Questo lavoro è stato sostenuto dall&#39;Istituto Nazionale di Sordità e altri Disturbi della Comunicazione con sovvenzioni R01DC015824 (KMS) e T32DC00038 (supporto SD), il Dipartimento della Difesa concede la W81XWH-15-1-0472 (KMS), la Fondazione Bertarelli (KMS) La Fondazione di Nancy Sayles Day (KMS) e il Centro di ricerca di tinnito di Lauer (KMS). Ringraziamo Jessica E. Sagers, BA per commenti insightful sul manoscritto.

Il protocollo di studio è stato approvato dal Comitato Istituzionale di Assistenza e Assistenza Civile (IACUC) di Massachusetts Eye and Ear. Gli esperimenti sono stati condotti secondo il Codice Etico dell&#39;Associazione Medica Mondiale. 1. Preparazione della dissezione <ol><li> Preparazione del tavolo chirurgico <ol><li> Usa il 70% di etanolo per disinfettare il tavolo chirurgico. </li><li> Posizionare due pasticci nonsterili accanto al microscopio. </li><li> Preparare il vassoio strumenti, forbici operative a caldo sterilizzato, una maniglia per bisturi, un micro coltello e una pinza (due ciascuno di # 4 &amp; # 55). Posizionare il vassoio dello strumento e un piatto di petri da 50 mm, chiaro a parete, in vetro, su un tampone non sterile. </li><li> Ottenere una lama sterile # 15 a bisturi; Un sacchetto o contenitore di plastica sigillabile (per smaltire le carcasse in linea con gli orientamenti istituzionali); Ghiaccio in un secchio; E fredda, sterile Hank&#39;s Balanced Salt Solution (HBSS). Posizionare questi elementi sulAltro tampone nonsterile. </li><li> Trasferire l&#39;HBSS in un tubo di laboratorio di plastica da 50 ml e metterlo su ghiaccio. </li></ol></li><li> Preparazione della cultura <ol><li> Preparare tutti i materiali in un cappuccio flusso laminare. Per ogni quattro esemplari, mettere quattro vetri autoclavati di vetro da 10 mm scivolano nei quattro inlay del piatto da Petri di 4 pozzetti da 35 mm. </li><li> Per ogni 4 esemplari, miscelare un volume totale di 300 μL composto di seguito in un tubo di microcentrifuga: 10 μL di adesivo tissutale, 285 μL di NaHCO3 e 5 μL di NaOH. </li><li> Mettere 45 μL della soluzione risultante su ciascuna copertura di copertura e lasciarla lì per almeno 20 minuti a RT; Questa soluzione può essere lasciata sul coperchio per diverse ore ma non può essere lasciata O / N. </li><li> Posizionare uno o due piatti da Petri da 4 canali da 35 mm all&#39;interno di un piatto di Petri da 10 cm al fine di creare due barriere contro la contaminazione. </li><li> Preparare il mezzo di coltura contenente il 98% di Dulbecco&#39;s Modified Eagle&#39;s Medium (DMEM), 1% N-2 e 1% ampicillina (65 μL per pozzetto in un tubo centrifugo (micro)). Riscaldare la soluzione a 25 ° C prima dell&#39;uso. </li></ol></li></ol> 2. Dissezione Explorante Cochlear Murina <ol><li> Decapitazione del mouse neonatale <ol><li> Ottenete un piatto di petri di plastica da 60 millimetri e spruzzate il 70% di etanolo nel suo coperchio in modo che la superficie sia bagnata. </li><li> Versare il freddo HBSS dal tubo di laboratorio in plastica nella parte inferiore della plastica da 60 mm e dal piatto di Petri da 50 mm a parete chiara a vetro. Conservare il tubo di laboratorio in plastica e entrambi i piatti di Petri su ghiaccio per mantenere freddo il tessuto ogni volta che non viene disciolto. </li><li> Posizionare un mouse neonatale di età P3 - P5 in ghiaccio in un dito tagliente di un guanto di lattice e attendere che l&#39;ipotermia induca perdita di coscienza (circa 1-3 minuti). </li><li> Decapitate rapidamente il mouse con forbici operative e smalti il ​​corpo nel sacchetto di plastica sigillabile. Mettere la testa di neonato tagliata nella70% di etanolo nel coperchio del piatto di petri di plastica da 60 mm. </li></ol></li><li> Sezione macroscopica dell&#39;osso temporale <ol><li> Rimuove la pelle del cranio facendo un taglio superficiale dall&#39;anteriore all&#39;estremità posteriore (direttamente sulla sutura sagittale) usando la lama del bisturi. </li><li> Tagliare entrambi i canali uditivi esterni con la lama del bisturi e piegare la pelle anteriormente per esporre tutto il cranio. NOTA: sebbene non sia necessario un microscopio di dissezione per questo passaggio, può essere utilizzato per una migliore visualizzazione. </li><li> Aprire il cranio lungo la sutura sagittale utilizzando la lama # 15 a bisturi. Assicurarsi di tagliare il cranio spingendo delicatamente la lama su e giù da anteriore a posteriore per evitare la compressione delle coclee. NOTA: Il cranio non deve essere ossificato in questa età e dovrebbe tagliarsi facilmente. </li><li> Rimuovere e scartare il muso facendo un taglio verticale direttamente posteriore alle orbite usando il bisturi # 15lama. NOTA: la parte posteriore del cranio dovrebbe comunque contenere il cervello e le coclee. </li><li> Smaltire il forebrain, il cervelletto e il tronco cerebrale attraverso una dissezione sbarrata con # 4 pinze. </li></ol></li><li> Estrazione microscopica delle coclee <ol><li> Regolare il microscopio (ingrandimento 6.5X) e la sorgente luminosa mettendo la pinza sotto il campo di applicazione e ottimizzando l&#39;illuminazione e la messa a fuoco. </li><li> Posizionare le due metà del cranio nel piatto di petri di 60 mm riempito con HBSS freddo. </li><li> Completamente esporre la coclea / e, identificabile come adiacente all&#39;arteria stapediale circostante (un&#39;arteria tortuosa all&#39;interno dell&#39;osso temporale) e separare l&#39;organo esternamente dall&#39;oscurità temporale utilizzando # 4 pinze. </li><li> Trasferire la coclea nel piatto di Petri a 50 mm di fondo chiaro e posizionare il piatto sotto il microscopio. </li><li> Posizionare il piatto di petri di plastica da 60 mm con l&#39;altra metà del cranio sul ghiaccio. </li&gt; <li> Rimuovere la coclea dal sistema vestibolare e disciparle attentamente la capsula otterica coclea (tipicamente cartilaginea a questa età) con # 4 pinze. Usa # 55 pinze per tutti i passi successivi. </li></ol></li><li> Fasi finali dell&#39;elaborazione dei tessuti <ol><li> Continuare con l&#39;elaborazione del tessuto interno dell&#39;orecchio separando con attenzione il legamento a spirale aderente all&#39;organo di Corti dal resto della cochlea e dal modiolus usando il micro coltello o due pinze. <ol><li> Tagliare nella zona più scura e traslucida alla fessura tra il legamento a spirale e la regione delle cellule dei capelli e procedere alla successiva rimozione del legamento a spirale afferrandola all&#39;aspetto più basale e delicatamente svolgendola mentre si muove apicamente. </li></ol></li><li> Posizionare il campione per ottenere una vista longitudinale e sagittale della coclea e tagliare la coclea in due o tre sezioni usando il micro coltello, classificando queste sezioni come apicali, (medio) e bAsal gira. Rimuovere il tessuto superiore e inferiore allo strato effettivo di cellule e neuriti di capelli per ottenere un pezzo esplante cocleare che può giacere orizzontalmente sul piatto di Petri. NOTA: Una dimensione appropriata per un&#39;adeguata adesione al piatto di coltura è di circa metà di un giro cocholare. </li><li> Rimuovere la membrana tectoriale, un sottile strato traslucido immediatamente superiore all&#39;organo di Corti, levigandolo delicatamente con le pinze. </li><li> Rimuovere la membrana di Reissner, immediatamente superiori agli SGN, toccandola con le pinze da entrambi i lati e sbucciarla. NOTA: Rimuovere le zone celle danneggiate poste in posizione laterale tagliandole con il micro coltello. </li></ol></li></ol> 3. Trasferimento di esemplari ai piatti della coltura <ol><li> Rimuovere le 45 μL di soluzione adesiva tissutale dai quattro scivoloni di copertura. Lavare ogni copertura con 50 μl di H 2 O sterile. Aspirare l&#39;acqua. </li><li> Prendere la pipetta da 1 ml. Bagnare la punta della pipetta con circa 120 μL di DMEM per evitare che il campione si aderisca all&#39;interno della punta. </li><li> Trasferire i campioni individualmente usando la pipetta da 1 ml. Pipettate un massimo di 70 μl dal piatto petri a base di vetro pieno e parzialmente pieno, chiuso