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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

A protocol about the characterization and application of five different passive sampling devices is presented.

Abstract

Cinque diversi campionatori passivi d'acqua sono stati calibrati in condizioni di laboratorio per la misura di 124 legacy e pesticidi utilizzati attuali. Questo studio fornisce un protocollo per la preparazione campionatore passivo, la calibrazione, metodo di estrazione e l'analisi strumentale. Frequenze di campionamento (R S) e coefficienti di ripartizione campionatore-acqua passivi (K PW) sono stati calcolati per la gomma di silicone, polare organico integrativo chimica campionatore POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS e C 18 del disco. L'assorbimento dei composti selezionati dipendeva dalla loro proprietà fisico-chimiche, vale a dire, la gomma di silicone ha mostrato un assorbimento migliore per i composti più idrofobici (log coefficiente di ripartizione ottanolo-acqua (K OW)> 5.3), mentre POCIS-A, POCIS-B e SDB- disco RPS erano più adatto per i composti idrofili (log K OW <0,70).

Introduzione

I pesticidi vengono continuamente introdotti per l'ambiente acquatico e possono rappresentare un rischio per gli organismi acquatici 1. Il monitoraggio dei pesticidi in ambiente acquoso viene in genere eseguita tramite campionamento afferrare, tuttavia, questa tecnica di campionamento non pienamente tener conto delle variazioni temporali delle concentrazioni a causa di fluttuazioni di ingressi di flusso o episodiche (ad esempio, le precipitazioni, overflow fognari combinati, rilascio laguna delle acque reflue) 2 , 3. Così, metodi di monitoraggio devono essere potenziate per una migliore stima dei rischi ambientali associati ai pesticidi. Campionamento passivo permette un monitoraggio continuo per un periodo prolungato di tempo con infrastrutture minimo e basse concentrazioni di contaminanti 4,5.

Campionatori passivi hanno dimostrato di essere un valido strumento per il monitoraggio nelle acque sotterranee 6, acqua fresca 7-10, delle acque di scarico 11 e 12 acque marine. Oltre a scopo di monitoraggio 13,14, campionatori passivi sono stati utilizzati anche per l'analisi non bersaglio 15, test tossicologici 16,17, ed in alternativa alla sedimentarie e biomonitoraggio 18. Campionatori passivi si accumulano sostanze chimiche continuamente da acqua e forniscono il tempo medio ponderato (TWA) Le concentrazioni 14. L'assorbimento del contaminante dipende dalla frequenza di campionamento (R S) e il coefficiente di partizione campionatore acqua passiva (K PW), che dipende dal disegno passivo campionatore, materiale campionatore, le proprietà chimico-fisiche del contaminante, e le condizioni ambientali (ad esempio, acqua turbolenza, temperatura) 13,14,19,20.

Il video dettagliato si propone di mostrare come calibrare e applicare campionatori passivi per i pesticidi in acqua. Gli obiettivi specifici inclusi i) effettuo la preparazione, l'estrazione e l'analisi strumentale per 124 pesticidi individuali utilizzando cinque diversi tipi di sampl passivaERS, tra cui gomma siliconica, polare organico integrativo chimica campionatore (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS e C 18 del disco, ii) valutare R S e K PW per gli antiparassitari in uno studio di laboratorio assorbimento, e iii) per dimostrare come selezionare il campionatore passivo appropriata del composto bersaglio di interesse e come calcolare le concentrazioni TWA per il rispettivo campionatore passivo.

Norme di riferimento e dispositivi campionatori passivi

Composti target inclusi 124 legacy e pesticidi attualmente utilizzati, tra cui erbicidi, insetticidi e fungicidi (Tabella 1). Miscela standard interno (IS miscela) incluso fenoprop (2,4,5-TP), clothianidin-D 3, etion e terbutilazina-D 5. Altri prodotti chimici utilizzati inclusi metanolo (MeOH), acetonitrile (ACN), acetone (ACE), diclorometano (DCM), cicloesano (CH), acetato di etile (EA), et petroliolei (PE), 2-propanolo, soluzione di ammoniaca al 25%, acido acetico (HAC) e acido formico (FA). Cinque diversi dispositivi di campionamento passivo sono stati caratterizzati, tra cui gomma siliconica, POCIS-A e POCIS-B, SDB-RPS, e C 18 1,21 disco.

