Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

הפרוטוקול הנוכחי מספק הליך שלב אחר שלב לניקוי אופטי מהיר ובו-זמני, תיוג מוטי עגול ושחזור נפחי תלת-ממדי של עשרות קטעי מוח אנושיים לאחר המוות על ידי שילוב (SWITCH - H 2O2 - Antigen Retrieval - 2,2'-thiodiethanol [TDE]) טכניקת טרנספורמציה קצרה של רקמות עם הדמיה במיקרוסקופ פלואורסצנטי של יריעות אור בפרוטוקול תפוקה גבוהה באופן שגרתי.

Abstract

למרות טכניקות הניקוי הרבות שהתפתחו בעשור האחרון, עיבוד מוחות אנושיים לאחר המוות נותר משימה מאתגרת בשל ממדיו ומורכבותו, המקשים במיוחד על הדמיה ברזולוציה מיקרומטרית. מאמר זה מציג פרוטוקול לביצוע שחזור חלקים נפחיים של המוח האנושי על ידי עיבוד סימולטני של עשרות מקטעים עם פרוטוקול טרנספורמציית רקמות קצר (SWITCH - H2O2 - Antigen Retrieval - 2,2'-thiodiethanol [TDE]), המאפשר ניקוי, תיוג והדמיה רציפה של הדגימות במיקרוסקופ פלואורסצנטי של גיליון אור (LSFM). SHORT מספק ניקוי רקמות מהיר ותיוג הומוגני של פרוסות עבות עם מספר סמנים עצביים, המאפשר זיהוי של תת-אוכלוסיות עצביות שונות הן בחומר הלבן והן בחומר האפור. לאחר הניקוי, הפרוסות מצולמות באמצעות LSFM ברזולוציה מיקרומטרית ובמספר ערוצים בו זמנית לשחזור תלת ממדי מהיר. על ידי שילוב של SHORT עם ניתוח LSFM בתוך פרוטוקול בעל תפוקה גבוהה באופן שגרתי, ניתן לקבל שחזור ציטוארכיטקטורה תלת ממדי של אזורים נפחיים גדולים ברזולוציה גבוהה בזמן קצר, ובכך לאפשר אפיון מבני מקיף של המוח האנושי.

Introduction

ניתוח הארגון המולקולרי התלת-ממדי והציטוארכיטקטורה של נפחים גדולים של המוח האנושי דורש שקיפות אופטית של דגימות, המושגת באמצעות פרוטוקולים בעלי זמן עיבוד נרחב. טכניקות ניקוי אופטי פותחו כדי למזער את ההטרוגניות באינדקס השבירה (RI) בתוך הרקמות, ובכך להפחית את פיזור האור ולהגדיל את עומק חדירת האור עבור הדמיה ברזולוציה גבוהה 1,2,3,4,5. ההתקדמות הנוכחית בשיטות ניקוי ותיוג רקמות עמוק מאפשרות הדמיה נפחית של איברי מכרסמים ועוברים שלמים על ידי שימוש בטכניקות מיקרוסקופיה מתקדמות 6,7,8,9,10,11,12.

עם זאת, שחזור תלת-ממדי נפחי של אזורים גדולים במוח האנושי לאחר המוות עדיין מהווה משימה מאתגרת בהשוואה לאורגניזמים לדוגמה. ההרכב הביולוגי המורכב ותנאי הקיבוע והאחסון המשתנים לאחר המוות עלולים לפגוע ביעילות פינוי הרקמות, עומק חדירת הנוגדנים וזיהוי האפיטופ 13,14,15,16,17,18,19. יתר על כן, חיתוך רקמות מכני וניקוי ותיוג לאחר מכן של כל פרוסה עדיין נדרשים כדי להשיג ניקוי יעיל ותיוג אחיד של אזורי מוח אנושיים גדולים, וכתוצאה מכך זמני עיבוד ארוכים וצורך בציוד מותאם אישית מתוחכם, בהשוואה לאורגניזמים מודל 15,20,21,22.

