As atividades de pesquisa dos autores são suportadas por concessões do instituto nacional da saúde ao Dr. Abe (HL-130193, HL-123346, HL-118462, HL-108551).

Os protocolos para a ligadura da artéria carótida parcial do mouse e o isolamento da aorta do rato e da artéria carótida para a imunocoloração de face são aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais (IBT 2014-9231). 1. Ligação da Artéria Carótida Parcial Esquerda <ol><li> Prepare o espaço cirúrgico, colocando uma almofada de aquecimento de 12 polegadas x 14 polegadas sobre a mesa e cobrir a almofada e tampo da mesa com um grande drapeado cirúrgico limpo. Ajuste o braço do suporte da barra para que o campo de visão do estereomicroscópio esteja na área central da almofada de aquecimento. </li><li> Ligue a almofada de aquecimento na mesa e coloque o botão de controlo de 3 posições no nível de calor médio. Neste ajuste de temperatura, a superfície da placa cirúrgica (ver 1.6.1) será de 38-40 ° C. <ol><li> Coloque uma gaiola limpa em outra almofada de aquecimento. Gire a almofada de aquecimento como acima. Esta gaiola será utilizada para a recuperação após a cirurgia (ver 1.16), bem como para a habitação. </li></ol></lI&gt; <li> Na mesa cirúrgica, coloque uma bolsa de esterilização autoclavada contendo tesoura de íris (1 par), pinça de tecido (1 par), pinça de aperto super (2 pares), tesoura de mola (1 par), retractor sem corte (1 par, (1), sutura de seda 6-0 esterilizada, aplicadores com ponta de algodão, mini aplicadores com ponta de algodão, cortinas cirúrgicas e esponjas de gaze de 2 &quot;x 2&quot;. Coloque também um frasco de compressão contendo 70% de etanol e outro contendo clorhexidina cirúrgica na mesa cirúrgica. </li><li> Pesar um mouse. O peso corporal é necessário para determinar a quantidade adequada de analgesia, que será administrada imediatamente antes da cirurgia. </li><li> Coloque um mouse na câmara de indução. </li><li> Ligue o tanque de oxigênio eo vaporizador anestésico para anestesiar o mouse na câmara de indução. Manter o nível de isoflurano a 2%. Demora 3-5 minutos antes que o mouse parar de se mover. <ol><li> Enquanto o mouse está sendo anestheColoque um pedaço menor de tecido cirúrgico estéril (24 polegadas x 24 polegadas) sob o microscópio estereoscópico para criar uma superfície cirúrgica. Em seguida, coloque uma placa cirúrgica acrílica (que foi limpo com álcool 70%) na superfície drapejada. A placa cirúrgica deve, portanto, estar na almofada de aquecimento, mas separada por duas camadas de cortinas cirúrgicas. </li></ol></li><li> Quando o mouse pára de se mover na câmara de indução, transfira o mouse para uma área de preparação pré-cirúrgica e posicione seu nariz no cone nariz conectado ao vaporizador (isoflurano a 2%). Remova o cabelo em torno da área cervical usando um aparador elétrico ou loção removedor de cabelo. Recomendamos loção remoção de pêlos, porque este método não vai produzir pedaços de cabelo solto, que são difíceis de remover completamente da área cirúrgica. </li><li> Com o nariz-cone no lugar, mova o mouse para a placa cirúrgica. <ol><li> Tape para baixo as patas dianteiras direita e esquerda para a placa cirúrgica. Tape para baixo ambas as pernas traseiras togeNo lado direito do mouse. Isto provoca uma ligeira rotação do corpo do rato de tal modo que o lado esquerdo da área do pescoço do rato fica melhor posicionado para a cirurgia. </li></ol></li><li> Desinfectar a área da incisão com 70% de álcool, clorexidina esfrega cirúrgica, e novamente com 70% de álcool. Cubra o mouse com um pano cirúrgico esterilizado, exceto para a área da incisão cervical. </li><li> Confirme com uma pitada de dedo que o ratinho está completamente anestesiado e administre analgesia (Caprofen 3-5 mg / kg) via injecção intraperitoneal ou subcutânea. </li><li> Sob o microscópio dissecante, faça uma incisão ventral da linha média ao redor da área cervical usando um scalpel ou tesoura de íris. NOTA: Usamos tesoura porque a distância de trabalho do estereomicroscópio é limitada, o que torna difícil usar