Wir danken Dr. Michael Wooten für seine Hilfe bei der Erstellung des Manuskripts. Diese Arbeit wurde vom NIH 2RO1NS033661 (MWW) unterstützt.

1. Set-up vor der Ernte <ol><li> Um pränatale Welpen für Neuron Ernte zu erzeugen, planen Zucht zwischen erwachsenen Mäusen 19 Tage vor dem Tag des Neurons Isolation. (C57BL / 6 Mäusen im Alter von 2-8 Monaten wurden in Paarungen für die Zwecke der Entwicklung dieses Protokolls verwendet). Erfolgreiche Paarung durch Nachweis einer vaginalen Stecker kann in der weiblichen, Herzklopfen oder visuelle Bestätigung einer Schwangerschaft bestätigt werden. </li><li> Der Tag vor dem Neuron Trennung: <ol class="ualpha"><li> Für Anwendungen Immunfluoreszenz, Beschichtung von Glas-Deckgläschen in einer 24-Well-Platte mit einer leichten Beschichtung von 3:1 Kollagen 1, Rat Tail: Poly-D-lysin-Lösung. </li><li> Für die Zellkultur-Anwendungen, Mantel geeigneter Größe Gewebekultur Plastmetall mit einer leichten Beschichtung von 3:1 Kollagen 1, Rat Tail: Poly-D-Lysin-Lösung. </li></ol></li><li> Seien Sie der Platten in einer Gewebekultur Haube aufgedeckt unter UV-Licht über Nacht. </li><li> Waschen der Platten mit sterilem Hank-Saldo Salzlösung (HBSS) vorzu verwenden. Beschichtete Platten können mit HBSS gefüllt und bis zu einer Woche bei 4 ° C im Dunkeln gelagert. </li></ol> 2. Tissue Ernte <ol><li> Sterilität ist immer ein Faktor beim Anbau von primären Zellkulturen und als solche, die größte Vorsicht geboten, um sicherzustellen, das die meisten sterilen Umgebung ermöglicht werden. Mit viel Liebe zum sterilen Technik, können anfängliche Dissektion und Ernte von Nervengewebe für dieses Protokoll außerhalb einer sterilen Werkbank mit minimalem Risiko einer Kontamination abgeschlossen sein. Nach ersten Ernte, sollten alle nachfolgenden Schritte unter sterilen Bedingungen maximal innerhalb einer Haube für die Zellkultur bewertet geführt werden. </li><li> Euthanize eine schwangere Maus bei ca. 19 Tage nach der Befruchtung durch Enthauptung. Anwendung von Betäubungsmitteln, um die schwangere Frau Sterbehilfe wird nicht empfohlen, da Narkose ist bekannt, dass Gehirn Zelltod (Stratmann et al., 2010). Mit einer sterilen Pinzette Dissektion und schaffen eine Öffnung in der Mitte der Bauchseite desMaus, um vollständig offenbaren Körperhöhle. Instrumente können mit Alkohol sterilisiert und eine offene Flamme sein. </li><li> Pränatale Welpen werden sich zum hinteren Ende der Maus Körperhöhle befinden und gut sichtbar in der Gebärmutter. Mit autoklavierten sterilen Pinzette, öffnen Sie die Gebärmutter zu entfernen und Welpen. Enthaupten Welpen mit frischem sterilen Schere und Ort entfernt Kopf auf steriler Gaze unter einem Binokular. Sterile, autoklaviert Instrumenten kann mit den gleichen Reinigung mit Alkohol und einer offenen Flamme vor und während des Gebrauchs. </li><li> Mit einer sterilen Schere oder Skalpell, offene Schädel Welpe von Nacken bis zur Nase. Dieser Vorgang ist in der Regel durch Einsetzen einer Spitze der Schere in die Wirbelloch und dann weiter nach vorn abgeschlossen sein. Entfernen Sie vorsichtig das gesamte Gehirn mit einer Pinzette. Platzieren Sie das Gehirn auf steriler Gaze. Mit einem sterilen Skalpell, entfernen Sie das Kleinhirn und einzuschneiden Sie die Mittellinie des Gehirns, um es in zwei Hemisphären (Abbildung 1) trennen<html> . </li><li> Fassen Sie einen kleinen Ausschnitt aus den Hippocampus umgebenden Hirnhäute mit einer sterilen Pinzette und ziehen Sie sie vorsichtig weg. Obwohl es nicht unbedingt erforderlich ist, um die Hirnhaut vor Isolierung des Hippocampus zu entfernen, kann das Vorhandensein der Hirnhäute machen die Präparation des Hippocampus schwieriger wegen der Zähigkeit der Membran. In jedem Fall wird der Hippocampus deutlicher sichtbar, nachdem die Meningen entfernt wurden. Der Hippocampus eine gekrümmte Struktur, die im distalen Teil der Halbkugel und biegt ventral (2) beginnt. Wenn die innere, konkave, Seite (kaudale) vor einer Herzkammer, ist es bereits frei. Um daher die Hippocampus isolieren, muss man entlang der konvexen Außenseite geschnitten. Nach der Präparation, heben einander hippocampi mit einer sterilen Pinzette und Überführung in eine kleine Gewebekulturschale mit erwärmten (37 ° C) HBSS unter einer Zellkultur Kapuze. Hirngewebe kann aus mehreren Welpen kombiniert werden. </li></ol>&quot;&gt; 3. Gewebedissoziation <ol><li> Mit einem sterilen Skalpell, sanft Blatt Gehirngewebe in 3 ml steriler HBSS in einer 100 mm Gewebekulturplatten. </li><li> Übertragen des zerkleinerten Gewebes und HBSS in ein 15 ml konischen Röhrchen. 1,5 ml HBSS und 0,5 ml 0,25% Trypsin-Lösung auf ein Gesamtvolumen von 5 ml. </li><li> Cap und Das Röhrchen vorsichtig 4-5 mal zu mischen. Vermeiden Sie Blasen entstehen, wie DNA aus dem Gewebe freigesetzt verdaut, um die Blasen haften wird und das zerkleinerte Gewebe führen, anstatt zu schweben der sich am Boden des Rohres (3). </li><li> Inkubieren hippocampalen Gewebe bei 37 ° C für 15 Minuten, Umdrehen des Röhrchens wie oben alle 5 Minuten. </li><li> Lassen Sie die Gewebe zum Boden des Röhrchens zu regeln. </li><li> Vorsichtig überschüssige Lösung mit einer sterilen Pipette, so dass Gewebe ungestört am Boden des Röhrchens. </li><li> Waschen Gewebe Pellet mit 5 ml HBSS bei 37 ° C für 5 Minuten. Wiederholen Sie insgesamt 3-mal. Erlauben Gewebe vollständig zu begleichender Boden des Röhrchens jedes Mal, bevor zum nächsten Waschschritt. </li><li> Entfernen Sie die letzten Wäsche aus dem Gewebe zu ersetzen und Pellet mit 2 ml