私たちは、原稿を準備する際に彼の助けのために博士マイケルウーテンに感謝します。この作品は、NIH 2RO1NS033661（MWW）によってサポートされていました。

1。収穫前のセットアップ<ol><li>ニューロンの収穫のために出生前の子犬を生成するために、前ニューロンの分離日〜19日成体マウスの間で繁殖をスケジュールします。 （C57BL / 6マウスの年齢2から8月は、このプロトコルを開発する目的のために交配に使用された）。成功した交配、妊娠中の女性、動悸や視覚的な確認に膣栓を検出することによって確認することができます。 </li><li>ニューロンの分離に先立っ日： <ol class="ualpha"><li>のために免疫蛍光アプリケーション、3:1コラーゲン1、ラットテールの光コーティングを施した24ウェルプレートにコートカバーガラス：ポリ-D-リジンソリューションを提供します。 </li><li>細胞培養アプリケーションのための、3:1コラーゲン1、ラットテールの光コーティングを施したコート、適切なサイズの組織培養プラスチック食器：ポリ-D-リジンソリューションを提供します。 </li></ol></li><li>一晩紫外光下での組織培養フード内で明らかにプレートを置きます。 </li><li>前の無菌ハンクスバランス塩溶液（HBSS）でプレートを洗浄使用します。コー​​トしたプレートをHBSSで満たされ、暗闇の中で4℃で一週間まで保存することができます。 </li></ol> 2。組織の収穫<ol><li>不妊は、常にプライマリ培養細胞の成長因子であり、そのように、最大​​限の注意は、ほとんどの無菌環境を可能に確保するために行使されるべきである。無菌操作には十分注意して、このプロトコルのための神経組織の最初の解剖と収穫は、汚染の最小限のリスクで層流フードの外側に完了することができます。最初の収穫後、後続のすべてのステップは、細胞培養の定格ボンネット内の最大無菌条件下で行われるべきである。 </li><li>断頭により約19日後に受精で妊娠したマウスを安楽死させる。麻酔が（Stratmannら、2010）脳の細胞死を引き起こすことが知られているように妊娠したメスを安楽死させるために麻酔の使用は推奨されていません。滅菌解剖ハサミとピンセットを使用して、の中間腹側の開口部を作成するマウスは完全に体腔を明らかにする。インスツルメンツは、アルコールと火気を使用して滅菌することができる。 </li><li>出生仔マウスの体腔の後部に向かって配置され、子宮に簡単に表示されるはずです。オートクレーブ滅菌したピンセットで、子宮を開いて、子犬を削除します。解剖顕微鏡下で滅菌ガーゼで頭を除去し、新鮮な滅菌はさみと場所で子犬を首をはねる。滅菌、高圧蒸気滅菌装置は、炎、アルコールとの前に裸火を使用して洗浄し、使用中にすることができます。 </li><li>首の後ろから鼻に滅菌ハサミまたは子犬のメスは、オープン頭蓋を使用します。この手順は、通常、椎孔にはさみのワンチップを挿入して、前方に進んで完了することができます。慎重にピンセットで脳全体を削除します。滅菌ガーゼ上に脳を配置します。滅菌メスを用いて、小脳を取り外し、2つの半球（ 図1）にそれを分離するために脳の正中線を切開<html> 。 </li><li>滅菌ピンセットで海馬を取り巻く髄膜の小さなセクションをつかみ、静かに引き出します。これは厳密には海馬を分離する前に、髄膜を除去する必要はありませんが、髄膜の存在は、膜の靭性に起因する海馬の解剖がより困難にすることができます。髄膜が除去された後、いずれの場合も、海馬がより明確に見えるようになります。海馬は半球と腹曲げます（ 図2）の遠位部で開始され湾曲した構造である。内側の、凹面側（尾）が心室に直面しているとして、それはすでに無料です。したがって、海馬を分離するために、1つは、凸の外側に沿って切断する必要があります。解剖した後、穏やかに細胞培養フードの下（37℃）HBSS温め小さな組織培養皿に無菌の組織鉗子、転送、各海馬を持ち上げます。脳組織は、複数の子犬を組み合わせることができます。 </li></ol>&quot;&gt; 3。組織解離<ol><li>滅菌メスを用いて、穏やかに100mmの組織培養ディッシュの滅菌HBSS 3ml中で脳組織をミンチ。 </li><li> 15 mlコニカルチューブにみじん切りにした組織とHBSSを転送します。 HBSS 1.5 mlおよび5 mlの全体積の0.25％トリプシン溶液0.5mlを追加します。 </li><li>キャップと穏やかに4-5回は、混在させるチューブを反転させます。消化された組織から放出されるDNAは気泡に付着し、みじん切りにした組織が ​​チューブの底部（ 図3）へのセトリングの代わりにフロートするようになりますように気泡を生成しないようにしてください。 </li><li> 5分ごとに上記のように、15分間37℃で反転チューブを海馬組織をインキュベートします。 </li><li>組織がチューブの底に沈殿することができます。 </li><li>慎重にチューブの底に邪魔されずに組織を残して、滅菌ピペットを用いて余分な溶液を除去します。 </li><li> 5分間37℃HBSS 5mlで組織ペレットを洗浄します。合計3回繰り返します。組織が完全に解決することができ次の洗浄工程に進む前に、毎回チューブの底に。 </li><li>組織ペレットから最終的な洗浄を削除し、新鮮なHBSS 2mlのと交換してください。 </li></ol> 4。ニューロン粉砕<ol><li>粉砕の手順を開始する前に、火災洗練されたパスツールピペットを準備する必要があります。 Bunsonバーナーを使用して、ピペットの開口部の直径が（ 図4b）わずかに四捨五入されているサイズとピペットの開口部の縁に約0.5 mmになるまで火炎中で無菌の9インチのパスツールピペットの先端（ 図4a）を保持する 。粉砕プロセスを開始する前に、完全にクールにピペットを許可します。 </li><li>通常の滅菌9インチのパスツールピペットを使用して、そっとティッシュを7回の合計をひいて粉にする。大きい組織片は、この時点で正常であり、前の次のステップに移動するにチューブの底に沈降させなければなりません。 </li><li>新鮮な滅菌50 mlコニカルチューブに上清を移します。 </li><li&gt;残りの組織に、滅菌HBSS 2mlを追加して、火災洗練されたパスツールピペットを用いて5回の合計をひいて粉にする。 </li><li>残りのすべての大きい組織片がチューブの底に沈殿し、4ミリリットル解離神経細胞の合計は、前の上清上清組み合わせることができます。 </li></ol> 5。細胞のプレーティング<ol><li>血球計算板を用いた解離細胞をカウントします。 </li><li>一般的なルールとして、一度セル番号が決定されている、メッキ後に発生する可能性があり、任意の細胞死を考慮して最終的な数値から20％を減算します。 </li><li>細胞は、以下の推奨事項を使用してめっきすることができる。 24ウェルプレートでカバースリップのために- 6×10 4細胞/ウェル0.5mlの 3ミリリットルの4×10 5細胞/プレート- 60mmの組織培養プレート用 100mmの組織培養プレートのために- 6×10 6細胞/プレート6 mlの</li><li> Neurobasalめっきメディア（Neurobasalの指定されたボリュームで適切な細胞数を混在させるB27サプリメントを含む培地[1ミリリットル/ 50ミリリットル]は、0.5 mMのグルタミン溶液、25μMグルタミン酸（氏は147.13グラム/モル）、ペニシリン（10,000単位/ ml）/ストレプトマイシン（10,000μg/ ml）を[250 /μlの50ミリリットル] 、1mMのHEPES（氏は238.3グラム/モル）、10％の熱不活性化ドナーウマ血清）、プレートにセルを追加。渦巻板は穏やかに均等に細胞を分散します。 HI-ドナーウマ血清、成長の最初の24時間の間に細胞を濃縮するめっきメディアに追加されます。細胞は、その後、血清から引き離されると、各メディア交換時の血清のシリアル還元することにより無血清環境に戻りました。それが高濃度でグルタミン酸はここで追加された低濃度で、神経細胞の培養に有毒であるが、それは非神経細胞11の付着を阻害することにも留意すべきである。しかし、それは唯一の細胞の神経毒性を防止するために、任意の餌メディアから取り残さ文化やその後の最初の24時間のめっきメディアに追加する必要があります。 </li><li> P5％CO 2インキュベーターで一晩37℃でニューロンを、レース。 </li><li>細胞からのメディアの半分のボリュームを削除しNeurobasal摂食媒体の同じボリュームに置き換えます（B27サプリメントを含むNeurobasalメディア[1ミリリットル/ 50ミリリットル]は、0.5 mMのグルタミン溶液、ペニシリン（10,000単位/ ml）/ストレプトマイシン（10,000μgの/ ml）を[250 /μlの50ミリリットル]、1 mMのHEPES（氏は238.3グラム/モル）。 </li><li>ニューロンは、古いメディアの半分を除去し、新鮮なNeurobasal摂メディアの同じボリュームでそれを置き換えることにより、4日ごとに供給する必要があります。神経プロセスは、1日目（ 図5a）の上に見えると10日目（ 図5b）によって普及を開始する必要があります。 </li></ol> 6。代表的な結果成長する能力と文化の主要な神経細胞は、神経科学の不可欠な一部となっています。初代培養では、研究者は、特定の細胞経路を分析するために化学修飾と治療、ターゲットLOCを許可する制御された環境でalizationと成長パターン。これらの手順の多くは、細胞応答における特定の変化を視覚化するための洗練された方法論を活用しています。このケースでは、海馬ニューロンは、無傷の脳で分析することは困難、不可能でないと証明する特定の神経経路を研究するために使用されています。脳の特定の領域からのニューロンの近くに均質な集団の調製は、脳機能を研究するために重要です。個々のニューロン内の分子の影響は、メモリや学習などの高次の経路の輪郭を描くに尽力することができます。このプロトコルは、グリア細胞のフィーダー層を必要とせず、海馬ニューロンの比較的純粋な文化をもたらしたように、これらのニューロンは、簡単に免疫蛍光研究のために利用されています。ただし、複数の細胞型を含む臓器からのすべての初代培養と同様に、以下の所望の細胞によっていくつかの汚染が発生する可能性があります。神経細胞の分離では、グリア細胞による汚染は、一般的な問題になる可能性があります。グリア細胞Cその形態は、ターゲットニューロン（ 図6）から大幅に異なるため、容易に文化の顕微鏡可視化時に検出することができます。グリア細胞の混入の影響は、文化の計画された使用に依存します。細胞は、免疫蛍光検査のために使用されている場合は、グリア細胞の汚染は、個々のニューロンを撮影しようとして不便以外の何ものでもすることはできません。神経細胞の培養が生化学分析のために使用される場合は、グリア細胞による有意な汚染が結果に大きな変化を引き起こす可能性があります。グリア細胞の汚染に対処する方法は、議論の中でさらに説明されています。 一度神経細胞が正常に分離し、培養で増殖されているが、1典型的なアプリケーションでは、免疫蛍光技術の細胞過程を調べることです。 図7に示すように、このようなミトコンドリアなどの細胞小器官は、修正する前に培地に追加された重要な染料を用いて染色することができますation。内因性細胞タンパク質は、標準的な免疫蛍光技術（ 図8）を使用して固定された細胞から視覚化することができます。一度神経細胞が固定され、目的のタンパク質に特異的な抗体は、細胞に導入することができ、これらのタンパク質は蛍光顕微鏡を用いて可視化することができます。培養神経細胞はまた、神経機能の個々のタンパク質の影響を調べるために手段を研究者を提供しています。 DNAトランスフェクション、エレクトロポレーションまたはウイルスの伝達などの様々な技術を使用して、タンパク質は神経細胞（ 図9）で過剰発現することができます。どのように神経細胞が過剰発現したタンパク質の影響に対応する脳が応答して薬物治療のための細胞標的を識別するための可能性を提供することがどのように直接的な推論をすることができます。実験でこれらの種類の詳細については本稿の範囲を越えて行くが、彼らはこの技術により調製文化がダウンsの広い配列に適していることを示していないtreamアプリケーション。しかし、このプロトコルの全体的なシンプルさは、同様に、これらの神経細胞の培養を準備するために必要な短い期間は、この今日の神経科学研究室で使用するための理想的な方法を確認します。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig1.jpg" /> 図1出生前のマウスの脳の解剖。