SWITCH - H2O2 - antigen Retrieval -TDE (SHORT) TISSUE TRANSFORMATION TECHNIQUE פותחה במיוחד כדי לנתח נפחים גדולים של המוח האנושי18,23. שיטה זו משתמשת בשימור מבני הרקמה של פרוטוקול SWITCH11 ובריכוזים גבוהים של מי חמצן כדי להפחית את האוטופלואורסצנטיות של הרקמות, בשילוב עם שחזור אפיטופים. SHORT מאפשר צביעה אחידה של פרוסות מוח אנושיות עם סמנים עבור תת-סוגים עצביים שונים, תאי גלייה, כלי דם וסיבים myelinated18,24. תוצאותיו תואמות את הניתוח של חלבונים בצפיפות נמוכה וגבוהה. רמות השקיפות הגבוהות המתקבלות והתיוג האחיד מאפשרים שחזור נפחי של פרוסות עבות עם מיקרוסקופ פלואורסצנטי, בפרט, לרכישה מהירה ניתן להשתמש במנגנון יריעות אור 18,24,25,26,27.

בעבודה זו, אנו מתארים כיצד ניתן להשתמש בטכניקת טרנספורמציית רקמות SHORT עבור ניקוי סימולטני ותיוג רב-עגול של עשרות חלקי מוח אנושיים קבועים בפורמלין. ניתן להשתמש בארבעה סמנים פלואורסצנטיים שונים יחד, מה שמוביל לזיהוי של תת-אוכלוסיות תאיות שונות. לאחר הניקוי, ניתן לבצע הדמיה נפחית ברזולוציה גבוהה באמצעות מיקרוסקופ פלואורסצנטי. כאן, השתמשנו ב- LSFM הפוך בהתאמה אישית 18,24,25,26,27, המאפשר חתך אופטי מהיר של הדגימה ורכישה מהירה של ערוצים מרובים במקביל. בעזרת פרוטוקול זה, בעל תפוקה גבוהה באופן שגרתי, ניתן לקבל אפיון תאי ומבני מקיף ברזולוציה תת-תאית של אזורים נרחבים במוח האנושי, כפי שכבר הוכח במיפוי של אזור ברוקה שלם23.

Protocol

דגימות רקמה אנושית מקובעת פורמלין סופקו על ידי המחלקה לנוירופתולוגיה בשירות הנתיחה שלאחר המוות של בית החולים הכללי של מסצ'וסטס (MGH) (בוסטון, ארה"ב). הסכמה בכתב התקבלה ממשתתפים בריאים לפני המוות, בהתאם לפרוטוקולי איסוף רקמות שאושרו על ידי IRB מהוועדה לבטיחות ביולוגית מוסדית של השותפים (PIBC, protocol 2003P001937). מסמכי האישור נשמרים בשירותי הנתיחה של MGH בבוסטון, מסצ'וסטס, ארצות הברית, וזמינים לפי בקשה.

1. שיבוץ אגרוז וחיתוך דגימה

  1. הכינו תמיסת אגרוז 4% w/v במי מלח חוצצים פוספט 1x (PBS, pH 7.4) בכד והטמיעו את גוש הרקמה בפנים. המתן עד שהוא יגיע לטמפרטורת החדר (RT) ולאחר מכן אחסן ב 4 ° C במשך 24 שעות.
  2. כדי לקבל חתכים מדויקים, הדביקו את הדגימה לדיסק הדגימה של הוויברטום ומלאו את המגש ב-1x PBS קר (pH 7.4). התאם את פרמטרי הוויברטומה כגון תדירות, משרעת ומהירות בהתאם לסוג הרקמה שיש לחתוך (ערכים בשימוש: תדר = 5 (50 הרץ); משרעת = 0.4; מהירות = 3 (0.15 מ"מ לשנייה).
    הערה: יש להשתמש בוויברטומים שונים בהתאם לנפח הדגימה. עבור דגימות עם נפח מרבי של 70 x 40 x 15 מ"מ, ויברטומה (למשל, Leica VT1000 S) ניתן להשתמש; עבור דגימות גדולות יותר, ניתן להשתמש בדחיסה (למשל, VF-900-0Z Microtome18) או במנגנוןמותאם אישית 21. כאן, אנו מציגים פרוסות לחתוך עם עובי של או 400 מיקרומטר או 500 מיקרומטר.
  3. לאחר החיתוך, לשים את כל הפרוסות בתמיסת שימור המורכבת 1x PBS (pH 7.4) עם 0.01% w / v נתרן אזיד (NaN3) ולאחסן ב 4 ° C.
    הערה: לפני ההטבעה, המתן עד שתמיסת האגרוז תגיע ל -37 מעלות צלזיוס. טמפרטורה גבוהה יותר עלולה לפגוע בדגימה. מומלץ לא להשאיר את הדגימות ב- PFA למשך יותר מ -48 שעות מכיוון שקיבוע ממושך עלול להפריע להליך הסימון על ידי פגיעה באנטיגנים והגברת אוטופלואורסצנטיות רקמות. לאחסון ארוך טווח של רקמות אנושיות, PBS עם NaN3 משמש למניעת זיהום מיקרוביאלי. בשל הרעילות של NaN3, הכינו את תמיסת השימור מתחת למכסה מנוע כימי.