frisches HBSS. </li></ol> 4. Neuron Trituration <ol><li> Vor Beginn der Verreibung Schritte, müssen Sie feuerpolierte Pasteurpipetten vorzubereiten. Mit einem Bunson Brenner, halten Sie eine sterile Pasteurpipette 9-Zoll-Spitze (Abbildung 4a) in der Flamme, bis Durchmesser der Pipette Öffnung beträgt etwa 0,5 mm groß und die Kanten der Öffnung Pipette wurden geringfügig (Abb. 4b) abgerundet. Erlauben Pipette vollständig abkühlen, bevor mit der Verreibung Prozess. </li><li> Mit einem normalen sterilen Pasteurpipette 9 Zoll, sanft verreiben das Gewebe insgesamt 7-mal. Größere Gewebestücke sind normal an dieser Stelle und sollte gestattet werden, an der Unterseite des Rohres vor dem Bewegen mit dem nächsten Schritt zu begleichen. </li><li> Übertragen Sie den Überstand in ein frisches steriles 50 ml konischen Röhrchen. </li><li&gt; Wird der restliche Gewebe, 2 ml sterilem HBSS und verreiben insgesamt 5-mal mit dem Feuer poliert Pasteurpipette. </li><li> Zulassen, dass alle verbleibenden größeren Gewebeteile an den Boden des Röhrchens absetzen und kombinieren Überstand mit dem vorherigen Überstand für insgesamt 4 ml dissoziiert neuronalen Zellen. </li></ol> 5. Zellaussaatdichten <ol><li> Zählen Sie die dissoziierten Zellen mit einer Zählkammer. </li><li> In der Regel, wenn die Zellzahlen bestimmt worden sind, zu subtrahieren 20% von diesem endgültige Zahl, um einen möglichen Zelltod, die nach Beschichtung auftreten können. </li><li> Die Zellen lassen sich veredeln mit Hilfe der nachstehenden Empfehlungen werden: Für Deckgläser in einer 24-Well-Platte - 6 x 10 4 Zellen / Vertiefung in 0,5 ml Für 60 mm Gewebekulturplatten - 4 x 10 5 Zellen / Platte in 3 ml Für 100 mm Gewebekulturplatten - 6 x 10 6 Zellen / Platte in 6 ml </li><li> Mischen Sie entsprechende Zelle mit Zahlen angegebenen Volumen von Neurobasal Plattierungsmedien (NeurobasalMedien mit B27 Ergänzung [1 ml / 50 ml], 0,5 mM Glutamin-Lösung, 25 uM Glutamat (Herr 147,13 g / mol), Penicillin (10.000 Einheiten / ml) / Streptomycin (10.000 pg / ml) [250 ul / 50 ml] , 1 mM HEPES (Mr 238,3 g / mol), 10% hitzeinaktiviertem Donor-Pferdeserum) und fügen Sie Zellen auf Platten. Swirl Platten vorsichtig, um Zellen gleichmäßig zu verteilen. HALLO-Donor-Pferdeserum wird auf die Auflage Medien zugegeben, um die Zellen in den ersten 24 Stunden Wachstum zu bereichern. Die Zellen werden anschließend aus dem Serum entwöhnt und wieder in einer serumfreien Umgebung durch serielle Verringerung des Serum bei jedem Medienersatzeinheitenelement. Es sollte auch angemerkt, dass, während bei höheren Konzentrationen Glutamat ist giftig für neuronalen Zellkulturen, bei den niedrigeren Konzentrationen zugegeben hier wird die Anlage von nicht-neuronalen Zellen 11 zu hemmen. Es sollte jedoch nur auf die Plattierungsmedien für die ersten 24 Stunden in Kultur zugegeben und anschließend nach links aus allen Zufuhr von Medien zu Neurotoxizität der Zellen zu verhindern. </li><li> Pschnüren Neuronen in einem 37 ° C, 5% CO 2-Inkubator über Nacht. </li><li> Entfernen Hälfte des Volumens der Medien aus den Zellen und ersetzen gleichen Volumen Neurobasal Zufuhr von Medien (Neurobasal Medien mit B27 Ergänzung [1 ml / 50 ml], 0,5 mM Glutamin Lösung, Penicillin (10000 Einheiten / ml) / Streptomycin (10.000 g / ml) [250 pl / 50 ml], 1 mM HEPES (Herr 238,3 g / mol). </li><li> Neuronen sollte gespeist alle 4 Tage durch die Beseitigung der Hälfte der alten Medien und ersetzt sie mit dem gleichen Volumen an frischem Neurobasal Zufuhr von Medien werden. Neuronale Prozesse beginnen sollte sichtbar sein am Tag 1 (Abbildung 5a) und werden häufiger von Tag 10 (Abbildung 5b). </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse Die Fähigkeit, zu wachsen und Kultur primärer neuronaler Zellen hat sich zu einem unverzichtbaren Bestandteil der Neurowissenschaften. Primäre Kulturen erlauben dem Forscher spezifische zelluläre Signalwege zu analysieren, chemische Modifizierung und Behandlung, Ziel-locrung und Wachstumsmuster in einer kontrollierten Umgebung. Viele dieser Verfahren nutzen ausgefeilte Methodik, um spezifische Veränderungen in Zell-Reaktionen zu visualisieren. In diesem Fall werden die Neuronen im Hippocampus verwendet, um bestimmte Nervenbahnen, die sich als schwierig erweisen, wenn nicht unmöglich, im intakten Gehirn zu analysieren wäre zu studieren. Herstellung von in der Nähe homogene Populationen von Neuronen aus bestimmten Bereichen des Gehirns ist von entscheidender Bedeutung für die Untersuchung Gehirnfunktion. Molekulare Effekte in einzelnen Neuronen können maßgeblich bei der Abgrenzung höherer Ordnung Wege, wie Gedächtnis oder Lernen. Da dieses Protokoll liefert relativ reinen Kulturen von hippocampalen Neuronen, ohne die Notwendigkeit einer Feeder-Schicht von Gliazellen, werden diese Neuronen leicht Immunfluorezenzanalysen verwendet. Doch wie bei allen primären Kultur von Organen mit mehreren Zelltypen, können einige Verunreinigungen durch weniger gewünschten Zellen auftreten. In Isolierung von neuronalen Zellen, können Verunreinigungen durch Gliazellen ein weit verbreitetes Problem zu sein. Gliazellen cein leicht auf mikroskopische Sichtbarmachung der Kultur nachgewiesen werden, da deren Morphologie unterscheidet sich deutlich von den Zielneuronen (Abbildung 6). Die Auswirkungen der Kontamination Gliazellen sind von den geplanten Einsatz der Kulturen ab. Wenn Zellen, die für Immun-Fluoreszenz-Untersuchung verwendet werden, können Gliazellen Verunreinigung nicht mehr als eine Unannehmlichkeit