最初の切開は、2つの半球にそれを分離脳の正中線ダウンしています。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig2.jpg" /> 図2出生前のマウス脳内の海馬の場所。線条体、海馬を可視化するために脇に移動され、各半球の遠位領域内の湾曲した &quot;インゲン豆&quot;タイプの構造によって記載されています。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig3.jpg" /> 図3。トリプシン溶液中での海馬組織の解離。 <pクラス= &quot;jove_content&quot;&gt; <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig4.jpg" /> 図4：パスツールピペットのヒントは、海馬組織の粉砕に使用されます。 （1）通常のパスツールピペットの先端。 （b）のファイアーポリッシュパスツールピペットの先端。丸みを帯びたエッジとピペットの開口部の大きさの約50％の減少に注意してください。 <img alt="図5" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig5.jpg" /> 図5は、この手順およびNBメディアでメッキを用いて単離海馬ニューロン。 （a）細胞の増殖1日後にメッキ。神経プロセスは、1日目に見えるように開始します。 （b）セルの成長10日後にメッキ、神経突起は分岐と重複している。 <img alt="図6" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig6.jpg" /> 図6。7日間培養したグリア細胞で汚染されたとオルガネラマーカーMitoTrackerのレッドCM-H2XRos（Invitrogen社＃M7515）とtransfeで染色した海馬ニューロンリポフェクトアミン2000（Invitrogen社＃11668019）を用いてGFP-LC3とCTED。ミトコンドリアはすべてのセルで表示されているしかし、単一のニューロンが正常に蛍光構築物でトランスフェクトした。グリア細胞の混入を視覚化するのが難しい神経突起におけるGFP-LC3の発現解析を行います。 <img alt="図7" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig7.jpg" /> 図7海馬ニューロンは、7日間増殖させ、細胞小器官マーカーMitoTrackerのレッドCM-H 2 XRos（Invitrogen社＃M7513）で染色した。この重要な色素は、組織培養細胞に積極的にミトコンドリアを染色するために使用されます。細胞を4％パラホルムアルデヒド/ PBSで固定し、蛍光顕微鏡により可視化した。ミトコンドリアで酸化されるまで色素自体は非蛍光性である。アクティブなミトコンドリアは、ニューロンのプロセスを通して見ることができます。 <img alt="図8" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig8.jpg" /> 図8。 </strオングは、7日間栽培&gt;海馬ニューロンは、4％パラホルムアルデヒド/ PBS及びモノクローナル抗チューブリンβ抗体（Sigma社＃T0198）で免疫染色で固定した。以下の一次抗体、オレゴングリーン標識ヤギ抗マウス二次抗体（Invitrogen社＃O11033）を添加し、蛍光顕微鏡により可視化した。 <img alt="図9" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig9.jpg" /> 図9。海馬ニューロンの培養は5日間成長し、リポフェクトアミン2000（Invitrogen社製＃11668019）を使用して構築したGFP-LC3βDNAトランスフェクションした。 7日目に、細胞は、その外膜に組み込まれたGFPタグ付きのLC3βで4％パラホルムアルデヒド/ PBSとaggresomesを使用して固定した蛍光顕微鏡を用いて可視化した。 Aggresomesは細胞体と神経突起全体に配置されており、矢印で示されます。