Tabella 1. frequenza di campionamento campionatore passivo (R 'S, L giorno -1), coefficienti di ripartizione campionatore-acqua (K' PW, L kg -1) e le equazioni (Eq.) Utilizzati per il calcolo delle concentrazioni in campioni di campo per i singoli pesticidi a. (Ristampato da Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, Atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Caratterizzazione di cinque dispositivi di campionamento passivo per il monitoraggio dei pesticidi in acqua, 1-11, Copyright (2015), con il permesso di Elsevier .) 22 Si prega di cliccare qui per scaricare questo file.

Protocollo

1. passiva Sampler progettazione e la preparazione

  1. Lastre in gomma silicone
    1. Tagliare i fogli in gomma siliconica (600 mm x 600 mm, spessore 0,5 mm) in strisce da 2,5 mm x 600 mm e 2,5 mm x 314 mm usando un cutter in acciaio inox e collegarli mediante un rivetto cieco in acciaio inox (3,2 mm x 10 mm ) con una pistola rivettatrice per ottenere una dimensione totale campionatore banda di 2,5 mm x 914 millimetri (area superficiale = 457 centimetri 2, massa adsorbente = 15,6 g, volume = 22,9 cm 3).
  2. Collocare le gomme siliconiche in una camera di estrazione di Soxhlet. Aggiungere 50 ml di EA nella camera di estrazione e aggiungere 250 ml di EA e tre pietre bollente in una boccetta bottiglia rotonda da 500 ml.
    1. Collegare camera di estrazione con il pallone bottiglia e un condensatore. Pulire le gomme siliconiche per estrazione Soxhlet per 96 ore a circa 80 ° C, e da allora in poi asciugarli sotto blanda azoto.
  3. Fissare i stri gomma siliconicaPE porta campione ragno dell'acciaio inossidabile avvolgendo la striscia di gomma di silicone intorno le aste sul supporto (Figura 1). Fissare ciascuna estremità della striscia in gomma siliconica ad un'asta sul supporto mediante fascette.

figure-protocol-1413
Figura 1. Schema di gomma siliconica. Schematico campionatore passivo per la gomma di silicone che mostra l'attacco della striscia in gomma siliconica ad un campione di acciaio inossidabile del supporto del ragno A) dalla parte superiore e B) la vista laterale. Fai clic qui per vedere una versione più grande questa figura.

  1. POCIS-A e B-POCIS
    1. Per POCIS-A, posizionare 220 ​​mg di HLB assorbente di massa (superficie = 1,78 x 10 6 cm 2) tra due 9,0 centimetri per 9,0 centimetri square polietersulfone (PES) membrane (figura 2).
    2. Per POCIS-B, posizionare 220 ​​mg di una miscela assorbente (cioè, resina idrossilato polistirene-divinilbenzene (80%) ed un adsorbente carbonioso disperso su un copolimero stirene divinilbenzene (20%)) (area superficiale = 2.82 x 10 6 cm 2) tra due membrane PES (Figura 2).
    3. Comprimere il sorbente e due PES tra due anelli in acciaio inox manualmente (Ø interno = 5,4 centimetri) e fissarlo su un portacampioni in acciaio inox (Figura 2).

figure-protocol-2851
Figura 2. Schema di dischi campionatore passivo. Schematico campionatore passivo per POCIS A, POCIS B, disco SDB-RPS e C 18 del disco che mostra A) il montaggio del campionatore passivo con anelli in acciaio inox, polietersulfone membran (PES)ES, e la fase di ricezione, e B) il montaggio su un porta-campioni in acciaio inox. Cliccate qui per vedere una versione più grande di questa figura.

  1. Disco SDB-RPS e C 18 del disco
    1. Posizionare il SDB-RPS (superficie = 35 cm 2, la massa assorbente = 0,34 g, volume = 1.7 cm 3) e C 18 dischi (Superficie = 35 cm 2, la massa assorbente = 0,58 g, volume = 1,7 centimetri 3) tra due membrane PES (Figura 2). Comprimere i dischi e due PES tra due anelli in acciaio inox manuale (Ø interno = 5,4 centimetri) e fissarlo su un portacampioni in acciaio inox (Figura 2).