sein, wenn man versucht, einzelne Neuronen zu fotografieren. Allerdings, wenn die neuronalen Kulturen, um zur biochemischen Analyse verwendet werden sollen, könnte eine erhebliche Kontamination durch Gliazellen zu größeren Verschiebungen bei den Ergebnissen. Ways to Gliazelle Kontamination anzusprechen sind weiter in der Diskussion skizziert. Wenn Neuronen wurden erfolgreich isoliert und in Kultur gezüchtet werden, ist eine typische Anwendung, zelluläre Prozesse zu prüfen Immunfluoreszenz Techniken. Wie in 7 dargestellt ist, kann Organellen, wie den Mitochondrien, gefärbt unter Verwendung Vitalfarbstoffe zugegeben, um den Kulturmedien vor fixierenation. Endogenen zellulären Proteine ​​sichtbar gemacht werden von festen Zellen unter Verwendung von Standard-Immunfluoreszenz-Techniken (8). Sobald neuronalen Zellen fixiert sind, können spezifische Antikörper für Proteine ​​von Interesse für die Zelle eingeführt werden und diese Proteine ​​kann visualisiert werden mit einem Fluoreszenzmikroskop. Kultivierten Neuronen bieten auch die Forscher mit den Mitteln, um einzelne Protein Auswirkungen auf neuronale Funktionen zu untersuchen. Mit einer Vielzahl von Techniken, einschließlich DNA-Transfektionen, Elektroporation oder virale Transduktion, können Proteine ​​in neuronalen Zellen (9) überexprimiert werden. Wie Nervenzellen zu den Auswirkungen von überexprimierten Proteinen reagieren können, haben direkten Rückschlüsse auf, wie das Gehirn reagieren kann und bietet die Möglichkeit der Identifizierung zellulärer Ziele für medikamentöse Behandlungen. Die Einzelheiten dieser Arten von Experimenten gehen über den Rahmen dieser Arbeit aber sie zeigen, dass Kulturen durch diese Technik vorbereitet für eine breite Palette von Down-s sindtream Anwendungen. Jedoch darf insgesamt Einfachheit dieses Protokolls sowie, machen den kurzen Zeitraum erforderlich, um diese neuronalen Kulturen vorzubereiten dies eine ideale Methode für den Einsatz in der heutigen Neurowissenschaften. <img alt="1" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig1.jpg" /> Abbildung 1. Präparation des pränatalen Gehirn der Maus. Der erste Schnitt ist nach unten die Mittellinie des Gehirns trennt sie in zwei Hemisphären. <img alt="2" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig2.jpg" /> Abbildung 2. Lage des Hippocampus in der pränatalen Gehirn der Maus. Das Striatum gebildet, um den Hippocampus visualisieren bewegt und durch die gekrümmte &quot;Bohne&quot; Struktur in dem distalen Bereich jeder Hemisphäre festgestellt. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig3.jpg" /> Abbildung 3. Dissoziation von Hippocampus-Gewebe in Trypsin-Lösung. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; <img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig4.jpg" /> Abbildung 4. Pasteurpipette Tipps in Verreibung von Hippocampus-Gewebe verwendet. (A) Normal Pasteurpipette Spitze. (B) Feuer-polierten Pasteur Pipettenspitze. Beachten Sie die abgerundeten Kanten und die ungefähre 50% ige Abnahme in Pipettenöffnung Größe. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig5.jpg" /> Abbildung 5. Hippocampus-Neuronen isoliert mit diesem Verfahren und vernickelt in NB Media. (A) Das Wachstum der Zellen 1 Tag nach dem Ausplattieren. Neuronale Prozesse beginnen sichtbar zu sein bei Tag 1. (B) Das Wachstum der Zellen 10 Tage nach dem Ausplattieren werden Neuriten verzweigt und Überschneidungen. <img alt="6" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig6.jpg" /> 6. Hippocampusneuronen mit Gliazellen für 7 Tage kultiviert kontaminiert und gefärbt mit der Organelle Marker MitoTracker Red CM-H2XRos (Invitrogen # M7515) und transfected mit GFP-LC3 Verwendung von Lipofectamin 2000 (Invitrogen # 11668019). Mitochondrien sind sichtbar in allen Zellen jedoch nur ein einzelnes Neuron wurde erfolgreich mit dem fluoreszierenden Konstrukt transfiziert. Kontamination mit Gliazellen macht Analyse der GFP-LC3-Expression in den neuronalen Prozessen schwierig zu visualisieren. <img alt="7" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig7.jpg" /> Abbildung 7. Hippocampusneuronen 7 Tage lang gewachsen und gefärbt mit der Organelle Markers MitoTracker Red CM-H 2 Xros (Invitrogen # M7513). Dies ist ein wesentlicher Farbstoff verwendet wird, um aktive Mitochondrien in Gewebekulturzellen zu färben. Die Zellen wurden in 4% Paraformaldehyd / PBS fixiert und mit Hilfe von Fluoreszenz-Mikroskopie. Der Farbstoff selbst nicht fluoreszent ist, bis in den Mitochondrien oxidiert. Aktive Mitochondrien finden sich in den neuronalen Prozessen gesehen werden. <img alt="8" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig8.jpg" /> 8. </strong&gt; Hippocampusneuronen für 7 Tage kultiviert, mit 4% Paraformaldehyd / PBS und mit monoklonalen Anti-Tubulin-β-Antikörper (Sigma # T0198) Immuno-gefärbt befestigt. Nach der primären Antikörper, Oregon Green markierten Ziege-anti-Maus-sekundären Antikörper (Invitrogen # O11033) wurde zugegeben und die Fluoreszenz-Mikroskopie visualisiert. <img alt="Abbildung 9" src="/files/ftp_upload/3634/3634fig9.jpg" /> 9. Den neuronalen Kulturen wurden für 5 Tage kultiviert und transfiziert mit GFP-LC3β DNA-Konstrukt unter Verwendung von Lipofectamin 2000 (Invitrogen # 11.668.019). Am Tag 7 wurden die Zellen fixiert mit 4% Paraformaldehyd / PBS und Aggresomen markiert mit GFP LC3β in ihrer äußeren Membran eingebaut wurden mittels Fluoreszenz-Mikroskopie. Aggresomen sind in der gesamten Zellkörper und Neuriten und sind mit Pfeilen gekennzeichnet.