a tinta unita, e posizionare il campione insieme al liquido su uno dei 4 inlay (preparati con coperture) nel piatto Petri da 4 pozzetti . </li><li> Controllare sotto il microscopio (ingrandimento 50X) che il campione è nell&#39;orientamento corretto. Assicurarsi che l&#39;area delle cellule di capelli da cui è stata rimossa la membrana tectoriale sia rivolta verso l&#39;alto. Assicurarsi che la membrana basilare, insieme alla parte basale del modiolus, sia rivestita verso il basso e aderisce alla copertura. <ol><li> Se il campione è orientato verso l&#39;alto durante l&#39;ispezione, depositare l&#39;HBSS che rimane nella punta della pipetta nell&#39;intarsio e riposizionare il pezzo finché non è correttamente orientato. NOTE: Questo impedirà le cellule di capelli di galleggiare nel mezzo di coltura senza supporto strutturale dalla copertura, che potrebbe portare alla degenerazione. </li></ol></li><li> Aspirare l&#39;eccesso di HBSS utilizzando la pipetta da 1 ml. Attendere 15 s. </li><li> Pipettare direttamente sul campione 60 μl del mezzo di coltura caldo preparato (98% DMEM, 1% N-2 e 1% ampicillina). Fare attenzione a non toccare il campione con la pipetta. Sostituire i coperchi piatti di Petri interni ed esterni e incubare O / N a 37 ° C. </li><li> Riporre tutte le soluzioni di riserva nei propri luoghi, smaltire carcasse e residui di rifiuti, decontaminare il tavolo chirurgico secondo linee guida istituzionali ( ad esempio, utilizzando etanolo o ipoclorito), pulire e autoclave gli strumenti e scartare gli arnesi nel contenitore appropriato . </li></ol> 4. Aggiunta di Media Finale e Sostanze di Interesse NOTA: Gli esplosivi cochleari saranno pronti per l&#39;uso dopo 10-16 h. <ol><li> Preparare un miscuglio1% di N-2 e 1% di ampicillina (65 μl per pozzetto in un tubo di microcentrifuga, riscaldare la soluzione a 25 ° C prima dell&#39;uso), del 97% DMEM, 1% di siero di fegato fetale (FBS). </li><li> Aggiungere altre sostanze di interesse alle soluzioni per i rispettivi gruppi di trattamento. Se vengono aggiunte sostanze fluorescenti ( ad es. Virus che esprimono GFP), in una recente pubblicazione è stata utilizzata una concentrazione di 10 10 GC di virus adeno-associati (AAVs) per 48 h in 50 μL) 18 , proteggere da leggero. </li><li> Trasferire dall&#39;incubatore i piatti petri contenenti esplosivi cocleari e posizionarli sotto il cappuccio flusso laminare. </li><li> Aspirare il vecchio mezzo di coltura (senza FBS) con la pipetta dalle intarsi. </li><li> Aggiungere 60 μl per pozzetto del mezzo di preparazione (trattamento) caldo preparato (97% DMEM, 1% FBS, 1% N-2, 1% ampicillina e le sostanze di interesse). </li><li> Posizionare il piatto di Petri nell&#39;incubatore (37 ° C). </li><li> Visualizza rEgularmente sotto il microscopio per individuare segni di contaminazione, migrazione cellulare o distacco dell&#39;esplosione cochleare e eseguire la colorazione dopo un massimo di 7 giorni. </li></ol> 5. Immunofluorescenza - Giorno 1 <ol><li> Preparare la soluzione di blocco (94% di fosfato-tamponato salino (PBS), 5% normale caprino o cavallo di cavallo (NGS / NHS, a seconda degli anticorpi secondari) e 1% di tensioattivo non ionico (vedi tabella dei materiali ) Soluzione anticorpale (98,6% PBS, 1% NHS e 0,4% tensioattivo non ionico con i rispettivi anticorpi). NOTA: Gli anticorpi comprendono anti-Myo7A coniglio a una concentrazione di 1: 400+ (miosina 7A, per le cellule dei capelli interne ed esterne) e mouse anti-TuJ1 1: 200+ (β-tubulina, per SGNs) o topo (IgG1) anti (Densità postsinaptica, per postsynapse) e pollo anti-NF-H 1: 1000+ (neurofilamento, anti-NF-H 1: Per SGN e fibre nervose). &quot;+&quot; MeaNs &quot;o superiore&quot;. </li><li> Aspirare il mezzo di coltura usando una pipetta. Fare attenzione a non toccare il campione. </li><li> Sotto la cappa a flusso laminare, risciacquare due esplosioni cochleari con PBS sterile, posizionando gli esemplari su un agitatore per 5 minuti dopo ogni lavaggio. </li><li> Fissare il tessuto in 4% di paraformaldeide (PFA - CAUTION) per 20 minuti sull&#39;agitatore (sotto la cappa). Aspirare il PFA. </li><li> Applicare 60 μL di PBS agli esplosivi cocleari e posizionare il piatto di Petri su un agitatore per 5 min. Aspirare il PBS. Ripeti 3x. </li><li> Posizionare gli esplosivi cochleari in soluzione di bloccaggio preparato (94% PBS, 5% NHS e 1% di tensioattivo non ionico) per 30 minuti in agitatore. </li><li> Posizionare gli esplosivi cochleari in una soluzione anticorpale di riserva preparata (98,6% PBS, 1% NHS e 0,4% tensioattivo non ionico) con i rispettivi anticorpi primari (vortex prima dell&#39;uso) O / N su un contatore a RT. NOTA: avvolgere i piatti di Petri con gli asciugamani umidi chiusi in un involucro di plastica (o foglio di alluminio se la soluzione aggiuntaIon contiene materiali fluorescenti come i virus che esprimono GFP) per mantenere i piatti umidi e per prevenire l&#39;evaporazione della soluzione anticorpale O / N. </li></ol> 6. Immunofluorescenza - Giorno 2 <ol><li> Preparare la macchia di 4 &#39;, 6-diammino-2-fenilindolo (DAPI) (300 nM) e utilizzare la soluzione anticorpale di riserva per ottenere le corrette miscele anticorpali secondarie complementari agli anticorpi primari del punto 5.1. ( Ad esempio , anti-coniglio caprino 488 1: 200+ e anti-topo caprino 568 1: 200+ ovvero anti-mouse caprino (IgG1) 568 1: 1000+, anti-mouse caprino (IgG2a) 488 1: 500+, E anti-pollo caprino 647 1: 200+ O Phalloidin 568 1: 200+ (per cellule capelli interne ed esterne)). </li><li> Aspirare la soluzione anticorpale primaria. </li><li> Applicare 60 μL di PBS agli esplosivi cocleari e posizionare il piatto di Petri su un agitatore per 5 min. Aspirare il PBS. Ripeti 3x. </li><li> Posizionare gli esplosivi cocleari in soluzione anticorpale di riserva preparata (98,6% PBS, 1% NHS e 0,4% non tensioattivo) con le resAnticorpi secondari pectivi (vortex prima dell&#39;uso) per 1,5 ore su un contatore e proteggendoli dalla luce. </li><li> Aspirare la soluzione anticorpale secondaria e sciacquare gli esplosivi cochleari con una macchia DAPI (mettere su un agitatore per 1 min e poi aspirare). </li><li> Applicare 60 μL di PBS agli esplosivi cocleari e posizionare il piatto di Petri su un agitatore per 5 min. Aspirare il PBS. Ripeti 3x. </li><li> Usare le pinze per rimuovere le copertine con i campioni provenienti dalla piastra a 4 pozzetti, immergetele in un recipiente riempito di H 2 O distillato e asciugare le copertine verticalmente portandole a contatto con gli asciugamani. </li><li> Posizionare una goccia di mezzo di montaggio antifade sullo scivolo del microscopio e invertire le copertine per immergere il tessuto rivolto verso il basso nel mezzo. </li><li> Sigillare la copertura con un lucido chiodo che copre circonferenzialmente il bordo (senza schiacciare il campione sotto il vetro). Lasciare le diapositive che si trovano in una zona coperta lontano dalla luce per 15 - 20 minuti fino a quando non si asciugaLi metterli in una scatola o esaminare sotto il microscopio confocale. NOTA: La colorazione fluorescente è meglio conservata conservando le diapositive a 4 o -20 ° C. </li></ol> 7. Confocal Imaging <ol><li> Ottieni una panoramica e immagini ingrandite per l&#39;organo della regione Corti, comprese le neuriti e gli SGN. NOTA: Impostazioni standard per il processo di imaging: formato di 1.024 x 1.024 pixel, velocità di 400 Hz, media frame di 3, 20% di intensità laser complessiva e di solito 20X e 63X con immersione in olio (potenzialmente combinata con zoom digitale 2X). Le impostazioni dei canali per il protocollo di colorazione DAPI, Myo7A e TuJ1 sono descritte in precedenza: 405 5% DAPI, &quot;Smart Gain&quot; 766,8V, &quot;Smart Offset&quot; 0,0% - 488 15% fluoresceina isotiocianato (FITC), Smart Gain 622,2V , &quot;Smart Offset&quot; 0,0% - 561 13% tetrametilrhomadina isotiocianato (TRITC), &quot;Smart Gain&quot; 562,4V, &quot;Smart Offset&quot; 0,0%. </li><li> Unire le immagini in una z-stack usando il tastoSoftware per ottenere una proiezione di asse z. </li></ol>