2. esperimenti di laboratorio Uptake

NOTA: Gli esperimenti di assorbimento di laboratorio sono stati condotti per caratterizzare quantitativamente l'assorbimento kinetics per 124 pesticidi individuali per cinque diversi dispositivi campionatori passivi in ​​condizioni controllate.

  1. Condurre lo studio uptake in contenitori di vetro rettangolari (ciascuno ~ 95 L): serbatoio 1) gomma siliconica (n = 16), serbatoio 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16), e il serbatoio 3 ) disk SDB-RPS (n = 16), C 18 disk (n = 16). Riempire d'acqua naturale in tre serbatoi.
  2. Eseguire tutti gli esperimenti a temperatura costante dell'acqua (~ 20 ° C) e in condizioni di turbolenza dell'acqua (~ 10 centimetri sec -1) utilizzando due elettropompe attaccato al muro su ogni lato. Eseguire esperimenti al buio per minimizzare l'effetto di fotodegradazione.
  3. Spike ogni contenitore di vetro con una miscela standard antiparassitario contenente 124 pesticidi usando una siringa di vetro (c ≈ 400 ng L -1 per singoli pesticidi nel serbatoio dell'acqua). Estrarre i campionatori passivi manualmente dai serbatoi, ad intervalli di tempo di 5, 11, 20, e 26 dAYS, per determinare le frequenze di campionamento dei pesticidi.
  4. Monitorare le concentrazioni dei pesticidi in ciascun serbatoio raccogliendo 100 ml campioni di acqua al giorno 0, 5, 11, 20, e 26. L'analisi dei campioni di acqua viene eseguita come descritto altrove 21.
    1. Per il controllo di qualità, esporre campioni bianchi nell'aria ambiente per 1 ora al giorno 0 e quindi memorizzare e trattarli come campioni reali. Conservare tutti estratti così come campioni 100 ml acqua prelevati dai serbatoi a -18 ° C fino ad ulteriore analisi.

Estrazione 3. Campione

  1. Gomma di silicone
    1. Prima di procedere all'estrazione, asciugare la striscia gomma siliconica sotto flusso di elevata purezza azoto.
    2. Per il gas cromatografia spettrometria di massa analisi (GC-MS), effettuare l'estrazione solido-liquido mediante estrazione Soxhlet 22.
      1. Posizionare la gomma di silicone nella estrazione Soxhlet. Aggiungere 250 ml PE / ACE (50/50, v / v) e 3 boipietre ling nella boccetta bottiglia rotonda.
      2. Spike la gomma di silicone con 100 ml di una miscela IS (c = 5 ng ml -1) usando una siringa di vetro. Aggiungere 50 ml PE / ACE (50/50, v / v) nell'estrattore Soxhlet. Accendere il riscaldatore ed eseguire l'estrazione Soxhlet per 19 ore e poi spegnere la stufa.
      3. Concentrare gli estratti per evaporazione rotante seguito da dolce azoto blow-down a 1 ml. Sostituire il solvente a CH / ACE (90/10, v / v) con l'aggiunta di tre volte 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) durante l'azoto blow-down a 1 ml.
    3. Per spettrometria di massa tandem cromatografia liquida-analisi (LC-MS / MS), effettuare l'estrazione con Soxhlet 22.
      1. Posizionare la gomma di silicone nella estrazione Soxhlet. Aggiungere 250 ml MeOH e 3 pietre bollente nella boccetta bottiglia rotonda e 50 ml MeOH nell'estrattore Soxhlet. Spike la gomma di silicone con 100 ml di una miscela IS (c = 5 ng ml -1) con un bicchiere syrInge.
      2. Accendere il riscaldatore ed eseguire l'estrazione Soxhlet per 19 ore e poi spegnere la stufa. Concentrare gli estratti per evaporazione rotante seguito da dolce azoto blow-down a 1 ml. Sostituire il solvente ACN con l'aggiunta di 1 ml di ACN durante l'azoto blow-down a 1 ml.
  2. POCIS-A e B-POCIS
    1. Aprire il campionatore POCIS accuratamente e trasferire il sorbente con acqua ultrapura usando un imbuto in una cartuccia pre-puliti vuoto polipropilene estrazione in fase solida (SPE) (6 ml) contenente due fritte in polietilene (PE). Essiccare il sorbente sotto vuoto per rimuovere l'acqua. Registrare il peso della cartuccia SPE vuota e confezionato per controllare il peso del materiale assorbente. Si prega di notare che diverse cartucce vengono utilizzati per GC-MS e analisi LC-MS / MS.
    2. Prima di eluizione, spike l'assorbente con 100 ml di una miscela IS (c = 5 ng ml -1) usando una siringa di vetro. Elute POCIS-A e POCIS-B sorbenti utilizzando 5ml EA per GC-MS 22.
      1. Concentrare gli estratti a 1 ml delicatamente azoto blow-down. Sostituire il solvente a CH / ACE (90/10, v / v) con l'aggiunta di tre volte 1 ml CH / ACE (90/10, v / v) durante l'azoto blow-down a 1 ml.
    3. Cartucce Eluire POCIS-A e POCIS-B utilizzando 1,5 ml MeOH seguite da 8 ml DCM / MeOH (80/20, v / v) per analisi LC-MS / MS 22. Concentrare gli estratti a 1 ml delicatamente azoto blow-down. Sostituire il solvente ACN con l'aggiunta di 1 ml di ACN durante l'azoto blow-down a 1 ml.
  3. SDB-RPS e C 18 del disco
    1. Trasferire singoli dischi di SDB-RPS e C 18 del disco in un bicchiere di vetro e asciugare sotto azoto. Spike i dischi con 100 ml di una miscela di IS (c = 5 ng ml -1) usando una siringa di vetro e sonicare loro due volte in un bicchiere di vetro a temperatura ambiente, prima con 5 ml di EA per 10 min e poi con 3 ml di EA per 10 min.
    2. Trasferimento both estratti in un tubo di vetro, a concentrarsi a 2 ml di delicato colpo di azoto verso il basso, e li divise in due frazioni da 1 ml (per GC-MS e analisi LC-MS / MS, rispettivamente).
    3. Concentrare gli estratti a 0,5 ml delicatamente azoto blow-down e scambiare il solvente CH / ACE (90/10, v / v) per analisi GC-MS 22. Concentrare gli estratti a 0,5 ml delicatamente azoto blow-down e scambiare il solvente ad ACS per l'analisi LC-MS / MS 22.