um bisturi. </li><li> Expor a artéria carótida comum esquerda (LCCA), empurrando para o lado e reposicionando as glândulas salivares que cobrem os vasos sanguíneos para o lado esquerdo da aNimal. </li><li> Identificar todos os vasos sanguíneos no campo cirúrgico ( Figura 1 ). A LCCA bifurca na artéria carótida interna esquerda (ICA) e na artéria carótida externa esquerda (ECA). A artéria tireoidiana superficial (STA) surge da ECA no lado medial. A artéria occipital (OA) costuma surgir da ECA, mas em alguns ratos ela surge da ICA. </li><li> Ligatar todos os ramos da artéria, exceto o OA usando sutura de seda esterilizada 6-0. Para conseguir isto, faça as duas ligações seguintes. <ol><li> Remova cuidadosamente o tecido conjuntivo ao redor e abaixo da artéria carótida interna esquerda (ICA). Pegue um pedaço de sutura de sutura pré-cortada 6-0 (~ 2,5 cm) com fórceps e passe-o sob a artéria. Usando outro par de pinças, puxe a sutura cerca de 1/3 do seu comprimento e ligue a artéria. </li><li> Remova o tecido conjuntivo em torno da artéria carótida externa esquerda (ECA) da mesma maneira descrita acima e faça uma ligadura proximal ao tiróide superior esquerdoD (STA) ( Figura 1 ). Tenha cuidado para não danificar as fibras nervosas que correm dentro do campo cirúrgico. </li></ol></li><li> Quando estas ligaduras foram feitas, retornar as glândulas salivares para a posição original e hidratar o campo cirúrgico, colocando 2-3 gotas de solução salina estéril. Feche a pele usando suturas Vicryl revestidas com 6-0. </li><li> Após a cirurgia, coloque o mouse na gaiola pré-aquecida (ver 1.2.1). O rato deve acordar dentro de 5 min e começar a andar ao redor. Uma vez confirmado que o mouse se comporta normalmente, leve a gaiola para a sala de alojamento dos animais. </li><li> Observe o mouse diariamente durante os primeiros 3 dias de recuperação. O rato pode ser mantido, desde que a experiência exija sob as várias condições que o protocolo experimental requer. As preparações faciais podem ser feitas a qualquer momento após a cirurgia. </li></ol> 2. En Face Immunostaining <ol><li> Eutanizar um rato com CO 2 por overdose por inalação. </li><li>Tape o mouse em uma posição supina (lado do ventre para cima) em uma placa de dissecação. </li><li> Exponha a cavidade abdominal fazendo uma incisão na linha média usando uma tesoura de íris. </li><li> Expor a cavidade torácica cortando as costelas lateralmente ao esterno. </li><li> Fazer um entalhe na veia cava ou cortar uma das artérias femorais para drenar o sangue. </li><li> Inserir uma agulha de 26 G ligada a uma instalação de perfusão por gravidade (120 cm de pressão de água) no ápice do ventrículo esquerdo e perfundir o sistema circulatório com solução salina contendo heparina (40 U / mL). Continue a perfusão até que a solução salina que flui para fora do corte torna-se clara. </li><li> Mudar o sistema de perfusão de soro fisiológico para a solução de fixação contendo paraformaldeído a 4% em PBS (solução salina tamponada com fosfato) e continuar a perfusão durante mais 5 min. </li><li> Colher a aorta e ambas as artérias carótidas esquerda e direita usando tesoura de ponta romba e fórceps, e colocar em um tubo cônico de 50 mL contendo o fixador em gelo. </li><li&gt; Transfira o recipiente para uma placa de Petri contendo PBS sob um microscópio de dissecação e remova cuidadosamente a gordura e os tecidos conjuntivos ligados à aorta e às artérias carótidas. Separar e dividir a aorta e as artérias carótidas longitudinalmente para expor o endotélio ( Figura 2 ). </li><li> Transferir cada recipiente separadamente para um poço de uma placa de 12 poços contendo 0,5 mL de uma solução permeabilizante (Triton X-100 a 0,1% em PBS) por poço. Permeabilize vasos sanguíneos durante 10 min com oscilação à temperatura ambiente (RT). </li><li> Lavar brevemente com PBS. </li><li> Para bloquear locais de ligação de anticorpos não específicos, incubar os vasos sanguíneos em soro normal a 10% da espécie animal na qual os anticorpos secundários foram feitos, em TTBS (solução salina