Siamo profondamente grati al Dr. Frank Kirchhoff per la fornitura di GFAP-EGFP e ceppi di topi CX3CR1-EGFP. Il lavoro è stato sostenuto da finanziamenti del Centro di Mobilità Internazionale della Finlandia, Tekes, finlandese Graduate School of Neuroscience (FGSN) e l&#39;Accademia di Finlandia.

Tutte le procedure qui presentate sono state eseguite secondo la guida locale per la cura degli animali (La legge finlandese sulla sperimentazione animale 62/2006). Licenza animali (ESAVI/2857/04.10.03/2012) è stato ottenuto da autorità locali (ELÄINKOELAUTAKUNTA-ELLA). Topi adulti di 1-3 mesi di età, peso 24-38 g, sono stati tenuti in gabbie individuali nella struttura animale certificata dell&#39;Università e ha fornito cibo e acqua ad libitum. 1. Brain Injury Imaging attraverso una finestra cranica <ol><li> Anestetizzare gli animali e la preparazione del campo operatorio <ol><li> Anestetizzare topi mediante iniezione peritoneale di una miscela di ketamina (Ketalar, 80 mg / kg) e xilazina (Rompun, 10 mg / kg) sciolta in sterilizzata per filtrazione, tampone fosfato salino (PBS), pH 7,4. Controllare i riflessi del topo regolarmente (coda e sonda pizzico tep) per verificare la profondità dell&#39;anestesia. Aumentare la dose, se del caso, per mantenere l&#39;anestesia corretta, ma evitare Overdose. </li><li> Mantenere l&#39;animale a 37,0 ° C con un batuffolo di riscaldamento durante l&#39;intervento chirurgico, sessione di imaging e la prima ora dopo il recupero dall&#39;anestesia. </li><li> Per proteggere gli occhi del topo si asciughi, applicare il lubrificante occhio. </li><li> Somministrare desametasone (Rapidexon veterinario, 2 mg / kg) per via sottocutanea per ridurre l&#39;infiammazione ed edema cerebrale. </li><li> Somministrare un analgesico (ad esempio, Ketoprophene intraperitoneale) fino a 30 minuti prima o immediatamente dopo l&#39;intervento chirurgico. Se l&#39;animale presenta alcun sintomo di dolore, come la riluttanza a muoversi, mangiare o bere, o perdita di peso, salivazione, piloerezione, o respiratoria anormale suoni dopo l&#39;intervento chirurgico, ripetere l&#39;iniezione di analgesico. </li><li> Radersi la testa di topo &#39;con una macchina da barba (vedi Materiali e attrezzature). Evitare di danneggiare i baffi. </li><li> Trattare la pelle sulla testa del topo con una soluzione di etanolo al 70% per pulire la zona rasata. </li><li> Utilizzando le forbici chirurgiche (vedi Materiali eEquipment) e pinza (vedi Materiali e attrezzature), tagliare la pelle dalla linea di mezzo tra le orecchie alla fronte. </li><li> Raschiare delicatamente via il tessuto connettivo attaccato al cranio con una lama smussata microchirurgico. </li><li> Far scorrere i confini della pelle lateralmente e tirare bar orecchio leggermente in orifizi fonetiche del cranio per la testa e la fissazione della pelle. </li><li> Pulire il cranio con PBS sterile e curare il sito chirurgico sulla testa del mouse con lo 0,5% clorexidina digluconato, quindi asciugare la superficie del cranio usando una combinazione di tamponi di cotone sterili e aria compressa. </li></ol></li><li> Inflizione della lesione cazzo <ol><li> Posizionare un piccolo strumento stereotassico animale con un titolare di animali (vedi Materiali e attrezzature). </li><li> Regolare la posizione del microscopio binoculare accanto allo strumento stereotassico a concentrarsi sulla superficie del cranio dell&#39;animale. </li><li> Utilizzando un microscopio binoculare, individuare il punto bregma sul cranio. </li><li> Identificare il region di interesse utilizzando le coordinate stereotassica. NOTA: Evitare quelle aree di interesse che si trovano direttamente sopra vasi superficiali corticali. La distruzione di questi può influenzare fortemente la progressione trauma. </li><li> Posizionare l&#39;ago G 30 sopra la regione prescelta e segnare il sito di destinazione da graffiare la superficie del cranio. </li><li> Praticare il cranio con tutte le precauzioni possibili per evitare un inutile allargamento della superficie ossea interessata. Utilizzare un trapano chirurgico ad alta velocità (vedi Materiali e attrezzature) sotto il microscopio. Smettere di perforazione se il liquido viene visualizzata nell&#39;area forato. </li><li> Toccare il fondo del pozzo perforato con l&#39;ago. </li><li> Immergere l&#39;ago uniformemente nel cervello (tasso di inserimento 5-10 mm / min), alla profondità di 0,5-2,0 mm secondo le coordinate del sito di applicazione puntura. </li><li> Rimuovere l&#39;ago subito dopo aver raggiunto la profondità desiderata (tasso di svincolo 5-10 mm / min) e pulire il sangue che appare dopo la puntura con un piccolo tampone (see Materiali e attrezzature). </li><li> Eseguire microiniezione di 100 pM solforodamina 101 o un altro composto di interesse nel sito della lesione utilizzando una pompa microsiringa (WPI) e siringa da 10 microlitri Hamilton montare con pipetta di vetro. NOTA: Durante la preparazione della pipetta di vetro dal capillare di vetro borosilicato, affilare la punta di un diametro di 10-20 micron. </li><li> Infondere 250-1,500 nl della soluzione iniettabile alla velocità di 2-5 nl / sec. NOTA: Lasciare la pipetta dopo la fine dell&#39;infusione per almeno 5 minuti in parenchima cerebrale, quindi rimuoverlo lentamente e delicatamente per evitare la soluzione di deflusso. </li></ol></li><li> Craniotomy per la finestra cranica cronica <ol><li> Praticare delicatamente e con attenzione il cranio per fare una finestra cerchio intorno al sito di lesione. Utilizzare la finestra diametro di 3-3.5 mm. </li><li> Applicare una goccia di tampone corteccia (125 mM NaCl, KCl 5 mM, glucosio 10 mM, HEPES 10 mM, 2 mM CaCl 2 e 2 mM MgSO 4 in H 2 O distillata) per coprire il wiNdow. </li><li> Posizionare un vetrino di vetro rotondo (# 1.5 spessore) sulla finestra cranica. </li><li> Rimuovere l&#39;eccesso di tampone corteccia intorno al vetrino. </li><li> Sigillare i bordi del vetrino con colla polimetilmetacrilato (vedi Materiali e attrezzature). NOTA: Assicurarsi che la colla non è applicato alla superficie superiore del vetrino. Se il vetro di copertura è contaminato con colla, attendere che il vetro è stabilmente incollato al cranio e la colla sulla superficie del vetro si asciuga, poi rimuovere con attenzione la colla contaminando con un MicroBlade. </li><li> Attendere 5 minuti per lasciare che la colla asciughi. </li><li> Utilizzando le viti altezza della barra orecchio, regolare la posizione della testa in modo che il titolare del metallo può essere collocato. </li><li> Applicare una piccola quantità di colla poliacrilico sull&#39;anello di supporto in acciaio (vedi Materiali e attrezzature). </li><li> Incollare l&#39;anello di supporto in acciaio al vetrino di vetro con il manico di metallo titolare diretto all&#39;indietro. </li><li> Attendere 5 minuti per lasciare che la colla asciughi. </li><li> Mix cemento dentale (vedi Materiali e attrezzature) con colla poliacrilica in una capsula di Petri 3,5 centimetri (o analogico) per ottenere condizioni viscosi. </li><li> Sigillare i bordi della finestra cranica con la miscela + cemento colla e coprire la superficie esposta del cranio con la stessa miscela fino al confine della pelle. </li><li> Attendere 15 minuti per consentire la miscela di cemento + colla asciughi e poi rimuovere le barre orecchio. </li><li> Eseguire eccitazione a due fotoni