XNL נתמך על ידי הקרן לפוסט-דוקטורט תרפויטי של תסמונת אנג'למן (FAST). YHJ נתמך גם על ידי FAST ו-NIH Grant R01HD110195 ו-R01MH117289.

הנהלים והפרוטוקולים המתוארים היו בהתאם להנחיות המפורטות במדריך המכונים הלאומיים לבריאות לטיפול ושימוש בחיות מעבדה. בנוסף, ההליכים קיבלו אישור מהוועדה לטיפול ושימוש בבעלי חיים בבית הספר לרפואה של אוניברסיטת ייל. עכברים ונקבות מסוג בר שזה עתה נולדו (WT) C57BL/6J שימשו למחקר שהוצג. בעלי החיים התקבלו ממקור מסחרי (ראו טבלת חומרים).
1. הכנת סביבת העבודה
<ol><li>הכינו תחילה את הפריטים הבאים: קרח רטוב להרדמה בהקפאה, כלוב ריק להפרדת הגורים מהסכר, מיקרוסקופ נתיחה, מקור אור, משטח נקי להנחת בעל החיים בזמן ההזרקה, צמר גפן, כרית חימום, מזרק 25/10 מיקרוליטר ומחט 34 גרם / 0.375 אינץ' / 12 DEG (ראה טבלת חומרים). הערה: הרדמה Cryo-רדמה עבור גורי עכברים באמצעות קרח רטוב היא צעד אופציונלי שנועד להקל על הטיפול, להפחית את תנועת הגורים ולמזער אי נוחות פוטנציאלית לבעלי חיים. שלב זה של הרדמה בהקפאה עשוי גם לספק את היתרון של הורדת לחץ תוך גולגולתי והפחתת סיבוכים הקשורים לנפח 9,10.</li>
	<li>העבירו את הגורים לכלוב נפרד הרחק מהסכר בזמן הטיפול בהם.</li>
	<li>שקלו כל גור ותעדו את משקלו.</li>
	<li>נגב את גב העכבר באמצעות גזה ואתנול. אשר את החלל הבין חולייתי או, לכל הפחות, את קו האמצע של תעלת עמוד השדרה (שאמור להופיע אדום בגורי P1) באמצעות המיקרוסקופ המנתח (וידאו משלים 1).</li>
</ol>2. הליך הזרקה
<ol><li>כדי להרדים גור בודד, הניחו אותו בעדינות על מחסום עמיד למים כגון שרוול לטקס או רדיד אלומיניום על אמבט קרח למשך 3-5 דקות. חשוב להימנע מלהשאיר את בעל החיים על הקרח לתקופה ממושכת, שכן הדבר עלול להוות סיכונים פוטנציאליים לסיבוכים הקשורים להיפותרמיה, כולל פרפור חדרים, היפוקסיה של רקמות וחמצת מטבולית. הערה: משך הזמן של 3-5 דקות עשוי להשתנות בכל מקרה לגופו. להעריך את סימני ההרדמה, כגון חוסר תגובה צביטת בוהן, כדי לקבוע את משך הזמן המתאים.</li>
	<li>בזמן שהחיה נמצאת על הקרח, טען את המזרק עם 10 μL של נוסחת התרופה, הכנת וירוסים, או לשלוט בנוזל עמוד השדרה המלאכותי וכו '. הערה: במהלך שלב הלמידה, שקול את האפשרות להזריק את אותו נפח של צבע ירוק מהיר 1% מעורב עם חומרי המשלוח (ראה טבלת חומרים). זה יכול לסייע בהדמיה של תהליך ההזרקה ולסייע בלמידה ושכלול של הטכניקה. גורים המוזרקים להם צבע ירוק מהיר או חומרים דומים צריכים לעבור המתת חסד זמן קצר לאחר ההזרקה בהתאם לפרוטוקול המאושר, שכן חומרים אלה עלולים לגרום לתגובות דלקתיות או לתופעות לוואי אחרות בבעלי חיים.</li>
