La plasticité synaptique à long terme, en particulier la potentialisation à long terme et la dépression à long terme ont été largement étudiées le long de l’orientation transversale de l’hippocampe. Il a également été examiné le long de l’orientation longitudinale. Cependant, quand il s’agit de l’orientation longitudinale, très peu d’attention a été accordée à l’axe longitudinal CA1 de l’hippocampe en ce qui concerne la plasticité synaptique.
Une publication précédente de notre laboratoire ont montré que les neurones pyramidaux CA1 de l’hippocampe forment des connexions associationnelles qui pourraient soutenir la plasticité synaptique. Pour une meilleure compréhension de ce protocole, il est recommandé de vous référer à la publication précédente avec la référence donnée ci-dessous. Injecter de l’uréthane pour anesthésier la souris.
Placez la souris entièrement anesthésiée sur un coussin chauffant réglé à 37 degrés Celsius. Appliquer du gel pour les yeux pour humidifier les yeux. Fixez fermement le crâne de la souris à l’aide de la pince pour les yeux.
La pince pour les yeux donne la liberté de mobilité à l’expérimentateur lors d’interventions chirurgicales. Et il peut être particulièrement utile pour les expériences impliquant le cortex auditif, ainsi. Cependant, beaucoup de soin doit être pris pour obtenir les coordonnées stéréotaxiques exactes.
Séparez le tissu et les muscles sous-cutanés à l’extrémité de l’os interpariétal et occipital de la souris avec le scalpel. Éponger la matière dura à sec avec du coton-tige. Ensuite, vous perforez la magna cisterna pour drainer le liquide céphalo-rachidien.
Fixez un coton-tige pour continuer à drainer le liquide céphalo-rachidien. Couper et enlever la peau sur le cuir chevelu et garder la région exposée au sec. Marquer les points correspondant à la région hippocampale à l’aide d’un étrier veniyar.
Faire une incision dans le crâne au-dessus de la région dorsale de l’hippocampe le long des points marqués à l’aide d’un scalpel ou d’une perceuse à grande vitesse lors de l’observation au microscope. Gardez le tissu cérébral exposé humide en appliquant une solution saline physiologique ou une huile inerte. Fixez et positionnez fermement les électrodes de stimulation et d’enregistrement dans le support stéréotaxique.
Ajustez la stimulation et enregistrez les électrodes au-dessus de l’hippocampe dorsale CA1. Utilisez le cerveau de la souris en coordonnée stéréotaxique comme guide pour localiser la coordonnée de la région hippocampale longitudinale dorsale CA1. Pour les enregistrements utilisant des électrodes multicanaux, localisez d’abord vos coordonnées stéréotaxiques pour la région hippocampale CA1 en utilisant le premier canal.
Placez les électrodes restantes de telle sorte que l’angle de stimulation et d’enregistrement des électrodes soit de l’âge de 30 à 60 degrés par rapport à la ligne médiane à partir du point de bregma. Cet angle correspond à l’orientation longitudinale de la région hippocampale CA1. Allumez le système d’enregistrement.
Ouvrez le logiciel neuronal pour l’enregistrement et l’acquisition de données. Abaissez lentement les électrodes d’enregistrement et de stimulation à l’aide du micromanipulateur jusqu’à ce qu’il touche juste la surface du cerveau. Observez une augmentation de l’impédance juste au moment où l’électrode touche la surface du cerveau.
Cela peut être observé dans le canal rouge affiché à l’écran. Abaissez lentement les électrodes à la profondeur approximative correspondant aux coordonnées stéréotaxiques choisies pour l’hippocampe CA1. Donnez la stimulation jusqu’à ce qu’un potentiel excitateur excitateur stable et excitateur soit observé.
Effectuez une courbe entrée-sortie pour détecter l’intensité maximale du stimulus. Utilisez la courbe entrée-sortie pour définir l’intensité de base et pour définir l’intensité du stimulus pour évoquer la stimulation à haute fréquence ou la stimulation à basse fréquence. Enregistrez le plein potentiel local pendant une heure après la stimulation à haute fréquence ou la stimulation à basse fréquence.
Exportez des données et analysez à l’aide d’un logiciel de choix. Pauvre 400 ml de solution de tranchage déjà préparée dans un flacon séparé et oxygéner pendant environ 20 minutes. Pauvre 200 ml de la solution de tranchage oxygéné.