microscopico (TPEM) di imaging per la regione di interesse e di una zona di controllo come descritto nel protocollo 3. </li><li> Dopo l&#39;imaging, permettono all&#39;animale di riprendersi dall&#39;anestesia su una piastra elettrica e tenerlo in un individuo gabbia sotto osservazione fino alla completa guarigione. Cibo umido può essere dato per facilitare masticazione e idratazione. </li></ol></li></ol> 2. Brain Injury Imaging Attraverso il Assottigliato Teschio <ol><li> Anestetizzare gli animali e la preparazione del campo operatorio <ol><li> Anestetizzare il mouse e prepararlo per l&#39;induzione traumacome descritto al punto 1.1. </li></ol></li><li> Skull assottigliamento e inflizione della lesione cazzo <ol><li> Posizionare un piccolo strumento stereotassico animale con il supporto degli animali (vedi Materiali e attrezzature). </li><li> Regolare la posizione di un microscopio binoculare accanto allo strumento stereotassico a concentrarsi sulla superficie del cranio animale. </li><li> Individuare il punto bregma sul cranio con il microscopio binoculare, di individuare l&#39;area del cervello per essere ripreso in base alle coordinate stereotassica e segnare da graffi. NOTA: Skull posizione diluizione non deve essere posizionato sopra o nelle vicinanze suture craniche, come la stabilità cranio è compromessa in quelle zone. Inoltre, le grandi navi e meningi situati sotto le suture del cranio corticali o meningea sono suscettibili di causare artefatti di imaging. </li><li> Posizionare il supporto metallico rivestito con colla sopra l&#39;area di interesse sul cranio dell&#39;animale, applicare una leggera pressione e attendere per 5 minuti fino a che il supporto del metallo è saldamente incollato al cranio. </li&gt; <li> Miscelare cemento dentale (vedi Materiali e attrezzature) con colla poliacrilica in una capsula di Petri 3,5 centimetri (o analogico) per ottenere condizioni viscosi. </li><li> Sigillare i bordi del supporto del metallo con la miscela + cemento colla e coprire la superficie esposta del cranio con la stessa miscela fino al confine della pelle. </li><li> Attendere 15 minuti per lasciare il cemento e la miscela di colla prosciugano. </li><li> Risciacquare regione cranio assottigliata e le parti circostanti del metallo titolare più volte con PBS, in modo che i residui di colla nonpolymerized vengono lavate via. NOTA: E &#39;fondamentale garantire l&#39;attaccamento stabile del cranio al titolare. Ciò consente la stabilità preparazione durante l&#39;imaging. </li><li> Modalità ad alta ingrandimento del microscopio binoculare, rimuovere gli strati superiori del cranio dell&#39;osso con un micro-trapano ad alta velocità per creare una zona assottigliata cranio di ~ 0,5-1,5 mm di diametro. Utilizzare aria compressa durante la foratura per rimuovere i detriti osso. Eseguire la perforazione intermittently durante la procedura di diradamento al fine di evitare il surriscaldamento per attrito. Raffreddare la punta utilizzando la soluzione a temperatura ambiente e periodicamente applica buffer alla zona assottigliata di assorbire calore. NOTA: Per evitare di danneggiare la corteccia, non forare su vaste regioni (&gt; 1,5 millimetri) fino a un sottile strato (&lt;50 micron). NOTA: La struttura roditore cranio ossea è costituito da due strati sottili di osso compatto separati da uno spesso strato di osso spugnoso. Piccole cavità della forma dell&#39;osso spugnoso cerchi e canaliculi concentrici, che contengono vasi sanguigni. Utilizzare il microdrill per rimuovere sia lo strato di osso compatto esterno e la maggior parte dello strato spugnoso. Turbativa dei vasi sanguigni all&#39;interno dell&#39;osso spugnoso possono causare sanguinamento. Utilizzare emostasi spugna di collagene per fermare questa emorragia. </li><li> Utilizzare generazione di seconda armonica (SHG) di imaging per esaminare se la maggior parte della spongiosa è stato rimosso. Prestare attenzione per evitare un eccessivo assottigliamento, assicurarsi che l&#39;osso residuo è ªIcker di 50 micron in questa fase della preparazione. </li><li> Mettere una goccia di tampone caldo (35-37 ° C) al di sopra della regione assottigliata. Utilizzare una lama microchirurgica o Micro Finishing Bur per rimuovere ulteriormente gli strati ossei e formare una superficie liscia di ~ 700 micron di diametro con spessore osseo di circa 20 micron. Durante questa fase, è utile effettuare ripetitivo immagini SHG e misurare regolarmente lo spessore dell&#39;osso. </li><li> Effettuare l&#39;imaging TPEM per la regione di interesse e una zona di controllo. </li><li> Regolare la posizione della testina utilizzando le viti altezza della barra orecchio in modo tale assottigliato regione è posizionato strettamente orizzontalmente. Posizionare l&#39;ago al di sopra della regione assottigliata e assicurarsi che non ci siano grandi navi sotto il sito di destinazione. </li><li> Effettuare una lesione immergendo l&#39;ago nel cervello, alla profondità di 0.5-2.0 mm dalla superficie del cranio assottigliato e secondo le coordinate del sito di applicazione puntura. </li><li> Rimuovere l&#39;ago e sopprimere l&#39;emorragia che appare dopo tegli acute lesioni cerebrali con tampone emostatico (vedi Materiali e attrezzature). Attendere fino a coaguli di sangue forma e vaso di pulsazione al sito di lesione si ferma. </li><li> Eseguire microiniezione di 100 pM solforodamina 101 o un altro composto di interesse nel sito della lesione, come sopra descritto nella sezione 1.2.10. </li><li> Effettuare l&#39;imaging TPEM per monitorare la progressione lesioni e ripristino come descritto nel protocollo 3. </li><li> Dopo l&#39;imaging, permettono all&#39;animale di riguadagnare la coscienza dall&#39;anestesia su una piastra elettrica. Non lasciare l&#39;animale incustodito e tornare alla sua gabbia casa solo dopo il pieno recupero fisico. </li></ol></li></ol> 3. Imaging <ol><li> Posto l&#39;animale al microscopio collegando il supporto del metallo al telaio su misura. </li><li> Per l&#39;imaging, ad esempio, utilizzare il FV1000MPE microscopio a due fotoni dotati di Mai Tai DeepSee laser e XLPLN 25X 1,05 NA obiettivo immersione in acqua ottimizzato per in vivo a due fotoniimaging. </li><li> Identificare il sito della lesione al microscopio a fluorescenza utilizzando la modalità a largo campo. Utilizzare filtri passa lunghi per visualizzare vascolare cerebrale e seleziona la zona di controllo secondo il modello osservato di vasi sanguigni. </li><li> Per l&#39;immagine del segnale di generazione di seconda armonica (SHG), sintonizzare il laser a femtosecondi per la lunghezza d&#39;onda di 800 nm e raccolgono la luce emessa utilizzando il filtro di bypass 380-410 nm. Per l&#39;imaging di fluorescenza, utilizzare il filtro passa banda (515-560 nm) per raccogliere la luce emessa, e le seguenti lunghezze d&#39;onda vengono utilizzate per eccitare la fluorescenza: GFP-860 nm, YFP-950 nm. </li><li> Utilizzare il software FluoView per l&#39;acquisizione delle immagini. </li><li> Conservare le coordinate di ogni ROI per la successiva rappresentazione ripetitiva. Immagine stessa ROI nel tempo, e regolare le coordinate ogni tempo per sfruttare la sovrapposizione dell&#39;immagine. </li><li> Analizzare le immagini con il software appropriato (ad es. ImageJ). Ricostruzioni qui presentate sono state effettuate utilizzando il software Imaris. </li></ol>