2. קיבוע רקמות

הערה: כל הפתרונות המשמשים בפרוטוקול הבא מוכנים בכמויות גדולות, מספיק כדי לעבד את כל הפרוסות של אותו בלוק רקמה ולמזער את השונות הטכנית ולהפחית את הזמן עבור צעדים בודדים.

  1. הכן את פתרון הכיבוי עם 50% v/v 1x PBS pH 3, 25% v/v 0.1 M חומצה הידרוכלורית (HCl), 25% v/v 0.1 M אשלגן מימן פתלאט (KHP), ו 4% v/v גלוטאראלדהיד טרי. מניחים את כל הדגימות בכלים עם מכסי בורג (70 x 23 מ"מ) ודגרים עליהם עם תמיסת כיבוי עם ניעור עדין ב 4 ° C למשך יום אחד, להגן עליהם מפני אור עם רדיד אלומיניום.
  2. הכן את פתרון ההפעלה עם 1x PBS (pH 7.4) ו-1% v/v גלוטאראלדהיד טרי. הניחו את כל הדגימות בכלים חדשים ודגרו עליהן עם תמיסת Switch-on עם ניעור עדין בטמפרטורה של 4°C למשך יום אחד, כדי להגן עליהן מפני אור עם רדיד אלומיניום.
    הערה: בשל הרעילות הגבוהה והרגישות לאור של גלוטראלדהיד, הן פתרונות כיבוי והן פתרונות הפעלה חייבים תמיד להיות מוכנים טריים ולהישמר מתחת למכסה המנוע הכימי על קרח. תמיד למלא את המנה עם 20 מ"ל של כל פתרון ולאטום אותו עם parafilm.

3. השבתה וניקוי

הערה: גלוטראלדהיד תגובתי בדגימות חייב להיות מנוטרל על ידי דגירה עם תמיסת אינאקטיבציה המורכבת מ-1x PBS pH 7.4, 4% w/v אצטמיד, 4% w/v גליצין, pH 9.0. הפתרון יכול להיות מאוחסן ב 4 ° C עד 3 חודשים. כדי להסיר שומנים ולהפוך את הרקמה לשקופה, אנו משתמשים בתמיסת הניקוי המורכבת מ- 200 mM נתרן דודציל סולפט (SDS), 20 mM נתרן סולפיט (Na2SO3) ו- 20 mM חומצה בורית (H3BO3), pH 9.0. יש לאחסן את התמיסה ב- RT מכיוון ש- SDS שוקע ב- 4 °C. כל השלבים הבאים ייעשו בצינורות מלאים בתמיסה.

  1. העבירו את הדגימות מהכלים לצינורות ושטפו במשך 3 x 2 שעות עם 1x PBS pH 7.4 ב-RT ברעד עדין.
    הערה: עבור שלב 3.1, יש צורך לעבוד מתחת למכסה המנוע הכימי בגלל רעילות גלוטראלדהיד. אצטמיד, SDS וחומצה בורית הם גם ריאגנטים רעילים, ויש לטפל בהם תחת מכסה מנוע כימי. תמיד למלא את הצינור עם 50 מ"ל של כל פתרון.
  2. דגרו את הדגימות בתמיסת אינאקטיבציה בטמפרטורה של 37°C באמבט מים למשך הלילה (o/n).
  3. יש לשטוף במשך 3 x 2 שעות ב-1x PBS pH 7.4 ב-RT ברעד עדין.
  4. יש לדגור על הדגימות בתמיסת ניקוי בטמפרטורה של 55 מעלות צלזיוס באמבט מים למשך 3-7 ימים. שנה את הפתרון כל יומיים (טבלה 1).