	<li>לאחר שהחיה מורדמת במלואה, כפי שאושר על ידי תנועת גוף מופחתת או נעדרת, מקמו בעדינות את הגורים מתחת למיקרוסקופ.</li>
	<li>בעזרת האצבע המורה והאגודל השמאליים, יש למשש בזהירות את החלל הבין חולייתי לאורך קו האמצע, הממוקם בין חגורות האגן הדו-צדדיות (סרטון משלים 1). סובב מעט בעדינות את בסיס הזנב כדי לסייע בזיהוי קו האמצע של עמוד השדרה.</li>
	<li>כוונן את שיפוע המחט לכיוון ראש החיה לפני ההזרקה.</li>
	<li>הכנס בזהירות את המחט, הטה אותה מעט לזווית של 70°-80° בנקודה שבה השקע מצטלב, תוך הקפדה על כך שהמזרק נשאר מיושר עם מישור הקשת המרכזי. כאשר המחט יוצרת מגע עם העצם, להקטין בהדרגה את הזווית עד כ 30°, ולאחר מכן לקדם את המחט על 2 מ"מ לתוך החלל הבין חולייתי. הערה: היכולת של המחט להרים מעט את כל הגוף היא סימן לכניסה מוצלחת לחלל התוך-דוראלי.</li>
	<li>להזריק באיטיות עד 10 μL נפח בתוך 50-60 שניות. שמור את המחט במקום במשך 10-20 שניות לאחר השלמת הלידה. משכו את המחט בסיבוב עדין כדי למנוע דליפה. הערה: המוח הקטן יהפוך לירוק לפני משיכת המחט. כמו כן, הדחיפה האיטית היא קריטית כדי למנוע עלייה בלחץ תוך גולגולתי הקשור ללידה ולמזער סיבוכים פוטנציאליים. בהתבסס על הניסיון שלנו עם זריקות ביותר מ-500 גורים, אספקת נפח של 10 μL במשך 50-60 שניות היא אופטימלית.</li>
</ol>3. לאחר הזרקה
<ol><li>יש למרוח צמר גפן על אתר ההזרקה אם יש דליפה או דם. הערה: לא אמור להיות כזה ברוב המקרים. מניסיוננו, גורים שטופלו עם עקבות של דליפה או דם עדיין שמישים, אך ייתכן שיהיה צורך לשקול מינון מופחת של תרופות או טיפולים במהלך ניתוח הנתונים.</li>
	<li>הניחו את הגור על כרית חימום והמתינו 10-15 דקות עד שהגורים יתאוששו לחלוטין ויתחממו מחדש. התבוננו היטב בגורים כדי לוודא שהם ערניים ונעים באופן פעיל לפני החזרתם לכלוב הביתי שלהם. התאוששות נאותה של עכבר מסומנת על ידי שחזור צבע העור הוורוד, תנועת גוף ספונטנית מוגברת ותגובות תגובה למגע.</li>
	<li>החזירו את הגור לכלוב הביתי וודאו שהגור מכוסה כראוי במצעים, בקן או בשניהם. זה מבטיח שהגור יקבל את הטיפול האימהי הדרוש מהסכר.</li>
	<li>להעריך את המראה הכללי ואת הפעילות מדי יום לפחות 3 ימים לאחר ההזרקה. הופעה חולנית ופעילות מופחתת עלולים להעלות את האפשרות לזיהום, תופעות לוואי הקשורות לטיפול או סיבוכים אחרים וכו'. במידת הצורך, יש להתייעץ עם רופא וטרינרי.</li>
</ol>

