Name: en face preparation of mouse blood vessels
Uploaded: 2017-05-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 1 s
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著者らの研究活動は、国立衛生研究所から阿部博士（HL-130193、HL-123346、HL-118462、HL-108551）の助成金によって支えられている。

顔面免疫染色のためのマウス部分頸動脈結紮およびマウス大動脈および頸動脈の単離のためのプロトコールは、Institutional Animal Care and Use Committee（IBT 2014-9231）によって承認されている。 1.左頸動脈頚動脈結紮<ol><li>テーブルの上に12インチx 14インチのヒートパッドを置き、パッドとテーブルトップを大きな清潔なドレープで覆うことによって手術スペースを準備します。ステレオ顕微鏡の視野が加熱パッドの中央にくるように、ブームスタンドのアームを調整します。 </li><li> テーブル上のヒーティングパッドをオンにし、3設定のコントロールダイヤルを中程度の熱水準に設定します。この温度設定では、手術用ボード表面（1.6.1参照）は38〜40℃になります。 <ol><li>クリーンケージを別のヒートパッドに置きます。上記のようにヒーターパッドをオンにします。このケージは、手術後の回復（1.16参照）およびハウジングのために使用される。 </li></ol></li&gt; <li>外科用テーブルに、虹彩はさみ（1対）、組織鉗子（1対）、スーパーグリップ鉗子（2対）、スプリングハサミ（1対）、鈍いリトラクタ（1対、幅2.5mm）を含むオートクレーブ滅菌パウチを置き、 （1）、滅菌済み6-0シルク縫合糸、綿棒アプリケータ、ミニ綿棒アプリケータ、手術用ドレープ、および2 &quot;x 2&quot;ガーゼスポンジを備えています。また、70％エタノールを含むスクイズボトルと、クロルヘキシジン手術用スクリューボーンを含む別のものを手術台に置く。 </li><li>マウスを秤量する。体重は、手術の直前に投与される鎮痛の適切な量を決定するために必要とされる。 </li><li>誘導チャンバーにマウスを置きます。 </li><li> 誘導チャンバー内でマウスを麻酔するために、酸素タンクと麻酔気化器をオンにします。イソフルランレベルを2％に維持する。マウスの動きが止まる3〜5分かかります。 <ol><li>マウスが麻酔されている間実体顕微鏡の下に滅菌手術用ドレープ（24インチx 24インチ）の小さな部分を置き、手術面を作成します。その後、ドレープされた表面にアクリル製手術ボード（70％アルコールで洗浄されている）を置く。したがって、外科用ボードは、加熱パッド上にあるべきであるが、外科用ドレープの2つの層によって分離されるべきである。 </li></ol></li><li>マウスが誘導チャンバ内で動くのを止めたら、マウスを手術前の準備領域に移し、気化器（2％イソフルラン）に接続されたノーズコーンにノーズを配置します。電動トリマーまたはヘアリムローションを使用して、頸部周辺の髪を取り外します。この方法では、手術部位から完全に取り除くのが難しい髪の毛がゆるくならないので、脱毛ローションをお勧めします。 </li><li> ノーズコーンを所定の位置に置き、マウスを手術用ボードに移動します。 <ol><li>左右の前足を外科用ボードにテープ留めする。両後肢をテープで下ろすマウスの右側にあります。これにより、マウスの頸部の左側が手術のためにより良好に位置決めされるように、マウス本体のわずかな回転が生じる。 </li></ol></li><li> 70％アルコール、クロルヘキシジン手術スクラブ、さらに70％アルコールで切開領域を消毒する。頚部切開領域を除いて、滅菌済みのドレープでマウスを覆う。 </li><li>マウスが完全に麻酔され、腹腔内または皮下注射により鎮痛（カプロフェン3-5mg / kg） を与えることをトウピンチで確認する。 </li><li>解剖顕微鏡下で、メスまたはアイリスハサミのいずれかを使用して、頚部周囲の腹側正中切開を行う。 注：ステレオ顕微鏡の作動距離が限られているため、はさみを使用するため、メスの使用が困難です。 </li><li>左総頸動脈（LCCA）を脇に押して、血管を覆っている唾液腺を左に動かすことによって露出させるnimal。 </li><li>手術野内のすべての血管を特定する（ 図1 ）。 LCCAは左内頸動脈（ICA）と左外頸動脈（ECA）に分岐する。表在性甲状腺動脈（STA）は、内側のECAから生じる。後頭部動脈（OA）は、通常、ECAから生じるが、一部のマウスでは、ICAから生じる。 </li><li> 滅菌6-0シルク縫合を使用して、OA以外のすべての動脈枝をライゲートする。これを達成するには、次の2つの結紮を行います。 <ol><li>静かに左内頸動脈（ICA）の周囲および下の結合組織を除去する。予め鉗子で6〜0cmの絹の縫合糸を掴んで動脈の下に通す。別の一対の鉗子を使用して、その長さの約1/3の縫合糸を引っ張り、動脈を結紮する。 </li><li>上記のように左外頸動脈（ECA）の周りの結合組織を除去し、左上甲状腺の近位に結紮するd動脈（STA）（ 図1 ）。