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G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aging+after+noise+exposure:+acceleration+of+cochlear+synaptopathy+in+&amp;#34;recovered&amp;#34;+ears.">Aging after noise exposure: acceleration of cochlear synaptopathy in &amp;#34;recovered&amp;#34; ears.</a> J Neurosci. 35 (19), 7509-7520 (2015).</li><li>Barclay, M., Constable, R., James, N. R., Thorne, P. R., Montgomery, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+sensory+stimulation+alters+the+molecular+make-up+of+glutamatergic+hair+cell+synapses+in+the+developing+cochlea.">Reduced sensory stimulation alters the molecular make-up of glutamatergic hair cell synapses in the developing cochlea.</a> Neuroscience. , 50-62 (2016).</li><li>Zinn, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Silico+Reconstruction+of+the+Viral+Evolutionary+Lineage+Yields+a+Potent+Gene+Therapy+Vector.">In Silico Reconstruction of the Viral Evolutionary Lineage Yields a Potent Gene Therapy Vector.</a> Cell Rep. 12 (6), 1056-1068 (2015).</li><li>Wu, Z., Yang, H., Colosi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+genome+size+on+AAV+vector+packaging.">Effect of genome size on AAV vector packaging.</a> Mol Ther. 18 (1), 80-86 (2010).</li><li>Shu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Adeno-Associated+Viral+Vectors+That+Target+Neonatal+and+Adult+Mammalian+Inner+Ear+Cell+Subtypes.">Identification of Adeno-Associated Viral Vectors That Target Neonatal and Adult Mammalian Inner Ear Cell Subtypes.</a> Hum Gene Ther. , (2016).</li><li>Kao, S. Y., Soares, V. Y., Kristiansen, A. G., Stankovic, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+TRAIL-DR5+pathway+promotes+sensorineural+degeneration+in+the+inner+ear.">Activation of TRAIL-DR5 pathway promotes sensorineural degeneration in the inner ear.</a> Aging Cell. 15 (2), 301-308 (2016).</li></ol>