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Keine Interessenskonflikte erklärt.

Hippokampalen Kulturen haben in der Molekularbiologie seit mehr als 20 Jahren verwendet. Während im Prinzip neuronale Kulturen von jedem Teil des Gehirns vorgenommen werden können, haben hippocampalen Kulturen sich als höchst populär aufgrund der relativ einfachen Architektur des Nerven Zellpopulation im Hippocampus 7 sein. Hippokampuskulturen werden typischerweise aus Late-Stage-embryonalem Gewebe gefertigt. Dieses Gewebe ist leichter zu distanzieren und enthält weniger als Gliazellen tut reifen Gehirngewebe ein. Isolierung von Neuronen im Hippocampus aus embryonalem Gewebe nimmt auch Scherung Schäden an Axonen und Dendriten durch weniger Adhäsionskontakte 3. Während hippocampalen Kulturen von Ratten am häufigsten durch die relativ leichtere Isolierung des Hippocampus erzeugt werden, können Mäuse auch mit der gleichen Protokolle verwendet werden, wenn geeignete Versorgung während Gewebe genommen wird. Sobald Neuronen kultiviert werden, die Fähigkeit zu fortschrittlichster molekularer Techniken verwenden, um subzelluläre l analysierenocalization und Menschenhandel eingesetzt werden können. Dies kann besonders dann vorteilhaft, wenn Analyse der Embryonalentwicklung letalen transgenen Mäusen als es die Fähigkeit, Protein-Wechselwirkungen, die zum Tod der Embryos führen würde absolvieren möchten. Der Hippocampus ist sowohl in räumlichen und kontextuellen Lernen 5 und Speicher 6 in Verbindung gebracht. Das Wachstum der primären Kulturen aus dem Hippocampus kann erlauben eine Korrelation zwischen subzellulären biologischen Ereignissen und deren Auswirkungen auf die Fähigkeit des Gehirns, zu lernen und zu erinnern. Wie bei allen Nervenzellen, Neuronen aus Hippokampus erfordern Kulturen aufgewachsen kritischen Wachstumsfaktoren, Hormone und Aminosäuren. Im Gehirn werden diese Faktoren von Gliazellen vorgesehen. Diese symbiotische Beziehung kann auch in einer Kultur Umgebung, indem eine &quot;Zuführung&quot;-Schicht von Glia-Zellen zusammen mit den kultivierten Neuronen durchgeführt werden. Allerdings wird Gliazellen produzieren auch zytotoxische Faktoren während ihrer Lebenszeit 11 Werden können giftig sein, um kultivierten Neuronen. Um dies zu umgehen, wurden Neuronen in serumfreiem Medium, wie Neurobasal Medium ergänzt mit B27 gezüchtet. Die B27 Beilage ist für das Überleben von Neuronen im Hippocampus optimiert aber wird das Wachstum von anderen neuronalen Kulturen sowie 4 zu unterstützen. L-Glutamin ist eine essentielle Aminosäure für die Energiegewinnung und die Proteinsynthese in der Zellkultur. Jedoch kann Glutamin labil sein, im Laufe der Zeit, Erniedrigungen in Ammoniak und Carbonsäure Nebenprodukten einmal Kulturmedien gegeben. Glutamax, einer Zellkultur Ergänzung von Invitrogen, können als direkter Ersatz für L-Glutamin, falls gewünscht verwendet werden. Glutamax ist stabiler in den Medien, aber etwas teurer. Wachstum von Neuronen in serumfreien Medien ermöglicht die Untersuchung der Effekte von Wachstumsfaktoren und Hormonen auf die neuronale Wachstum und Differenzierung. Wir unterbreiten ein Protokoll für die schnelle Isolierung von Neuronen im Hippocampus von Maus-Embryonen mit pränatalen Neurobasal Medien und die B27 Nachtr.ent für das Wachstum von Neuronen in einem serumfreien Umgebung, ohne die Verwendung von Feeder-Zellen. Wie bei allen kultivierten primären Zellen Protokollen, ist es vorteilhaft, das Wachstum von nicht erwünschten Zelltypen (zB Gliazellen) zu minimieren. Dies wird am leichtesten durch vorsichtige Präparation des Hippocampus von umgebenden Bereichen des Gehirns erreicht. Vorgeburtliche Zellen enthalten auch eine vergleichsweise geringe Anzahl von Gliazellen Unterstützung in diesem Ziel. Jedoch kann Gliazellen Verunreinigungen weiterhin auftreten. Es ist möglich, Gliazellen Verunreinigungen durch Behandlung mit Cytosinarabinosid (AraC) zu verringern zu einem frühen Zeitpunkt in der Kultur 8,9. AraC als anti-mitotischen Wirkstoff verwendet werden, um die Population von nicht-neuronalen Zellen, die DNA-Synthese zu reduzieren. Um jedoch mögliche toxische Wirkungen der Behandlung auf Neuronen zu vermeiden, sollte es auf dem niedrigsten effektiven tut (5 um) verwendet werden und nicht nach 3-4 Tagen der Kultur 11 aufgenommen. Eine andere Möglichkeit wäre die Verwendung von 5-Fluor-2&#39;-desoxyuridin (FUdR) Behandlung bis Dez. seinrease den Anteil der Fibroblasten-reaktiven Mikroglia-Zellen 10. Nach der Ernte kann hippokampalen Gewebe mit einer verdünnten Trypsin-Lösung zu distanzieren / zerlegen anhaftenden Zellen behandelt werden. Allerdings kann bei längerer Exposition zu höheren Konzentrationen von Trypsin sich nachteilig auf Zelle Subkultur so Zeit in Trypsin-Lösung wird meist zwischen 3-5 Minuten begrenzt. Die verdünnte Konzentration von Trypsin im Sinne dieses Protokolls bedeutet ermöglichen längere Zeiten von Enzyminkubation zu einzelnen zellulären Distanzierung zu erhöhen, sondern sollte darauf geachtet werden, sich strikt an den Zeitpunkten zur Verfügung gestellt werden, haften. Papain kann als Alternative Enzym verwendet werden und hat sich als wirksamer zu sein und weniger destruktiv mit bestimmten Geweben wie Netzhautneuronen 10. Zelldissoziation wird durch Verreiben des Gewebes gefolgt. Dies hat sich als der wichtigste Schritt im konsequenten neuronalen Kultur zu sein und wird von zwei wichtigen poin hervorgehobents. Zuerst werden zwei sterilen Pasteur Pipette in diesem Verfahren verwendet. Die erste wird verwendet, um grob zu stören Gewebe / zelluläre Assoziation. Die Eröffnung Größe dieses ersten Pipette sollte zwischen 1,0 bis 1,5 mm betragen. Die sorgfältige Auswahl der Pipetten direkt vom Hersteller Paket kann in der Regel in geeigneten Pipetten für diese erste Verreibung führen. Die zweite Pasteurpipette verwendet wird, ist &quot;feuerpolierte&quot; über einem Bunsenbrenner, um die Größe der Öffnung auf etwa 0,5 mm im Durchmesser zu reduzieren. Dies führt auch zu &quot;polieren&quot; das Glas Ring von der Eröffnung um eine glattere Oberfläche reduziert mechanische Schäden an Zellen, wie sie passieren. Zweitens ist die Geschwindigkeit / Kraft der Trituration durch die Pipette von großer Bedeutung. Da die Zellen aus dem gesamten Gewebe zu trennen, sind sie natürlich anfälliger. So würden &quot;rau&quot; Behandlung wie diesem Punkt abträglich sein Überleben der Nervenzellen. Trypsiniert Gewebe sollte durch die Pipette an einer konsequenten, aber fest Durchfluss passagiert werden. Ein häufiger Fehler von thE-Forscher ist die Vorstellung, völlig distanzieren das Gewebe, bis es keine erkennbare Struktur übrig. In den meisten Fällen führt dies zu massiven neuronalen Tod führen, da die Zellen zu durch die wiederholte mechanische Manipulation beschädigt werden. Die angegebene Anzahl der Wiederholungen des Gewebes durch die Pipette passieren wird in ausreichender Anzahl von Neuronen, ohne dass es grobe Schäden an der Bevölkerung führen. Sobald die Zellen gewesen dissoziiert und vereinigt, eine Trypanblau eines Aliquots der Zellen zu färben wird ein Verhältnis von lebenden zu toten Zellen. Typischerweise sollte 75-80% der Zellen überleben die Ernte Verfahren zum Plattieren und kann verwendet werden. Trypan-Blau-Färbung kann auch verwendet werden, um eine genaue Zellzahl, wenn sie auf einem Hämocytometer getan zu erhalten. In der Praxis wird einmal pro Gesamtzellzahl erreicht wird, fügen Sie 20% auf die gesamte Zelle und verwenden Sie diese Nummer für die Beschichtung zur Rechenschaft für die ungefähre Menge des Zelltods. Zahlen in der obigen Protokoll vorgesehen sind eine gute Starting Punkt zu erreichen, gute Dichte der Neuronen. Wenn Neuron Dichte zu niedrig an Plattierung, wird das Zellwachstum voraussichtlich nicht aus, als Beschichtungs-Dichte ist eine wichtige Variable bei der Ausbreitung der Zellpopulation. Die Zellen sollten eingespeist alle vier Tage mit B27/Neurobasal-Feed Medien werden. Neuronale Wachstum unter diesen Bedingungen kann leicht heraus zu 10-14 Tagen in Kultur durchgeführt werden und wurde verwendet, um zu propagieren Neuronen aus 2 bis 30 Tagen in Kultur, wenn bei 80 Zellen / mm 2 ausgesät.