4. תיוג חיסוני

הערה: לפני שלב התווית, יש צורך להסיר את SDS שיורית, להפחית את autofluorescence, ולהסיר את המסכה epitopes עם פתרון אחזור אנטיגן המורכב 10 mM Tris בסיס, 1 mM EDTA, ו 0.05% v/v Tween 20, pH 9. רמת החומציות (pH 9) של הפתרון מותאמת לתהליך שליפה יעיל; בסיס Tris פועל כסוכן חציצה כדי לשמור על סביבת pH יציבה; EDTA, שהוא חומר כלאטי, משפר את נגישות האנטיגן. חומר הניקוי הלא יוני Tween 20 מסייע בשיפור חדירות הרקמה. פתרון זה ניתן לאחסן ב 4 °C. חשוב לציין כי למי חמצן בשילוב עם שלב שליפת האנטיגן יש השפעה סינרגטית בהפחתת האות האוטופלואורסצנטי, על ידי פירוק ו / או שינוי הפלואורופורים האנדוגניים האחראים על אות רקע לא ספציפי (כגון ליפופוסצין).

  1. הכינו PBS 1x עם 0.1% v/v Triton X-100 (PBST), חממו אותו מראש ל-37°C ושטפו את הדגימות 3 x 3 שעות במהלך היום ברעד עדין ב-37°C באינקובטור. השאירו את הכביסה האחרונה o/n.
    הערה: אחסן את תמיסת מלאי PBST ב- 4 ° C. חיוני להסיר SDS מהרקמה מכיוון שהוא יכול ליצור משקעים בלתי מסיסים בטמפרטורות נמוכות שעלולים להפריע לתהליכי הרכישה הבאים.
  2. ביום שאחרי, הוסיפו 10 מ"ל של 30% מי חמצן v/v (H2O2) לכל דגימה והשאירו אותה עם ניעור עדין ב-RT למשך 45 דקות.
  3. יש לשטוף 3 x 10 דקות עם 1x PBS (pH 7.4) עם ניעור עדין ב-RT.
  4. מחממים מראש את תמיסת אחזור האנטיגן ב 95 מעלות צלזיוס באמבט מים; מעבירים את הדגימות לתמיסה המחוממת ומשאירים אותן בטמפרטורה של 95 מעלות צלזיוס למשך 10 דקות.
  5. הניחו לדגימות להתקרר ל-RT למשך 40 דקות ברעד עדין.
  6. יש לשטוף 3 x 5 דקות במים נטולי יונים, בניעור עדין.
  7. אזנו את הדגימות ב-PBS ב-4°C למשך 15 דקות.
  8. הכינו תמיסת נוגדנים טרייה העשויה PBST עם 0.01% w/v NaN3 (ראו הערה לשלב 1.3) והוסיפו נוגדנים ראשוניים. דגרו את הדגימות עם התמיסה בצלחות עם מכסי בורג בטמפרטורה של 37°C למשך n ימים (1-7) באינקובטור עם טלטול עדין והגנה מפני אור (טבלה 2).
    הערה: זמן הדגירה תלוי גודל ועובי (טבלה 1 וטבלה 2).
  9. לאחר n ימים, העבירו את הדגימות לצינורות ושטפו 3 x 2 שעות עם PBST שחומם מראש ב 37 מעלות צלזיוס עם ניעור עדין באינקובטור.
  10. הוסף נוגדנים משניים ב- PBST עם 0.01% w/v NaN3 ודגור על הדגימות בצלחות חדשות עם מכסי בורג ב- 37 ° C למשך n ימים (1-6) באינקובטור עם טלטול עדין ומוגן מפני אור (טבלה 1 וטבלה 2).
  11. לאחר n ימים, להעביר את הדגימות לצינורות ולשטוף 3 x 3 שעות במהלך היום עם PBST שחומם מראש ב 37 ° C באינקובטור רעד עדין. השאירו את הכביסה האחרונה o/n.
    הערה: מכיוון שטריטון X-100 וטווין 20 צמיגים, פיפטה לאט כדי לאפשר לקצה להתמלא. תמיד למלא את הצינור עם 50 מ"ל של כל פתרון. השתמש 10 מ"ל של פתרונות נוגדנים עבור כל דגימה ולאטום את המנה עם parafilm כדי למנוע אידוי של הפתרון. מכיוון שתמיסות הנוגדנים מכילות NaN3, ניתן לאחסן אותן בטמפרטורה של 4 מעלות צלזיוס ולעשות בהן שימוש חוזר כדי לסמן דגימות חדשות תוך שבועיים.