פרוטוקול מקיף למתן זריקות תוך-תאיות בעכברי יילודים

<ol>
	<li>Hoy, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Onasemnogene+abeparvovec:+first+global+approval.">Onasemnogene abeparvovec: first global approval.</a> Drugs. 79 (11), 1255-1262 (2019).</li><li>Ramos, D. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-dependent+SMN+expression+in+disease-relevant+tissue+and+implications+for+SMA+treatment.">Age-dependent SMN expression in disease-relevant tissue and implications for SMA treatment.</a> J Clin Invest. 129 (11), 4817-4831 (2019).</li><li>Fedorova, E., Battini, L., Prakash-Cheng, A., Marras, D., Gusella, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lentiviral+gene+delivery+to+CNS+by+spinal+intrathecal+administration+to+neonatal+mice.">Lentiviral gene delivery to CNS by spinal intrathecal administration to neonatal mice.</a> J Gene Med. 8 (4), 414-424 (2006).</li><li>Dindot, S. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+ASO+therapy+for+Angelman+syndrome+that+targets+an+evolutionarily+conserved+region+at+the+start+of+the+UBE3A-AS+transcript.">An ASO therapy for Angelman syndrome that targets an evolutionarily conserved region at the start of the UBE3A-AS transcript.</a> Sci Transl Med. 15, eabf4077 (2023).</li><li>Amanat, M., Nemeth, C. L., Fine, A. S., Leung, D. G., Fatemi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Antisense+oligonucleotide+therapy+for+the+nervous+system:+from+bench+to+bedside+with+emphasis+on+pediatric+neurology.">Antisense oligonucleotide therapy for the nervous system: from bench to bedside with emphasis on pediatric neurology.</a> Pharmaceutics. 14 (11), 2389 (2022).</li><li>Frangoul, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR-Cas9+gene+editing+for+sickle+cell+disease+and+&#946;-Thalassemia.">CRISPR-Cas9 gene editing for sickle cell disease and &#946;-Thalassemia.</a> N Engl J Med. 384, 252-260 (2021).</li><li>Gillmore, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CRISPR-Cas9+in+vivo+gene+editing+for+transthyretin+amyloidosis.">CRISPR-Cas9 in vivo gene editing for transthyretin amyloidosis.</a> N Engl J Med. 385, 493-502 (2021).</li><li>Krol, A., Feng, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Windows+of+opportunity:+timing+in+neurodevelopmental+disorders.">Windows of opportunity: timing in neurodevelopmental disorders.</a> Curr Opin Neurobiol. 48, 59-63 (2018).</li><li>Birg, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+temperature+influences+intracranial+pressure+and+cerebral+perfusion+pressure+after+traumatic+brain+injury:+A+CENTER-TBI+Study.">Brain temperature influences intracranial pressure and cerebral perfusion pressure after traumatic brain injury: A CENTER-TBI Study.</a> Neurocrit Care. 35, 651-661 (2021).</li><li>Rossi, S., Zanier, E. R., Mauri, I., Columbo, A., Stocchetti, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+temperature,+body+core+temperature,+and+intracranial+pressure+in+acute+cerebral+damage.">Brain temperature, body core temperature, and intracranial pressure in acute cerebral damage.</a> J Neurol Neurosurg Psychiatry. 71 (4), 448-454 (2001).</li><li>Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracerebroventricular+viral+injection+of+the+neonatal+mouse+brain+for+persistent+and+widespread+neuronal+transduction.">Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction.</a> J Vis Exp. 91, e51863 (2014).</li><li>Petrou, P., Kassis, I., Yaghmour, N. E., Ginzberg, A., Karussis, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+phase+II+clinical+trial+with+repeated+intrathecal+injections+of+autologous+mesenchymal+stem+cells+in+patients+with+amyotrophic+lateral+sclerosis.">A phase II clinical trial with repeated intrathecal injections of autologous mesenchymal stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis.</a> Front Biosci (Landmark Ed). 26 (10), 693-706 (2021).</li><li>Kroin, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mechanisms+of+intracranial+pressure+modulation+by+epidural+blood+and+other+injectates+in+a+postdural+puncture+rat+model.">The mechanisms of intracranial pressure modulation by epidural blood and other injectates in a postdural puncture rat model.</a> Anesth Analg. 95 (2), 423-429 (2002).</li><li>M&#248;llg&#229;rd, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mesothelium+divides+the+subarachnoid+space+into+functional+compartments.">A mesothelium divides the subarachnoid space into functional compartments.</a> Science. 379 (6627), 84-88 (2023).</li><li>Chakrabarty, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capsid+serotype+and+timing+of+injection+determines+AAV+transduction+in+the+neonatal+mice+brain.">Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain.</a> PLoS One. 8, e67680 (2013).</li><li>Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brain+development+in+rodents+and+humans:+Identifying+benchmarks+of+maturation+and+vulnerability+to+injury+across+species.">Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species.</a> Prog Neurobiol. 160-107, 1-16 (2013).</li></ol>