<table border="1"><tbody><tr><td> Name des Reagenz </td><td> Verkäufer </td><td> Katalog-Zahl </td></tr><tr><td> Rattenschwanzkollagen 1 </td><td> BD Biosciences </td><td> 354236 </td></tr><tr><td> Poly-D-Lysin-Lösung </td><td> Chemicon </td><td> A-003-E </td></tr><tr><td> Hanks Balanced Salt Solution </td><td> Invitrogen </td><td> 14175-095 </td></tr><tr><td> Trypsin-Lösung (1X) 0,25%, flüssiges </td><td> Invitrogen </td><td> 15050-065 </td></tr><tr><td> Neurobasalmedium (1X) Flüssigkeit </td><td> Invitrogen </td><td> 21103-049 </td></tr><tr><td> B27 Supplement (50X) Flüssigkeit </td><td> Invitrogen </td><td> 17504-044 </td></tr><tr><td> L-Glutamin 200 mM (100X) Flüssigkeit </td><td> Invitrogen </td><td> 25030-149 </td></tr><tr><td> Penicillin (10000 Einheiten / ml) / Streptomycin (10.000 g / ml) </td><td> Invitrogen </td><td> 15140-148 </td></tr><tr><td> HALLO-Donor-Pferdeserum </td><td> Atlanta Biologicals </td><td> S12150H </td></tr></tbody></table>