5. התאמת אינדקס שבירה

הערה: כדי להשיג רמה גבוהה של שקיפות, יש צורך הומוגניזציה של מדד שבירת הרקמות. כאן אנו משתמשים 2,2'-thiodiethanol (TDE) מדולל ב 1x PBS. פתרונות TDE חייבים להיות מאוחסנים ב- RT.

  1. העבירו את הדגימות למנות חדשות, הוסיפו 30% v/v TDE והשאירו אותן למשך 4 שעות עם ניעור עדין ב-RT.
  2. הסר את תמיסת 30% v/v TDE, הוסף 68% v/v TDE לדגימות, והשאר אותן עם רעד עדין ב- RT.
    הערה: מכיוון ש-TDE צמיג, פיפטה לאט כדי לאפשר לקצה להתמלא. שאיפת אדי TDE או תרסיס עלולה לגרות את מערכת הנשימה. לכן, מומלץ לעבוד באזור מאוורר היטב או להשתמש במנדפים כדי למזער את החשיפה. יש לאחסן פתרונות TDE ב- RT. השתמש ב- 10 מ"ל של פתרונות TDE עבור כל דגימה.

6. הרכבה לדוגמה

הערה: כדי להקל על הרכבת הדגימה ורכישת תמונת LSFM, אנו משתמשים במחזיק דגימה אטום בהתאמה אישית (המכונה "סנדוויץ'"), המורכב משלושה חלקים: שקופית מיקרוסקופ, ספייסר וכיסוי.

  1. הניחו את ספייסר הפלדה (56 x 56 x 0.5 מ"מ3) מעל שקופית המיקרוסקופ (60 x 60 x 1 מ"מ3) והניחו את הדגימה על שקופית המיקרוסקופ.
  2. מניחים בזהירות את כיסוי הקוורץ (60 x 60 x 0.5 מ"מ3), מהדקים הכל יחד ומכינים דבק סיליקון דו-רכיבי ביחס של 1:1. השתמש בכיסוי קוורץ כדי להתאים למקדם השבירה ולהפחית את הסטייה האופטית במהלך תהליך הרכישה.
  3. באמצעות מזרק 1 מ"ל, ממלאים את החלל שבין הספייסר למכסה בדבק סיליקון דו-רכיבי ומניחים לו להתייבש במשך 10 דקות.
  4. הסר את האטבים והשתמש במחט קטנה כדי למלא לאט את הכריך כולו עם 68% v/v TDE.
  5. הכינו דבק טרי ואטמו את הכריך.
    הערה: אם ה-TDE מגיע בטעות לספייסר בשלב 6.1, הדבק לא יתרפא. ודא שלא נוצרות בועות אוויר במהלך שלב 6.2.

7. הפשטה

הערה: השימור המבני והנגישות האפיטופית המשופרת של SHORT מאפשרים תיוג רב-עגול של פרוסות על ידי הסרת הנוגדנים ושמירת הדגימות עם סמנים אחרים.

  1. פתחו את הכריך עם להב, הכניסו את הדגימות לכלים חדשים עם מכסי בורג מלאים ב-30% v/v TDE והשאירו אותם למשך 3 שעות.
  2. מעבירים את הדגימות לצינורות, שוטפים במשך 3 x 2 שעות ב-1x PBS (pH 7.4) ב-RT עם ניעור עדין, ומשאירים את הכביסה האחרונה o/n.
  3. הניחו את הדגימות בתמיסת ניקוי באמבט מים בטמפרטורה של 80 מעלות צלזיוס למשך 4 שעות.
  4. יש לכבס במשך 3 x 2 שעות ב-1x PBST (pH 7.4) ב-37°C ברעד עדין ולהשאיר את השטיפה האחרונה o/n. כעת המדגם מוכן להיות מסומן שוב החל משלב 4.8.
    הערה: מלא תמיד את הצינור ב- 50 מ"ל מכל תמיסה. השתמש 10 מ"ל של פתרון TDE עבור כל דגימה.