YHJ הוא מייסד שותף של Couragene אך אין ניגוד אינטרסים בפרויקט זה.

מתואר הליך שלב אחר שלב להזרקה תוך-תאית בעכברים יילודים (P1), וכתוצאה מכך הפצה נרחבת של תרופות במוחם. בהשוואה לשיטת ההזרקה התוך-מוחית הנפוצה למתן תרופות לעכברי יילודים, הכוללת פירסינג בקליפת המוח11, הזרקה תוך-תאית מונעת פגיעה ישירה במוח העכבר של היילוד עקב חדירת מחט. בשל פולשניות ...

הזרקה תוך-תאית (IT) היא הליך קליני נפוץ המשמש למתן תרופות, איסוף נוזל מוחי שדרתי ושמירה על לחץ תוך גולגולתי הן בחולים ילדים והן במבוגרים במרפאות 1,2. מתן תרופות באמצעות הזרקה תוך-תאית הוא גישה יעילה להעלאת ריכוזי התרופות במערכת העצבים המרכזית (CNS) תוך מזעור החשיפה המערכתית. כתוצאה מכך, שיטה זו משפרת את היעילות הטיפולית ומפחיתה תופעות לוואי, במיוחד עבור תרופות רגישות לטמפרטורה וקצרות זמןמחצית חיים 3.
במחקרים פרה-קליניים הבודקים תרופות וטיפולים חדשים באמצעות מודלים של מכרסמים, הכרחי להשתמש בשיטה אמינה של מתן תרופות המציעה דיוק רב יותר ויכולת שחזור תוצאה 4,5. עבור מחקרים פרה-קליניים המעריכים טיפולים חדשים להפרעות נוירוגנטיות ונוירו-התפתחותיות, טיפול מוקדם הוא חיוני למחקרי הוכחת היתכנות ראשוניים מכיוון שהתערבויות מוקדמות יותר צפויות בדרך כלל להניב תוצאות חיוביות יותר 6,7,8.
בהשוואה לזריקות תוך-מוחיות קונבנציונליות (ICV), זריקות IT נושאות סיכונים נמוכים משמעותית מכיוון שהן מייתרות את הצורך בחדירה ישירה דרך קליפת המוח. יתרון זה מפחית באופן משמעותי את הנזק הפוטנציאלי לרקמת קליפת המוח האזורית ולעצבים הסובבים אותה. יתר על כן, הזרקות IT מאפשרות להגדיל לפחות פי חמישה את נפח התרופות באמצעות זריקה אחת, מה שמשפר מאוד את ההיתכנות של מתן חוזר. עם זאת, בשל גודלם הקטן ואופיים השברירי של עכברים שזה עתה נולדו, ביצוע זריקות תוך-תיקליות בגורים שזה עתה נולדו הוא מאתגר מבחינה טכנית ודורש טכניקות מיוחדות, ציוד וטיפול קפדני.
מאמר זה מספק פרוטוקול מפורט עם הוראות שלב אחר שלב לביצוע זריקות intrathecal בגורי P1 שזה עתה נולדו. השיקולים המרכזיים ונוהלי מעבדה טובים מודגשים כאן כדי להבטיח את עקביות הניהול ואת הבטיחות והרווחה של בעלי החיים במהלך ההליך. על ידי ביצוע פרוטוקול זה, החוקרים יכולים לבצע ניסויים בביטחון בדיוק וביכולת שחזור תוך מזעור סיכונים פוטנציאליים או אי נוחות לבעלי החיים.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Balance</td>
			<td>Ohaus Corporation</td>
			<td>30253017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>C57BL/6J mice</td>
			<td>The Jackson Laboratory</td>
			<td>000664</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Microscope</td>
			<td>RWD</td>
			<td>DOM-1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>14190144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fast Green</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>F7252-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>RWD</td>
			<td>69020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needles</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>6PK (34/0.375&#8221;/4/12DEG)S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe</td>
			<td>Hamilton</td>
			<td>1702RN</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Syringe Filters</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>SLGVM33RS</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intrathecal injection of newborn mouse for genome editing and drug delivery