4. I campioni d'acqua

  1. Spike 20 ml di campione con 100 ml di una miscela IS (c = 5 ng ml -1) usando una siringa di vetro, aggiungere 3 ml di DCM, vortex per 3 minuti, e decantare in un separatore di fase per l'analisi GC-MS 22.
    1. Dopo le due fasi vengono separate, la fase percolato DCM in un tubo di vetro. Ripetere l'estrazione utilizzando 3 ml di DCM, e risciacquare il tubo con 2 ml DCM. Infine, concentrare gli estratti a 0,5 ml delicatamente azoto blow-down e scambiatorege il solvente a CH / ACE (90/10, v / v).
  2. Analizzare i campioni di acqua mediante iniezione di grande volume, simile al metodo descritto altrove da LC-MS / MS 21.

5. Analisi Strumentale

  1. analisi GC-MS
    1. Eseguire l'analisi strumentale degli estratti di CH / ACE utilizzano sistemi GC-MS a ionizzazione elettronica (EI) e modalità negativa ionizzazione chimica (NCI), rispettivamente, 22.
    2. Per il metodo GC-MS utilizzando EI, iniettare aliquote di 1 ml con metodo di iniezione splitless su una colonna HP-5MS UI (30 m, 0,25 mm di diametro interno, da 0,25 micron film).
    3. Per la GC-MS metodo che utilizza CI, iniettare aliquote di 3 ml su una colonna HP-5MS UI (30 m, 0,25 mm di diametro interno, da 0,25 micron film).
  2. analisi HPLC-MS / MS
    1. Eseguire l'analisi strumentale del ACN estratti mediante HPLC-MS / MS interfacciato con una sorgente di ionizzazione elettrospray in negativo ((-) ESI) e positivo ioni mode ((+) ESI) 22.
    2. Per (+) ESI, diluire 100 ml di ACN estrae con acqua ultrapura 900 ml regolata a pH 5 con FA.
    3. Per (-) ESI, diluire 100 ml di ACN estratti con 900 ml soluzione di 1% FA in acqua ultrapura.
    4. Per (+) ESI, utilizzare un gradiente binario consistente di 2-propanolo / metanolo / 10 mM ammonio formiato (6/2/92, v / v / v) e MeOH a una portata di 0,3 ml min -1.
    5. Per (-) ESI, utilizzare un gradiente binario costituito ACN / acqua ultrapura 0,1% CUA e ACN + 0,1% HAc ad una portata di 0,3 ml min -1.
    6. Iniettare tutti i campioni utilizzando un conferimento volume di 500 microlitri con due colonne in linea SPE (entrambi 20 x 2 mm id e 20-25 dimensione delle particelle micron), e una colonna analitica (C 18, 100 x 3 mm, 3,5 micron) 21.