<ol>
	<li>Lighthall, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+cortical+impact:+A+new+experimental+brain+injury+model.">Controlled cortical impact: A new experimental brain injury model.</a> J. Neurotrauma. 5 (1), 1-15 (1988).</li><li>Lindgren, S., Rinder, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+studies+in+head+injury.">Experimental studies in head injury.</a> Biophysik. 2 (5), 320-329 (1965).</li><li>Shreiber, D. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+investigation+of+cerebral+contusion:+histopathological+and+immunohistochemical+evaluation+of+dynamic+cortical+deformation.">Experimental investigation of cerebral contusion: histopathological and immunohistochemical evaluation of dynamic cortical deformation.</a> J. Neuropathol. Exp. Neurol. 58 (2), 153-164 (1999).</li><li>Feeney, D. M., Boyeson, M. G., Linn, R. T., Murray, H. M., Dail, W. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+to+cortical+injury:+I.+Methodology+and+local+effects+of+contusions+in+the+rat.">Responses to cortical injury: I. Methodology and local effects of contusions in the rat.</a> Brain Res. 211 (1), 67-77 (1981).</li><li>Bardehle, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+astrocyte+responses+to+acute+injury+reveals+selective+juxtavascular+proliferation.">Live imaging of astrocyte responses to acute injury reveals selective juxtavascular proliferation.</a> Nat. Neurosci. 16 (5), 580-586 (2013).</li><li>Sword, J., Masuda, T., Croom, D., Kirov, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+neuronal+and+astroglial+disruption+in+the+peri-contusional+cortex+of+mice+revealed+by+in+vivo+two-photon+imaging.">Evolution of neuronal and astroglial disruption in the peri-contusional cortex of mice revealed by in vivo two-photon imaging.</a> Brain. 136 (5), 1446-1461 (2013).</li><li>Feng, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+neuronal+subsets+in+transgenic+mice+expressing+multiple+spectral+variants+of+GFP.">Imaging neuronal subsets in transgenic mice expressing multiple spectral variants of GFP.</a> Neuron. 28, 41-51 (2000).</li><li>Nolte, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GFAP+promoter-controlled+EGFP-expressing+transgenic+mice:+a+tool+to+visualize+astrocytes+and+astrogliosis+in+living+brain+tissue.">GFAP promoter-controlled EGFP-expressing transgenic mice: a tool to visualize astrocytes and astrogliosis in living brain tissue.</a> Glia. 33 (1), 72-86 (2001).</li><li>Jung, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+fractalkine+receptor+CX(3)CR1+function+by+targeted+deletion+and+green+fluorescent+protein+reporter+gene+insertion.">Analysis of fractalkine receptor CX(3)CR1 function by targeted deletion and green fluorescent protein reporter gene insertion.</a> Mol. Cell. Biol. 20 (11), 4106-4114 (2000).</li><li>Nimmerjahn, A., Kirchhoff, F., Kerr, J. N. D., Helmchen, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sulforhodamine+101+as+a+specific+marker+of+astroglia+in+the+neocortex+in+vivo.">Sulforhodamine 101 as a specific marker of astroglia in the neocortex in vivo.</a> Nat. Methods. 1 (1), 31-37 (2004).</li><li>Carr&#233;, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technical+aspects+of+an+impact+acceleration+traumatic+brain+injury+rat+model+with+potential+suitability+for+both+microdialysis+and+PtiO2+monitoring.">Technical aspects of an impact acceleration traumatic brain injury rat model with potential suitability for both microdialysis and PtiO2 monitoring.</a> J. Neurosci. Methods. 140, 23-28 (2004).</li><li>Holtmaat, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term,+high-resolution+imaging+in+the+mouse+neocortex+through+a+chronic+cranial+window.">Long-term, high-resolution imaging in the mouse neocortex through a chronic cranial window.</a> Nat. Protoc. 4 (8), 1128-1144 (2009).</li><li>Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thinned-skull+cranial+window+technique+for+long-term+imaging+of+the+cortex+in+live+mice.">Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice.</a> Nat. Protoc. 5, 201-208 (2010).</li><li>Cianchetti, F. A., Kim, D. H., Dimiduk, S., Nishimura, N., Schaffer, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulus-evoked+calcium+transients+in+somatosensory+cortex+are+temporarily+inhibited+by+a+nearby+microhemorrhage.">Stimulus-evoked calcium transients in somatosensory cortex are temporarily inhibited by a nearby microhemorrhage.</a> PloS one. 8 (5), (2013).</li><li>Shih, A. Y., Mateo, C., Drew, P. J., Tsai, P. S., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+polished+and+reinforced+thinned-skull+window+for+long-term+imaging+of+the+mouse+brain.">A polished and reinforced thinned-skull window for long-term imaging of the mouse brain.</a> J. Vis. Exp. 61, (2012).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Trauma cerebrale è un evento imprevedibile brusco. Qui, descriviamo il modello animale che riproduce uno spettro di alterazioni patologiche osservate nei pazienti umani dopo lesione cerebrale come neurodegenerazione, eliminazione di dendriti, edema cerebrale, cicatrice gliale, emorragie nella corteccia cerebrale focale accoppiato con emorragia subaracnoidea e aumentata permeabilità della barriera emato-encefalica. Per studiare la patogenesi primaria e secondaria, nonché il recupero dopo un trauma, questo modello preg...