הזרקה תוך-תאית היא הליך נפוץ הן במרפאות ילדים והן במרפאות מבוגרים, ומשמשת כאמצעי יעיל למתן תרופות וטיפולים. על ידי העברה ישירה של תרופות וטיפולים לנוזל השדרה של מערכת העצבים המרכזית, שיטה זו משיגה ריכוזי תרופות מקומיים גבוהים יותר תוך הפחתת תופעות לוואי מערכתיות בהשוואה למסלולים אחרים כגון זריקות תוך ורידי, תת עוריות או תוך שריריות. חשיבותו משתרעת מעבר להגדרות קליניות, שכן הזרקה תוך-תאית ממלאת תפקיד חיוני במחקרים פרה-קליניים המתמקדים בטיפול בהפרעות נוירוגנטיות במכרסמים ובבעלי חיים גדולים אחרים, כולל פרימטים שאינם אנושיים. עם זאת, למרות היישום הנרחב שלה, הזרקה intrathecal בצעירים, במיוחד גורי יילודים, מציב אתגרים טכניים משמעותיים בשל גודלם הקטן ואופיים השברירי. מתן מוצלח ואמין של זריקות תוך-תיקליות בעכברים שזה עתה נולדו דורש תשומת לב קפדנית לפרטים והתחשבות זהירה בגורמים השונים. לפיכך, יש צורך חיוני בפרוטוקול סטנדרטי שלא רק מספק הוראות, אלא גם מדגיש שיקולים טכניים מרכזיים ונוהלי מעבדה טובים כדי להבטיח עקביות פרוצדורלית, כמו גם את בטיחותם ורווחתם של בעלי החיים.
כדי לענות על צורך זה שלא נענה, אנו מציגים פרוטוקול מפורט ומקיף לביצוע זריקות תוך תאיות במיוחד בגורים שזה עתה נולדו ביום 1 שלאחר הלידה (P1). על ידי ביצוע ההוראות שלב אחר שלב, חוקרים יכולים לבצע בביטחון זריקות intrathecal בגורים יילודים, המאפשר משלוח מדויק של תרופות, אוליגוס אנטיסנס, וירוסים עבור החלפת גנים או טיפולים מבוססי עריכת גנום. יתר על כן, מודגשת החשיבות של הקפדה על שיטות מעבדה טובות כדי לשמור על רווחתם של בעלי חיים ולהבטיח תוצאות ניסוי אמינות. פרוטוקול זה נועד להתמודד עם האתגרים הטכניים הקשורים לזריקות תוך-תיקליות בעכברים יילודים, ובסופו של דבר להקל על התקדמות בתחום המחקר הנוירוגנטי שמטרתו לפתח התערבויות טיפוליות פוטנציאליות.