6. La teoria sulla campionamento passivo

NOTA: Il profilo di assorbimento della sostanza chimica al mediu campionatore passivom (PSM) è diviso in tre sezioni: lineare, curvilinea ed equilibrio (Figura 3).

figure-protocol-12904
Figura 3. Curva campionatore passivo assorbimento. A) ec), curva di assorbimento per l'importo accumulato rispettivamente acetamiprid e dimetoato,, nei campionatori passivi (N t) in ng assoluta, e B) e D) la concentrazione serbatoio di acqua di acetamiprid e dimetoato, rispettivamente, in ng L - 1. clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

  1. Calcolare il volume d'acqua equivalente (V eq L) per un campionatore passivo dividendo l'importo accumulato di composti bersaglio nel campionatore passivo dopo t giorni di esposizione (N 't , ng) per la concentrazione nella fase acquosa utilizzando afferrare e tempo di campionamento attivo integrato (c w, ng L -1).
    figure-protocol-13971 (1)
  2. Ricavare la frequenza di campionamento (R S, L giorno -1) dalla fase di assorbimento lineare del profilo assorbimento, prendendo la pendenza del V eq in funzione del tempo di implementazione.
  3. Calcolare il K PW (L kg -1) dei singoli antiparassitari usando Eq. 2.
    figure-protocol-14414 (2)
    dove m è la massa p assorbente per campionatore (ng).
  4. Nella fase di assorbimento lineare, calcolare la concentrazione TWA dell'analita in acqua derivata dal campionatore passivo (c TWA, ng L -1) usando Eq. 3.
    figure-protocol-14783 (3)
    dove R S è la satasso mpling (L giorno -1), e t è il tempo di implementazione (giorni).
  5. Nella fase curvilineo, calcolare c TWA usando Eq. 4.
    figure-protocol-15089 (4)
  6. Nella fase di equilibrio, calcolare c TWA usando Eq. 5.
    figure-protocol-15254 (5)

7. analisi statistica dei dati

  1. Test non normale distribuzione dei dati utilizzando un test di Shapiro-Wilk 23. Utilizzare non parametrica di correlazione di rango di Spearman per K PW e R S vs proprietà fisico-chimiche dei pesticidi testati (rho di Spearman che va da -1 a 1) 24.

Risultati

Cinque diverse tecniche campionatore passivo sono stati confrontati per l'assorbimento di 124 legacy e pesticidi utilizzati attuali, tra cui la gomma di silicone (figura 1), e POCIS A, B POCIS, SDB-RPS e C 18 del disco (Figura 2). Le prestazioni del metodo di estrazione e l'analisi strumentale è stato ottimizzato. Il risultato degli esperimenti di assorbimento di laboratorio può essere utilizzato per calcolare 'S

Discussione

Per il controllo di qualità, come procedura standard, gli spazi di laboratorio, limiti di rilevabilità (LOD), recuperi, e la ripetibilità sono stati esaminati 23. Alcuni pesticidi sono stati rilevati nei campioni vuoti a livelli di concentrazione bassi. LD sono stati fissati come valore del punto più basso della curva di calibrazione che soddisfa i criteri di un rapporto segnale-rumore di 3. I livelli di dettaglio medi erano 8,0 pg assoluto iniettato in colonna per la gomma di silicone, 1,7 pg assoluto pe...

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Riconoscimenti

The Swedish EPA (Naturvårdsverket) (agreement 2208-13-001) and Centre for Chemical Pesticides (CKB) are gratefully acknowledged for funding this project. We thank Märit Peterson, Henrik Jernstedt, Emma Gurnell and Elin Paulsson at the OMK-lab, SLU, for skillful assistance with analytical support and supply of pesticide standards.