Gli autori non hanno niente da rivelare.

I ricercatori devono perfezionare la tecnica di dissezione prima di effettuare esperimenti che implicano esplosioni cochleari. Le cellule dei capelli sono comunemente danneggiate durante le dissezione eseguite presto nella curva di apprendimento e un momento particolarmente problematico per la loro integrità è la rimozione della membrana tectoria, che richiede mani costanti, strumenti e esperienze adeguate. Per risparmiare tempo e risorse, è necessario eseguire un controllo visivo sotto il microscopio di dissezione e...

Perdita uditiva sensoriale (SNHL) riflette danni all&#39;orecchio interno o al percorso uditivo ascendente. Mentre la perdita dell&#39;udito è il disordine sensoriale più comune nell&#39;uomo 1 , non esistono ancora terapie curative 2 . Sebbene gli impianti cerebrali cocleari o uditivi possono ristabilire un certo grado di udito ai pazienti con SNHL grave o profonda, l&#39;udienza fornita da questi dispositivi è ancora molto diversa da quella uditiva &quot;naturale&quot;, specialmente durante i tentativi di comprendere il rumore del suono o di ascoltare la musica. Mentre la degenerazione delle cellule di capelli è da tempo considerata la principale conseguenza degli eventi uditivi traumatici ( es. Esposizione a rumori elevati), vi è una crescente evidenza che le sinapsi che trasmettono informazioni dalle cellule dei capelli al nervo uditivo sono almeno altrettanto vulnerabili al trauma acustico 3 , 4 , 5 </sup<html> &gt; , 6 . Poiché le soglie audiometriche umane, l&#39;attuale standard oro per la valutazione della funzione uditiva, non prevedono danni cellulari specifici nell&#39;orecchio interno, sono necessari strumenti più raffinati per rilevare la degenerazione cellulare quanto prima e per avviare un trattamento adeguato 7 . I trattamenti farmaceutici promettenti per la perdita dell&#39;udito sono spesso testati in culture cellulari omogenee in vitro , ma tali sistemi non modellano in modo preciso il microambiente cocleare. Le cellule cochleari sono noti per secernere fattori trofici che influenzano altri tipi di cellule all&#39;interno della coclea 8 , 9 , un processo cruciale in vivo che si perde quando l&#39;organo di Corti 10 , 11 o Neuroni Ganglionici Spirali (SGNs) 12 viene coltivato in isolamento o quando Vengono analizzati i marcatori molecolariTuttavia, studi in vivo che possono essere necessari per la convalida dei dati in vitro per stabilire nuovi trattamenti personalizzati per la perdita dell&#39;udito nel perseguimento della &quot;medicina di precisione&quot; richiedono risorse e tempi significativi. Quanto sforzo è necessario per perfezionare e realizzare iniezioni a membrana di orecchio medio o rotondo con test uditivi e la successiva dissezione di cochleari integrali. L&#39;efficace screening dei composti promettenti nelle colture ex vivo organotipiche noti come esplosioni cochleari fornisce un&#39;alternativa economica e affidabile 14 , 15 , 16 , 17 . Questo articolo descrive un protocollo per generare, mantenere e valutare gli esplosivi cocleari trattati. Le applicazioni specifiche per questo modello vengono enfatizzate, tra cui l&#39;utilizzo nell&#39;ambito dello screeningDi composti potenzialmente terapeutici e la valutazione comparativa dei vettori virali per la terapia genica. Un approccio esplosivo ex vivo consente ai ricercatori di visualizzare gli effetti di un dato trattamento su diverse popolazioni cellulari in situ , facilitando l&#39;identificazione dei meccanismi specifici di tipo cellulare e la successiva affinamento di terapie mirate. Nel complesso, questa tecnica fornisce un modello per studiare la coclea ex vivo , preservando la conversazione vitale tra i diversi tipi di cellule che coesistono all&#39;interno della coclea.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Ampicillin, Sodium Salt</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>11593-027</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-CtBP2 antibody, mouse(IgG1)</td>
			<td>BD Transduction Laboratories</td>
			<td>612044</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-Myo7A antibody, rabbit</td>
			<td>Proteus Biosciences</td>
			<td>25-6790</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-NF-H antibody, chicken</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>AB5539</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-PSD95 antibody, mouse(IgG2a)</td>
			<td>Antibodies Inc.</td>
			<td>75-028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-TuJ1 antibody, mouse</td>
			<td>BioLegend</td>
			<td>801202</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell-Tak Cell and Tissue Adhesive, 5 mg</td>
			<td>Corning</td>
			<td>354241</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CELLSTAR 15 ml Centrifuge Tubes, Conical bottom, Graduation, Sterile</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>188161</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CELLSTAR Cell Culture Dish, 100x20 mm</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>664160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CELLSTAR Cell Culture Dish, 35x10 mm, four inner rings</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>627170</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CELLSTAR Cell Culture Dish, 60x15 mm</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>628160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CELLSTAR 50 ml Centrifuge Tubes, Conical bottom, Graduation, Sterile</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>227261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear Nail Polish</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>72180</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Clear Wall Glass Bottom Dishes (Glass 40mm), PELCO&#174;, Sleeve/20, 50x7 mm</td>
			<td>Ted Pella Inc.</td>
			<td>14027-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coverslips, Round, Glass, 10 mm diameter, Thickness #1, 0.13-0.16mm</td>
			<td>Ted Pella Inc.</td>
			<td>260368</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI (4&#39;,6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride)</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>D1306</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled water, 500 ml</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>15230-162&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM, high glucose, pyruvate, no glutamine, 500 ml</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>10313-039</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #4 Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11241-30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont #55 Forceps (Dumostar)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethyl alcohol, Pure, 200 proof, anhydrous, &#8805;99.5%</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>459836-1L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum, qualified, USDA-approved regions, 500 ml</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>10437-028&#160;</td>
			<td>Aliquot in 50 ml tubes and store in -20&#176;C freezer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutamate - GlutaMAX supplement, 100 ml</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>35050-061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>goat anti-chicken-647 secondary antibody</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>A-21469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>goat anti-mouse(IgG)-568 secondary antibody</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>A-11004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>goat anti-mouse(IgG1)-568 secondary antibody</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>A-21124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>goat anti-mouse(IgG2a)-488 secondary antibody</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>A-21131</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>goat anti-rabbit-488 secondary antibody</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>R37116</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>H2O, sterile, EmbryoMax Ultra Pure Water, 500ml</td>
			<td>EMD Millipore</td>
			<td>TMS-006-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HBSS, calcium, magnesium, no phenol red, 500 ml</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>14025-092</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Instrument Tray with Lid Stainless Steel</td>
			<td>Mountainside Medical</td>
			<td>TechMed4255</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro (dissecting) knife &#8211; angled 30&#176;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10056-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope slides, VistaVision, color-coded, 75 x 25 mm (3 x 1&#34;), 1 mm thick, white, pack of 72</td>
			<td>VWR</td>
			<td>16004-382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-2 Supplement (100X), 5 ml</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>17502-048</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3, Sodium Bicarbonate 7.5% solution, 100 ml</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>25080-094</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH, sodium hydroxide solution, 1 l</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>SS266-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Normal Horse Serum (NHS)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16050130</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Operating scissors</td>
			<td>Roboz Surgical Instruments Co.</td>
			<td>RS-6806</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde, Reagent Grade, Crystalline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6148</td>
			<td>Prior to use: Establish Standard Operating Procedures based on protocols available online</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS, pH 7.4, 500 ml</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>10010-023&#160;</td>
			<td>Autoclave prior to use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phalloidin, Alexa Fluor 568&#160;</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>A12380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prep Pad, Non Sterile&#160;</td>
			<td>Medline</td>
			<td>05136CS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safe-Lock Microcentrifuge Tubes, Polypropylene, 0.5 ml</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>022363719</td>
			<td>Autoclave prior to use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Safe-Lock Microcentrifuge Tubes, Polypropylene, 1.5 ml</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td>022363204</td>
			<td>Autoclave prior to use</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Blades - #15</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10015-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpel Handle - #4</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>10004-13</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stemi 2000-C Stereo Microscope</td>
			<td>Zeiss&#160;</td>
			<td>000000-1106-133</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TCS SP5 confocal microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>N/A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton-X (non-ionic surfactant)</td>
			<td>Integra</td>
			<td>T756.30.30</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VectaShield antifade mounting medium for fluorescence</td>
			<td>Vector Laboratories, Inc.</td>
			<td>H-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Zipper Bag, Reclosable, 4&#39;&#39; x 6&#39;&#39; - 2 mil. thick</td>
			<td>Zipline</td>
			<td>0609132541599</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neonatal murine cochlear explant technique as an in vitro screening tool in hearing research