Lesione cerebrale acuta è un problema rilevante di sanità pubblica, con alta incidenza di lesioni in incidenti automobilistici, cadute o aggressioni, e l&#39;alta prevalenza di una successiva disabilità cronica. Approcci terapeutici per il trattamento di lesioni cerebrali rimangono del tutto sintomatico, limitando così l&#39;efficacia del trattamento preospedaliero, chirurgica e critica. Questo rende l&#39;impatto sociale ed economico delle lesioni cerebrali particolarmente grave. Per una serie di ragioni, la maggior parte degli studi clinici non hanno dimostrato un miglioramento nel recupero dopo lesione cerebrale utilizzando approcci terapeutici. I modelli animali sono fondamentali per lo sviluppo di nuove strategie terapeutiche nei confronti di una fase in cui l&#39;efficacia dei farmaci può essere previsto in pazienti con lesioni cerebrali. Allo stato attuale, esistono diversi modelli animali ben consolidata di trauma cranico, compreso l&#39;impatto controllato corticale 1, lesioni percussioni fluido 2, dinamico deformazione corticale 3, peso-drop4, e lesioni foto 5. Un certo numero di modelli sperimentali sono stati utilizzati per studiare alcuni aspetti morfologici, molecolari e comportamentali del trauma cranico associata patologia. Tuttavia, nessun singolo modello animale è del tutto riuscito a convalidare nuove strategie terapeutiche. Sviluppo di modelli animali affidabili, riproducibili e controllate di lesioni cerebrali è necessario valutare i processi patologici complessi. Il romanzo combinazione delle più recenti tecnologie di imaging microscopici e reporter fluorescenti geneticamente codificati offre un&#39;opportunità senza precedenti per studiare tutte le fasi di lesioni cerebrali, tra cui lesione primaria, diffusione della lesione primaria, lesione secondaria, e la rigenerazione. In particolare, in vivo microscopia a due fotoni è una tecnologia ottica non lineare unica che permette la visualizzazione in tempo reale delle strutture cellulari e subcellulari anche in strati profondi corticali del cervello dei roditori. Diversi tipi di cellule e organelles possono essere esposte contemporaneamente combinando marcatori fluorescenti differenti. L&#39;utilizzo di questo potente strumento, possiamo visualizzare i cambiamenti morfologici e funzionali dinamici nel cervello di vivere in condizioni post-traumatiche. I vantaggi di in vivo microscopia a due fotoni nello studio di lesioni cerebrali sono stati recentemente dimostrati da Kirov e colleghi 6. Utilizzando un modello di focale contusione corticale mite, questi autori hanno dimostrato che lesioni dendritiche acuto nella corteccia pericontusional è recintato dalla diminuzione del flusso sanguigno locale. Inoltre, hanno dimostrato che la corteccia metabolicamente compromesso attorno al sito contusione è ulteriormente danneggiato dalla depolarizzazione diffusione. Questo danno secondario riguarda circuiti sinaptici, rendendo le conseguenze di lesioni cerebrali traumatiche più gravi. Qui, proponiamo il metodo di puntura stereotassico con una siringa con ago, che può essere combinato con applicazione simultanea farmaco topico, come un modello avanzato per cervello localelesioni e come strumento per studiare le conseguenze fisiopatologiche del trauma acuto nel cervello dei mammiferi in vivo.