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
MethanolMerck Millipore1.06035.2500
AcetonitrileMerck Millipore1.00029.2500 
AcetoneMerck Millipore1.00012.2500
2-propanolMerck Millipore1.00272.2500
DichloromethaneMerck Millipore1.06054.2500
AmmoniakMerck Millipore1.05428.1000Purity 25%
Formic acidSigma-Aldrich94318-50ML-FPurity ~98%
Ethyl acetate Sigma-Aldrich31063-2.5Lfor pesticide residue analysis
Petroleum ether Sigma-Aldrich34491-4X2.5Lfor pesticide residue analysis
Acetic acid Sigma-Aldrich320099-500MLPurity ≥99.7%
Cyclohexane Fisher ChemicalsC/8933/17for residue analysis
Empty polypropylene SPE Tube with PE frits, 20 μm porosity, volume 6 mlSupelco57026
Empore SPE Disks, C18, diam. 47 mmSupelco66883-UPassive sampler
Empore SPE Disks, SDB-RPS (Reversed-Phase Sulfonate), diam. 47 mmSupelco66886-U Passive sampler
POCIS-A ESTPOCIS-HLBPassive sampler
POCIS-BESTPOCIS-Pesticide Passive sampler
Polyethersulfone (PES) membranesESTPES
Silicone rubber sheetAltec03-65-4516Passive sampler
Agilent 5975CAgilent Technologies5975CGC-MS
HP-5MS UIJ&W ScientificHP-5MSAnalytical column for GC-MS
Agilent 6460Agilent Technologies6460HPLC-MS/MS
Strata C18–E, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle sizePhenomenexStrata C18–EOnline SPE column for LC-MS/MS
Strata X, 20 x 2 mm id and 20–25 μm particle sizePhenomenexStrata XOnline SPE column for LC-MS/MS
Zorbax Eclipse Plus C18Agilent TechnologiesZorbax Eclipse Plus C18Analytical column for LC-MS/MS
Isolute phase separator, 25 mlBiotage120-1907-E
Stainless steel blind rivet, 3.2x10 mmEjot & Avdel951222