Mentre negli ultimi decenni sono stati notevoli progressi nella ricerca uditiva, non esiste ancora cura per la perdita di udito sensoriale (SNHL), una condizione che tipicamente comporta danni o perdite delle delicate strutture meccanosensoriali dell&#39;orecchio interno. Nel corso degli ultimi anni sono emersi sofisticati esami in vitro e ex vivo, che hanno permesso lo screening di un numero crescente di composti potenzialmente terapeutici, minimizzando le risorse e accelerando gli sforzi per sviluppare cure per SNHL. Sebbene colture omogenee di alcuni tipi di cellule continuino a svolgere un ruolo importante nella ricerca attuale, molti scienziati ora si affidano a culture organotipiche più complesse di orecchie interne murine, noti anche come esplorazioni cochleari. La conservazione delle strutture cellulari organizzate all&#39;interno dell&#39;orecchio interno facilita la valutazione in situ di vari componenti dell&#39;infrastruttura coclea, comprese le cellule dei capelli interni ed esterni, i neuroni dei gangli spirali, i neurE supportare le cellule. Qui presentiamo la preparazione, la cultura, il trattamento e l&#39;immunostaining di esplosioni cochleari murine neonatali. L&#39;attenta preparazione di questi esplosivi facilita l&#39;individuazione di meccanismi che contribuiscono alla SNHL e costituisce uno strumento prezioso per la comunità di ricerca uditiva.

Mentre molti protocolli si concentrano sull&#39;organo di Corti explants, questa tecnica tenta di preservare l&#39;anatomia dell&#39;intero turno cochleare, inclusi gli SGN. Questo dà ai ricercatori l&#39;opportunità di analizzare gli effetti di un dato trattamento sulle neuriti e sulla somata di SGN oltre all&#39;organo di Corti. Effettuare una dissezione che conserva parte del modiolus, come descritto qui, è più tecnicamente impegnativo che esplodere l&#39;organo di Corti da solo. ...

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Tecnica di espianto cocleare murino neonatale come strumento di screening in vitro nella ricerca sull'udito | Medicina | Video

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique as an In Vitro Screening Tool in Hearing Research

L&#39;obiettivo di questo protocollo è quello di dimostrare la preparazione, la cultura, il trattamento e l&#39;immunostaining di esplosivi cochleari murine neonatali. La tecnica può essere utilizzata come uno strumento di screening in vitro nella ricerca uditiva.