<table><tbody><tr><td>2A-sa dumb Tweezers, 115 mm</td><td>XYtronic</td><td>XY-2A-SA</td><td></td></tr><tr><td>30 G &amp;frac12; in needle</td><td>BD</td><td>REF 304000</td><td></td></tr><tr><td>Animal trimmer, shaving machine</td><td>Aesculap</td><td>Isis GT420</td><td></td></tr><tr><td>Binocular Microscope</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000</td><td></td></tr><tr><td>Biological Temperature Controller with stainless steel heating pad</td><td>Supertech</td><td>TMP-5b</td><td></td></tr><tr><td>Blunt microsurgical blade</td><td>BD</td><td>REF 374769</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate tube with filament</td><td>Sutter Instruments</td><td>BF120-69-10</td><td>For glass pipette production</td></tr><tr><td>Carprofene</td><td>Pfizer</td><td>Rimadyl vet</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidine digluconate</td><td>Sigma</td><td>C9394</td><td></td></tr><tr><td>Dental cement</td><td>DrguDent, Dentsply</td><td>REF 640 200 271</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethasone</td><td>FaunaPharma</td><td>Rapidexon vet</td><td></td></tr><tr><td>Disposable drills</td><td>Meisinger</td><td>HP 310 104 001 001 008</td><td></td></tr><tr><td>Dulbeco&amp;rsquo;s PBS 10x</td><td>Sigma</td><td>D1408</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps, 110 mm</td><td>FST</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Ealing microelectrode puller</td><td>Ealing</td><td>50-2013</td><td>Vertical puller for glass pipette production</td></tr><tr><td>Eye ointment</td><td>Novartis</td><td>Viscotears</td><td></td></tr><tr><td>Foredom drill control</td><td>Foredom</td><td>FM3545</td><td></td></tr><tr><td>Foredom micromotor handpiece</td><td>Foredom</td><td>MH-145</td><td></td></tr><tr><td>Gas anesthesia platform for mice</td><td>Stoelting</td><td>50264</td><td>Assembled on stereotaxic instrument</td></tr><tr><td>Hemostasis Collagen Sponge</td><td>Avitene, Ultrafoam BARD</td><td>Ref 1050050</td><td></td></tr><tr><td>Imaris</td><td>Bitplane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Intervet</td><td>Ketaminol vet</td><td></td></tr><tr><td>Mai Tai DeepSee laser</td><td>Spectra-Physics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metal holder</td><td>Neurotar</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microdressing forceps, 105 mm</td><td>Aesculap</td><td>BD302R</td><td></td></tr><tr><td>Microfil</td><td>WPI</td><td>MF34G-5</td><td>Micro syringe filling capillaries</td></tr><tr><td>Mineral oil</td><td>Sigma</td><td>M8410</td><td></td></tr><tr><td>Multiphoton Laser Scanning Microscope</td><td>Olympus</td><td>FV1000MPE</td><td></td></tr><tr><td>NanoFil Syringe 10 &amp;mu;l</td><td>WPI</td><td>NANOFIL</td><td>Hamilton syringe</td></tr><tr><td>Nonwoven swabs 5 x 5</td><td>Molnlycke Health Care</td><td>Mesoft</td><td>Surgical tampons</td></tr><tr><td>Polyacrylic glue</td><td>Henkel</td><td>Loctite 401</td><td></td></tr><tr><td>Round glass coverslip&amp;nbsp;</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.5 thickness&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small animal stereotaxic instrument</td><td>David Kopf Instruments</td><td>900</td><td></td></tr><tr><td>Stoelting mouse and neonatal rat adaptor</td><td>Stoelting</td><td>51625</td><td>Assembled on stereotaxic instrument.</td></tr><tr><td>Student iris scissors, straight 11.5 cm</td><td>FST</td><td>91460-11</td><td></td></tr><tr><td>Sulforhodamine 101</td><td>Molecular Probes</td><td>S-359</td><td></td></tr><tr><td>UMP3 microsyringe pump and Micro 4 microsyringe pump controller</td><td>WPI</td><td>UMP3-1</td><td>Microinjector and controller</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Bayer Health Care</td><td>Rompun vet</td><td></td></tr></tbody></table>

acute brain trauma in mice followed by longitudinal two-photon imaging

Anche se trauma cerebrale acuto spesso deriva da danni testa in diversi incidenti e colpisce una frazione consistente della popolazione, non vi è ancora alcun trattamento efficace per esso. Limiti dei modelli animali attualmente utilizzati impedire la comprensione del meccanismo patologia. La microscopia multiphoton permette di studiare cellule e tessuti all&#39;interno cervelli animali intatti longitudinalmente in condizioni fisiologiche e patologiche. Qui, descriviamo due modelli di danno cerebrale acuto studiati per mezzo di due fotoni di imaging del comportamento delle cellule cerebrali in condizioni post-traumatiche. Una regione del cervello selezionata è ferito con un ago appuntito per produrre un trauma di larghezza controllato e profondità nel parenchima cerebrale. Il nostro metodo utilizza puntura stereotassica con un ago da siringa, che può essere combinato con l&#39;applicazione simultanea della droga. Proponiamo che questo metodo può essere utilizzato come uno strumento avanzato per studiare i meccanismi cellulari di conseguenze fisiopatologiche di trauma acuto nel cervello dei mammiferi <em&gt; In vivo. In questo video, uniamo danno cerebrale acuto con due preparazioni: cranica finestra e cranio diradamento. Discutiamo anche vantaggi ei limiti di entrambe le preparazioni per multisessione l&#39;imaging della rigenerazione cerebrale dopo un trauma.