Riferimenti

  1. Rodney, S. I., Teed, R. S., Moore, D. R. J. Estimating the toxicity of pesticide mixtures to aquatic organisms: A review. Hum. Ecol. Risk Assess. 19 (6), 1557-1575 (2013).
  2. Kreuger, J. Pesticides in stream water within an agricultural catchment in southern Sweden, 1990-1996. Sci. Total Environ. 216 (3), 227-251 (1998).
  3. Carlson, J. C., Challis, J. K., Hanson, M. L., Wong, C. S. Stability of pharmaceuticals and other polar organic compounds stored on polar organic chemical integrative samplers and solid-phase extraction cartridges. Environ. Toxicol. Chem. 32 (2), 337-344 (2013).
  4. Alvarez, D. A., et al. Development of a passive, in situ, integrative sampler for hydrophilic organic contaminants in aquatic environments. Environ. Toxicol. Chem. 23 (7), 1640-1648 (2004).
  5. Vrana, B., et al. Passive sampling: An effective method for monitoring seasonal and spatial variability of dissolved hydrophobic organic contaminants and metals in the Danube river. Environ. Pollut. 184, 101-112 (2014).
  6. Dougherty, J. A., Swarzenski, P. W., Dinicola, R. S., Reinhard, M. Occurrence of herbicides and pharmaceutical and personal care products in surface water and groundwater around Liberty Bay, Puget Sound, Washington. J. Environ. Qual. 39 (4), 1173-1180 (2010).
  7. Muñoz, I., Martìnez Bueno, M. J., Agüera, A., Fernández-Alba, A. R. Environmental and human health risk assessment of organic micro-pollutants occurring in a Spanish marine fish farm. Environ. Pollut. 158 (5), 1809-1816 (2010).
  8. Wille, K., et al. Rapid quantification of pharmaceuticals and pesticides in passive samplers using ultra high performance liquid chromatography coupled to high resolution mass spectrometry. J. Chromatogr. A. 1218 (51), 9162-9173 (2011).
  9. Poulier, G., et al. Estimates of pesticide concentrations and fluxes in two rivers of an extensive French multi-agricultural watershed: application of the passive sampling strategy. Environ. Sci. Pollut. Res. 22 (11), 8044-8057 (2015).
  10. Moschet, C., Vermeirssen, E. L. M., Singer, H., Stamm, C., Hollender, J. Evaluation of in-situ calibration of chemcatcher passive samplers for 322 micropollutants in agricultural and urban affected rivers. Water Res. 71, 306-317 (2015).
  11. Petty, J. D., et al. An approach for assessment of water quality using semipermeable membrane devices (SPMDs) and bioindicator tests. Chemosphere. 41 (3), 311-321 (2000).
  12. Metcalfe, C. D., et al. Contaminants in the coastal karst aquifer system along the Caribbean coast of the Yucatan Peninsula, Mexico. Environ. Pollut. 159 (4), 991-997 (2011).
  13. Allan, I. J., et al. Field performance of seven passive sampling devices for monitoring of hydrophobic substances. Environ. Sci. Technol. 43 (14), 5383-5390 (2009).
  14. Vrana, B., et al. Passive sampling techniques for monitoring pollutants in water. TrAC - Trend. Anal. Chem. 24 (10), 845-868 (2005).
  15. Allan, I. J., Harman, C., Ranneklev, S. B., Thomas, K. V., Grung, M. Passive sampling for target and nontarget analyses of moderately polar and nonpolar substances in water. Environ. Toxicol. Chem. 32 (8), 1718-1726 (2013).
  16. Escher, B. I., et al. Evaluation of contaminant removal of reverse osmosis and advanced oxidation in full-scale operation by combining passive sampling with chemical analysis and bioanalytical tools. Environ. Sci. Technol. 45, 5387-5394 (2011).
  17. Pesce, S., Morin, S., Lissalde, S., Montuelle, B., Mazzella, N. Combining polar organic chemical integrative samplers (POCIS) with toxicity testing to evaluate pesticide mixture effects on natural phototrophic biofilms. Environ. Pollut. 159 (3), 735-741 (2011).
  18. Booij, K., Smedes, F., Van Weerlee, E. M., Honkoop, P. J. C. Environmental monitoring of hydrophobic organic contaminants: The case of mussels versus semipermeable membrane devices. Environ. Sci. Technol. 40 (12), 3893-3900 (2006).
  19. Harman, C., Allan, I. J., Vermeirssen, E. L. M. Calibration and use of the polar organic chemical integrative sampler-a critical review. Environ. Toxicol. Chem. 31 (12), 2724-2738 (2012).
  20. Jonker, M. T. O., Der Heijden, S. A. V. a. n., Kotte, M., Smedes, F. Quantifying the effects of temperature and salinity on partitioning of hydrophobic organic chemicals to silicone rubber passive samplers. Environ. Sci. Technol. 49 (11), 6791-6799 (2015).
  21. Jansson, C., Kreuger, J. Multiresidue analysis of 95 pesticides at low nanogram/liter levels in surface waters using online preconcentration and high performance liquid chromatography/tandem mass spectrometry. J. AOAC Int. 93 (6), 1732-1747 (2010).
  22. Ahrens, L., Daneshvar, A., Lau, A. E., Kreuger, J. Characterization of five passive sampling devices for monitoring of pesticides in water. J. Chromatogr. A. 1405, 1-11 (2015).
  23. Royston, P. Approximating the Shapiro-Wilk W-test for non-normality. Stat. Comput. 2 (3), 117-119 (1992).
  24. Gauthier, T. D. Detecting trends using Spearman's rank correlation coefficient. Environ. Forensics. 2 (4), 359-362 (2001).
  25. Morin, N., Miège, C., Coquery, M., Randon, J. Chemical calibration, performance, validation and applications of the polar organic chemical integrative sampler (POCIS) in aquatic environments. TrAC - Trend. Anal. Chem. 36, 144-175 (2012).
  26. . Water Quality - Sampling - Part 23: Guidance on Passive Sampling in Surface Waters. ISO 5667-23:2011. , (2011).
  27. Morin, N., Camilleri, J., Cren-Olivé, C., Coquery, M., Miège, C. Determination of uptake kinetics and sampling rates for 56 organic micropollutants using "pharmaceutical" POCIS. Talanta. 109, 61-73 (2013).

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