitudinalmente in condizioni fisiologiche e patologiche. Qui, descriviamo due modelli di danno cerebrale acuto studiati per mezzo di due fotoni di imaging del comportamento delle cellule cerebrali in condizioni post-traumatiche. Una regione del cervello selezionata è ferito con un ago appuntito per produrre un trauma di larghezza controllato e profondità nel parenchima cerebrale. Il nostro metodo utilizza puntura stereotassica con un ago da siringa, che può essere combinato con l&#39;applicazione simultanea della droga. Proponiamo che questo metodo può essere utilizzato come uno strumento avanzato per studiare i meccanismi cellulari di conseguenze fisiopatologiche di trauma acuto nel cervello dei mammiferi <em&gt; In vivo. In questo video, uniamo danno cerebrale acuto con due preparazioni: cranica finestra e cranio diradamento. Discutiamo anche vantaggi ei limiti di entrambe le preparazioni per multisessione l&#39;imaging della rigenerazione cerebrale dopo un trauma.

Abbiamo ottimizzato due procedure operative: 1) finestra cranica cronica e 2) assottigliamento del cranio, per l&#39;imaging cerebrale post-traumatico nei topi transgenici. Vista schematica dei preparati sperimentali è presentato nella figura 1. Puntura traumatica da ago in acciaio di 0,3 mm OD (30 G) viene applicata al pozzo perforato (Figura 1A). Una preparazione finestra del cranio successo permette l&#39;imaging a profondità fino a 650 micron sotto la superficie piale (Fig...

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Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Trauma acuto cerebrale è una lesione grave che non ha alcun trattamento adeguato ad oggi. La microscopia multiphoton permette lo studio longitudinalmente il processo di sviluppo acuto trauma cerebrale e sondando strategie terapeutiche nei roditori. Due modelli di trauma cerebrale acuto studiato con in vivo a due fotoni di imaging del cervello sono dimostrate in questo protocollo.

Acuta cerebrale Trauma nei topi Seguito By longitudinale a due fotoni di imaging

Although acute brain trauma often results from head damage in different accidents and affects a substantial fraction of the population, there is no ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

12.3K Views.  University of Helsinki.  Trauma acuto cerebrale è una lesione grave che non ha alcun trattamento adeguato ad oggi. La microscopia multiphoton permette lo studio longitudinalmente il processo di sviluppo acuto trauma cerebrale e sondando strategie terapeutiche nei roditori. Due modelli di trauma cerebrale acuto studiato con in vivo a due fotoni di imaging del cervello sono dimostrate in questo protocollo. 

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The Use of Pharmacological-challenge fMRI in Pre-clinical Research: Application to the 5-HT System

Pharmacological MRI (phMRI) is a new and promising method to study the effects of substances on brain function that can ultimately be used to unravel underlying neurobiological mechanisms behind drug action and neurotransmitter-related disorders, such as depression and ADHD. Like most of the imaging methods (PET, SPECT, CT) it represents a progress in the investigation of brain disorders and the related function of neurotransmitter pathways in a non-invasive way with respect of the overall neuronal connectivity. Moreover it also provides the ideal tool for translation to clinical investigations. MRI, while still behind in molecular imaging strategies compared to PET and SPECT, has the great advantage to have a high spatial resolution and no need for the injection of a contrast-agent or radio-labeled molecules, thereby avoiding the repetitive exposure to ionizing radiations. Functional MRI (fMRI) is extensively used in research and clinical setting, where it is generally combined with a psycho-motor task. phMRI is an adaptation of fMRI enabling the investigation of a specific neurotransmitter system, such as serotonin (5-HT), under physiological or pathological conditions following activation via administration of a specific challenging drug.
The aim of the method described here is to assess brain 5-HT function in free-breathing animals. By challenging the 5-HT system while simultaneously acquiring functional MR images over time, the response of the brain to this challenge can be visualized. Several studies in animals have already demonstrated that drug-induced increases in extracellular levels of e.g. 5-HT (releasing agents, selective re-uptake blockers, etc) evoke region-specific changes in blood oxygenation level dependent (BOLD) MRI signals (signal due to a change of the oxygenated/deoxygenated hemoglobin levels occurring during brain activation through an increase of the blood supply to supply the oxygen and glucose to the demanding neurons) providing an index of neurotransmitter function. It has also been shown that these effects can be reversed by treatments that decrease 5-HT availability16,13,18,7. In adult rats, BOLD signal changes following acute SSRI administration have been described in several 5-HT related brain regions, i.e. cortical areas, hippocampus, hypothalamus and thalamus9,16,15. Stimulation of the 5-HT system and its response to this challenge can be thus used as a measure of its function in both animals and humans2,11.