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique come un<em&gt; In vitro</em&gt; Strumento di screening nella ricerca acustica

While there have been remarkable advances in hearing research over the past few decades, there is still no cure for Sensorineural Hearing Loss (SNHL), a ...

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17.4K Views.  Massachusetts Eye and Ear.  L'obiettivo di questo protocollo è quello di dimostrare la preparazione, la cultura, il trattamento e l'immunostaining di esplosivi cochleari murine neonatali. La tecnica può essere utilizzata come uno strumento di screening in vitro nella ricerca uditiva. 

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Making Sense of Listening: The IMAP Test Battery

The ability to hear is only the first step towards making sense of the range of information contained in an auditory signal. Of equal importance are the abilities to extract and use the information encoded in the auditory signal. We refer to these as listening skills (or auditory processing AP). Deficits in these skills are associated with delayed language and literacy development, though the nature of the relevant deficits and their causal connection with these delays is hotly debated.
When a child is referred to a health professional with normal hearing and unexplained difficulties in listening, or associated delays in language or literacy development, they should ideally be assessed with a combination of psychoacoustic (AP) tests, suitable for children and for use in a clinic, together with cognitive tests to measure attention, working memory, IQ, and language skills. Such a detailed examination needs to be relatively short and within the technical capability of any suitably qualified professional. Current tests for the presence of AP deficits tend to be poorly constructed and inadequately validated within the normal population. They have little or no reference to the presenting symptoms of the child, and typically include a linguistic component. Poor performance may thus reflect problems with language rather than with AP. To assist in the assessment of children with listening difficulties, pediatric audiologists need a single, standardized child-appropriate test battery based on the use of language-free stimuli.
We present the IMAP test battery which was developed at the MRC Institute of Hearing Research to supplement tests currently used to investigate cases of suspected AP deficits. IMAP assesses a range of relevant auditory and cognitive skills and takes about one hour to complete. It has been standardized in 1500 normally-hearing children from across the UK, aged 6-11 years. Since its development, it has been successfully used in a number of large scale studies both in the UK and the USA. IMAP provides measures for separating out sensory from cognitive contributions to hearing. It further limits confounds due to procedural effects by presenting tests in a child-friendly game-format. Stimulus-generation, management of test protocols and control of test presentation is mediated by the IHR-STAR software platform. This provides a standardized methodology for a range of applications and ensures replicable procedures across testers. IHR-STAR provides a flexible, user-programmable environment that currently has additional applications for hearing screening, mapping cochlear implant electrodes, and academic research or teaching.

A test battery (IMAP) for performing an in-depth assessment of auditory and cognitive abilities contributing to listening skills is described. It is quick to administer, child-friendly and free from linguistic confounds. Stimulus generation and protocol management are controlled via a software platform (IHR-STAR) to ensure replicable procedures.

Making Sense di Ascolto: La batteria di test IMAP

The ability to hear is only the first step towards making sense of the range of information contained in an auditory signal. Of equal importance are the ...

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Medicina

A Strategy to Identify de Novo Mutations in Common Disorders such as Autism and Schizophrenia

There are several lines of evidence supporting the role of de novo mutations as a mechanism for common disorders, such as autism and schizophrenia. First, the de novo mutation rate in humans is relatively high, so new mutations are generated at a high frequency in the population. However, de novo mutations have not been reported in most common diseases. Mutations in genes leading to severe diseases where there is a strong negative selection against the phenotype, such as lethality in embryonic stages or reduced reproductive fitness, will not be transmitted to multiple family members, and therefore will not be detected by linkage gene mapping or association studies. The observation of very high concordance in monozygotic twins and very low concordance in dizygotic twins also strongly supports the hypothesis that a significant fraction of cases may result from new mutations. Such is the case for diseases such as autism and schizophrenia. Second, despite reduced reproductive fitness1 and extremely variable environmental factors, the incidence of some diseases is maintained worldwide at a relatively high and constant rate. This is the case for autism and schizophrenia, with an incidence of approximately 1% worldwide. Mutational load can be thought of as a balance between selection for or against a deleterious mutation and its production by de novo mutation. Lower rates of reproduction constitute a negative selection factor that should reduce the number of mutant alleles in the population, ultimately leading to decreased disease prevalence. These selective pressures tend to be of different intensity in different environments. Nonetheless, these severe mental disorders have been maintained at a constant relatively high prevalence in the worldwide population across a wide range of cultures and countries despite a strong negative selection against them2. This is not what one would predict in diseases with reduced reproductive fitness, unless there was a high new mutation rate. Finally, the effects of paternal age: there is a significantly increased risk of the disease with increasing paternal age, which could result from the age related increase in paternal de novo mutations. This is the case for autism and schizophrenia3. The male-to-female ratio of mutation rate is estimated at about 4&#x2013;6:1, presumably due to a higher number of germ-cell divisions with age in males. Therefore, one would predict that de novo mutations would more frequently come from males, particularly older males4. A high rate of new mutations may in part explain why genetic studies have so far failed to identify many genes predisposing to complexes diseases genes, such as autism and schizophrenia, and why diseases have been identified for a mere 3% of genes in the human genome. Identification for de novo mutations as a cause of a disease requires a targeted molecular approach, which includes studying parents and affected subjects. The process for determining if the genetic basis of a disease may result in part from de novo mutations and the molecular approach to establish this link will be illustrated, using autism and schizophrenia as examples.

Molecular genetic strategy for finding de novo mutations causing common disorders such as autism and schizophrenia.

Una strategia per identificare le mutazioni de novo nei disturbi comuni come autismo e schizofrenia

There are several lines of evidence supporting the role of de novo mutations as a mechanism for common disorders, such as autism and schizophrenia. First, ...

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As such, primary or &#39;neuronal-like&#39; cell culture systems are commonly utilized. While&#160;these systems are relatively easy to work with, and are useful model systems in which various functional outcomes (such as cell death) can be readily quantified, the examined outcomes and pathways in cultured immature neurons (such as excitotoxicity-mediated cell death pathways) are not necessarily the same as those observed in mature brain, or in intact tissue. Therefore, there is the need to develop models in which cellular mechanisms in mature neural tissue can be examined. We have developed an in vitro technique that can be used to investigate a variety of molecular pathways in intact nervous tissue. The technique described herein utilizes rat cortical tissue, but this technique can be adapted to use tissue from a variety of species (such as mouse, rabbit, guinea pig, and chicken) or brain regions (for example, hippocampus, striatum, etc.). Additionally, a variety of stimulations/treatments can be used (for example, excitotoxic, administration of inhibitors, etc.). In conclusion, the brain slice model described herein can be used to examine a variety of molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.