Abbiamo ottimizzato due procedure operative: 1) finestra cranica cronica e 2) assottigliamento del cranio, per l&#39;imaging cerebrale post-traumatico nei topi transgenici. Vista schematica dei preparati sperimentali è presentato nella figura 1. Puntura traumatica da ago in acciaio di 0,3 mm OD (30 G) viene applicata al pozzo perforato (Figura 1A). Una preparazione finestra del cranio successo permette l&#39;imaging a profondità fino a 650 micron sotto la superficie piale (Fig...

Watch this Scientific Journal Video about Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging at JoVE.com

Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Trauma acuto cerebrale è una lesione grave che non ha alcun trattamento adeguato ad oggi. La microscopia multiphoton permette lo studio longitudinalmente il processo di sviluppo acuto trauma cerebrale e sondando strategie terapeutiche nei roditori. Due modelli di trauma cerebrale acuto studiato con in vivo a due fotoni di imaging del cervello sono dimostrate in questo protocollo.

Acuta cerebrale Trauma nei topi Seguito By longitudinale a due fotoni di imaging

Although acute brain trauma often results from head damage in different accidents and affects a substantial fraction of the population, there is no ...

acute-brain-trauma-in-mice-followed-by-longitudinal-two-photon-imaging

Research

JoVE Journal

Medicine

12.4K Views.  University of Helsinki.  Trauma acuto cerebrale è una lesione grave che non ha alcun trattamento adeguato ad oggi. La microscopia multiphoton permette lo studio longitudinalmente il processo di sviluppo acuto trauma cerebrale e sondando strategie terapeutiche nei roditori. Due modelli di trauma cerebrale acuto studiato con in vivo a due fotoni di imaging del cervello sono dimostrate in questo protocollo. 

Video: Acute Brain Trauma in Mice Followed By Longitudinal Two-photon Imaging

Chronic Imaging of Mouse Visual Cortex Using a Thinned-skull Preparation

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The technique presented here allows the imaging of the same area of the brain at several time points (chronic imaging) with microscopic resolution allowing the tracking of dendritic spines which are the small structures that represent the majority of postsynaptic excitatory sites in the CNS. The ability to clearly resolve fine cortical structures over several time points has many advantages, specifically in the study of brain plasticity in which morphological changes at synapses and circuit remodeling may help explain underlying mechanisms. In this video and supplementary material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation. The thinned-skull preparation is a minimally invasive approach, which avoids potential damage to the dura and/or cortex, thus reducing the onset of an inflammatory response. When this protocol is performed correctly, it is possible to clearly monitor changes in dendritic spine characteristics in the intact brain over a prolonged period of time.

In this video and supplemental material, we show a protocol for chronic in vivo imaging of the intact brain using a thinned-skull preparation.

Imaging cronica di mouse corteccia visiva Utilizzando un Assottigliato-teschio di preparazione

In vivo imaging using two-photon laser scanning microscopy (2PLSM) allows the study of living cells and neuronal processes in the intact brain. The ...

Ricerca

Neuroscienze

Longitudinal Two-Photon Imaging of Dorsal Hippocampal CA1 in Live Mice

Two-photon microscopy is a fundamental tool for neuroscience as it permits investigation of the brain of live animals at spatial scales ranging from subcellular to network levels and at temporal scales from milliseconds to weeks. In addition, two-photon imaging can be combined with a variety of behavioral tasks to explore the causal relationships between brain function and behavior. However, in mammals, limited penetration and scattering of light have limited two-photon intravital imaging mostly to superficial brain regions, thus precluding longitudinal investigation of deep-brain areas such as the hippocampus. The hippocampus is involved in spatial navigation and episodic memory and is a long-standing model used to study cellular as well as cognitive processes important for learning and recall, both in health and disease. Here, a preparation that enables chronic optical access to the dorsal hippocampus in living mice is detailed. This preparation can be combined with two-photon optical imaging at cellular and subcellular resolution in head fixed, anesthetized live mice over several weeks. These techniques enable repeated imaging of neuronal structure or activity-evoked plasticity in tens to hundreds of neurons in the dorsal hippocampal CA1. Furthermore, this chronic preparation can be used in combination with other techniques such as micro-endoscopy, head-mounted wide field microscopy or three-photon microscopy, thus greatly expanding the toolbox to study cellular and network processes involved in learning and memory.

This method describes a chronic preparation that allows optical access to the hippocampus of living mice. This preparation can be used to perform longitudinal optical imaging of neuronal structural plasticity and activity-evoked cellular plasticity over a period of several weeks.

Imaging longitudinale a due fotoni dell'ippocampo dorsale CA1 in topi vivi

Two-photon microscopy is a fundamental tool for neuroscience as it permits investigation of the brain of live animals at spatial scales ranging from ...

Comportamento

A Mouse Model of Single and Repetitive Mild Traumatic Brain Injury

Mild Traumatic Brain Injury (mTBI) can result in the acute loss of brain function, including a period of confusion, a loss of consciousness (LOC), focal neurological deficits and even amnesia. Athletes participating in contact sports are at high risk of exposure to large number of mTBIs. In terms of the level of injury in a sporting athlete, a mTBI is defined as a mild injury that does not cause gross pathological changes, but does cause short-term neurological deficits that are spontaneously resolved. Despite previous attempts to model mTBI in mice and rats, many have reported gross adverse effects including skull fractures, intracerebral bleeding, axonal injury and neuronal cell death. Herein, we describe our highly reproducible animal model of mTBI that reproduces clinically relevant symptoms. This model uses a custom made pneumatic impactor device to deliver a closed-head trauma. This impact is made under precise velocity and deformation parameters, creating a reliable and reproducible model to examine the mechanisms that contribute to effects of single or repetitive concussive mTBI.