tamponada com Tris (TBS) com Tween 20 a 2,5%) durante 30 min com Balançando na RT. </li><li> Incubar os vasos com os anticorpos primários adequadamente diluídos em TTBS com 10% de soro normal (como descrito acima) durante a noite com oscilação a 4 ° C. O nívelDe diluição deve ser determinada para cada anticorpo. </li><li> Execute a seguinte coloração de controlo. <ol><li> Incubar vasos com TTBS em vez de um anticorpo primário seguido por incubação com um anticorpo secundário. </li><li> Incubar vasos com TTBS contendo soro não imune (ou pré-imune) ou Ig do mesmo animal (espécie) em que foram feitos anticorpos primários, seguido de incubação com um anticorpo secundário. </li><li> Omitir a incubação com um anticorpo secundário. Estas amostras de controlo devem ser manuseadas da mesma maneira e ao mesmo tempo em que é realizada a coloração com anticorpos específicos. </li></ol></li><li> Lavar os vasos sanguíneos 3 vezes com TTBS durante 10 min cada com oscilação à RT. </li><li> Incubar com anticorpos secundários marcados fluorescentemente diluídos apropriadamente em TTBS com 10% de soro normal (como descrito acima) durante 1 h com oscilação à RT. A coloração nuclear com DAPI (4 &#39;, 6-diamidino-2-fenilindole) pode ser realizada simultaneamente aT nesta fase adicionando 1/5000 em volume de uma solução stock DAPI que contém 5 mg / mL de DAPI em H2O. </li><li> Lavar 3 vezes com TTBS durante 10 min cada com oscilação à RT. </li><li> Enxaguar brevemente em PBS. </li><li> Coloque uma gota do reagente anti-fade em uma tampa de vidro (22 mm x 50 mm) e coloque um vaso sanguíneo sobre a tampa de vidro com o endotélio virado para baixo. </li><li> Coloque um vidro de slide (22 mm x 75 mm) no vaso sanguíneo, evitando bolhas de captura. </li><li> Coloque a lâmina em um limpador de laboratório limpo ( por exemplo, Kimwipe) e cubra a lâmina com dois pedaços de esfregão de laboratório. Coloque suavemente 3.5 kg de peso ( por exemplo, use uma garrafa de água em um livro grosso.) No slide por um máximo de 5 min para aplainar a amostra de vasos sangüíneos en face. </li><li> Remova o peso e limpe o excesso de solução em torno da lamela. </li><li> Aplique esmalte nas 4 esquinas da lamela, coloque as lâminas em uma caixa de slide, lado da lamela para cima e mantenha no escuro em RT(Ou 4 ° C) durante a noite. Este processo aplana o tecido ainda mais e torna mais fácil fazer a microscopia em altas ampliações. </li><li> Seal o coverslip completamente usando unha polonês. </li><li> Realize a microscopia assim que o esmalte estiver seco. </li><li> Se necessário, armazene as lâminas a -20 ° C. </li></ol>

<ol>
	<li>Jelev, L., Surchev, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+simple+technique+for+en+face+endothelial+observations+using+water-soluble+media+-'thinned-wall'+preparations.">A novel simple technique for en face endothelial observations using water-soluble media -'thinned-wall' preparations.</a> J Anat. 212 (2), 192-197 (2008).</li><li>Neill, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+on+venous+endothelium+of+alterations+in+blood+flow+through+the+vessels+in+vein+walls,+and+the+possible+relation+to+thrombosis.">The effect on venous endothelium of alterations in blood flow through the vessels in vein walls, and the possible relation to thrombosis.</a> Ann Surg. 126 (3), 270-288 (1947).</li><li>Rogers, K. A., Kalnins, V. 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E., Gimbrone, M. A., Fujiwara, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Factors+influencing+the+expression+of+stress+fibers+in+vascular+endothelial+cells+in+situ.">Factors influencing the expression of stress fibers in vascular endothelial cells in situ.</a> J Cell Biol. 97 (2), 416-424 (1983).</li><li>Kim, D. W., Gotlieb, A. I., Langille, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+modulation+of+endothelial+F-actin+microfilaments+by+experimental+alterations+in+shear+stress.">In vivo modulation of endothelial F-actin microfilaments by experimental alterations in shear stress.</a> Arteriosclero. 