תוצאות

הפרוטוקול המתואר כאן מאפשר טיפול סימולטני במספר פרוסות, בעובי הנע בין 100 מיקרומטר ל-500 מיקרומטר, בשיטת SHORT. גישה זו מפחיתה באופן משמעותי את זמן העיבוד הכולל של ההליך כולו. בעבודה זו אנו מספקים תיאור מקיף של כל הצינור (איור 1) לעיבוד מקטעים עבים מרובים במוח האנושי לאחר המוות בו ...

Discussion

הדמיה ברזולוציה גבוהה ושחזור תלת-ממדי של אזורי מוח אנושיים גדולים דורשים חתך רקמות מכני ואחריו ניקוי אופטי ותיוג חיסוני של פרוסות בודדות. הפרוטוקול המוצג כאן מתאר כיצד ניתן להשתמש בשיטת טרנספורמציית רקמות SHORT לעיבוד מהיר ובו-זמני של מקטעים עבים מרובים במוח האנושי לשחזור מוח תלת-ממדי ברזו...

Disclosures

המחברים מצהירים כי המחקר נערך בהיעדר קשרים מסחריים או פיננסיים שיכולים להתפרש כניגוד עניינים פוטנציאלי.

Acknowledgements

אנו מודים לברוס פישל, בית החולים הכללי של מסצ'וסטס, מרכז א.א. מרטינוס לדימות ביו-רפואי, המחלקה לרדיולוגיה, על אספקת דגימות המוח האנושי שנותחו במחקר זה. פרויקט זה קיבל מימון מתוכנית מסגרת המחקר והחדשנות Horizon 2020 של האיחוד האירופי תחת הסכם מענק מס '654148 (Laserlab-Europe), מתוכנית המסגרת Horizon 2020 של האיחוד האירופי למחקר וחדשנות במסגרת הסכם המענק הספציפי מס '785907 (פרויקט המוח האנושי SGA2) ומס '945539 (פרויקט המוח האנושי SGA3), ממרכז תאגיד בית החולים הכללי של המכונים הלאומיים לבריאות תחת פרס מספר U01 MH117023, וממשרד החינוך האיטלקי במסגרת Euro-Bioimaging Italian Node (תשתית מחקר ESFRI). לבסוף, מחקר זה בוצע בתרומת "Fondazione CR Firenze". התוכן של עבודה זו הוא באחריותם הבלעדית של המחברים ואינו מייצג בהכרח את הדעות הרשמיות של המכונים הלאומיים לבריאות. איור 1 נוצר באמצעות BioRender.com.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
2,2'-thiodiethanolMerck Life Science S.R.L.166782
Acetamide >= 99.0% (GC)Merck Life Science S.R.L.160
Agarose High EEOMerck Life Science S.R.L.A9793
Boric AcidMerck Life Science S.R.L.B7901
Compressome VF-900-0Z MicrotomePrecisionary/
CoverslipsLaserOptex/customized
Ethylenediaminetetraacetic acid disodium salt dihydrateMerck Life Science S.R.L.E5134
GlutaraldehydeMerck Life Science S.R.L.G7651
GlycineSanta Cruz BiotechnologySC_29096
Hydrogen Peroxide 30%Merck Life Science S.R.L.
Incubator ISS-4075Lab companion /
Light-sheet fluorescence microscopy (LSFM)//custom-made
Loctite AttakHenkel Italia srl/