手術野内を走る神経線維を損傷しないように注意してください。 </li></ol></li><li>これらの結紮が行われたら、唾液腺を元の位置に戻し、滅菌生理食塩水を2〜3滴滴下して手術野を水和させる。 6-0コーティングされたvicryl縫合糸を使用して皮膚を閉じる。 </li><li>手術後、マウスを予熱したケージに入れます（1.2.1参照）。マウスは5分以内に目を覚まし、歩き始めるはずです。マウスが正常に動作することを確認したら、ケージを動物の飼育室に持ってきてください。 </li><li>回復の最初の3日間は毎日マウスを観察する。マウスは、実験プロトコルが要求する様々な条件下で実験が必要とする限り維持することができる。顔面の準備は、手術後のいつでも行うことができます。 </li></ol> 2. 顔面免疫染色<ol><li>吸入過量によりCO 2でマウスを安楽死させる。 </li><li>マウスを仰臥位（腹側を上にして）の位置で解剖板に貼り付けます。 </li><li>虹彩はさみを使用して正中線切開を行うことによって腹腔を露出させる。 </li><li>肋骨を横に胸骨に切断することによって胸腔を露出させる。 </li><li>大静脈に切れ目を入れたり、大腿動脈の1つを切って血液を抜く。 </li><li>重力灌流装置（120cm水圧）に取り付けられた26G針を左心室の頂点に挿入し、循環系をヘパリン（40U / mL）を含む生理食塩水で灌流する。切口から流出する食塩水が透明になるまで灌流を続ける。 </li><li>灌流システムを生理食塩水からPBS（リン酸緩衝食塩水）中の4％パラホルムアルデヒドを含有する固定溶液に切り替え、さらに5分間灌流を続ける。 </li><li>平滑末端のはさみと鉗子を用いて、大動脈および左右の頸動脈を採取し、氷上で固定剤を含む50mLコニカルチューブに入れる。 </li><li&gt;解剖顕微鏡下でPBSを含むペトリ皿に血管を移し、大動脈および頸動脈に付着した脂肪および結合組織を注意深く除去する。大動脈と頸動脈を分離して縦に分割して内皮を露出させます（ 図2 ）。 </li><li> 1ウェルあたり0.5mLの透過性溶液（PBS中の0.1％Triton X-100）を含有する12ウェルプレートのウェルに各容器を別々に移す。室温（RT）でロッキングしながら10分間血管を透過させる。 </li><li> PBSで簡単に洗浄します。 </li><li>非特異的な抗体結合部位をブロックするために、TTBS（2.5％Tween20を含むトリス緩衝化生理食塩水（TBS））中で、二次抗体が作製された動物種由来の10％正常血清中の血管を30分間インキュベートする。 RTでロッキング。 </li><li> 4℃でロッキングしながら、10％正常血清（上記のように）で一晩TTBSで適切に希釈した一次抗体で血管をインキュベートする。レベル各抗体について希釈度を決定しなければならない。 </li><li> 以下のコントロール染色を行います。 <ol><li>一次抗体の代わりにTTBSで血管を培養し、続いて二次抗体と共にインキュベートする。 </li><li>最初の抗体が作製された同じ動物（種）の非免疫（または免疫前）血清またはIgを含むTTBSで血管を培養し、続いて二次抗体と共にインキュベートする。 </li><li>二次抗体とのインキュベーションを省略する。これらの対照検体は、特異的抗体による染色が行われるときと同じ方法で同時に処理されなければならない。 </li></ol></li><li>室温でロッキングしながら、TTBSで10分間3回血管を洗浄する。 </li><li> RTでロッキングしながら、10％正常血清（上記の通り）でTTBS中で適切に希釈した蛍光標識二次抗体と1時間インキュベートする。 DAPI（4 &#39;、6-ジアミジノ-2-フェニルインドール）による核染色は、H 2 O中に5mg / mLのDAPIを含有するDAPIストック溶液の1 / 5,000容量を添加することによって、この段階に添加する。 </li><li> TTBSで10分間3回洗浄し、RTでロッキングする。 </li><li> PBSですすいでください。 </li><li>カバーグラス（22 mm x 50 mm）に1滴の抗褪色試薬を置き、内皮を下に向けてカバーガラス上に血管を置きます。 </li><li>血管にスライドガラス（22 mm x 75 mm）を置き、泡を閉じ込めないようにします。 </li><li>清潔な実験用ワイプ（ 例えば、 Kimwipe）にスライドを置き、2枚の実験用ワイプでスライドを覆う。スライド上に3.5kgの重さ（静かな本の上に水を入れるなど）を最大5分間入れて、顔面の血管サンプルを平らにする。 </li><li>重量を取って、カバーガラスの周りから余分な溶液を拭き取ってください。 </li><li>カバースリップの四隅にネイルポリッシュを塗り、スライドボックスにスライドを置き、カバースリップを上にして、暗所でRTに保つ（または4℃）で一晩インキュベートする。このプロセスは、組織をさらに平らにし、高倍率で顕微鏡検査を行うのを容易にします。 </li><li>ネイルポリッシュを使用してカバースリップを完全にシールします。 </li><li>マニキュアが乾燥すると直ちに顕微鏡検査を行います。 </li><li>必要に応じて-20℃で保存してください。 </li></ol>

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	<li>Jelev, L., Surchev, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+simple+technique+for+en+face+endothelial+observations+using+water-soluble+media+-'thinned-wall'+preparations.">A novel simple technique for en face endothelial observations using water-soluble media -'thinned-wall' preparations.</a> J Anat. 212 (2), 192-197 (2008).</li><li>Neill, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+on+venous+endothelium+of+alterations+in+blood+flow+through+the+vessels+in+vein+walls,+and+the+possible+relation+to+thrombosis.">The effect on venous endothelium of alterations in blood flow through the vessels in vein walls, and the possible relation to thrombosis.</a> Ann Surg. 126 (3), 270-288 (1947).</li><li>Rogers, K. A., Kalnins, V. 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マウスの血管を扱うときは、内皮が壊れやすく、過剰な機械的な力が内皮細胞に損傷を与えることを覚えておくことが重要です。例えば、血管があまりにも強く灌流された場合、内皮細胞は血管壁から壊れたり離脱したりする。これは、脈管構造が手動シリンジを用いて灌流されたときに容易に起こり得る。 一定の灌流圧を得るために、120cmの水柱圧を有する重力灌流シ...

光学顕微鏡による組織病理学的研究のために、三次元の生物学的組織片をパラフィン包埋のために日常的に処理し、続いて切片化および染色を行う。パラフィン包埋された組織サンプルは、3次元すべてで数ミリメートルであってもよい。しかし、光学顕微鏡の目的のためには、薄い部分が画像化に十分なコントラストをもたらすように、光を通過させて染色することができるように、最初に切断する必要がある。断切られた試験片は、通常、厚さが5〜10μmであるため、一度に2つの寸法の試験片全体のごくわずかな部分のみを見る。逐次セクションを収集し、各セクションを個別にイメージングした後、3D画像のコンピュータ支援再構成を実行することは可能ですが、実際これは面倒な作業です。特にアテローム性動脈硬化症の病因を研究するための血管の組織病理学は、独特の問題を提示する。アテローム性動脈硬化症は、発症する限局性疾患である血流が乱れる領域に局所的に存在する。さらに、この病気は、内膜細胞および大型動脈の単層からなる薄い組織である内膜内で開始される。これらの理由から、切開された血管を用いて早期の病巣を見つけて勉強することは、病変の切開を容易に逃すことができるので困難である。切片に病変領域が含まれていても、培地および外膜に内皮細胞および他の血管壁細胞を含む5〜10μm部分のみが見られる。 全体マウント面は、大動脈根から総腸骨動脈までの全大動脈など、血管表面の広い領域を調べることができます。特定の抗体および他の特異的なプローブで染色されたそのような検体を使用して、病変の位置を特定することができ、様々な分子事象が、内皮細胞において、タンパク質の発現、局在化、および翻訳後修飾の変化などのアテローム発生が含まれる。アテローム発生を研究することに加えて、顔面標本で観察された内皮細胞の形状は、時間的に平均化された血流パターンの指標として使用される。このようなデータは、その場での内皮細胞の機械的シグナル伝達を研究するために重要である。この目的のために、通常の組織学的断面血管は有用ではない。したがって、血管医学および生物学のためには、血管表面の広い領域および血管のより深い地下領域を観察することを可能にする、血管の顔面の準備を行う技術を獲得することが特に重要である。 Jelev and Surchev 1が概説したように、血管生物学者は、血管の内面を観察するための様々な方法を開発してきた。 1940年代と1950年代にはいくつかの独創的な方法が開発されました。これらの方法を使用して、彼らは<html>血管の内面を覆う内皮細胞の基本的な組織を研究することができます。しかしながら、これらの表面調製物が調製される方法（いわゆるHautchen法2,3,4または容器表面5の剥がれ）および試料が染色される方法のために、途切れのない形態学を得ることは必ずしも可能ではなかった血管表面から血管壁のより深い領域への情報。免疫蛍光染色と組み合わされた全面的な血管造影は、内皮細胞形態およびこれらの細胞におけるタンパク質発現および局在を研究するだけでなく、そのような研究を血管壁の内皮下領域にまで拡張することを可能にした。 1980年代には、免疫蛍光で染色された血管内皮調製物を用いた初期の研究が始まり、f &quot;&gt; 7。レーザー走査共焦点顕微鏡検査および最近の多光子顕微鏡検査の出現により、免疫蛍光染色された顔面の血管試料および生きた動物の血管網における血管壁構造の明瞭な合焦画像を得ることができるこれらのコンピュータベースの画像化技術は、合焦された光学断面画像を生成し、このような画像を積み重ねることによって、組織内の血管壁および血管ネットワークの再構成された3D画像を得ることができる。再構成画像12,13の Z軸に沿って作られた断面の画像を生成することができる。 この記事では、免疫蛍光染色のためのマウス大動脈および頸動脈の顔面調製物の調製方法を説明する。顔面準備これらの容器が実験的に操作された後でも行うことができる。例えば、頸動脈を部分的に結紮した後、そのような手術の後に顔面標本を作製することができる。このため、この記事では、頸動脈の部分的な結紮をどのように行うのかについても説明します。ラット、ウサギ、ヒトなどのより大きな動物から同様の調製物を調製する場合と比較して、マウス血管は、サイズが小さく、より壊れ易いため、血管の外科的分離中の取扱いおよび抗体染色および顕微鏡検査のためのそれらの調製に対する注意が必要とされる。遺伝子改変のために最も一般的に使用される動物モデルはマウスであるため、多くの研究者がマウス血管を損傷することなく処理することが重要になります。この原稿では、マウス大動脈と頸動脈の顔面撮影を行う際に、マウスの血管をどのように扱うかを説明します。デモンストレーションの目的で、野生型C57 / b6マウスを使用します。

<table><tbody><tr><td>0.9% Sodium Chloride injection solution USP 500 mL bag</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9788429</td><td></td></tr><tr><td>12-well plates</td><td>Fisher Scientific</td><td>12556005</td><td></td></tr><tr><td>6-0 coated vicryl suture</td><td>Ethicon</td><td>J833G</td><td></td></tr><tr><td>AF488 goat anti-rat IgG&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>A11006</td><td></td></tr><tr><td>AF546 goat anti-rabbit IgG&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>A11035</td><td></td></tr><tr><td>Anti-CD144 (Ve-Cad)</td><td>BD Biosciences</td><td>BD555289</td><td></td></tr><tr><td>Anti-VCAM-1 (H-276) Rabbit polyclonal IgG</td><td>Santa Cruze Biotechnology</td><td>Sc-8304</td><td></td></tr><tr><td>Aoto Flow System</td><td>Braintree Scientific</td><td>EZ-AF9000</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave Wrap. 24 inch x 24 inch</td><td>Cardinal Health</td><td>4024</td><td></td></tr><tr><td>Blunt retractors, 2.5 mm wide</td><td>Fine Science Tools</td><td>18200-10</td><td></td></tr><tr><td>Caprofen (Rimadyl)&amp;nbsp;</td><td>zoetis</td><td>NADA#141-199</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhexidine Scrub, 2%</td><td>Med-Vet International</td><td>RXCHLOR2-PC</td><td></td></tr><tr><td>Curity gauze sponges 2 x 2</td><td>Cardinal Health</td><td>KC2146</td><td></td></tr><tr><td>Electric heating pad, 12 x 14</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC0667724</td><td></td></tr><tr><td>Extra Fine Graefe Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11152-10</td><td></td></tr><tr><td>Iris Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14090-11</td><td></td></tr><tr><td>Micro cover glass 22 mm x 50 mm</td><td>VWR</td><td>48393059</td><td></td></tr><tr><td>Microscope Slides</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-18</td><td></td></tr><tr><td>normal goat serum</td><td>Equitech-Bio</td><td>GS05</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde Solution 4% in PBS</td><td>Santa Cruze Biotechnology</td><td>SC-281692</td><td></td></tr><tr><td>Petri dishes 100 mm x 15 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB0875713</td><td></td></tr><tr><td>Prolong Gold Antifade mountant with DAPI</td><td>Life Technologies</td><td>P-36935</td><td></td></tr><tr><td>Puritan cortton swabs</td><td>VWR</td><td>10806-005</td><td></td></tr><tr><td>Puritan Mini cotton tipped aplicators</td><td>VWR</td><td>82004-050</td><td></td></tr><tr><td>Round handled Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12076-12</td><td></td></tr><tr><td>Silk Suture 6/0</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>Spring scissors</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5601</td><td></td></tr><tr><td>Strabismus Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14075-09</td><td></td></tr><tr><td>Super Grip Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>00649-11</td><td></td></tr><tr><td>Transparent Dressing</td><td>Cardinal Health</td><td>TD-26C</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-1000</td><td>Fisher Scientific</td><td>AC327371000</td><td></td></tr></tbody></table>

en face preparation of mouse blood vessels

パラフィン包埋組織の切片は、組織組織学および組織病理学の研究に日常的に使用されている。しかしながら、このような切片から三次元組織形態が何であるかを決定することは困難である。さらに、検査される組織の切片は、進行中の研究の目的に必要な組織内の領域を含まないことがある。この後者の制限は、血管病変が局所的に発達するので、血管の組織病理学的研究を妨げる。これには、表面からより深い領域まで、血管壁の広い領域を調査できる方法が必要です。血管の全面的な準備は、この要件を満たす。この記事では、マウス大動脈と頚動脈の顔面の準備を行い、共焦点顕微鏡法や他の蛍光ベースのイメージングのために免疫蛍光染色する方法を実演します。

内皮の典型的な表面免疫蛍光画像を図3に示す 。この画像は、肋間動脈の開口部付近（大きな黒い卵形領域）で撮影されたマウス大動脈の単一の光学セクションを示す。大動脈は、抗VEカドヘリン（緑色）および抗VCAM-1（血管細胞接着分子-1）（赤色）で二重染色された。各内皮細胞は、接着接合部で緑色の線状染色で輪郭が描かれている。標本のわずか?...

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En Face Preparation of Mouse Blood Vessels

マウス頸動脈および大動脈の顔面の準備を行う手順が記載されている。そのような調製物は、特異的抗体で免疫蛍光染色されたとき、共焦点顕微鏡法によってタンパク質の局在化および血管壁全体の細胞型の同定を研究することができる。

マウスの血管の顔面準備

Sections of paraffin embedded tissues are routinely used for studying tissue histology and histopathology. However, it is difficult to determine what the ...

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Research

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Biology

En Face Preparation of Mouse Blood Vessels

20.9K ビュー.  University of Texas MD Anderson Cancer Center. マウス頸動脈および大動脈の顔面の準備を行う手順が記載されている。そのような調製物は、特異的抗体で免疫蛍光染色されたとき、共焦点顕微鏡法によってタンパク質の局在化および血管壁全体の細胞型の同定を研究することができる。 

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Murine Spinotrapezius Model to Assess the Impact of Arteriolar Ligation on Microvascular Function and Remodeling

The murine spinotrapezius is a thin, superficial skeletal support muscle that extends from T3 to L4, and is easily accessible via dorsal skin incision. Its unique anatomy makes the spinotrapezius useful for investigation of ischemic injury and subsequent microvascular remodeling. Here, we demonstrate an arteriolar ligation model in the murine spinotrapezius muscle that was developed by our research team and previously published1-3. For certain vulnerable mouse strains, such as the Balb/c mouse, this ligation surgery reliably creates skeletal muscle ischemia and serves as a platform for investigating therapies that stimulate revascularization. Methods of assessment are also demonstrated, including the use of intravital and confocal microscopy. The spinotrapezius is well suited to such imaging studies due to its accessibility (superficial dorsal anatomy) and relative thinness (60-200 &mu;m). The spinotrapezius muscle can be mounted en face, facilitating imaging of whole-muscle microvascular networks without histological sectioning. We describe the use of intravital microscopy to acquire metrics following a functional vasodilation procedure; specifically, the increase in arterilar diameter as a result of muscle contraction. We also demonstrate the procedures for harvesting and fixing the tissues, a necessary precursor to immunostaining studies and the use of confocal microscopy.

We demonstrate a novel arterial ligation model in murine spinotrapezius muscle, including a step-by-step procedure and description of required instrumentation. We describe the surgery and relevant outcome measurements relating to vascular network remodeling and functional vasodilation using intravital and confocal microscopy.

微小血管機能およびリモデリングに動脈結紮の影響を評価するためにネズミSpinotrapeziusモデル

The murine spinotrapezius is a thin, superficial skeletal support muscle that extends from T3 to L4, and is easily accessible via dorsal skin incision. ...

医学

Vasodilation of Isolated Vessels and the Isolation of the Extracellular Matrix of Tight-skin Mice

The interferon regulatory factor 5 (IRF5) is crucial for cells to determine if they respond in a pro-inflammatory or anti-inflammatory fashion. IRF5's ability to switch cells from one pathway to another is highly attractive as a therapeutic target. We designed a decoy peptide IRF5D with a molecular modeling software for designing small molecules and peptides.
IRF5D inhibited IRF5, reduced alterations in extracellular matrix, and improved endothelial vasodilation in the tight-skin mouse (Tsk/+). The Kd of IRF5D for recombinant IRF5 is 3.72 &plusmn; 0.74 x 10-6 M as determined by binding experiments using biolayer interferometry experiments. Endothelial cells (EC) proliferation and apoptosis were unchanged using increasing concentrations of IRF5D (0 to 100 &#181;g/mL, 24 h). Tsk/+ mice were treated with IRF5D (1 mg/kg/d subcutaneously, 21 d). IRF5 and ICAM expressions were decreased after IRF5D treatment. Endothelial function was improved as assessed by vasodilation of facialis arteries from Tsk/+ mice treated with IRF5D compared to Tsk/+ mice without IRF5D treatment. As a transcription factor, IRF5 traffics from the cytosol to the nucleus. Translocation was assessed by immunohistochemistry on cardiac myocytes cultured on the different cardiac extracellular matrices. IRF5D treatment of the Tsk/+ mouse resulted in a reduced number of IRF5 positive nuclei in comparison to the animals without IRF5D treatment (50 &#181;g/mL, 24 h). These findings demonstrate the important role that IRF5 plays in inflammation and fibrosis in Tsk/+ mice.

We describe the isolation of cardiac extracellular matrix from C57Bl/6J control mice, tight-skin mice, and tight-skin mice treated with the IRF5 inhibitory peptide. We also describe the vasodilation studies on the isolated vessels from C57Bl/6J, tight-skin mice and tight-skin mice treated with the IRF5 inhibitory peptide.

単離された血管の血管拡張およびタイト皮膚マウスの細胞外マトリックスの単離

The interferon regulatory factor 5 (IRF5) is crucial for cells to determine if they respond in a pro-inflammatory or anti-inflammatory fashion. IRF5's ...

免疫・感染学

Purification of Mouse Brain Vessels

In the brain, most of the vascular system consists of a selective barrier, the blood-brain barrier (BBB) that regulates the exchange of molecules and immune cells between the brain and the blood. Moreover, the huge neuronal metabolic demand requires a moment-to-moment regulation of blood flow. Notably, abnormalities of these regulations are etiological hallmarks of most brain pathologies; including glioblastoma, stroke, edema, epilepsy, degenerative diseases (ex: Parkinson&#8217;s disease, Alzheimer&#8217;s disease), brain tumors, as well as inflammatory conditions such as multiple sclerosis, meningitis and sepsis-induced brain dysfunctions. Thus, understanding the signaling events modulating the cerebrovascular physiology is a major challenge. Much insight into the cellular and molecular properties of the various cell types that compose the cerebrovascular system can be gained from primary culture or cell sorting from freshly dissociated brain tissue. However, properties such as cell polarity, morphology and intercellular relationships are not maintained in such preparations. The protocol that we describe here is designed to purify brain vessel fragments, whilst maintaining structural integrity. We show that isolated vessels consist of endothelial cells sealed by tight junctions that are surrounded by a continuous basal lamina. Pericytes, smooth muscle cells as well as the perivascular astrocyte endfeet membranes remain attached to the endothelial layer. Finally, we describe how to perform immunostaining experiments on purified brain vessels.

We describe a protocol allowing the purification of the mouse brain's vascular compartment. Isolated brain vessels include endothelial cells linked by tight junctions and surrounded by a continuous basal lamina, pericytes, vascular smooth muscle cells, as well as perivascular astroglial membranes.

マウス脳血管の精製

In the brain, most of the vascular system consists of a selective barrier, the blood-brain barrier (BBB) that regulates the exchange of molecules and ...

神経科学

<meta charset="utf8"></head><body>組織透明化と蛍光標識を用いた網膜周皮細胞の可視化

3D Visualization of Retinal Vascular Pericytes in Mice by Immunostaining 

Retinal pericytes are essential for vascular development and stability of the retina, playing a key role in maintaining the integrity of the retinal vasculature. To provide a detailed view of the morphological characteristics of pericytes, this study described a new approach combining the retro-orbital injection of a fluorescent agent, immunofluorescent-staining, and tissue-clearing treatment. Firstly, the fluorescent tomato lectin was injected into the retro-orbital sinus of the live mouse to label the retinal vasculature. After 5 min, the mouse was sacrificed, and its intact retina was carefully removed from the retinal cup and immunofluorescently stained with platelet-derived growth factor receptor &#946; to reveal the pericytes. Additionally, the stained retina was treated with tissue-clearing reagent and whole mounted on the microscope slide. Through these approaches, the retinal vasculature and pericytes were clearly observed in the transparent retina. Under a confocal microscope, we obtained more opportunities to take high-resolution images for further reconstructing and analyzing the morphological characteristics of pericytes along the retinal vascular tree in a three-dimensional view. Methodologically, this protocol offers an effective approach for visualizing pericytes within the retinal vasculature, providing valuable insights into their role under both physiological and pathological conditions.

<meta charset="utf8"></head><body>免疫染色によるマウス網膜血管周皮細胞の3D可視化

The pericytes in retinal vasculature were examined by immunofluorescent staining with platelet-derived growth factor receptor &#946; after retro-orbital injection of fluorescent tomato lectin. The labeled retina was further treated with the tissue-clearing method and whole mounted for visualizing the three-dimensional views of pericytes surrounding retinal vasculature under a confocal microscope.

免疫染色によるマウス網膜血管周皮細胞の3D可視化 

Retinal pericytes are essential for vascular development and stability of the retina, playing a key role in maintaining the integrity of the retinal ...

生化学

Preparation Steps for Measurement of Reactivity in Mouse Retinal Arterioles Ex Vivo

Vascular insufficiency and alterations in normal retinal perfusion are among the major factors for the pathogenesis of various sight-threatening ocular diseases, such as diabetic retinopathy, hypertensive retinopathy, and possibly glaucoma. Therefore, retinal microvascular preparations are pivotal tools for physiological and pharmacological studies to delineate the underlying pathophysiological mechanisms and to design therapies for the diseases. Despite the wide use of mouse models in ophthalmic research, studies on retinal vascular reactivity are scarce in this species. A major reason for this discrepancy is the challenging isolation procedures owing to the small size of these retinal blood vessels, which is ~ &#8804; 30 &#181;m in luminal diameter. To circumvent the problem of direct isolation of these retinal microvessels for functional studies, we established an isolation and preparation technique that enables ex vivo studies of mouse retinal vasoactivity under near-physiological conditions. Although the present experimental preparations will specifically refer to the mouse retinal arterioles, this methodology can readily be employed to microvessels from rats.

Preparation Steps for Measurement of Reactivity in Mouse Retinal Arterioles Ex Vivo

Many vision-threatening ocular diseases are associated with dysfunctional retinal microvessels. Therefore, the measurement of retinal arteriole responses is important to investigate the underlying pathophysiological mechanisms. This article describes a detailed protocol for mouse retinal arteriole isolation and preparation to assess the effects of vasoactive substances on vascular diameter.

マウス網膜細動脈Ex Vivoでの反応性の測定の準備手順

Vascular insufficiency and alterations in normal retinal perfusion are among the major factors for the pathogenesis of various sight-threatening ocular ...

Assessing Therapeutic Angiogenesis in a Murine Model of Hindlimb Ischemia

Critical limb ischemia (CLI) is a serious condition that entails a high risk of lower limb amputation. Despite revascularization being the gold-standard therapy, a considerable number of CLI patients are not suited for either surgical or endovascular revascularization. Angiogenic therapies are emerging as an option for these patients but are currently still under investigation. Before application in humans, those therapies must be tested in animal models and its mechanisms must be clearly understood. An animal model of hindlimb ischemia (HLI) has been developed by the ligation and excision of the distal external iliac and femoral arteries and veins in mice. A comprehensive panel of tests was assembled to assess the effects of ischemia and putative angiogenic therapies at functional, histologic and molecular levels. Laser Doppler was used for the flow measurement and functional assessment of perfusion. Tissue response was evaluated by the analysis of capillary density after staining with the anti-CD31 antibody on histological sections of gastrocnemius muscle and by measurement of collateral vessel density after diaphonization. Expression of angiogenic genes was quantified by RT-PCR targeting selected angiogenic factors exclusively in endothelial cells (ECs) after laser capture microdissection from mice gastrocnemius muscles. These methods were sensitive in identifying differences between ischemic and non-ischemic limbs and between treated and non-treated limbs. This protocol provides a reproducible model of CLI and a framework for testing angiogenic therapies.

Here, a critical hindlimb ischemia experimental model is presented followed by a battery of functional, histologic and molecular tests&#160;to assess the effectiveness of angiogenic therapies.&#8203;

ヒンドリム虚血のマウスモデルにおける治療血管新生の評価

Critical limb ischemia (CLI) is a serious condition that entails a high risk of lower limb amputation. Despite revascularization being the gold-standard ...

Dolichoectasia:血管性認知症とアルツハイマー病

A Visual Approach for Inducing Dolichoectasia in Mice to Model Large Vessel-Mediated Cerebrovascular Dysfunction

The blood-brain (BBB) is a crucial system that regulates selective brain circulation with the periphery, as an example, allowing necessary nutrients to enter and expel excessive amino acids or toxins from the brain. To model how the BBB can be compromised in diseases like vascular dementia (VaD) or Alzheimer's disease (AD), researchers developed novel methods to model vessel dilatation. A compromised BBB in these disease states can be detrimental and result in the dysregulation of the BBB leading to untoward and pathological consequences impacting brain function. We were able to modify an existing technique that enabled us to inject directly into the Cisterna magna (CM) to induce dilatation of blood vessels using elastase, and disrupt the tight junctions (TJ) of the BBB. With this method, we were able to see various metrics of success over previous techniques, including consistent blood vessel dilatation, reduced mortality or improved recovery, and improving the fill/opacifying agent, a silicone rubber compound, delivery for labeling blood vessels for dilatation analysis. This modified minimally invasive method has had promising results, with a 19%-32% increase in sustained dilatation of large blood vessels in mice from 2 weeks to 3 months post-injection. This improvement contrasts with previous studies, which showed increased dilatation only at the 2 week mark. Additional data suggests sustained expansion even after 9.5 months. This increase was confirmed by comparing the diameter of blood vessels of the elastase and the vehicle-injected group. Overall, this technique is valuable for studying pathological disorders that affect the central nervous system (CNS) using animal models.

著者スポットライト:トランスジェニックマウスにおけるアルツハイマー病への血管寄与のモデリング

We demonstrate chemically inducing large blood vessel dilatation in mice as a model for investigating cerebrovascular dysfunction, which can be used for vascular dementia and Alzheimer's disease modeling. We also demonstrate visualizing the vasculature by injecting silicone rubber compound and providing clear visual guidance for measuring changes in blood vessel size.

マウスのドリコ拡張症を誘発するための視覚的アプローチによる大血管媒介性脳血管機能障害のモデル化

The blood-brain (BBB) is a crucial system that regulates selective brain circulation with the periphery, as an example, allowing necessary nutrients to ...

マウスの血管の顔面準備

要約

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微小血管機能およびリモデリングに動脈結紮の影響を評価するためにネズミSpinotrapeziusモデル

単離された血管の血管拡張およびタイト皮膚マウスの細胞外マトリックスの単離

マウス脳血管の精製

免疫染色によるマウス網膜血管周皮細胞の3D可視化

免疫染色によるマウス網膜血管周皮細胞の3D可視化

免疫染色によるマウス網膜血管周皮細胞の3D可視化

マウス網膜細動脈Ex Vivoでの反応性の測定の準備手順

ヒンドリム虚血のマウスモデルにおける治療血管新生の評価

マウスのドリコ拡張症を誘発するための視覚的アプローチによる大血管媒介性脳血管機能障害のモデル化

マウスのドリコ拡張症を誘発するための視覚的アプローチによる大血管媒介性脳血管機能障害のモデル化