Intrathecal (IT) injection is a common clinical procedure used to administer medications, collect cerebrospinal fluid, and maintain intracranial pressure in both pediatric and adult patients in clinics1,2. The administration of medications via intrathecal injection is an effective approach for increasing medication concentrations in the central nervous system (CNS) while minimizing systemic exposure. Consequently, this method enhances therapeutic efficacy and reduces side effects, especially for temperature-sensitive and short half-life drugs3.
In preclinical studies testing new drugs and treatments using rodent models, it is imperative to employ a reliable method of drug administration that offers greater precision and result reproducibility4,5. For preclinical studies evaluating new treatments for neurogenetic and neurodevelopmental disorders, early treatment is crucial for initial proof-of-concept studies because earlier interventions are typically predicted to yield more favorable outcomes6,7,8.
Compared to conventional intracerebroventricular (ICV) injections, IT injections carry significantly lower risks since they obviate the need for direct penetration through the cerebral cortex. This advantage substantially reduces the potential damage to regional cortical tissue and surrounding nerves. Furthermore, IT injections allow for at least a fivefold increase in the administrable volume of medications through a single injection, greatly enhancing the feasibility of repeated administrations. However, due to the small size and fragile nature of newborn mice, performing intrathecal injections in newborn pups is technically challenging and requires specialized techniques, equipment, and meticulous handling.
This article provides a detailed protocol with step-by-step instructions for performing intrathecal injections in P1 newborn pups. The key considerations and good laboratory practices are emphasized here to ensure the consistency of administration and the safety and well-being of the animals during the procedure. By following this protocol, researchers can confidently conduct experiments with precision and reproducibility while minimizing any potential risks or discomfort to the animals.

Author Spotlight: Intrathecal Injection – שיטת העברה יעילה ואמינה לבדיקת יעילות עריכת גנים במוחות עכברים בילודים

הזרקה תוך-תטית של עכבר שזה עתה נולד לצורך עריכת גנום ואספקת תרופות

Our group employs an interdisciplinary approach involving genomic discovery and functional modeling to study genetics and epigenetic basis of neurodevelopmental disorder. We perform molecular, neurophysiological, and neurobehavioral analysis using patient-induced pluripotent stem cell, or iPSC, in the mutant mice to dissecting the pathophysiology of neurodevelopmental disorder. We aim to develop a gene-editing-based treatment for this disease.Intracerebroventricular, also called ICV, injection is only method to directly deliver treatment to the central nervous system of neonatal mice. However, it has to penetrate through the cerebral cortex. The intrathecal, IT, injection is a commonly employed procedure in clinics, serving as an effective means to administer treatments directly into the central nervous system.However, intrathecal injection in neonatal pups can pose significant technical challenges due to their small size and fragile nature. We are trying to develop an efficient and reliable delivery method to test the efficacy and the gene editing in mouse brain that is non-viral and non-nanoparticle. Compared to conventional ICV injection, intrathecal injection presents a significantly lower risk, as it avoid the need for directly penetration through the cerebral cortex.This add advantage to minimize potential damage to regional cortical tissue and the surrounding nerves. Intrathecal injections also enable at least a fivefold increase in the administrable volume of medications through a single injection and greatly enhance the feasibility of repeated administrations.

הזרקה אינטרתאית מוצלחת הביאה מיד להפצה נרחבת של התמיסה המנוהלת, אם כי החדירה התאית בפועל הייתה תלויה באופי התרופות והחומרים המועברים. במחקר הזה השתמשנו בירוק מהיר כדי להמחיש את התוצאות המיידיות לאחר הזרקה תוך-תאית (IT) בילודים מסוג בר (איור 1A-K) והשווינו זא...

Watch this Scientific Journal Video about Author Spotlight: Intrathecal Injection – An Efficient and Reliable Delivery Method to Test the Efficacy of Gene Editing in Neonatal Mouse Brains at JoVE.co

הפרוטוקול הנוכחי מתווה הוראות שלב אחר שלב לביצוע זריקות תוך-תיקליות בעכברים יילודים לצורך עריכת גנים והעברת תרופות.

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and ...