Athletes absorb several hundred mild traumatic brain injuries (mTBI)/concussions every year; however, the consequence of these on the brain is poorly understood. Therefore, an animal model of single and repetitive mTBI that consistently replicates clinically relevant symptoms provides the means to advance the study of mTBI and concussion.

Un modello di mouse del singolo e ripetitivo dolore cerebrale traumatico lieve

Mild Traumatic Brain Injury (mTBI) can result in the acute loss of brain function, including a period of confusion, a loss of consciousness (LOC), focal ...

Medicina

Precise Brain Mapping to Perform Repetitive In Vivo Imaging of Neuro-Immune Dynamics in Mice

The central nervous system (CNS) is regulated by a complex interplay of neuronal, glial, stromal, and vascular cells that facilitate its proper function. Although studying these cells in isolation in vitro or together ex vivo provides useful physiological information; salient features of neural cell physiology will be missed in such contexts. Therefore, there is a need for studying neural cells in their native in vivo environment. The protocol detailed here describes repetitive in vivo two-photon imaging of neural cells in the rodent cortex as a tool to visualize and study specific cells over extended periods of time from hours to months. We describe in detail the use of the grossly stable brain vasculature as a coarse map or fluorescently labeled dendrites as a fine map of select brain regions of interest. Using these maps as a visual key, we show how neural cells can be precisely relocated for subsequent repetitive in vivo imaging. Using examples of in vivo imaging of fluorescently-labeled microglia, neurons, and NG2+ cells, this protocol demonstrates the ability of this technique to allow repetitive visualization of cellular dynamics in the same brain location over extended time periods, that can further aid in understanding the structural and functional responses of these cells in normal physiology or following pathological insults. Where necessary, this approach can be coupled to functional imaging of neural cells, e.g., with calcium imaging. This approach is especially a powerful technique to visualize the physical interaction between different cell types of the CNS in vivo when genetic mouse models or specific dyes with distinct fluorescent tags to label the cells of interest are available.

This protocol describes a chronic cranial window implantation technique that can be used for longitudinal imaging of neuro-glio-vascular structures, interactions, and function in both healthy and diseased conditions. It serves as a complementary alternative to the transcranial imaging approach that, while often preferred, possesses some critical limitations.

Mappatura precisa del cervello per eseguire immagini ripetitive in vivo della dinamica neuroimmune nei topi

The central nervous system (CNS) is regulated by a complex interplay of neuronal, glial, stromal, and vascular cells that facilitate its proper function. ...

Immunologia e infezioni

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the United States. In fact, TBI is a contributing factor to over a third of all injury-related mortality. Nonetheless, the cellular and molecular mechanisms underlying the pathophysiology of TBI are poorly understood. Thus, preclinical models of TBI capable of replicating the injury mechanisms pertinent to TBI in human patients are a critical research need. The controlled cortical impact (CCI) model of TBI utilizes a mechanical device to directly impact the exposed cortex. While no model can full recapitulate the disparate injury patterns and heterogeneous nature of TBI in human patients, CCI is capable of inducing a wide range of clinically applicable TBI. Furthermore, CCI is easily standardized allowing investigators to compare results across experiments as well as across investigative groups. The following protocol is a detailed description of applying a severe CCI with a commercially available impacting device in a murine model of TBI.

Here we describe a protocol for the induction of murine traumatic brain injury via an open-head controlled cortical impact.

Modello Murine di impatto corticale controllato per l'induzione di lesioni cerebrali traumatiche

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal excitability. Recent studies have revealed the differential gene expression and functional heterogeneity of microglia in different brain regions. The unique functions of the hippocampal neural network in learning and memory may be associated with the active roles of microglia in synapse remodeling. However, inflammatory responses induced by surgical procedures have been problematic in the two-photon microscopic analysis of hippocampal microglia. Here, a method is presented that enables the chronic observation of microglia in all layers of the hippocampal CA1 through an imaging window. This method allows the analysis of morphological changes in microglial processes for more than 1 month. Long-term and high-resolution imaging of the resting microglia requires minimally invasive surgical procedures, appropriate objective lens selection, and optimized imaging techniques. The transient inflammatory response of hippocampal microglia may prevent imaging immediately after surgery, but the microglia restore their quiescent morphology within a few weeks. Furthermore, imaging neurons simultaneously with microglia allows us to analyze the interactions of multiple cell types in the hippocampus. This technique may provide essential information about microglial function in the hippocampus.

In Vivo Chronic Two-Photon Imaging of Microglia in the Mouse Hippocampus

This paper describes a method for chronic in vivo observation of the resting microglia in the mouse hippocampal CA1 using precisely controlled surgery and two-photon microscopy.

In vivo Imaging cronico a due fotoni della microglia nell'ippocampo del topo

Microglia, the only immune cells resident in the brain, actively participate in neural circuit maintenance by modifying synapses and neuronal ...

Simultaneous Imaging of Microglial Dynamics and Neuronal Activity in Awake Mice

Since brain functions are under the continuous influence of the signals derived from peripheral tissues, it is critical to elucidate how glial cells in the brain sense various biological conditions in the periphery and transmit the signals to neurons. Microglia, immune cells in the brain, are involved in synaptic development and plasticity. Therefore, the contribution of microglia to neural circuit construction in response to the internal state of the body should be tested critically by intravital imaging of the relationship between microglial dynamics and neuronal activity.
Here, we describe a technique for the simultaneous imaging of microglial dynamics and neuronal activity in awake mice. Adeno-associated virus encoding R-CaMP, a gene-encoded calcium indicator of red fluorescence protein, was injected into layer 2/3 of the primary visual cortex in CX3CR1-EGFP transgenic mice expressing EGFP in microglia. After viral injection, a cranial window was installed onto the brain surface of the injected region. In vivo two-photon imaging in awake mice 4 weeks after the surgery demonstrated that neural activity and microglial dynamics could be recorded simultaneously at the sub-second temporal resolution. This technique can uncover the coordination between microglial dynamics and neuronal activity, with the former responding to peripheral immunological states and the latter encoding the internal brain states.