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T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+anesthetic+properties:+The+effects+of+isoflurane+on+brain+cell+death,+neurogenesis+and+long-term+neurocognitive+function.">Beyond anesthetic properties: The effects of isoflurane on brain cell death, neurogenesis and long-term neurocognitive function.</a> Anesthesia and Analgesia. 110, 431-437 (2009).</li><li>Wallace, T. L., Johnson, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cytosine+arabinoside+kills+postmitotic+neurons:+evidence+that+deoxycytidine+may+have+a+role+in+neuronal+survival+that+is+independent+of+DNA+synthesis.">Cytosine arabinoside kills postmitotic neurons: evidence that deoxycytidine may have a role in neuronal survival that is independent of DNA synthesis.</a> J. Neurosci. 9, 115-124 (1989).</li></ol>

利害の衝突が宣言されません。

海馬の培養は20年以上分子生物学で使用されている。原理的には、神経細胞培養物は、脳のどの部分から作ることができますが、海馬の培養物は、海馬7の神経細胞集団の比較的単純なアーキテクチャにより、最も人気があることが実証されています。海馬培養は、通常、後期胚組織から作られています。この組織は解離しやすくなり、成熟した脳組織1よりも少ないグリア細?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 試薬の名前 </td><td> ベンダー </td><td> カタログ番号 </td></tr><tr><td>ラットテールコラーゲン1 </td><td> BDバイオサイエンス</td><td> 354236 </td></tr><tr><td>ポリ-D-リジンソリューション</td><td>ケミコン</td><td> -003-E </td></tr><tr><td>ハンクス平衡塩溶液</td><td>インビトロジェン</td><td> 14175-095 </td></tr><tr><td>トリプシン溶液（1X）0.25％、液体</td><td>インビトロジェン</td><td> 15050-065 </td></tr><tr><td> NeuroBasalミディアム（1X）液体</td><td>インビトロジェン</td><td> 21103-049 </td></tr><tr><td> B27サプリメント（50X）液体</td><td>インビトロジェン</td><td> 17504-044 </td></tr><tr><td>液体L-グルタミン200mMの（100X） </td><td>インビトロジェン</td><td> 25030-149 </td></tr><tr><td>ペニシリン（10,000単位/ ml）/ストレプトマイシン（10,000μg/ ml）を</td><td>インビトロジェン</td><td> 15140-148 </td></tr><tr><td> HI-ドナーウマ血清</td><td>アトランタバイオ</td><td> S12150H </td></tr></tbody></table>

isolation and culture of hippocampal neurons from prenatal mice

ラットおよびマウスの海馬ニューロンの初代培養は広く神経生物学で細胞メカニズムを明らかにするために使用されています。個々のニューロンを分離し、成長させることにより、研究者は細胞輸送、細胞の構造と生化学的な様々な技術を使用して、個々のタンパク質の局在化に関連するプロパティを分析することができます。このような実験の結果から、記憶や学習の神経基盤を扱う理論をテストするために重要である。しかし、実験のこれらの形態から明白な結果は、他の脳細胞の種類によって最小汚染と神経細胞の培養物を成長させる能力を前提としています。このプロトコルでは、我々は、汚染の細胞タイプ（すなわち、アストロサイト）を最小限に抑えながら、健全な神経細胞の成長を最適化するために、ニューロンの成長と胚の海馬組織を慎重に解剖用に設計された特定のメディアを使用しています。マウス胎児海馬組織は、ジのサンプルの大きさのために類似したげっ歯類の組織より単離することが難しくなる可能性がありますssection。我々は、胚性19日目（E19）仔マウスから海馬の詳細な解剖の技術を示しています。一度海馬組織が分離されている個々のセルに最小ダメージを提供しながら、神経細胞の穏やかな解離は、トリプシンと結合組織から独立した細胞に設計された機械的破壊の希釈濃度で達成されます。混乱に使用するピペットを準備する方法の詳細な説明が含まれています。最適なメッキ密度が成功した細胞培養を最大化するための免疫蛍光のプロトコルのために用意されています。プロトコルは、マウス海馬組織から神経細胞の培養のための、高速（約2時間）と効率的な手法を提供しています。

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Isolation and Culture of Hippocampal Neurons from Prenatal Mice

私達は非常にフィーダーグリア細胞層を使用せずに出生マウスの脳から海馬神経細胞の精製培養のためのプロトコルを提供しています。

胎児マウスから海馬ニューロンの単離および培養

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

70.0K ビュー.  Auburn University. 私達は非常にフィーダーグリア細胞層を使用せずに出生マウスの脳から海馬神経細胞の精製培養のためのプロトコルを提供しています。

ビデオ: Isolation and Culture of Hippocampal Neurons from Prenatal Mice

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies of these neurons are located in the dorsal spinal cord and their axons follow stereotyped trajectories during embryonic development. Commissural axons initially project ventrally towards the floorplate. After crossing the midline, these axons turn anteriorly and project towards the brain. Each of these steps is regulated by the action of several guidance cues. Cultures highly enriched in commissural neurons are ideally suited for many experiments addressing the mechanisms of axon pathfinding, including turning assays, immunochemistry and biochemistry. Here, we describe a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. First, the spinal cord is isolated and dorsal strips are dissected out. The dorsal tissue is then dissociated into a cell suspension by trypsinization and mechanical disruption. Neurons are plated onto poly-L-lysine-coated glass coverslips or tissue-culture dishes. After 30 hours in vitro, most neurons have extended an axon. The purity of the culture (Yam et al. 2009), typically over 90%, can be assessed by immunolabeling with the commissural neuron markers DCC, LH2 and TAG1 (Helms and Johnson, 1998). This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of commissural axon growth and guidance during spinal cord development.

This video demonstrates a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. Dissociated commissural neurons are useful to study the cellular and molecular mechanisms of axon growth and guidance.