Microscope slidesLaborchimica/customized
Phospate buffer saline tabletMerck Life Science S.R.L.P4417
Picodent TwinsilPicodent13005002out of production
Potassium Hydrogen PhtalateMerck Life Science S.R.L.P1088
Sodium AzideMerck Life Science S.R.L.S2002
Sodium Dodecyl SulfateMerck Life Science S.R.L.L3771
Sodium SulfiteMerck Life Science S.R.L.S0505
SpacersMicrolaser srlcustomized
Sputum Containers (dishes with screw lids)Paul Boettger GmbH & Co. KG07.061.2000
Tris BasePanReac AppliChem (ITW reagents)A4577,0500
Triton X-100Merck Life Science S.R.L.T8787
TubesSarstedt62 547254
Tween 20Merck Life Science S.R.L.P9416
Vibratome VT1000SLeica Biosystem/
Water bath MemmertWNB 7-45
Antibodies and Dyes
Alexa Fluor 488 AffiniPure Alpaca Anti-Rabbit IgG (H+L)Jackson Immuno Reasearch611-545-215Dilution used, 1:200
Alexa Fluor 488 AffiniPure Bovine Anti-Goat IgG (H+L)Jackson Immuno Reasearch805-545-180Dilution used, 1:200
Alexa Fluor 647 AffiniPure Alpaca Anti-Rabbit IgG (H+L)Jackson Immuno Reasearch611-605-215Dilution used, 1:200
Anti-NeuN AntibodyMerck Life Science S.R.L.ABN91Dilution used, 1:100
Anti-Parvalbumin antibody (PV)Abcamab32895Dilution used, 1:200
Anti-Vimentin antibody [V9] - Cytoskeleton Marker (VIM)Abcamab8069Dilution used, 1:200
Calretinin Polyclonal antibodyProteinTech12278_1_APDilution used, 1:200
DAPIThermoFisherD3571Dilution used, 1:100
Donkey Anti-Mouse IgG H&L (Alexa Fluor 568)Abcamab175700Dilution used, 1:200
Donkey Anti-Mouse IgG H&L (Alexa Fluor 647)Abcamab150107Dilution used, 1:200
Donkey Anti-Rabbit IgG H&L (Alexa Fluor 568)Abcamab175470Dilution used, 1:200
Donkey Anti-Rat IgG H&L (Alexa Fluor 568) preadsorbedAbcamab175475Dilution used, 1:200
Goat Anti-Chicken IgY H&L (Alexa Fluor 488)Abcamab150169Dilution used, 1:500
Goat Anti-Chicken IgY H&L (Alexa Fluor 568)Abcamab175711Dilution used, 1:500
Goat Anti-Chicken IgY H&L (Alexa Fluor 647)Abcamab150171Dilution used, 1:500
Goat Anti-Rabbit IgG H&L (Alexa Fluor 488)Abcamab150077Dilution used, 1:200
Recombinant Alexa Fluor 488 Anti-GFAP antibodyAbcamab194324Dilution used, 1:200
Somatostatin Antibody YC7Santa Cruz Biotechnologysc-47706Dilution used, 1:200
Vasoactive intestinal peptide (VIP)ProteinTech16233-1-APDilution used, 1:200