הקבוצה שלנו מיישמת גישה בין-תחומית הכוללת גילוי גנומי ומידול פונקציונלי לחקר גנטיקה ובסיס אפיגנטי של הפרעה נוירו-התפתחותית. אנו מבצעים אנליזה מולקולרית, נוירופיזיולוגית ונוירו-התנהגותית באמצעות תאי גזע פלוריפוטנטיים המושרים על ידי המטופל, או iPSC, בעכברים מוטנטיים כדי לנתח את הפתופיזיולוגיה של הפרעה נוירו-התפתחותית. אנו שואפים לפתח טיפול מבוסס עריכה גנטית למחלה זו.הזרקה תוך-מוחית, המכונה גם ICV, היא רק שיטה לספק טיפול ישיר למערכת העצבים המרכזית של עכברים ילודים. עם זאת, הוא צריך לחדור דרך קליפת המוח. הזרקת intrathecal, IT, היא הליך נפוץ במרפאות, המשמש אמצעי יעיל לניהול טיפולים ישירות לתוך מערכת העצבים המרכזית.עם זאת, הזרקה תוך-תאית בגורים בילודים עלולה להציב אתגרים טכניים משמעותיים בשל גודלם הקטן ואופיים השברירי. אנו מנסים לפתח שיטת העברה יעילה ואמינה לבדיקת היעילות והעריכה הגנטית במוח עכבר שאינה ויראלית ואינה ננו-חלקיקית. בהשוואה להזרקת ICV קונבנציונלית, הזרקה תוך תאית מהווה סיכון נמוך משמעותית, שכן היא מונעת את הצורך בחדירה ישירה דרך קליפת המוח.זה מוסיף יתרון כדי למזער נזק פוטנציאלי לרקמת קליפת המוח האזורית ולעצבים שמסביב. זריקות תוך-תאיות גם מאפשרות להגדיל לפחות פי חמישה את נפח התרופות באמצעות זריקה אחת ומשפרות מאוד את ההיתכנות של מתן חוזר.

intrathecal-injection-newborn-mouse-for-genome-editing-drug

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Intrathecal Injection of Newborn Mouse for Genome Editing and Drug Delivery

2.3K Views.  Yale University School of Medicine. הקבוצה שלנו מיישמת גישה בין-תחומית הכוללת גילוי גנומי ומידול פונקציונלי לחקר גנטיקה ובסיס אפיגנטי של הפרעה נוירו-התפתחותית. אנו מבצעים אנליזה מולקולרית, נוירופיזיולוגית ונוירו-התנהגותית באמצעות תאי גזע פלוריפוטנטיים המושרים על ידי המטופל, או iPSC, בעכברים מוטנטיים כדי לנת...

Video: Author Spotlight: Intrathecal Injection – שיטת העברה יעילה ואמינה לבדיקת יעילות עריכת גנים במוחות עכברים בילודים

Intrathecal injection is a commonly employed procedure in both pediatric and adult clinics, serving as an effective means to administer medications and treatments. By directly delivering medications and treatments into the cerebrospinal fluid of the central nervous system, this method achieves higher localized drug concentrations while reducing systemic side-effects compared to other routes such as intravenous, subcutaneous, or intramuscular injections. Its importance extends beyond clinical settings, as intrathecal injection plays a vital role in preclinical studies focused on treating neurogenetic disorders in rodents and other large animals, including non-human primates. However, despite its widespread application, intrathecal injection in young, particularly neonatal pups, poses significant technical challenges due to their small size and fragile nature. Successful and reliable administration of intrathecal injections in newborn mice requires meticulous attention to detail and careful consideration of various factors. Thus, there is a crucial need for a standardized protocol that not only provides instructions but also highlights key technical considerations and good laboratory practices to ensure procedural consistency, as well as the safety and welfare of the animals.
To address this unmet need, we present a detailed and comprehensive protocol for performing intrathecal injections specifically in newborn pups on postnatal day 1 (P1). By following the step-by-step instructions, researchers can confidently perform intrathecal injections in neonatal pups, enabling the accurate delivery of drugs, antisense oligos, and viruses for gene replacement or genome editing-based treatments. Furthermore, the importance of adhering to good laboratory practices is emphasized to maintain the well-being of animals and ensure reliable experimental outcomes. This protocol aims to address the technical challenges associated with intrathecal injections in neonatal mice, ultimately facilitating advances in the field of neurogenetic research that aims to develop potential therapeutic interventions.

The present protocol outlines step-by-step instructions for performing intrathecal injections in neonatal mice for gene editing and drug delivery.