Excitotoxic Stimulation of Brain Microslices as an In vitro Model of Stroke

We have developed a brain slice model which can be used to examine molecular mechanisms involved in excitotoxicity-mediated brain injury.&#160;This technique generates viable mature brain tissue and reduces animal numbers required for experimentation, whilst keeping the neuronal circuitry, cellular interactions, and postsynaptic compartments partly intact.

Eccitotossica stimolazione del cervello Microslices come<em&gt; In vitro</em&gt; Modello di Corsa

Examining molecular mechanisms involved in neuropathological conditions, such as ischemic stroke, can be difficult when using whole animal systems. As ...

Dissection and Explant Culture of Murine Allantois for the In Vitro Analysis of Allantoic Attachment

The placenta is essential for the growth and development of mammalian embryos. For this reason, numerous genetic alterations and likely also environmental insults that disturb placenta development or function can cause early pregnancy loss in mice and humans. Nevertheless, simple in vitro assays to screen for potential effects on placenta formation are lacking. Here, we focus on modeling the first and critical step in placenta formation, which consists of the attachment of the allantois to the chorion. We describe a method to rapidly assess the attachment of allantoic explants on immobilized &#945;4&#946;1 integrin, which serves as a chorio-mimetic substrate.This in vitro approach enables a qualitative evaluation of the attachment and spreading behavior of multiple allantois explants at different consecutive time points. The protocol may be used to investigate the effect of targeted mouse mutations, drugs, or various environmental factors that have been linked to pregnancy complications or fetal loss on allantois attachment ex vivo.

Dissection and Explant Culture of Murine Allantois for the In Vitro Analysis of Allantoic Attachment

We describe an in vitro assay to model chorioallantoic attachment, the first step in placenta formation. The protocol demonstrates the dissection and explant culture of murine allantoides on immobilized &#945;4&#946;1 integrin. Allantois attachment is evaluated microscopically at pre-determined time points.

Dissezione e cultura Explant della Allantois murino per l'analisi In Vitro di allantoico allegato

The placenta is essential for the growth and development of mammalian embryos. For this reason, numerous genetic alterations and likely also environmental ...

Vagus Nerve Stimulation As an Adjunctive Neurostimulation Tool in Treatment-resistant Depression

Vagus nerve stimulation (VNS) is an approved neurostimulation therapy. The purpose of the method is to treat patients with therapy-resistant depression (TRD). VNS exhibits antidepressive and stabilizing effects. This method is particularly useful as a long-term treatment, in which up to two-thirds of patients respond. The vagus nerve stimulator is positioned on the left vagus nerve during a surgical procedure and is activated telemetrically by a wand connected to a handheld computerized device. The treating physician can perform various adjustments of the vagus nerve stimulator during in-office visits (e.g., by modifying stimulation intensity or stimulation frequency) to achieve maximum therapeutic effects with low side effects. Set-up of the device usually takes several months. Typical side effects include wound infection, temporary salivation, coughing, paralysis of the vocal cords, bradycardia, or even asystole. The patient can stop the VNS by placing a magnet over the generator. The current protocol describes delivery of the specific stimulation tool and methods for adjusting the tuning parameters to achieve the best remission rates in patients with TRD.

Vagus nerve stimulation (VNS) has been shown to be effective as an adjunct treatment for treatment-resistant depression (TRD). VNS leads to antidepressive and antisuicidal effects and quality of life improvements. This protocol offers a step-by-step guide to managing and adjusting a vagus nerve stimulator for efficient treatment of TRD.

Stimolazione del nervo vago come un attrezzo di neurostimolazione Adjunctive nella depressione trattamento-resistente

Vagus nerve stimulation (VNS) is an approved neurostimulation therapy. The purpose of the method is to treat patients with therapy-resistant depression ...

Murine Precision-Cut Liver Slices as an Ex Vivo Model of Liver Biology

Understanding the mechanisms of liver injury, hepatic fibrosis, and cirrhosis that underlie chronic liver diseases (i.e., viral hepatitis, non-alcoholic fatty liver disease, metabolic liver disease, and liver cancer) requires experimental manipulation of animal models and in vitro cell cultures. Both techniques have limitations, such as the requirement of large numbers of animals for in vivo manipulation. However, in vitro cell cultures do not reproduce the structure and function of the multicellular hepatic environment. The use of precision-cut liver slices is a technique in which uniform slices of viable mouse liver are maintained in laboratory tissue culture for experimental manipulation. This technique occupies an experimental niche that exists between animal studies and in vitro cell culture methods. The presented protocol describes a straightforward and reliable method to isolate and culture precision-cut liver slices from mice. As an application of this technique, ex vivo liver slices are treated with bile acids to simulate cholestatic liver injury and ultimately assess the mechanisms of hepatic fibrogenesis.

This protocol provides a simple and reliable method for the production of viable precision-cut liver slices from mice. The ex vivo tissue samples can be maintained under laboratory tissue culture conditions for multiple days, providing a flexible model to examine liver pathobiology.

Murine Precision-Cut Liver Slices come un modello Ex Vivo di biologia del fegato

Understanding the mechanisms of liver injury, hepatic fibrosis, and cirrhosis that underlie chronic liver diseases (i.e., viral hepatitis, non-alcoholic ...

Measurement of Strial Blood Flow in Mouse Cochlea Utilizing an Open Vessel-Window and Intravital Fluorescence Microscopy

Transduction of sound is metabolically demanding, and the normal function of the microvasculature in the lateral wall is critical for maintaining endocochlear potential, ion transport, and fluid balance. Different forms of hearing disorders are reported to involve abnormal microcirculation in the cochlea. Investigation of how cochlear blood flow (CoBF) pathology affects hearing function is challenging due to the lack of feasible interrogation methods and the difficulty in accessing the inner ear. An open vessel-window in the lateral cochlear wall, combined with fluorescence intravital microscopy, has been used for studying CoBF changes in vivo, but mostly in guinea pig and only recently in the mouse. This paper and the associated video describe the open vessel-window method for visualizing blood flow in the mouse cochlea. Details include 1) preparation of the fluorescent-labeled blood cell suspension from mice; 2) construction of an open vessel-window for intravital microscopy in an anesthetized mouse, and 3) measurement of blood flow velocity and volume using an offline recording of the imaging. The method is presented in video format to show how to use the open window approach in mouse to investigate structural and functional changes in the cochlear microcirculation under normal and pathological conditions.