The goal of this technique is to assess serotonin (5-HT) neurotransmitter function in the live and free-breathing animal with pharmacological magnetic resonance imaging (phMRI) and an intravenous challenge with a selective serotonin reuptake inhibitor (SSRI), fluoxetine.

L&#39;uso di Farmacologiche-sfida fMRI in ricerca pre-clinica: Applicazione del sistema 5-HT

Pharmacological MRI (phMRI) is a new and promising method to study the effects of substances on brain function that can ultimately be used to unravel ...

Ricerca

Medicina

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology rely on the injection of a suspension of glioma cells into the brain parenchyma following incision of the dura-mater. Whereas the cells have to be injected superficially to be accessible to intravital two-photon microscopy, superficial injections fail to recapitulate the physiopathological conditions. Indeed, escaping through the injection tract most tumor cells reach the extra-dural space where they expand abnormally fast in absence of mechanical constraints from the parenchyma.
Our improvements consist not only in focally implanting a glioma spheroid rather than injecting a suspension of glioma cells in the superficial layers of the cerebral cortex but also in clogging the injection site by a cross-linked dextran gel hemi-bead that is glued to the surrounding parenchyma and sealed to dura-mater with cyanoacrylate. Altogether these measures enforce the physiological expansion and infiltration of the tumor cells inside the brain parenchyma. Craniotomy was finally closed with a glass window cemented to the skull to allow chronic imaging over weeks in absence of scar tissue development.
Taking advantage of fluorescent transgenic animals grafted with fluorescent tumor cells we have shown that the dynamics of interactions occurring between glioma cells, neurons (e.g. Thy1-CFP mice) and vasculature (highlighted by an intravenous injection of a fluorescent dye) can be visualized by intravital two-photon microscopy during the progression of the disease.
The possibility to image a tumor at microscopic resolution in a minimally compromised cerebral environment represents an improvement of current GBM animal models which should benefit the field of neuro-oncology and drug testing.

We have established a cortical orthotopic glioblastoma model in mice for intravital two-photon microscopy that recapitulates the biophysical constraints normally at play during the growth of the tumor. A chronic glass window replacing the skull above the tumor enables the follow-up of the tumor progression over time by two-photon microscopy.

Un ortotopico Glioblastoma modello di mouse mantenimento di vincoli Cervello parenchimale fisiche e adatto per intravitale due fotoni Microscopia

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

Ultrasound Imaging-guided Intracardiac Injection to Develop a Mouse Model of Breast Cancer Brain Metastases Followed by Longitudinal MRI

Breast cancer brain metastasis, occurring in 30% of breast cancer patients at stage IV, is associated with high mortality. The median survival is only 6 months. It is critical to have suitable animal models to mimic the hemodynamic spread of the metastatic cells in the clinical scenario. Here, we are introducing the use of small animal ultrasound imaging to guide an accurate injection of brain tropical breast cancer cells into the left ventricle of athymic nude mice. Longitudinal MRI is used to assessing intracranial initiation and growth of brain metastases. Ultrasound-guided intracardiac injection ensures not only an accurate injection and hereby a higher successful rate but also significantly decreased mortality rate, as compared to our previous manual procedure. In vivo high resolution MRI allows the visualization of hyperintense multifocal lesions, as small as 310 &#181;m in diameter on T2-weighted images at 3 weeks post injection. Follow-up MRI reveals intracranial tumor growth and increased number of metastases that distribute throughout the whole brain.

A breast cancer brain metastasis mouse model is established with ultrasound imaging-guided intracardiac injection of MDA-MB231/Br-GFP cells. Development of multifocal intracranial metastases has been monitored longitudinally using high-resolution 9.4 T MRI.

Ultrasound Imaging guidata intracardiaca iniezione di sviluppare un modello murino di Breast Cancer metastasi cerebrali Seguito da longitudinale MRI

Breast cancer brain metastasis, occurring in 30% of breast cancer patients at stage IV, is associated with high mortality. The median survival is only 6 ...