Here, we describe a protocol combining adeno-associated virus injection with cranial window implantation for simultaneous imaging of microglial dynamics and neuronal activity in awake mice.

Imaging simultaneo delle dinamiche microgliali e dell'attività neuronale in topi svegli

Since brain functions are under the continuous influence of the signals derived from peripheral tissues, it is critical to elucidate how glial cells in ...

Electromagnetic Controlled Closed-Head Model of Mild Traumatic Brain Injury in Mice

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and understanding the mechanisms of how a TBI alters brain function. The availability of multiple animal models of TBI is necessary to model the different aspects and severities of TBI seen in people. This manuscript describes the use of a midline closed head injury (CHI) to develop a mouse model of mild TBI. The model is considered mild because it does not produce structural brain lesions based on neuroimaging or gross neuronal loss. However, a single impact creates enough pathology that cognitive impairment is measurable at least 1 month after injury. A step-by-step protocol to induce a CHI in mice using a stereotaxically guided electromagnetic impactor is defined in the paper. The benefits of the mild midline CHI model include the reproducibility of the injury-induced changes with low mortality. The model has been temporally characterized up to 1 year after the injury for neuroimaging, neurochemical, neuropathological, and behavioral changes. The model is complementary to open skull models of controlled cortical impact using the same impactor device. Thus, labs can model both mild diffuse TBI and focal moderate-to-severe TBI with the same impactor.

The protocol describes mild traumatic brain injury in a mouse model. In particular, a step-by-step protocol to induce a mild midline closed head injury and the characterization of the animal model is fully explained.

Modello elettromagnetico controllato a testa chiusa di lieve lesione cerebrale traumatica nei topi

Highly reproducible animal models of traumatic brain injury (TBI), with well-defined pathologies, are needed for testing therapeutic interventions and ...

Intravital Imaging of Fluorescent Protein Expression in Mice with a Closed-Skull Traumatic Brain Injury and Cranial Window Using a Two-Photon Microscope

The goal of this protocol is to demonstrate how to longitudinally visualize the expression and localization of a protein of interest within specific cell types of an animal's brain, upon exposure to exogenous stimuli. Here, the administration of a closed-skull traumatic brain injury (TBI) and simultaneous implantation of a cranial window for subsequent longitudinal intravital imaging in mice is shown. Mice are intracranially injected with an adeno-associated virus (AAV) expressing enhanced green fluorescent protein (EGFP) under a neuronal specific promoter. After 2 to 4 weeks, the mice are subjected to a repetitive TBI using a weight drop device over the AAV injection location. Within the same surgical session, the mice are implanted with a metal headpost and then a glass cranial window over the TBI impacting site. The expression and cellular localization of EGFP is examined using a two-photon microscope in the same brain region exposed to trauma over the course of months.

This study demonstrates delivery of a repetitive traumatic brain injury to mice and simultaneous implantation of a cranial window for subsequent intravital imaging of a neuron-expressed EGFP using two-photon microscopy.

Imaging intravitale dell'espressione di proteine fluorescenti nei topi con una lesione cerebrale traumatica a cranio chiuso e una finestra cranica utilizzando un microscopio a due fotoni

The goal of this protocol is to demonstrate how to longitudinally visualize the expression and localization of a protein of interest within specific cell ...

Induzione di rmTBI nei topi tramite un metodo di lesione a testa chiusa

Modified Mouse Model of Repetitive Mild Traumatic Brain Injury Incorporating Thinned-Skull Window and Fluid Percussion

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models with well-defined pathologies are urgently needed for studying the mechanisms of neuropathology after mild TBI and testing therapeutics. Replicating the entire sequelae of TBI in animal models has proven to be a challenge. Therefore, the availability of multiple animal models of TBI is necessary to account for the diverse aspects and severities seen in TBI patients. CHI is one of the most common methods for fabricating rodent models of rmTBI. However, this method is susceptible to many factors, including the impact method used, the thickness and shape of the skull bone, animal apnea, and the type of head support and immobilization utilized. The aim of this protocol is to demonstrate a combination of the thinned-skull window and fluid percussion injury (FPI) methods to produce a precise mouse model of CHI-associated rmTBI. The primary objective of this protocol is to minimize factors that could impact the accuracy and consistency of CHI and FPI modeling, including skull bone thickness, shape, and head support. By utilizing a thinned-skull window method, potential inflammation due to craniotomy and FPI is minimized, resulting in an improved mouse model that replicates the clinical features observed in patients with mild TBI. Results from behavior and histological analysis using hematoxylin and eosin (HE) staining suggest that rmTBI can lead to a cumulative injury that produces changes in both behavior and gross morphology of the brain. Overall, the modified CHI-associated rmTBI presents a useful tool for researchers to explore the underlying mechanisms that contribute to focal and diffuse pathophysiological changes in rmTBI.

Autore in primo piano: Ottimizzazione dei modelli di roditori per lo studio dei meccanismi e della riabilitazione nelle lesioni cerebrali traumatiche lievi ripetute

This protocol presents a modified mouse model of repetitive mild traumatic brain injury (rmTBI) induced via a closed-head injury (CHI) method. The approach features a thinned-skull window and fluid percussion to reduce the inflammation commonly caused by meninges exposure, along with improved reproducibility and accuracy in modeling rmTBI in rodents.

Modello murino modificato di lesione cerebrale traumatica lieve ripetitiva che incorpora finestra cranica assottigliata e percussione fluida

Mild traumatic brain injury is a clinically highly heterogeneous neurological disorder. Highly reproducible traumatic brain injury (TBI) animal models ...