isolation and culture of hippocampal neurons from prenatal mice

Primäre Kulturen von Ratten-und Mäuse-Neuronen im Hippocampus werden häufig eingesetzt, um zelluläre Mechanismen in der Neurobiologie zu offenbaren. Durch die Isolierung und wachsenden einzelnen Neuronen, sind Forscher in der Lage, Eigenschaften im Zusammenhang mit zellulären Transports, Zellstruktur und individuelle Protein-Lokalisierung mit einer Vielzahl von biochemischen Techniken zu analysieren. Die Ergebnisse solcher Experimente sind entscheidend für die Überprüfung von Theorien Adressierung die neuronalen Grundlagen von Gedächtnis und Lernen. Allerdings sind eindeutige Ergebnisse aus diesen Formen von Experimenten auf die Fähigkeit, neuronale Kulturen mit mindestens Kontamination durch andere Zelltypen Gehirn wachsen prädiziert. In diesem Protokoll, nutzen wir Medien für Neuron Wachstum und vorsichtige Präparation von embryonalen hippocampalen Gewebe ausgebildet ist, um das Wachstum von gesunden Neuronen optimiert werden, kontaminierenden Zelltypen (zB Astrozyten). Embryonale Maus hippokampalen Gewebe kann schwieriger zu isolieren als vergleichbare Nagetier Gewebe aufgrund der Größe der Stichprobe für dissection. Wir zeigen detaillierte Analyse Techniken des Hippocampus aus embryonalen Tag 19 (E19) Maus Welpen. Sobald hippocampalen Gewebe isoliert wird, wird sanft Dissoziation von neuronalen Zellen mit einer verdünnten Konzentration von Trypsin und mechanische Zerreißen zur Trennung von Zellen aus dem Bindegewebe erreicht werden, während nur ein Minimum an Schädigung einzelner Zellen. Eine detaillierte Beschreibung, wie Pipetten vorzubereiten, in der Störung verwendet werden soll, enthalten. Optimale Beschichtung Dichten werden für Immun-Fluoreszenz-Protokolle, um erfolgreich Zellkultur zu maximieren. Das Protokoll ermöglicht einen schnellen (etwa 2 Stunden) und effiziente Technik für die Kultur von neuronalen Zellen aus Maus hippocampalen Gewebe.

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Isolation and Culture of Hippocampal Neurons from Prenatal Mice

Wir stellen ein Protokoll für die Kultur von hoch gereinigten hippocampalen Neuronen von der pränatalen Mäusehirn ohne die Verwendung eines Abzweiges Gliazellen Schicht.

Isolierung und Kultivierung von Neuronen im Hippocampus von Mäusen Pränatale

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual ...

isolation-and-culture-of-hippocampal-neurons-from-prenatal-mice

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Neuroscience

70.1K Aufrufe.  Auburn University. Wir stellen ein Protokoll für die Kultur von hoch gereinigten hippocampalen Neuronen von der pränatalen Mäusehirn ohne die Verwendung eines Abzweiges Gliazellen Schicht.

Serie: Isolation and Culture of Hippocampal Neurons from Prenatal Mice

Dissection and Culture of Commissural Neurons from Embryonic Spinal Cord

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies of these neurons are located in the dorsal spinal cord and their axons follow stereotyped trajectories during embryonic development. Commissural axons initially project ventrally towards the floorplate. After crossing the midline, these axons turn anteriorly and project towards the brain. Each of these steps is regulated by the action of several guidance cues. Cultures highly enriched in commissural neurons are ideally suited for many experiments addressing the mechanisms of axon pathfinding, including turning assays, immunochemistry and biochemistry. Here, we describe a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. First, the spinal cord is isolated and dorsal strips are dissected out. The dorsal tissue is then dissociated into a cell suspension by trypsinization and mechanical disruption. Neurons are plated onto poly-L-lysine-coated glass coverslips or tissue-culture dishes. After 30 hours in vitro, most neurons have extended an axon. The purity of the culture (Yam et al. 2009), typically over 90%, can be assessed by immunolabeling with the commissural neuron markers DCC, LH2 and TAG1 (Helms and Johnson, 1998). This neuronal preparation is a useful tool for in vitro studies of the cellular and molecular mechanisms of commissural axon growth and guidance during spinal cord development.

This video demonstrates a method to dissect and culture commissural neurons from E13 rat dorsal spinal cord. Dissociated commissural neurons are useful to study the cellular and molecular mechanisms of axon growth and guidance.

Dissection und Kultur kommissuralen Nervenzellen aus embryonalen Rückenmark

Commissural neurons have been widely used to investigate the mechanisms underlying axon guidance during embryonic spinal cord development. The cell bodies ...