胚の脊髄から交連ニューロンの解剖と文化

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

神経科学

Nucleofection and Primary Culture of Embryonic Mouse Hippocampal and Cortical Neurons

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and synapse formation and function. An advantage of culturing these neurons is that they readily polarize, forming distinctive axons and dendrites, on a two dimensional substrate at very low densities. This property has made them extremely useful for determining many aspects of neuronal development. Furthermore, by providing glial conditioning for these neurons they will continue to develop, forming functional synaptic connections and surviving for several months in culture. In this protocol we outline a technique to dissect, culture and transfect embryonic mouse hippocampal and cortical neurons. Transfection is accomplished by electroporating DNA into the neurons before plating via nucleofection. This protocol has the advantage of expressing fluorescently-tagged fusion proteins early in development (~4-8hrs after plating) to study the dynamics and function of proteins during polarization, axon outgrowth and branching. We have also discovered that this single transfection before plating maintains fluorescently-tagged fusion protein expression at levels appropriate for imaging throughout the lifetime of the neuron (&gt; 2 months in culture). Thus, this methodology is useful for studying protein localization and function throughout CNS development with little or no disruption of neuronal function.

This protocol outlines the steps required to dissect, transfect via electroporation and culture mouse hippocampal and cortical neurons. Short-term cultures may be used for studies of axon outgrowth and guidance, while long-term cultures can be used for studies of synaptogenesis and dendritic spine analysis.

Nucleofectionとマウス胎児海馬および皮質ニューロンの初代培養

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and ...

Calcium Phosphate Transfection of Primary Hippocampal Neurons

Calcium phosphate precipitation is a convenient and economical method for transfection of cultured cells. With optimization, it is possible to use this method on hard-to-transfect cells like primary neurons. Here we describe our detailed protocol for calcium phosphate transfection of hippocampal neurons cocultured with astroglial cells.

初代海馬ニューロンのリン酸カルシウムトランスフェクション

Calcium phosphate precipitation is a convenient and economical method for transfection of cultured cells. With optimization, it is possible to use this ...

Isolation and Culture of Dissociated Sensory Neurons From Chick Embryos

Neurons are multifaceted cells that carry information essential for a variety of functions including sensation, motor movement, learning, and memory. Studying neurons in vivo can be challenging due to their complexity, their varied and dynamic environments, and technical limitations. For these reasons, studying neurons in vitro can prove beneficial to unravel the complex mysteries of neurons. The well-defined nature of cell culture models provides detailed control over environmental conditions and variables. Here we describe how to isolate, dissociate, and culture primary neurons from chick embryos. This technique is rapid, inexpensive, and generates robustly growing sensory neurons. The procedure consistently produces cultures that are highly enriched for neurons and has very few non-neuronal cells (less than 5%). Primary neurons do not adhere well to untreated glass or tissue culture plastic, therefore detailed procedures to create two distinct, well-defined laminin-containing substrata for neuronal plating are described. Cultured neurons are highly amenable to multiple cellular and molecular techniques, including co-immunoprecipitation, live cell imagining, RNAi, and immunocytochemistry. Procedures for double immunocytochemistry on these cultured neurons have been optimized and described here.

Cell culture models provide detailed control over environmental conditions and thus provide a powerful platform to elucidate numerous aspects of neuronal cell biology. We describe a rapid, inexpensive, and reliable method to isolate, dissociate, and culture sensory neurons from chick embryos. Details of substrata preparation and immunocytochemistry are also provided.

ニワトリ胚から解離感覚ニューロンの単離および培養

Neurons are multifaceted cells that carry information essential for a variety of functions including sensation, motor movement, learning, and memory. ...

Isolation, Culture and Long-Term Maintenance of Primary Mesencephalic Dopaminergic Neurons From Embryonic Rodent Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes involved in physiological functions and vulnerability and death of these neurons is imparative to understanding the underlying causes and unraveling the cure for this common neurodegenerative disorder. Primary cultures of mesDA neurons provide a tool for investigation of the molecular, biochemical and electrophysiological properties, in order to understand the development, long-term survival and degeneration of these neurons during the course of disease. Here we present a detailed method for the isolation, culturing and maintenance of midbrain dopaminergic neurons from E12.5 mouse (or E14.5 rat) embryos. Optimized cell culture conditions in this protocol result in presence of axonal and dendritic projections, synaptic connections and other neuronal morphological properties, which make the cultures suitable for study of the physiological, cell biological and molecular characteristics of this neuronal population.