Candida albicans Biofilm Development on Medically-relevant Foreign Bodies in a Mouse Subcutaneous Model Followed by Bioluminescence Imaging

Candida albicans biofilm development on biotic and/or abiotic surfaces represents a specific threat for hospitalized patients. So far, C. albicans biofilms have been studied predominantly in vitro but there is a crucial need for better understanding of this dynamic process under in vivo conditions. We developed an in vivo subcutaneous rat model to study C. albicans biofilm formation. In our model, multiple (up to 9) Candida-infected devices are implanted to the back part of the animal. This gives us a major advantage over the central venous catheter model system as it allows us to study several independent biofilms in one animal. Recently, we adapted this model to study C. albicans biofilm development in BALB/c mice. In this model, mature C. albicans biofilms develop within 48 hr and demonstrate the typical three-dimensional biofilm architecture. The quantification of fungal biofilm is traditionally analyzed post mortem and requires host sacrifice. Because this requires the use of many animals to perform kinetic studies, we applied non-invasive bioluminescence imaging (BLI) to longitudinally follow up in vivo mature C. albicans biofilms developing in our subcutaneous model. C. albicans cells were engineered to express the Gaussia princeps luciferase gene (gLuc) attached to the cell wall. The bioluminescence signal is produced by the luciferase that converts the added substrate coelenterazine into light that can be measured. The BLI signal resembled cell counts obtained from explanted catheters. Non-invasive imaging for quantifying in vivo biofilm formation provides immediate applications for the screening and validation of antifungal drugs under in vivo conditions, as well as for studies based on host-pathogen interactions, hereby contributing to a better understanding of the pathogenesis of catheter-associated infections.

Candida albicans Biofilm Development on Medically-relevant Foreign Bodies in a Mouse Subcutaneous Model Followed by Bioluminescence Imaging

We present an experimental procedure of Candida albicans biofilm development in a mouse subcutaneous model. Fungal biofilms were quantified by determining the number of colony forming units and by a non-invasive bioluminescence imaging, where the amount of light that is produced corresponds with the number of viable cells.

Candida albicans Biofilm sviluppo sulla medicalmente rilevanti Foreign Bodies in un mouse sottocutaneo modello seguito da Bioluminescence Imaging

Candida albicans biofilm development on biotic and/or abiotic surfaces represents a specific threat for hospitalized patients. So far, C. albicans ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

Longitudinale<em&gt; In Vivo</em&gt; Imaging del Cerebrovasculature: Rilevanza per le malattie del sistema nervoso centrale

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Whole-brain Segmentation and Change-point Analysis of Anatomical Brain MRI&#8212;Application in Premanifest Huntington's Disease

Recent advances in MRI offer a variety of useful markers to identify neurodegenerative diseases. In Huntington&#39;s disease (HD), regional brain atrophy begins many years prior to the motor onset (during the &#34;premanifest&#34; period), but the spatiotemporal pattern of regional atrophy across the brain has not been fully characterized. Here we demonstrate an online cloud-computing platform, &#34;MRICloud&#34;, which provides atlas-based whole-brain segmentation of T1-weighted images at multiple granularity levels, and thereby, enables us to access the regional features of brain anatomy. We then describe a regression model that detects statistically significant inflection points, at which regional brain atrophy starts to be noticeable, i.e. the &#34;change-point&#34;, with respect to a disease progression index. We used the CAG-age product (CAP) score to index the disease progression in HD patients. Change-point analysis of the volumetric measurements from the segmentation pipeline, therefore, provides important information of the order and pattern of structural atrophy across the brain. The paper illustrates the use of these techniques on T1-weighted MRI data of premanifest HD subjects from a large multicenter PREDICT-HD study. This design potentially has wide applications in a range of neurodegenerative diseases to investigate the dynamic changes of brain anatomy.

Whole-brain Segmentation and Change-point Analysis of Anatomical Brain MRI&amp;#8212;Application in Premanifest Huntington&#039;s Disease

This paper describes a statistical model for volumetric MRI data analysis, which identifies the &#34;change-point&#34; when brain atrophy begins in premanifest Huntington&#39;s disease. Whole-brain mapping of the change-points is achieved based on brain volumes obtained using an atlas-based segmentation pipeline of T1-weighted images.

Segmentazione del intero-cervello e analisi del punto di svolta di anatomico del cervello MRI — applicazione in premanifesti sulla malattia di Huntington

Recent advances in MRI offer a variety of useful markers to identify neurodegenerative diseases. In Huntington&#39;s disease (HD), regional brain atrophy ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Indurre lesioni polmonari acute nei topi mediante instillazione diretta del lipopolioaccaride intracheale

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Sodium Taurocholate Induced Severe Acute Pancreatitis in C57BL/6 Mice