Couvrir en parafilm et transférer au congélateur à 80 degrés pendant environ 20 minutes pour faire une neige fondante. Pauvre les 200 ml restants de solution de tranchage dans une chambre de fixation de tranche de cerveau et gardez dans le bot d’eau de 32 degrés Celsius avec le bouillonnement continu. Faire ressortir la solution de tranchage réfrigérée et pauvre environ 50 ml dans un bécher.
Décapiter la souris anesthésiée. Couper la peau couvrant le crâne de la souris et couper le morceau de crâne le long de la ligne médiane à l’os occipital. Ouvrez le crâne avec des forceps contondants.
Retirez doucement le cerveau à l’aide d’une spatule et placez-le dans la solution de tranchage réfrigérée dans le bécher. Séparez les deux hémisphères cérébraux le long de la ligne médiane avec une lame de scalpel. Isoler l’hippocampe en le détachant doucement du cortex à l’aide d’une spatule.
Découpez l’extrémité septale et temporelle de l’hippocampe isolé. Appliquer une petite quantité de colle sur la plaque de tranchage. Pour la tranche hippocampe longitudinale CA1, fixez la région CA3 de l’hippocampe à la plaque de tranchage avec la colle.
Pour la tranche transversale, qui servira de contrôle, fixez l’extrémité ventrale de l’hippocampe à la plaque de tranchage du vibratome. Placez-le dans la chambre à trancher. Définissez les paramètres vibratomes.
Trancher l’hippocampe attaché avec le vibratome. Une bonne tranche longitudinale de cerveau hippocampal CA1 aura une couche de CA1, et deux couches de gyrus bosselé. De plus, la strate oriens et la strate radiatum de la région CA1 seront présentes.
Alternativement, une tranche transversale de cerveau hippocampal aura les régions de gyrus dentate CA3 et CA1 dans le tact. Transférer les tranches de cerveau à la chambre de fixation de tranche de cerveau dans le bot d’eau. Incuber pendant 20 minutes à une température de 32 degrés Celsius et porter à température ambiante pour la récupération.
Surfutez continuellement le serf ACS dans la chambre d’enregistrement à la vitesse de 2 ml par minute. Transférer la tranche du cerveau dans la chambre d’enregistrement, ajuster la position de la tranche du cerveau avec des forceps contondants et le maintenir en place avec une hap. Activez le logiciel pour l’acquisition de données.
Tranche de cerveau longitudinale. Pour les tranches longitudinales, placez l’électrode de stimulation et d’enregistrement dans les oriens stratiques. Placez l’électrode de stimulation sur le côté septal ou temporel de la tranche du cerveau avec l’enregistrement de la même couche.
Alternativement, placez l’électrode de stimulation et d’enregistrement dans le radiatum de strate, placez l’électrode de stimulation dans le côté septal ou temporel de la tranche de cerveau. Pour les tranches transversales comme contrôle, placez l’électrode de stimulation sur la région collatérale CA3 Schaffer et l’électrode d’enregistrement sur la région CA1. Allumez le générateur de stimulus de l’isolateur et stimulez-le.
Ajustez la profondeur de l’électrode d’enregistrement jusqu’à ce qu’un potentiel excitateur de post-synaptique soit observé. Effectuez une courbe entrée-sortie pour détecter l’intensité maximale du stimulus. Utilisez la courbe entrée-sortie pour définir l’intensité du stimulus pour l’enregistrement de ligne de base évoquant la stimulation à haute fréquence ou la stimulation à basse fréquence.
Consultez le PDF ci-joint pour trouver des paramètres pour induire une potentialisation à court terme ou une dépression à long terme. Le potentiel post-synaptique excitateur évoqué a augmenté en réponse à la stimulation à haute fréquence in vivo. Ceci montre que le CA1 hippocampal longitudinal soutient la potentialisation à long terme.
Pour les tranches de cerveau longitudinales hippocampal CA1, l’augmentation de la réponse à la stimulation à haute fréquence a été observée à la fois du côté septal et temporel des oriens stratiques et du radiatum stratique. Ceci montre que la plasticité synaptique induite le long de la région longitudinale hippocampal CA1 n’est pas linéaire ou spécifique à la direction. Utilisant des protocoles déjà établis pour la dépression à long terme, aucune dépression à long terme n’a été induite in vivo et in vitro.
En conclusion, nous vous avons montré comment étudier la plasticité synaptique à long terme dans la région longitudinale hippocampal CA1 à la fois in vivo et in vitro. Plus de détails sur le protocole peuvent être trouvés dans le PDF accompagnant cette vidéo pour vous aider à étudier la plasticité synaptique à long terme le long de la région longitudinale hippocampal CA1 dans vos propres laboratoires.