The causes of degeneration of midbrain dopaminergic neurons during Parkinson&#8217;s disease are not fully understood. Cellular culture systems provide an essential tool for study of the neurophysiological properties of these neurons. Here we present an optimized protocol, which can be utilized for in vitro modeling of neurodegeneration.

胚性齧歯類の脳から単離、プライマリ脳ドーパミンニューロンの文化と長期メンテナンス

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes ...

Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on postnatal day 1-3. A mouse litter, usually 4-10 pups born from one breeding pair, is gathered for one experiment, and spinal cords are collected individually from each mouse after euthanasia with isoflurane. The spinal column is dissected out and then the spinal cord is released from the column. The spinal cords are then minced to increase the surface area of delivery for an enzymatic protease that allows for the neurons and other cells to be released from the tissue. Trituration is then used to release the cells into solution. This solution is subsequently fractionated in a density gradient to separate the various cells in solution, allowing for neurons to be isolated. Approximately 1-2.5 x 106 neurons can be isolated from one litter group. The neurons are then seeded onto wells coated with adhesive factors that allow for proper growth and maturation. The neurons take approximately 7 days to reach maturity in the growth and culture medium and can be used thereafter for treatment and analysis.

This study presents a technique for the isolation of neurons from WT neonatal mice. It requires the careful dissection of the spinal cord from the neonatal mouse, followed by the separation of neurons from the spinal cord tissue through mechanical and enzymatic cleavage.

新生児マウスからの脊髄ニューロンの単離と培養

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on ...

Isolation and Culture of Oculomotor, Trochlear, and Spinal Motor Neurons from Prenatal Islmn:GFP Transgenic Mice

Oculomotor neurons (CN3s) and trochlear neurons (CN4s) exhibit remarkable resistance to degenerative motor neuron diseases such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS) when compared to spinal motor neurons (SMNs). The ability to isolate and culture primary mouse CN3s, CN4s, and SMNs would provide an approach to study mechanisms underlying this selective vulnerability. To date, most protocols use heterogeneous cell cultures, which can confound the interpretation of experimental outcomes. To minimize the problems associated with mixed-cell populations, pure cultures are indispensable. Here, the first protocol describes in detail how to efficiently purify and cultivate CN3s/CN4s alongside SMNs counterparts from the same embryos using embryonic day 11.5 (E11.5) IslMN:GFP transgenic mouse embryos. The protocol provides details on the tissue dissection and dissociation, FACS-based cell isolation, and in vitro cultivation of cells from CN3/CN4 and SMN nuclei. This protocol adds a novel in vitro CN3/CN4 culture system to existing protocols and simultaneously provides a pure species- and age-matched SMN culture for comparison. Analyses focusing on the morphological, cellular, molecular, and electrophysiological characteristics of motor neurons are feasible in this culture system. This protocol will enable research into the mechanisms that define motor neuron development, selective vulnerability, and disease.

Isolation and Culture of Oculomotor, Trochlear, and Spinal Motor Neurons from Prenatal Islmn:GFP Transgenic Mice

This work presents a protocol to yield homogeneous cell cultures of primary oculomotor, trochlear, and spinal motor neurons. These cultures can be used for comparative analyses of the morphological, cellular, molecular, and electrophysiological characteristics of ocular and spinal motor neurons.

出生前イスルmnからのオキュロモータ、トロクレア、脊髄運動ニューロンの単離と培養 :GFPトランスジェニックマウス

Oculomotor neurons (CN3s) and trochlear neurons (CN4s) exhibit remarkable resistance to degenerative motor neuron diseases such as amyotrophic lateral ...

Isolation and Culture of Primary Neurons and Glia from Adult Rat Urinary Bladder

The lower urinary tract has two main functions, namely, periodic urine storage and micturition; these functions are mediated through central and peripheral neuroregulation. Although extensive research on the lower urinary tract nervous system has been conducted, most studies have focused on primary culture. This protocol introduces a method for the isolation and culture of bladder neurons and glia from Sprague&#8211;Dawley rats. In this method, the neurons and glia were incubated in a 37 &#176;C, 5% CO2 incubator for 5&#8211;7 days. As a result, they grew into mature shapes suitable for related subsequent immunofluorescence experiments. Cells were morphologically observed using an optical microscope. Neurons, synaptic vesicles, and glia were identified by &#946;-III-tubulin and MAP-2, Synapsin-1, and GFAP staining, respectively. Meanwhile, immunocytochemistry was performed on several neurotransmitter-related proteins, such as choline acetyltransferase, DYNLL2, and SLC17A9.