Forschung

Neurowissenschaften

Nucleofection and Primary Culture of Embryonic Mouse Hippocampal and Cortical Neurons

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and synapse formation and function. An advantage of culturing these neurons is that they readily polarize, forming distinctive axons and dendrites, on a two dimensional substrate at very low densities. This property has made them extremely useful for determining many aspects of neuronal development. Furthermore, by providing glial conditioning for these neurons they will continue to develop, forming functional synaptic connections and surviving for several months in culture. In this protocol we outline a technique to dissect, culture and transfect embryonic mouse hippocampal and cortical neurons. Transfection is accomplished by electroporating DNA into the neurons before plating via nucleofection. This protocol has the advantage of expressing fluorescently-tagged fusion proteins early in development (~4-8hrs after plating) to study the dynamics and function of proteins during polarization, axon outgrowth and branching. We have also discovered that this single transfection before plating maintains fluorescently-tagged fusion protein expression at levels appropriate for imaging throughout the lifetime of the neuron (&gt; 2 months in culture). Thus, this methodology is useful for studying protein localization and function throughout CNS development with little or no disruption of neuronal function.

This protocol outlines the steps required to dissect, transfect via electroporation and culture mouse hippocampal and cortical neurons. Short-term cultures may be used for studies of axon outgrowth and guidance, while long-term cultures can be used for studies of synaptogenesis and dendritic spine analysis.

Nucleofection und Primärkultur von embryonalen Maus-Hippocampus und kortikalen Neuronen

Hippocampal and cortical neurons have been used extensively to study central nervous system (CNS) neuronal polarization, axon/dendrite outgrowth, and ...

Calcium Phosphate Transfection of Primary Hippocampal Neurons

Calcium phosphate precipitation is a convenient and economical method for transfection of cultured cells. With optimization, it is possible to use this method on hard-to-transfect cells like primary neurons. Here we describe our detailed protocol for calcium phosphate transfection of hippocampal neurons cocultured with astroglial cells.

Calciumphosphat-Transfektion von primären Hippocampus-Neuronen

Calcium phosphate precipitation is a convenient and economical method for transfection of cultured cells. With optimization, it is possible to use this ...

Isolation and Culture of Dissociated Sensory Neurons From Chick Embryos

Neurons are multifaceted cells that carry information essential for a variety of functions including sensation, motor movement, learning, and memory. Studying neurons in vivo can be challenging due to their complexity, their varied and dynamic environments, and technical limitations. For these reasons, studying neurons in vitro can prove beneficial to unravel the complex mysteries of neurons. The well-defined nature of cell culture models provides detailed control over environmental conditions and variables. Here we describe how to isolate, dissociate, and culture primary neurons from chick embryos. This technique is rapid, inexpensive, and generates robustly growing sensory neurons. The procedure consistently produces cultures that are highly enriched for neurons and has very few non-neuronal cells (less than 5%). Primary neurons do not adhere well to untreated glass or tissue culture plastic, therefore detailed procedures to create two distinct, well-defined laminin-containing substrata for neuronal plating are described. Cultured neurons are highly amenable to multiple cellular and molecular techniques, including co-immunoprecipitation, live cell imagining, RNAi, and immunocytochemistry. Procedures for double immunocytochemistry on these cultured neurons have been optimized and described here.

Cell culture models provide detailed control over environmental conditions and thus provide a powerful platform to elucidate numerous aspects of neuronal cell biology. We describe a rapid, inexpensive, and reliable method to isolate, dissociate, and culture sensory neurons from chick embryos. Details of substrata preparation and immunocytochemistry are also provided.

Isolation und Kultur der Dissoziierte sensorischen Neuronen aus Hühnerembryonen

Neurons are multifaceted cells that carry information essential for a variety of functions including sensation, motor movement, learning, and memory. ...

Isolation, Culture and Long-Term Maintenance of Primary Mesencephalic Dopaminergic Neurons From Embryonic Rodent Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes involved in physiological functions and vulnerability and death of these neurons is imparative to understanding the underlying causes and unraveling the cure for this common neurodegenerative disorder. Primary cultures of mesDA neurons provide a tool for investigation of the molecular, biochemical and electrophysiological properties, in order to understand the development, long-term survival and degeneration of these neurons during the course of disease. Here we present a detailed method for the isolation, culturing and maintenance of midbrain dopaminergic neurons from E12.5 mouse (or E14.5 rat) embryos. Optimized cell culture conditions in this protocol result in presence of axonal and dendritic projections, synaptic connections and other neuronal morphological properties, which make the cultures suitable for study of the physiological, cell biological and molecular characteristics of this neuronal population.

The causes of degeneration of midbrain dopaminergic neurons during Parkinson&#8217;s disease are not fully understood. Cellular culture systems provide an essential tool for study of the neurophysiological properties of these neurons. Here we present an optimized protocol, which can be utilized for in vitro modeling of neurodegeneration.

Isolation, Kultur und langfristige Wartung von Primär mesencephalen dopaminergen Neuronen aus embryonalen Nagetier Brains

Degeneration of mesencephalic dopaminergic (mesDA) neurons is the pathological hallmark of Parkinson&#8217;s diseae. Study of the biological processes ...

Low-Density Primary Hippocampal Neuron Culture

The ability to probe the structure and physiology of individual nerve cells in culture is crucial to the study of neurobiology, and allows for flexibility in genetic and chemical manipulation of individual cells or defined networks. Such ease of manipulation is simpler in the reduced culture system when compared to the intact brain tissue. While many methods for the isolation and growth of these primary neurons exist, each has its own limitations. This protocol describes a method for culturing low-density and high-purity rodent embryonic hippocampal neurons on glass coverslips, which are then suspended over a monolayer of glial cells. This &#39;sandwich culture&#39; allows for exclusive long-term growth of a population of neurons while allowing for trophic support from the underlying glial monolayer. When neurons are of sufficient age or maturity level, the neuron coverslips can be flipped-out of the glial dish and used in imaging or functional assays. Neurons grown by this method typically survive for several weeks and develop extensive arbors, synaptic connections, and network properties.