Biliary acute pancreatitis induction by sodium taurocholate infusion has been widely used by the scientific community due to the representation of the human clinical condition and reproduction of inflammatory events corresponding to the onset of clinical biliary pancreatitis. The severity of pancreatic damage can be assessed by measuring the concentration, speed, and volume of the infused bile acid. This study provides an updated checklist of the materials and methods used in the protocol reproduction and shows the main results from this acute pancreatitis (AP) model. Most of the previous publications have limited themselves to reproducing this model in rats. We have applied this method in mice, which provides additional advantages (i.e., the availability of an arsenal of reagents and antibodies for these animals along with the possibility of working with genetically modified strains of mice) that may be relevant to the study. For acute pancreatitis induction in mice, we present a systematic protocol, with a defined dose of 2.5% sodium taurocholate at an infusion speed 10 &#181;L/min for 3 min in C57BL/6 mice that reaches its maximal level of severity within 12 h of induction and highlight results with outcomes that validate the method. With practice and technique, the total estimated time, from the induction of anesthesia to the completion of the infusion, is 25 min per animal.

Animal models for severe acute pancreatitis enable the study of pathophysiological changes at the initial stage, facilitating observation of the evolution of inflammatory events. Here we provide a protocol for the induction of severe acute biliary pancreatitis by retrograde infusion of sodium taurocholate into the pancreatic duct of anesthetized C57BL/6 mice.

Pancreatite acuta grave indotta da taurocolato di sodio nei topi C57BL/6

Biliary acute pancreatitis induction by sodium taurocholate infusion has been widely used by the scientific community due to the representation of the ...

Acute Kidney Injury Model Induced by Cisplatin in Adult Zebrafish

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney due to its low molecular weight. Such accumulation causes the death of tubular cells and can induce the development of Acute Kidney Injury (AKI), which is characterized by a quick decrease in kidney function, tissue damage, and immune cells infiltration. If administered in specific doses cisplatin can be a useful tool as an AKI inducer in animal models. The zebrafish has appeared as an interesting model to study renal function, kidney regeneration, and injury, as renal structures conserve functional similarities with mammals. Adult zebrafish injected with cisplatin shows decreased survival, kidney cell death, and increased inflammation markers after 24 h post-injection (hpi). In this model, immune cells infiltration and cell death can be assessed by flow cytometry and TUNEL assay. This protocol describes the procedures to induce AKI in adult zebrafish by intraperitoneal cisplatin injection and subsequently demonstrates how to collect the renal tissue for flow cytometry processing and cell death TUNEL assay. These techniques will be useful to understand the effects of cisplatin as a nephrotoxic agent and will contribute to the expansion of AKI models in adult zebrafish. This model can also be used to study kidney regeneration, in the search for compounds that treat or prevent kidney damage and to study inflammation in AKI. Moreover, the methods used in this protocol will improve the characterization of tissue damage and inflammation, which are therapeutic targets in kidney-associated comorbidities.

This protocol describes the procedures to induce Acute Kidney Injury (AKI) in adult zebrafish using cisplatin as a nephrotoxic agent. We detailed the steps to evaluate the reproducibility of the technique and two techniques to analyze inflammation and cell death in the renal tissue, flow cytometry and TUNEL, respectively.

Modello di lesione renale acuta indotto dal cisplatino nel pesce zebra adulto

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney ...

Orthopedic Robot-Assisted Femoral Neck System in the Treatment of Femoral Neck Fracture

Cannulated screw fixation is the main therapy for femoral neck fractures, especially in young patients. The traditional surgical procedure uses C-arm fluoroscopy to place the screw freehand and requires several guide wire adjustments, which increases the operation time and radiation exposure. Repeated drilling can also cause damage to the blood supply and bone quality of the femoral neck, which can be followed by complications such as screw loosening, nonunion, and femoral head necrosis. In order to make fixation more precise and reduce the incidence of complications, our team applied robot-assisted orthopedic surgery for screw placement using the femoral neck system to modify the traditional procedure. This protocol introduces how to import a patient's X-ray information into the system, how to perform screw path planning in software, and how the robotic arm assists in screw placement. Using this method, the surgeons can place the screw successfully the first time, improve the accuracy of the procedure, and avoid radiation exposure. The whole protocol includes the diagnosis of femoral neck fracture; the collection of intraoperative X-ray images; screw path planning in the software; precise placement of the screw under the assistance of the robotic arm by the surgeon; and verification of the implant placement.

This article introduces a method of robot-assisted orthopedic surgery for screw placement during the treatment of femoral neck fracture using the femoral neck system, which allows for more accurate screw placement, improved surgical efficiency, and fewer complications.

Sistema ortopedico del collo femorale robot-assistito nel trattamento della frattura del collo del femore

Cannulated screw fixation is the main therapy for femoral neck fractures, especially in young patients. The traditional surgical procedure uses C-arm ...