This protocol attempts to establish a repeatable protocol for primary neurons and glia isolation from rat bladder for further cellular experiments.

成人ラット尿膀胱からの一次ニューロンとグリアの分離と培養

The lower urinary tract has two main functions, namely, periodic urine storage and micturition; these functions are mediated through central and ...

Minimizing Hypoxia in Hippocampal Slices from Adult and Aging Mice

Acute hippocampal slices have enabled generations of neuroscientists to explore synaptic, neuronal, and circuit properties in detail and with high fidelity. Exploration of LTP and LTD mechanisms, single neuron dendritic computation, and experience-dependent changes in circuitry, would not have been possible without this classical preparation. However, with a few exceptions, most basic research using acute hippocampal slices has been performed using slices from rodents of relatively young ages, ~P20-P40, even though synaptic and intrinsic excitability mechanisms have a long developmental tail that reaches past P60. The main appeal of using young hippocampal slices is preservation of neuronal health aided by higher tolerance to hypoxic damage. However, there is a need to understand neuronal function at more mature stages of development, further accentuated by the development of various animal models of neurodegenerative diseases that require an aging brain preparation. Here we describe a modification to an acute hippocampal slice preparation that reliably delivers healthy slices from adult and aging mouse hippocampi. The protocol&#8217;s critical steps are transcardial perfusion and cutting with ice-cold sodium-free NMDG-aSCF. Together, these steps attenuate the hypoxia-induced drop in ATP upon decapitation, as well as cytotoxic edema caused by passive sodium fluxes. We demonstrate how to cut transversal slices of hippocampus plus cortex using a vibrating microtome. Acute hippocampal slices obtained in this way are reliably healthy over many hours of recording, and are appropriate for both field-recordings and targeted patch-clamp recordings, including targeting of fluorescently labeled neurons.

This is a protocol for acute slice preparation from adult and aging mouse hippocampi that takes advantage of transcardial perfusion and slice cutting with ice-cold NMDG-aCSF to reduce hypoxic damage to the tissue. The resulting slices stay healthy over many hours, and are suitable for long-term patch-clamp and field-recordings.

成虫マウスおよび老化マウスからの海馬スライスにおける低酸素症の最小化

Acute hippocampal slices have enabled generations of neuroscientists to explore synaptic, neuronal, and circuit properties in detail and with high ...

Isolation and Culture of Chick Ciliary Ganglion Neurons

Chick ciliary ganglia (CG) are part of the parasympathetic nervous system and are responsible for the innervation of the muscle tissues present in the eye. This ganglion is constituted by a homogenous population of ciliary and choroidal neurons that innervate striated and smooth muscle fibers, respectively. Each of these neuronal types regulate specific eye structures and functions. Over the years, neuronal cultures of the chick ciliary ganglia were shown to be effective cell models in the study of muscle-nervous system interactions, which communicate through cholinergic synapses. Ciliary ganglion neurons are, in its majority, cholinergic. This cell model has been shown to be useful comparatively to previously used heterogeneous cell models that comprise several neuronal types, besides cholinergic. Anatomically, the ciliary ganglion is localized between the optic nerve (ON) and the choroid fissure (CF). Here, we describe a detailed procedure for the dissection, dissociation and in vitro culture of ciliary ganglia neurons from chick embryos. We provide a step-by-step protocol in order to obtain highly pure and stable cellular cultures of CG neurons, highlighting key steps of the process. These cultures can be maintained in vitro for 15 days and, hereby, we show the normal development of CG cultures. The results also show that these neurons can interact with muscle fibers through neuro-muscular cholinergic synapses.

Chick ciliary ganglia (CG) are part of the parasympathetic nervous system. Neuronal cultures of chick CG neurons were shown to be effective cell models in the study of nerve muscle interactions. We describe a detailed protocol for the dissection, dissociation and in vitro culture of CG neurons from chick embryos.

チラリア性神経節ニューロンの分離と培養

Chick ciliary ganglia (CG) are part of the parasympathetic nervous system and are responsible for the innervation of the muscle tissues present in the ...