This article describes the protocol for culturing low-density primary hippocampal neurons growing on glass coverslips inverted over a glial monolayer. The neuron and glial layers are separated by paraffin wax beads. The neurons grown by this method are suitable for high-resolution optical imaging and functional assays.

Low-Density Primäre Hippocampus Kultur

The ability to probe the structure and physiology of individual nerve cells in culture is crucial to the study of neurobiology, and allows for flexibility ...

Spinal Cord Neurons Isolation and Culture from Neonatal Mice

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on postnatal day 1-3. A mouse litter, usually 4-10 pups born from one breeding pair, is gathered for one experiment, and spinal cords are collected individually from each mouse after euthanasia with isoflurane. The spinal column is dissected out and then the spinal cord is released from the column. The spinal cords are then minced to increase the surface area of delivery for an enzymatic protease that allows for the neurons and other cells to be released from the tissue. Trituration is then used to release the cells into solution. This solution is subsequently fractionated in a density gradient to separate the various cells in solution, allowing for neurons to be isolated. Approximately 1-2.5 x 106 neurons can be isolated from one litter group. The neurons are then seeded onto wells coated with adhesive factors that allow for proper growth and maturation. The neurons take approximately 7 days to reach maturity in the growth and culture medium and can be used thereafter for treatment and analysis.

This study presents a technique for the isolation of neurons from WT neonatal mice. It requires the careful dissection of the spinal cord from the neonatal mouse, followed by the separation of neurons from the spinal cord tissue through mechanical and enzymatic cleavage.

Wirbelsäule Neuronen Isolierung und Kultur aus neonatalen Mäusen

We present a protocol for the isolation and culture of spinal cord neurons. The neurons are obtained from neonatal C57BL/6 mice and are isolated on ...

Primary Culture of Neurons Isolated from Embryonic Mouse Cerebellum

The use of primary cell cultures has become one of the major tools to study the nervous system in vitro. The ultimate goal of using this simplified model system is to provide a controlled microenvironment and maintain the high survival rate and the natural features of dissociated neuronal and nonneuronal cells as much as possible under in vitro conditions. In this article, we demonstrate a method of isolating primary neurons from the developing mouse cerebellum, placing them in an in vitro environment, establishing their growth, and monitoring their viability and differentiation for several weeks. This method is applicable to embryonic neurons dissociated from cerebellum between embryonic days 12&ndash;18.

Conducting in vitro experiments to reflect in vivo conditions as adequately as possible is not an easy task. The use of primary cell cultures is an important step toward understanding cell biology in a whole organism. The provided protocol outlines how to successfully grow and culture embryonic mouse cerebellar neurons.

Primäre Kultur der Neuronen isoliert von Embryonal Mouse Cerebellum

The use of primary cell cultures has become one of the major tools to study the nervous system in vitro. The ultimate goal of using this simplified model ...

Isolation and Culture of Oculomotor, Trochlear, and Spinal Motor Neurons from Prenatal Islmn:GFP Transgenic Mice

Oculomotor neurons (CN3s) and trochlear neurons (CN4s) exhibit remarkable resistance to degenerative motor neuron diseases such as amyotrophic lateral sclerosis (ALS) when compared to spinal motor neurons (SMNs). The ability to isolate and culture primary mouse CN3s, CN4s, and SMNs would provide an approach to study mechanisms underlying this selective vulnerability. To date, most protocols use heterogeneous cell cultures, which can confound the interpretation of experimental outcomes. To minimize the problems associated with mixed-cell populations, pure cultures are indispensable. Here, the first protocol describes in detail how to efficiently purify and cultivate CN3s/CN4s alongside SMNs counterparts from the same embryos using embryonic day 11.5 (E11.5) IslMN:GFP transgenic mouse embryos. The protocol provides details on the tissue dissection and dissociation, FACS-based cell isolation, and in vitro cultivation of cells from CN3/CN4 and SMN nuclei. This protocol adds a novel in vitro CN3/CN4 culture system to existing protocols and simultaneously provides a pure species- and age-matched SMN culture for comparison. Analyses focusing on the morphological, cellular, molecular, and electrophysiological characteristics of motor neurons are feasible in this culture system. This protocol will enable research into the mechanisms that define motor neuron development, selective vulnerability, and disease.

Isolation and Culture of Oculomotor, Trochlear, and Spinal Motor Neurons from Prenatal Islmn:GFP Transgenic Mice

This work presents a protocol to yield homogeneous cell cultures of primary oculomotor, trochlear, and spinal motor neurons. These cultures can be used for comparative analyses of the morphological, cellular, molecular, and electrophysiological characteristics of ocular and spinal motor neurons.

Isolation und Kultur von Okulomotor, Trochlea, und Spinal Motor Neuronen von pränatalen Islmn:GFP Transgene Mäuse

Oculomotor neurons (CN3s) and trochlear neurons (CN4s) exhibit remarkable resistance to degenerative motor neuron diseases such as amyotrophic lateral ...

Isolation and Culture of Primary Neurons and Glia from Adult Rat Urinary Bladder

The lower urinary tract has two main functions, namely, periodic urine storage and micturition; these functions are mediated through central and peripheral neuroregulation. Although extensive research on the lower urinary tract nervous system has been conducted, most studies have focused on primary culture. This protocol introduces a method for the isolation and culture of bladder neurons and glia from Sprague&#8211;Dawley rats. In this method, the neurons and glia were incubated in a 37 &#176;C, 5% CO2 incubator for 5&#8211;7 days. As a result, they grew into mature shapes suitable for related subsequent immunofluorescence experiments. Cells were morphologically observed using an optical microscope. Neurons, synaptic vesicles, and glia were identified by &#946;-III-tubulin and MAP-2, Synapsin-1, and GFAP staining, respectively. Meanwhile, immunocytochemistry was performed on several neurotransmitter-related proteins, such as choline acetyltransferase, DYNLL2, and SLC17A9.

This protocol attempts to establish a repeatable protocol for primary neurons and glia isolation from rat bladder for further cellular experiments.