An open vessel-window approach using fluorescent tracers provides sufficient resolution for cochlear blood flow (CoBF) measurement. The method facilitates the study of structural and functional changes in CoBF in mouse under normal and pathological conditions.

Misurazione del flusso sanguigno striale nella coclea di topo utilizzando una finestra del vaso aperta e microscopia a fluorescenza intravitale

Transduction of sound is metabolically demanding, and the normal function of the microvasculature in the lateral wall is critical for maintaining ...

Performing Intracochlear Electrocochleography During Cochlear Implantation

Electrocochleography (ECochG) measures inner ear potentials generated in response to acoustic stimulation of the ear. These potentials reflect the residual function of the cochlea. In cochlear implant candidates with residual hearing, the implant electrode can directly measure ECochG responses during the implantation process. Various authors have described the ability to monitor the inner ear function by continuous ECochG measurements during the surgery. The measurement of ECochG signals during surgery is not trivial. There are no interpretable signals in up to 20% of cases. For a successful recording, a standardized procedure is recommended to achieve the highest measurement reliability and avoid possible pitfalls. Therefore, seamless collaboration between the CI surgeon and CI technician is key. This video consists of an overview of the system setup and a stepwise procedure of performing intracochlear ECochG measurements during CI surgery. It shows the surgeon's and the CI technician's roles in the process, and how a smooth collaboration between the two is made possible.

Electrocochleography (ECochG) measures inner ear potentials generated in response to acoustic stimulation. In cochlear implant (CI) candidates, such inner ear potentials can be measured directly with the implant electrodes. In this video, we systematically explain how to perform ECochG recordings during CI surgery.

Esecuzione dell'elettrococleografia intraccleale durante l'impianto cocleare

Electrocochleography (ECochG) measures inner ear potentials generated in response to acoustic stimulation of the ear. These potentials reflect the ...

Modified Technique for the Use of Neonatal Murine Hearts in the Langendorff Preparation

The use of the ex-vivo retrograde perfused heart has long been a cornerstone of ischemia-reperfusion investigation since its development by Oskar Langendorff over a century ago. Although this technique has been applied to mice over the last 25 years, its use in this species has been limited to adult animals. Development of a successful method to consistently cannulate the neonatal murine aorta would allow for the systematic study of the isolated retrograde perfused heart during a critical period of cardiac development in a genetically modifiable and low-cost species. Modification of the Langendorff preparation enables cannulation and establishment of reperfusion in the neonatal murine heart while minimizing ischemic time. Optimization requires a two-person technique to permit successful cannulation of the newborn mouse aorta using a dissecting microscope and a modified commercially available needle. The use of this approach will reliably establish retrograde perfusion within 3 min. Because the fragility of the neonatal mouse heart and ventricular cavity size prevents direct measurement of intraventricular pressure generated using a balloon, use of a force transducer connected by a suture to the apex of the left ventricle to quantify longitudinal contractile tension is necessary. This method allows investigators to successfully establish an isolated constant-flow retrograde-perfused newborn murine heart preparation, permitting the study of developmental cardiac biology in an ex-vivo manner. Importantly, this model will be a powerful tool to investigate the physiological and pharmacological responses to ischemia-reperfusion in the neonatal heart.

The present protocol describes aortic cannulation and retrograde perfusion of the ex-vivo neonatal murine heart. A two-person strategy, using a dissecting microscope and a blunted small gauge needle, permits reliable cannulation. Quantification of longitudinal contractile tension is achieved using a force transducer connected to the apex of the left ventricle.

Tecnica modificata per l'uso di cuori murini neonatali nella preparazione di Langendorff

The use of the ex-vivo retrograde perfused heart has long been a cornerstone of ischemia-reperfusion investigation since its development by Oskar ...

Effect of Hyaluronic Acid 35 kDa on an In Vitro Model of Preterm Small Intestinal Injury and Healing Using Enteroid-Derived Monolayers

In vitro scratch wound assays are commonly used to investigate the mechanisms and characteristics of epithelial healing in a variety of tissue types. Here, we describe a protocol to generate a two-dimensional (2D) monolayer from three-dimensional (3D) non-human primate enteroids derived from intestinal crypts of the terminal ileum. These enteroid-derived monolayers were then utilized in an in vitro scratch wound assay to test the ability of hyaluronan 35 kDa (HA35), a human milk HA mimic, to promote cell migration and proliferation along the epithelial wound edge. After the monolayers were grown to confluency, they were manually scratched and treated with HA35 (50 &#181;g/mL, 100 &#181;g/mL, 200 &#181;g/mL) or control (PBS). Cell migration and proliferation into the gap were imaged using a transmitted-light microscope equipped for live-cell imaging. Wound closure was quantified as percent wound healing using the Wound Healing Size Plugin in ImageJ.&#160;The scratch area and rate of cell migration and the percentage of wound closure were measured over 24 h. HA35 in vitro accelerates wound healing in small intestinal enteroid monolayers, likely through a combination of cell proliferation at the wound edge and migration to the wound area. These methods can potentially be used as a model to explore intestinal regeneration in the preterm human small intestine.

Effect of Hyaluronic Acid 35 kDa on an In Vitro Model of Preterm Small Intestinal Injury and Healing Using Enteroid-Derived Monolayers

This protocol describes a method to establish and perform a scratch wound assay on two-dimensional (2D) monolayers derived from three-dimensional (3D) enteroids isolated from non-human primate ileum.

Effetto dell'acido ialuronico 35 kDa su un modello in vitro di danno intestinale pretermine e guarigione mediante monostrati di derivazione enteroide

In vitro scratch wound assays are commonly used to investigate the mechanisms and characteristics of epithelial healing in a variety of tissue types. ...

Neonatal Murine Cochlear Explant Technique come un

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