References

  1. Costantini, I., Cicchi, R., Silvestri, L., Vanzi, F., Pavone, F. S. In-vivo and ex-vivo optical clearing methods for biological tissues: review. Biomedical Optics Express. 10 (10), 5251 (2019).
  2. Richardson, D. S., et al. Tissue clearing. Nature Reviews Methods Primers. 1 (1), 84 (2021).
  3. Ueda, H. R., et al. Tissue clearing and its applications in neuroscience. Nature Reviews Neuroscience. 21 (2), 61-79 (2020).
  4. Weiss, K. R., Voigt, F. F., Shepherd, D. P., Huisken, J. Tutorial: practical considerations for tissue clearing and imaging. Nature Protocols. 16 (6), 2732-2748 (2021).
  5. Tainaka, K., Kuno, A., Kubota, S. I., Murakami, T., Ueda, H. R. Chemical principles in tissue clearing and staining protocols for whole-body cell profiling. Annual Review of Cell and Developmental Biology. 32 (1), 713-741 (2016).
  6. Renier, N., et al. iDISCO: A simple, rapid method to immunolabel large tissue samples for volume imaging. Cell. 159 (4), 896-910 (2014).
  7. Pan, C., et al. Shrinkage-mediated imaging of entire organs and organisms using uDISCO. Nature Methods. 13 (10), 859-867 (2016).
  8. Lee, E., et al. ACT-PRESTO: Rapid and consistent tissue clearing and labeling method for 3-dimensional (3D) imaging. Scientific Reports. 6 (1), 18631 (2016).
  9. Susaki, E. A., Ueda, H. R. Whole-body and whole-organ clearing and imaging techniques with single-cell resolution: toward organism-level systems biology in mammals. Cell Chemical Biology. 23 (1), 137-157 (2016).
  10. Lee, H., Park, J. -. H., Seo, I., Park, S. -. H., Kim, S. Improved application of the electrophoretic tissue clearing technology, CLARITY, to intact solid organs including brain, pancreas, liver, kidney, lung, and intestine. BMC Developmental Biology. 14 (1), 48 (2014).
  11. Murray, E., et al. Simple, Scalable proteomic imaging for high-dimensional profiling of intact systems. Cell. 163 (6), 1500-1514 (2015).
  12. Cai, R., et al. Panoptic imaging of transparent mice reveals whole-body neuronal projections and skull-meninges connections. Nature Neuroscience. 22 (2), 317-327 (2019).
  13. Ueda, H. R., et al. Whole-brain profiling of cells and circuits in mammals by tissue clearing and light-sheet microscopy. Neuron. 106 (3), 369-387 (2020).
  14. Costantini, I., et al. Large-scale, cell-resolution volumetric mapping allows layer-specific investigation of human brain cytoarchitecture. Biomedical Optics Express. 12 (6), 3684 (2021).
  15. Lai, H. M., et al. Next generation histology methods for three-dimensional imaging of fresh and archival human brain tissues. Nature Communications. 9 (1), 1066 (2018).
  16. Zhao, S., et al. Cellular and molecular probing of intact human organs. Cell. 180 (4), 796-812.e19 (2020).
  17. Costantini, I., et al. Autofluorescence enhancement for label-free imaging of myelinated fibers in mammalian brains. Scientific Reports. 11 (1), 8038 (2021).
  18. Pesce, L., et al. 3D molecular phenotyping of cleared human brain tissues with light-sheet fluorescence microscopy. Communications Biology. 5 (1), 447 (2022).
  19. Schueth, A., et al. Efficient 3D light-sheet imaging of very large-scale optically cleared human brain and prostate tissue samples. Communications Biology. 6 (1), 170 (2023).
  20. Morawski, M., et al. Developing 3D microscopy with CLARITY on human brain tissue: Towards a tool for informing and validating MRI-based histology. NeuroImage. 182, 417-428 (2018).
  21. Park, J., et al. Integrated platform for multi-scale molecular imaging and phenotyping of the human brain. bioRxiv. , (2022).
  22. Chung, K., et al. Structural and molecular interrogation of intact biological systems. Nature. 497 (7449), 332-337 (2013).
  23. Costantini, I., et al. A cellular resolution atlas of Broca's area. Science Advances. (9), eadg3844 (2023).
  24. Scardigli, M., et al. Comparison of different tissue clearing methods for three-dimensional reconstruction of human brain cellular anatomy using advanced imaging techniques. Frontiers in Neuroanatomy. 15, 752234 (2021).
  25. Pesce, L., et al. Exploring the human cerebral cortex using confocal microscopy. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 168, 3-9 (2022).
  26. Keller, P. J., Dodt, H. -. U. Light sheet microscopy of living or cleared specimens. Current Opinion in Neurobiology. 22 (1), 138-143 (2012).
  27. Power, R. M., Huisken, J. A guide to light-sheet fluorescence microscopy for multiscale imaging. Nature Methods. 14 (4), 360-373 (2017).
  28. Belle, M., et al. Tridimensional visualization and analysis of early human development. Cell. 169 (1), 161-173.e12 (2017).
  29. Sorelli, M., et al. Fiber enhancement and 3D orientation analysis in label-free two-photon fluorescence microscopy. Scientific Reports. 13 (1), 4160 (2023).
  30. Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nature Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
  31. Vieites-Prado, A., Renier, N. Tissue clearing and 3D imaging in developmental biology. Development. 148 (18), dev199369 (2021).
  32. Costantini, I., et al. Editorial: The human brain multiscale imaging challenge. Frontiers in Neuroanatomy. (16), 1060405 (2022).
  33. Costantini, I., et al. A versatile clearing agent for multi-modal brain imaging. Scientific Reports. 5 (1), 9808 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

203

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved