The authors thank current and former members of the Rubenstein lab for providing a supportive and enthusiastic research environment. The authors thank Mark Hochstrasser (Yale University) for sharing reagents and expertise. E.M.R. thanks Stefan Kreft (University of Konstanz) and Jennifer Bruns (University of Pittsburgh) for sharing invaluable expertise in kinetic analysis of proteins. This work was supported by a National Institutes of Health grant (R15 GM111713) to E.M.R., a Ball State University ASPiRE research award to E.M.R, a research award from the Ball State University chapter of Sigma Xi to S.M.E., and funds from the Ball State University Provost's Office and Department of Biology.

酵母細胞の1成長と収穫<ol><li>内在性酵母タンパク質の分解速度を分析していない場合は、目的のタンパク質をコードするプラスミドを用いて、所望の酵母菌株（単数または複数）を変換します。酵母の形質転換のための信頼できる方法は、先37に記載されています。 </li><li>適切な培地5mlに酵母を接種する（ 例えば、形質転換細胞または非形質転換細胞のための非選択的な酵母エキス-ペプトン-デキストロース（YPD）培地のプラスミド維持のための選択的な合成に定義（SD）培地）。回転、30℃で一晩インキュベートします。 注：30℃、典型的な野生型実験室酵母株38のための最適な成長温度です。しかし、にいくつかの変異体酵母株は30℃で最適に増殖しないので、いくつかのタンパク質は、温度依存性の分解を受ける、酵母細胞の増殖およびシクロヘキシミドチェイスに使用される温度は、経験的に39を決定すべきです。 </li><li>目を測定します各一晩培養物の600nmで（OD 600）での電子光学密度。 注：細胞は、対数または定常増殖期にあってもよいが、最低限の新鮮な培地15mlにOD 600 = 0.2に希釈を可能にする密度に達している必要があります。 </li><li>新鮮な培地の0.2〜15でミリリットルのOD 600値に一晩培養を希釈します。 </li><li>細胞が中期対数増殖期（ すなわち 、0.8と1.2の間のOD 600）に達するまで振とう、30℃で酵母を培養します。 </li><li>酵母細胞成長の間、シクロヘキシミドチェイス手順の準備のために次の手順を実行します。 <ol><li>シクロヘキシミドの存在下での細胞のインキュベーションを30℃に15ミリリットルを円錐管を収容することができヒートブロックを設定します。文化への効率的な熱分布を可能にするために、ヒートブロックのウェルに水を追加します。 15ミリリットルコニカルチューブは、水位がオーバーフローに上昇するが、しないように十分の唇を引き起こすであろうことを、各ウェルなどに水を追加します。。 </li><li>細胞溶解後のタンパク質の変性、95℃、1.5 mlマイクロチューブを収容可能な第2ヒートブロックを設定します。 </li><li>プリ暖かい新鮮な増殖培地（培養あたりの時点当たり1.1ミリリットルをアッセイする）30℃です。 </li><li> 50μlの20倍ストップ・ミックスを追加するために予め標識マイクロ遠心チューブ（分析対象の培養当たりの時間点につき1チューブ）。氷の上にチューブを入れます。 注意：アジ化ナトリウム、20倍ストップミックス中の成分は、経口摂取または皮膚接触を介して、有毒です。 、準備、保存、およびアジ化ナトリウムを取り扱う際、メーカーの推奨事項に従ってください。偶発的曝露の場合には、メーカーが提供する製品安全データシートを参照してください。 </li></ol></li><li>細胞が中期対数増殖に達したときに、（3つの時点でのタンパク質発現量を解析するために、例えば 、7.5 OD 600単位）アッセイされるべき時点ごとに各培養物の2.5 OD 600単位を収集します。遠心分離機は3,0で15ミリリットルコニカルチューブに細胞を収集しました2分間、室温で00 XG。 注：One OD 600単位はOD 1.0の600で1ミリリットルの培養物中に存在する酵母の量に等しいです。 V = X OD 600単位/ OD 600の測定：X OD 600単位（V）を回収するのに必要な培養液（ml単位）の量は、以下の式を用いて決定することができます。例えば、OD 1.0の600で酵母細胞培養の7.5 OD 600単位を収穫7.5 OD 600単位/ 1.0 = 7.5ミリリットル酵母培養物を収集します。 </li><li> 30の1ミリリットル°C（予め温めておいた）細胞の2.5 OD 600ユニット（ 例えば 、7.5 OD 600ユニットの3ミリリットル）あたりの新鮮な増殖培地中で再懸濁し、各細胞ペレット。 </li></ol> 2.シクロヘキシミドチェイス<ol><li> 30℃のヒートブロックで5分間インキュベートすることによって、酵母細胞懸濁液を平衡化します。 </li><li>午後12時からカウントアップするタイマーを準備します。 </li><li>シクロヘキシミドチェイスを開始するには、Enterキーを押して、タイマーに「スタート」。素早く、しかし、慎重に、次の手順を実行します。 <ol><li>最初の酵母細胞懸濁液に250μgの/ mlの最終濃度になるようにシクロヘキシミドを追加します（ 例えば、細胞懸濁液の3ミリリットルに20ミリグラム/ mlのシクロヘキシミド株式の37.5μlを添加）、および渦が簡単にミックスします。 注意：シクロヘキシミドは、皮膚刺激性であり、経口摂取を介して、有毒です。 、準備、保存、およびシクロヘキシミドを取り扱う際、メーカーの推奨事項に従ってください。偶発的曝露の場合には、メーカーが提供する製品安全データシートを参照してください。 </li><li>すぐにシクロヘキシミドとボルテックスを追加した後、50μlの氷冷20倍ストップミックスを含む前標識されたマイクロ遠心チューブに加え、シクロヘキシミドで酵母細胞懸濁液の950μlの（〜2.4 OD 600ユニット）を転送します。全てのサンプルが収集されるまで氷上にマイクロ遠心管、および場所をボルテックス。 </li><li> 30℃に酵母細胞懸濁液を返します。 </li></ol></li><li>手順を繰り返し2.3を通じて2.3.1午前一時で一定時間間隔（ 例えば、シクロヘキシミドは0時30分で、午後12時で、サンプル＃2を＃1をサンプルに添加されるように30秒ごとに、サンプル＃3で、残りの酵母細胞懸濁液のそれぞれについて0.3 等 。）。 </li><li>その後の各時点で、渦酵母細胞懸濁液と50μlの予冷した20倍ストップ・ミックスを含む標識マイクロ遠心チューブに950μlのを転送します。氷上で回収した細胞をボルテックスし、配置します。 30℃のヒートブロックに15ミリリットルを円錐管を返します。 <ol><li>例えば、30分シクロヘキシミドの添加後の細胞の収集のために、渦（タイムコースの開始時に、酵母細胞懸濁液にシクロヘキシミド添加の間に30秒の間隔を仮定）と30:00でサンプル＃1からの細胞懸濁液950μLを除去します。ように30:30でサンプル＃2のために繰り返し、。 注：チェイスの過程を通じて約15ミリリットルで、5分ごとにコニカルチューブをボルテックス細胞懸濁液を酵母の沈降を防止するために。あるいは、酵母細胞懸濁液Sはシクロヘキシミドチェイス実験の期間中、連続的に撹拌水浴中で維持することができます。 </li></ol></li><li>全てのサンプルが収集されたら、ペレットを30秒間、室温にて6,500×gでの遠心分離によって細胞を収集しました。ピペッティングまたは吸引により上清を取り除きます。細胞は、今、アルカリ溶解のための準備が整いました。また、スナップ凍結液体窒素とストア内のペレット化した細胞を-80℃で。 </li></ol> 3.ポストアルカリ性タンパク質抽出（16,40から変更されました） <ol><li>各細胞ペレットに100μlの蒸留水を加えます。ピペッティングまたはボルテックスによって再懸濁します。 </li><li>各試料に0.2 M NaOHを100μLを加えます。ピペッティングまたはボルテックスにより混和します。 </li><li>インキュベートは、室温で5分間、細胞を懸濁しました。この段階において、酵母細胞は溶解されていない、およびタンパク質40をリリースしていません。 </li><li>部屋の気性で18,000×gで遠心分離により細胞をペレット化30秒間ature。ピペッティングまたは吸引により上清を取り除きます。 </li><li>細胞を溶解し、各細胞ペレットにレムリ試料緩衝液100μlを加えます。ピペッティングまたはボルテックスによって再懸濁します。 注：トリス - グリシンランニング緩衝系を使用して、ドデシル硫酸ナトリウム - ポリアクリルアミドゲル電気泳動（SDS-PAGE）と互換性のある形でのNaOHとのLaemmli試料バッファを解放タンパク質と細胞の連続インキュベーション。 </li><li>完全タンパク質を変性するために95℃で5分間インキュベートします。 注：95℃でのインキュベーションは、凝集しやすいタンパク質の分析には適していない（ 例えば 、いくつかの膜貫通セグメントを有するタンパク質）。高温41でインキュベートした場合、これらのタンパク質は不溶性になることがあります。経験的に決定されたとして30分、 - 10 -したがって、そのようなタンパク質の分析のために、溶解物は、より低い温度（70℃、例えば 37℃）でインキュベートする必要があります。 </li><li> ROで18,000×gで遠心分離した溶解物不溶性物質をペレット化するために1分間オム温度。上清（可溶化抽出したタンパク質）をSDS-PAGEおよびその後のウエスタンブロット分析による分離のために準備ができています。また、-20℃で保存溶解物。 </li></ol> 4.代表的SDS-PAGEおよびウェスタンブロッティング手順（16から適応） <ol><li>負荷タンパク質分子量標準およびSDS-PAGEゲル上に溶解物の経験的に決定されたボリューム。 注：目的のタンパク質の分子量に基づいて、SDS-PAGEゲル中のアクリルアミドおよびビスアクリルアミドの割合を選択します。一般的に、低いパーセンテージのゲルは、より高い分子量のタンパク質を解決するために適しています。 </li><li>色素の先端がゲルの下端に達するまで、200 Vでゲルを実行します。 </li><li> 4℃で90分 - ポリフッ化ビニリデン（PVDF）60 20 Vで湿潤転写によって膜にゲルから転送タンパク質。 </li><li> （TBトリス緩衝生理食塩水でインキュベートすることにより、膜をブロックS）、5％スキムミルクを含む1時間または4℃で一晩、室温で、ロッキング。 注：一晩インキュベートした膜の存在下で微生物の増殖を防ぐためには、0.02％の最終濃度でブロッキング溶液にアジ化ナトリウムを含むことが推奨されます。 </li><li>室温で1時間、揺動、0.1％のTween-20（TBS / T）及び1％のスキムミルクを含むTBS中で目的のタンパク質に特異的な一次抗体と共に膜をインキュベートします。 </li><li>ロッキング、TBS / Tで、室温で3×5分間メンブレンを洗浄。 </li><li>ロッキング、室温で1時間1％スキムミルクを含むTBS / Tで適切なフルオロフォア結合二次抗体で膜をインキュベートします。 注：フルオロフォアは、光に敏感です。したがって、フルオロフォアに結合した抗体の希釈液は、暗闇の中で準備する必要があり、かつ蛍光団およびその後の洗浄工程に結合した抗体の存在下での膜のインキュベーションは、（ 例えば、アルミホイルにくるまれた）遮光に起こるべき共同ntainers。 </li><li>ロッキング、TBS / Tで、室温で3×5分間メンブレンを洗浄。 </li><li>画像膜メーカーの推奨に従って、LI-CORのオデッセイCLX及び画像Studioソフトウェア（または同等のイメージング機器やソフトウェア）を使用。 </li><li>膜の画像を取得した後、ロッキング、1時間室温で1％スキムミルクを含むTBS / Tでローディングコントロールタンパク質に特異的な一次抗体で膜をインキュベートします。 </li><li>ロッキング、TBS / Tで、室温で3×5分間メンブレンを洗浄。 </li><li>ロッキング、室温で1時間1％スキムミルクを含むTBS / Tで適切なフルオロフォア結合二次抗体で膜をインキュベートします。 </li><li>ロッキング、TBS / Tで、室温で3×5分間メンブレンを洗浄。 </li><li>ステップ4.9のように、画像の膜。 </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

この論文では、タンパク質分解の動態を分析するための方法が提供されます。この技術は、容易に様々なメカニズムにより分解タンパク質の範囲に適用することができます。シクロヘキシミドチェイス実験は、所定のタンパク質の定常状態プールの分解速度について報告することに留意することが重要です。他の技術は、タンパク質の特定の集団の分解速度を分析するために使用されてもよ?...

タンパク質は、事実上すべての細胞プロセスにおいて重要な機能を実行します。多くの生理学的プロセスは時間のまたは特定の状況下で定義された期間に特定のタンパク質（またはタンパク質）の存在を必要とします。生物は、したがって、監視および携帯ニーズ1を満たすために、タンパク質存在量を調節します。例えば、サイクリン（細胞分裂を調節するタンパク質）は、細胞周期の特定の相に存在し、規制サイクリンレベルの損失は、悪性腫瘍の形成2に関連しています。細胞のニーズを満たすためにタンパク質レベルを調節することに加えて、細胞は、誤って折り畳まれ、組み立てられていない、またはそうでなければ異常なタンパク質分子3を除去するために分解品質管理機構を採用します。タンパク質存在量の制御は、巨大分子の合成（転写および翻訳）および分解（RNAの崩壊とタンパク質分解）の両方の調節を伴います。障害または過剰なタンパク質分解は、複数の病理に貢献します、癌、嚢胞性線維症、神経変性疾患、および心血管障害4-8を含みます。タンパク質分解のメカニズムは、したがって、病気9-12の範囲のための有望な治療標的を表します。 単一時点でのタンパク質の分析は、（ 例えば 、ウェスタンブロットで13、フローサイトメトリー14、または蛍光顕微鏡15）の合成や分解の相対的な寄与を明らかにすることなく定常状態のタンパク質存在量のスナップショットを提供します。同様に、増殖に基づくレポーターアッセイは、合成および分解15~20の影響を区別することなく、長期間にわたる定常状態タンパク質レベルを反映します。前の存在量を比較することにより、薬理学的proteを不活性化することによって、例えば、分解機構（の特定の成分を阻害した後の定常状態タンパク質レベルの分解過程の寄与を推定することが可能ですasome 21または分解13に必要とされることが仮定遺伝子）をノックアウト。分解経路を阻害した後の定常状態のタンパク質レベルの変化は、タンパク質発現量13の制御にタンパク質分解の寄与のための強力な証拠を提供します。しかし、このような分析は、依然としてタンパク質代謝回転の動態に関する情報を提供していません。ウェスタンブロッティングに続いてシクロヘキシミドチェイスは、研究者は、時間22-24かけてタンパク質分解を視覚化することを可能にすることによって、これらの弱点を克服します。シクロヘキシミドチェイス以下のタンパク質の検出は、通常、ウエスタンブロット法、放射性同位体と長い免疫沈降ステップによって行われるためさらに、また、タンパク質分解25を可視化するために行われている多くの一般的に使用されるパルスチェイス技術とは異なり、シクロヘキシミドチェイスのために必要とされていません。 シクロヘキシミドは、最初の抗真菌適切有する化合物として同定されました26,27 グリセウスグラム陽性菌ストレプトミセスによって生成ネクタイ。これは、具体的には、リボソームの転位28-31を損なうことにより、真核生物の細胞質ゾル（しかしオルガネラない）翻訳を阻害する細胞透過性分子です。シクロヘキシミドチェイス実験において、シクロヘキシミドを細胞に添加し、細胞のアリコートを、化合物22の添加後すぐに、特定の時点で収集されます。細胞を溶解し、そして各時点でのタンパク質の存在量は、典型的には、ウェスタンブロットによって分析します。シクロヘキシミドの添加後のタンパク質存在量の減少は、自信を持って、タンパク質の分解に起因することができます。比較的安定したタンパク質が豊富でほとんど変化を示すであろうしながら、不安定なタンパク質は、時間をかけて豊富に減少します。 選択的なタンパク質分解のメカニズムは非常に真核生物を通じて保存されています。タンパク質分解について知られていることの多くは、最初に学習されましたモデル単細胞真核生物、 サッカロマイセス・セレビシエ （出芽酵母）25,32-36。酵母を用いた研究は、タンパク質分解に新規で重要な洞察を提供し続ける可能性が高いです。タンパク質量のウェスタンブロット分析を行った酵母細胞におけるシクロヘキシミド追跡するための方法がここに提示されています。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="607">
	<tbody>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Desired yeast strains, plasmids, standard medium and buffer components</td>
			<td style="width:105px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Disposable borosilicate glass tubes</td>
			<td style="width:105px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">14-961-32</td>
			<td style="width:167px;">Available from a variety of manufacturers</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Temperature-regulated incubator (e.g. Heratherm Incubator Model IMH180)</td>
			<td style="width:105px;">Dot Scientific</td>
			<td style="width:119px;">51028068</td>
			<td style="width:167px;">Available from a variety of manufacturers</td>
		</tr>
		<tr height="357">
			<td height="357" style="height:357px;width:216px;">New Brunswick Interchangeable Drum for 18 mm tubes (tube roller)</td>
			<td style="width:105px;">New Brunswick</td>
			<td style="width:119px;">M1053-0450</td>
			<td style="width:167px;">A tube roller is recommended to maintain overnight&#160; starter cultures of yeast cells in suspension. Alternatively, if a tube roller is unavailable, a platform shaker in a temperature-controlled incubator may be used for overnight starter cultures. A platform shaker or tube roller may be used to maintain larger cultures in suspension.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">New Brunswick TC-7 Roller Drum 120V 50/60 H</td>
			<td style="width:105px;">New Brunswick</td>
			<td style="width:119px;">M1053-4004</td>
			<td>For use with tube roller</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">SmartSpec Plus Spectrophotometer</td>
			<td style="width:105px;">Bio-Rad</td>
			<td>170-2525</td>
			<td style="width:167px;">Available from a variety of manufacturers</td>
		</tr>
		<tr height="147">
			<td height="147" style="height:147px;width:216px;">Centrifuge 5430</td>
			<td style="width:105px;">Eppendorf</td>
			<td>5427 000.216&#160;</td>
			<td style="width:167px;">Rotor that is sold with unit holds 1.5- and 2.0-ml microcentrifuge tubes. Rotor may be swapped for one that holds 15- and 50-ml conical tubes</td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:216px;">Fixed-Angle Rotor F-35-6-30 with Lid and Adapters for Centrifuge Model 5430/R, 15/50 mL Conical Tubes, 6-Place</td>
			<td style="width:105px;">Eppendorf</td>
			<td>F-35-6-30</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">15-ml screen printed screw cap tube 17 x 20 mm conical, polypropylene</td>
			<td style="width:105px;">Sarstedt</td>
			<td style="width:119px;">62.554.205</td>
			<td style="width:167px;">Available from a variety of manufacturers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">1.5-ml flex-tube, PCR clean, natural microcentrifuge tubes</td>
			<td style="width:105px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:119px;">22364120</td>
			<td style="width:167px;">Available from a variety of manufacturers</td>
		</tr>
		<tr height="357">
			<td height="357" style="height:357px;width:216px;">Analog Dri-Bath Heaters</td>
			<td style="width:105px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">1172011AQ</td>
			<td style="width:167px;">It is recomended that two heaters are available (one for incubating cells during cycloheximide treatment and one for boiling lysates to denature proteins). Alternatively, 30 &#176;C water bath may be used for incubation of cells in the presence of cycloheximide. Boiling water bath with hot plate may altertnatively be used to denature proteins.</td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:216px;">Heating block for 12 x 15-ml conical tubes</td>
			<td style="width:105px;">Fisher Scientific</td>
			<td>11-473-70</td>
			<td style="width:167px;">For use with Dri-Bath Heater during incubation of cells in the presence of cycloheximide.</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Heating block for 20 x 1.5-ml conical tubes</td>
			<td style="width:105px;">Fisher Scientific</td>
			<td>11-718-9Q</td>
			<td style="width:167px;">For use with Dri-Bath Heater to boil lysates for protein denaturation.</td>
		</tr>
		<tr height="105">
			<td height="105" style="height:105px;width:216px;">SDS-PAGE running and transfer apparatuses, power supplies, and imaging equipment or darkrooms for SDS-PAGE and transfer to membrane</td>
			<td style="width:105px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Will vary by lab and application</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Western blot imaging system (e.g. Li-Cor Odyssey CLx scanner and Image Studio Software)</td>
			<td style="width:105px;">Li-Cor</td>
			<td>9140-01</td>
			<td style="width:167px;">Will vary by lab and application</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">EMD Millipore Immobilon PVDF Transfer Membranes</td>
			<td style="width:105px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">IPFL00010</td>
			<td style="width:167px;">Will vary by lab and application</td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Primary antibodies (e.g. Phosphoglycerate Kinase (Pgk1) Monoclonal antibody, mouse (clone 22C5D8))</td>
			<td style="width:105px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">459250</td>
			<td style="width:167px;">Will vary by lab and application</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Secondary antibodies (e.g. Alexa-Fluor 680 Rabbit Anti-Mouse IgG (H+L))</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A-21065</td>
			<td style="width:167px;">Will vary by lab and application</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cycloheximide chase analysis of protein degradation in saccharomyces cerevisiae

タンパク質存在量の調節は、事実上すべての細胞プロセスに不可欠です。タンパク質の存在量は、タンパク質合成およびタンパク質分解の速度の統合を反映しています。多くのタンパク質存在量に関するレポートアッセイ（ 例えば 、単一の時点ウェスタンブロッティング、フローサイトメトリー、蛍光顕微鏡、または増殖に基づくレポーターアッセイ）は、タンパク質レベルでの翻訳とタンパク質分解の相対的効果の差別を許しません。この記事では、具体的には、モデル単細胞真核生物、 サッカロマイセス・セレビシエ （出芽酵母）にタンパク質分解を分析するためのウェスタンブロッティングに続いてシクロヘキシミドチェイスの使用を記載しています。この手順では、酵母細胞は、翻訳阻害剤シクロヘキシミドの存在下でインキュベートされます。細胞のアリコートを後シクロヘキシミドの添加後の特定の時点ですぐに収集されます。細胞を溶解し、そして溶解物を、ポリアクリルアミドゲル電気泳動によって分離されるFO各時点でのタンパク質量のウェスタンブロット分析をrは。シクロヘキシミドチェイス手順は、種々の細胞タンパク質の定常状態の人口の分解動態の可視化を可能にします。手順は、タンパク質分解のための遺伝的要件および環境の影響を調査するために使用することができます。

シクロヘキシミド追跡方法を説明するために、Deg1 -Sec62の安定性（ 図1）、モデル酵母の小胞体（ER）関連分解（ERAD）基板は、42〜44を分析しました。 ERADでは、品質管理ユビキチンリガーゼ酵素は共有結合ER膜に局在異常なタンパク質に小さなタンパク質のユビキチン鎖を取り付けます。このようなポリユビキチン化タンパク質は、その後、...

Watch this Scientific Journal Video about Cycloheximide Chase Analysis of Protein Degradation in Saccharomyces cerevisiae at JoVE.com

Cycloheximide Chase Analysis of Protein Degradation in Saccharomyces cerevisiae

Protein abundance reflects the rates of both protein synthesis and protein degradation. This article describes the use of cycloheximide chase followed by western blotting to analyze protein degradation in the model unicellular eukaryote, Saccharomyces cerevisiae (budding yeast).

タンパク質分解中のシクロヘキシミドチェイス分析<em&gt;サッカロマイセス・セレビシエ</em

Regulation of protein abundance is crucial to virtually every cellular process. Protein abundance reflects the integration of the rates of protein ...

cycloheximide-chase-analysis-protein-degradation-saccharomyces

Research

JoVE Journal

Biology

Cycloheximide Chase Analysis of Protein Degradation in Saccharomyces cerevisiae

28.8K ビュー.  Ball State University. Protein abundance reflects the rates of both protein synthesis and protein degradation. This article describes the use of cycloheximide chase followed by western blotting to analyze protein degradation in the model unicellular eukaryote, Saccharomyces cerevisiae (budding yeast).

ビデオ: Cycloheximide Chase Analysis of Protein Degradation in Saccharomyces cerevisiae

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

の解剖サッカロマイセスセレビシエ ASCI

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

生物学

Quantitative Phosphoproteomics in Fatty Acid Stimulated Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes the growth and stimulation, with the fatty acid oleate, of isotopically heavy and light S. cerevisiae cells. Cells are ground using a cryolysis procedure in a ball mill grinder and the resulting grindate brought into solution by urea solubilization. This procedure allows for the lysis of the cells in a metabolically inactive state, preserving phosphorylation and preventing reorientation of the phosphoproteome during cell lysis.  Following reduction, alkylation, trypsin digestion of the proteins, the samples are desalted on C18 columns and the sample complexity reduced by fractionation using hydrophilic interaction chromatography (HILIC). HILIC columns preferentially retain hydrophilic molecules which is well suited for phosphoproteomics.  Phosphorylated peptides tend to elute later in the chromatographic profile than the non phosphorylated counterparts. After fractionation, phosphopeptides are enriched using immobilized metal chromatography, which relies on charge-based affinities for phosphopeptide enrichment. At the end of this procedure the samples are ready to be quantitatively analyzed by mass spectrometry.

Quantitative Phosphoproteomics in Fatty Acid Stimulated Saccharomyces cerevisiae

Description of a quantitative phosphorylation procedure using cryolysis, urea solubilziation, HILIC fractionation and IMAC enrichment of phosphorylated peptides.

脂肪酸の定量的なPhosphoproteomicsは刺激を受けてサッカロマイセスセレビシエ</em

This protocol describes the growth and stimulation, with the fatty acid oleate, of isotopically heavy and light S. cerevisiae cells. Cells are ground ...

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent. In the experiment, yeast is grown for 48 hours in 1/2X YPD broth containing 3X glucose. The culture is split into a control and treated group. The experiment culture is treated with 0.5 mM H2O2 in Hanks Buffered Saline (HBSS) for 1 hour. The control culture is treated with HBSS only. Total RNA is extracted from both cultures and is converted to a biotin-labeled cRNA product through a multistep process. The final synthesis product is taken back to the UVM Microarray Core Facility and hybridized to the Affymetrix yeast GeneChips. The resulting gene expression data are uploaded into bioinformatics data analysis software.

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent.

マイクロアレイ解析のためのサッカロマイセスセレビシエ</em

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen ...

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a quality control mechanism that can target and selectively degrade cellular material including organelles1-4. For example, damaged or redundant mitochondria (Fig. 1), not disposed of by autophagy, can represent a threat to cellular homeostasis and cell survival. In the yeast, Saccharomyces cerevisiae, nutrient deprivation (e.g., nitrogen starvation) or damage can promote selective turnover of mitochondria by autophagy in a process termed mitophagy 5-9.
We describe a simple fluorescence microscopy approach to assess autophagy. For clarity we restrict our description here to show how the approach can be used to monitor mitophagy in yeast cells. The assay makes use of a fluorescent reporter, Rosella, which is a dual-emission biosensor comprising a relatively pH-stable red fluorescent protein linked to a pH-sensitive green fluorescent protein. The operation of this reporter relies on differences in pH between the vacuole (pH ~ 5.0-5.5) and mitochondria (pH ~ 8.2) in living cells. Under growing conditions, wild type cells exhibit both red and green fluorescence distributed in a manner characteristic of the mitochondria. Fluorescence emission is not associated with the vacuole. When subjected to nitrogen starvation, a condition which induces mitophagy, in addition to red and green fluorescence labeling the mitochondria, cells exhibit the accumulation of red, but not green fluorescence, in the acidic vacuolar lumen representing the delivery of mitochondria to the vacuole. Scoring cells with red, but not green fluorescent vacuoles can be used as a measure of mitophagic activity in cells5,10-12.

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

A robust approach to monitor the delivery of organelles to the acidic lumen of the yeast vacuole for degradation and recycling is described. The method relies on the specific labeling of target organelles with a genetically encoded dual-emission fluorescence pH-biosensor, and visualization of individual cells using fluorescence microscopy.

酵母でMitophagyを監視するための蛍光顕微鏡アッセイサッカロマイセスセレビシエ

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a ...

Expression and Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein in Saccharomyces cerevisiae

The cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) is a chloride channel, that when mutated, can give rise to cystic fibrosis in humans.There is therefore considerable interest in this protein, but efforts to study its structure and activity have been hampered by the difficulty of expressing and purifying sufficient amounts of the protein1-3. Like many 'difficult' eukaryotic membrane proteins, expression in a fast-growing organism is desirable, but challenging, and in the yeast S. cerevisiae, so far low amounts were obtained and rapid degradation of the recombinant protein was observed 4-9. Proteins involved in the processing of recombinant CFTR in yeast have been described6-9 .In this report we describe a methodology for expression of CFTR in yeast and its purification in significant amounts. The protocol describes how the earlier proteolysis problems can be overcome and how expression levels of CFTR can be greatly improved by modifying the cell growth conditions and by controlling the induction conditions, in particular the time period prior to cell harvesting. The reagants associated with this protocol (murine CFTR-expressing yeast cells or yeast plasmids) will be distributed via the US Cystic Fibrosis Foundation, which has sponsored the research. An article describing the design and synthesis of the CFTR construct employed in this report will be published separately (Urbatsch, I.; Thibodeau, P. et al., unpublished). In this article we will explain our method beginning with the transformation of the yeast cells with the CFTR construct - containing yeast plasmid (Fig. 1). The construct has a green fluorescent protein (GFP) sequence fused to CFTR at its C-terminus and follows the system developed by Drew et al. (2008)10. The GFP allows the expression and purification of CFTR to be followed relatively easily. The JoVE visualized protocol finishes after the preparation of microsomes from the yeast cells, although we include some suggestions for purification of the protein from the microsomes. Readers may wish to add their own modifications to the microsome purification procedure, dependent on the final experiments to be carried out with the protein and the local equipment available to them. The yeast-expressed CFTR protein can be partially purified using metal ion affinity chromatography, using an intrinsic polyhistidine purification tag. Subsequent size-exclusion chromatography yields a protein that appears to be &gt;90% pure, as judged by SDS-PAGE and Coomassie-staining of the gel.

Expression and Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein in Saccharomyces cerevisiae

Attempts to express the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) in Saccharomyces cerevisiae have, until now, yielded relatively low amounts of protein. This protocol and the associated reagents distributed via the Cystic Fibrosis Foundation should allow the preparation of milligram amounts of this 'difficult' eukaryotic membrane protein.

で嚢胞性線維症膜コンダクタンス制御因子タンパク質の発現および精製サッカロマイセスセレビシエ

The  cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) is a chloride  channel, that when mutated, can give rise to cystic fibrosis in  ...

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for using FISH to quantify the number of mRNAs in single yeast cells. Cells can be grown in any condition of interest and then fixed and made permeable. Subsequently, multiple single-stranded deoxyoligonucleotides conjugated to fluorescent dyes are used to label and visualize mRNAs. Diffraction-limited fluorescence from single mRNA molecules is quantified using a spot-detection algorithm to identify and count the number of mRNAs per cell. While the more standard quantification methods of northern blots, RT-PCR and gene expression microarrays provide information on average mRNAs in the bulk population, FISH facilitates both the counting and localization of these mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes an experimental procedure for performing Fluorescence in situ Hybridization (FISH) for counting mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

蛍光を用いたmRNA分子の可視化と分析<em&gt;その場で</emで&gt;ハイブリダイゼーション<em&gt;サッカロミセス·セレビシエ（Saccharomyces cerevisiae）</em

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for ...

Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae

Proteostasis, defined as the combined processes of protein folding/biogenesis, refolding/repair, and degradation, is a delicate cellular balance that must be maintained to avoid deleterious consequences 1. External or internal factors that disrupt this balance can lead to protein aggregation, toxicity and cell death. In humans this is a major contributing factor to the symptoms associated with neurodegenerative disorders such as Huntington's, Parkinson's, and Alzheimer's diseases 10. It is therefore essential that the proteins involved in maintenance of proteostasis be identified in order to develop treatments for these debilitating diseases. This article describes techniques for monitoring in vivo protein folding at near-real time resolution using the model protein firefly luciferase fused to green fluorescent protein (FFL-GFP). FFL-GFP is a unique model chimeric protein as the FFL moiety is extremely sensitive to stress-induced misfolding and aggregation, which inactivates the enzyme 12. Luciferase activity is monitored using an enzymatic assay, and the GFP moiety provides a method of visualizing soluble or aggregated FFL using automated microscopy. These coupled methods incorporate two parallel and technically independent approaches to analyze both refolding and functional reactivation of an enzyme after stress. Activity recovery can be directly correlated with kinetics of disaggregation and re-solubilization to better understand how protein quality control factors such as protein chaperones collaborate to perform these functions. In addition, gene deletions or mutations can be used to test contributions of specific proteins or protein subunits to this process. In this article we examine the contributions of the protein disaggregase Hsp104 13, known to partner with the Hsp40/70/nucleotide exchange factor (NEF) refolding system 5, to protein refolding to validate this approach.

Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae

This article describes the use of a firefly luciferase-GFP fusion protein to investigate in vivo protein folding in Saccharomyces cerevisiae. Using this reagent, refolding of a model heat-denatured protein can be monitored simultaneously by fluorescence microscopy and an enzymatic assay to probe the roles of proteostasis network components in protein quality control.

のリフォールディング監視タンパク質を結合アッセイ<em&gt;サッカロミセス·セレビシエ（Saccharomyces cerevisiae）</em

Proteostasis, defined as the combined processes of protein folding/biogenesis, refolding/repair, and degradation, is a delicate cellular balance that must ...

Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein Expressed in Saccharomyces cerevisiae

Defects in the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) protein cause cystic fibrosis (CF), an autosomal recessive disease that currently limits the average life expectancy of sufferers to &#60;40 years of age. The development of novel drug molecules to restore the activity of CFTR is an important goal in the treatment CF, and the isolation of functionally active CFTR is a useful step towards achieving this goal.
We describe two methods for the purification of CFTR from a eukaryotic heterologous expression system, S. cerevisiae. Like prokaryotic systems, S. cerevisiae can be rapidly grown in the lab at low cost, but can also traffic and posttranslationally modify large membrane proteins. The selection of detergents for solubilization and purification is a critical step in the purification of any membrane protein. Having screened for the solubility of CFTR in several detergents, we have chosen two contrasting detergents for use in the purification that allow the final CFTR preparation to be tailored to the subsequently planned experiments.
In this method, we provide comparison of the purification of CFTR in dodecyl-&#946;-D-maltoside (DDM) and 1-tetradecanoyl-sn-glycero-3-phospho-(1&#39;-rac-glycerol) (LPG-14). Protein purified in DDM by this method shows ATPase activity in functional assays. Protein purified in LPG-14 shows high purity and yield, can be employed to study post-translational modifications, and can be used for structural methods such as small-angle X-ray scattering and electron microscopy. However it displays significantly lower ATPase activity.

Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein Expressed in Saccharomyces cerevisiae

Heterologous expression and purification of the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) are significant challenges and limiting factors in the development of drug therapies for cystic fibrosis. This protocol describes two methods for the isolation of milligram quantities of CFTR suitable for functional and structural studies.&#160;

で表現する嚢胞性線維症膜コンダクタンス制御因子タンパク質の精製<em&gt;サッカロマイセス·セレビシエ</em

Defects in the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) protein cause cystic fibrosis (CF), an autosomal recessive disease that ...

Reporter-based Growth Assay for Systematic Analysis of Protein Degradation

Protein degradation by the ubiquitin-proteasome system (UPS) is a major regulatory mechanism for protein homeostasis in all eukaryotes. The standard approach to determining intracellular protein degradation relies on biochemical assays for following the kinetics of protein decline. Such methods are often laborious and time consuming and therefore not amenable to experiments aimed at assessing multiple substrates and degradation conditions. As an alternative, cell growth-based assays have been developed, that are, in their conventional format, end-point assays that cannot quantitatively determine relative changes in protein levels.
Here we describe a method that faithfully determines changes in protein degradation rates by coupling them to yeast cell-growth kinetics. The method is based on an established selection system where uracil auxotrophy of URA3-deleted yeast cells is rescued by an exogenously expressed reporter protein, comprised of a fusion between the essential URA3 gene and a degradation determinant (degron). The reporter protein is designed so that its synthesis rate is constant whilst its degradation rate is determined by the degron. As cell growth in uracil-deficient medium is proportional to the relative levels of Ura3, growth kinetics are entirely dependent on the reporter protein degradation.
This method accurately measures changes in intracellular protein degradation kinetics. It was applied to: (a) Assessing the relative contribution of known ubiquitin-conjugating factors to proteolysis (b) E2 conjugating enzyme structure-function analyses (c) Identification and characterization of novel degrons. Application of the degron-URA3-based system transcends the protein degradation field, as it can also be adapted to monitoring changes of protein levels associated with functions of other cellular pathways.

Here we describe a robust biological assay for quantifying the relative rate of proteolysis by the ubiquitin-proteasome system. The assay readout is yeast growth rate in liquid culture, which is dependent on the cellular levels of a reporter protein comprising a degradation signal fused to an essential metabolic marker.

タンパク質分解の体系的な分析のためのレポーターベースの成長アッセイ

Protein degradation by the ubiquitin-proteasome system (UPS) is a major regulatory mechanism for protein homeostasis in all eukaryotes. The standard ...

Rapid Identification of Chemical Genetic Interactions in Saccharomyces cerevisiae

Determining the mode of action of bioactive chemicals is of interest to a broad range of academic, pharmaceutical, and industrial scientists. Saccharomyces cerevisiae, or budding yeast, is a model eukaryote for which a complete collection of ~6,000 gene deletion mutants and hypomorphic essential gene mutants are commercially available. These collections of mutants can be used to systematically detect chemical-gene interactions, i.e. genes necessary to tolerate a chemical. This information, in turn, reports on the likely mode of action of the compound. Here we describe a protocol for the rapid identification of chemical-genetic interactions in budding yeast. We demonstrate the method using the chemotherapeutic agent 5-fluorouracil (5-FU), which has a well-defined mechanism of action. Our results show that the nuclear TRAMP RNA exosome and DNA repair enzymes are needed for proliferation in the presence of 5-FU, which is consistent with previous microarray based bar-coding chemical genetic approaches and the knowledge that 5-FU adversely affects both RNA and DNA metabolism. The required validation protocols of these high-throughput screens are also described.

Rapid Identification of Chemical Genetic Interactions in Saccharomyces cerevisiae

Here we present a cost-effective method for defining chemical-genetic interactions in budding yeast. The approach is built on fundamental techniques in yeast molecular biology and is well suited for the mechanistic interrogation of small to medium collections of chemicals and other media environments.

タンパク質分解中のシクロヘキシミドチェイス分析

要約

さらに動画を探す

この動画の章

の解剖サッカロマイセスセレビシエ ASCI

脂肪酸の定量的なPhosphoproteomicsは刺激を受けてサッカロマイセスセレビシエ

マイクロアレイ解析のためのサッカロマイセスセレビシエ

酵母でMitophagyを監視するための蛍光顕微鏡アッセイサッカロマイセスセレビシエ

で嚢胞性線維症膜コンダクタンス制御因子タンパク質の発現および精製サッカロマイセスセレビシエ

蛍光を用いたmRNA分子の可視化と分析

のリフォールディング監視タンパク質を結合アッセイ

で表現する嚢胞性線維症膜コンダクタンス制御因子タンパク質の精製

タンパク質分解の体系的な分析のためのレポーターベースの成長アッセイ

における化学遺伝の相互作用の迅速な同定