9, 439-445 (1989).</li><li>Haka, A., Potteaux, S., Fraser, H., Randolph, G., Maxfield, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+analysis+of+monocyte+subpopulations+in+murine+atherosclerotic+plaques+by+multiphoton+microscopy.">Quantitative analysis of monocyte subpopulations in murine atherosclerotic plaques by multiphoton microscopy.</a> Plos ONE. 7 (9), 244823e (2012).</li><li>Ch&#232;vre, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Resolution+imaging+of+intravascular+atherogenic+inflammation+in+live+mice.">High-Resolution imaging of intravascular atherogenic inflammation in live mice.</a> Circ Res. 114, 770-779 (2014).</li><li>Heo, K. -. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disturbed+flow-activated+p90RSK+kinase+accelerates+atherosclerosis+by+inhibiting+SENP2+function.">Disturbed flow-activated p90RSK kinase accelerates atherosclerosis by inhibiting SENP2 function.</a> J Clin Invest. 125 (3), 1299-1310 (2015).</li><li>Le, N. -. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+crucial+role+for+p90RSK-mediated+reduction+of+ERK5+transcriptional+activity+in+endothelial+dysfunction+and+atherosclerosis.">A crucial role for p90RSK-mediated reduction of ERK5 transcriptional activity in endothelial dysfunction and atherosclerosis.</a> Circ. 127, 486-499 (2013).</li><li>Kano, Y., Katoh, K., Masuda, M., Fujiwara, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macromolecular+composition+of+stress+fiber-plasma+membrane+attachment+sites+in+endothelial+cells+in+situ.">Macromolecular composition of stress fiber-plasma membrane attachment sites in endothelial cells in situ.</a> Circ Res. 79, 1000-1006 (1996).</li><li>Nigro, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclophilin+A+is+an+inflammatory+mediator+that+promotes+atherosclerosis+in+apolipoprotein+E-dependent+mice.">Cyclophilin A is an inflammatory mediator that promotes atherosclerosis in apolipoprotein E-dependent mice.</a> J Exp Med. 208 (1), 53-66 (2011).</li><li>Mattson, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+arterial+blood+pressure+in+different+strains+of+mice.">Comparison of arterial blood pressure in different strains of mice.</a> Am J Hypertens. 14 (5), 405-408 (2001).</li><li>Jinguji, Y., Fujiwara, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+fiber+dependent+axial+organization+of+fibronectin+fibrils+in+the+basal+lamina+of+the+chick+and+mesenteric+artery.">Stress fiber dependent axial organization of fibronectin fibrils in the basal lamina of the chick and mesenteric artery.</a> Endothelium. 2, 35-47 (1994).</li><li>Neckel, P. H., Mattheus, U., Hirt, B., Lust, L., Mack, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Large-scale+tissue+clearing+(PACT):+Technical+evaluations+and+new+perspectives+in+immunofluorescence,+histology,+and+ultrastructure.">Large-scale tissue clearing (PACT): Technical evaluations and new perspectives in immunofluorescence, histology, and ultrastructure.</a> Sci Rep. 6, 34331 (2016).</li></ol>

Ao manusear os vasos sanguíneos do rato, é importante lembrar que o endotélio é frágil e que qualquer força mecânica excessiva danificará as células endoteliais. Por exemplo, as células endoteliais quebram ou se desprendem da parede do vaso se o vaso é perfundido com muita força, o que pode acontecer facilmente quando a vasculatura é perfundida usando uma seringa operada manualmente. Para obter uma pressão de perfusão constante, utilizamos um sistema de perfusão por gravidade...

Para estudos histopatológicos por microscopia óptica, tridimensional partes de tecidos biológicos são rotineiramente processados ​​para parafina embedment seguido de seccionamento e coloração. Uma amostra de tecido que foi embebida em parafina pode ter vários milímetros em todas as três dimensões. No entanto, para a finalidade da microscopia de luz, deve ser primeiro seccionado de modo que a luz possa atravessar e manchada então de modo que a seção fina rendesse o suficiente contraste para a imagem latente. Porque os espécimes seccionados são geralmente 5-10 μm na espessura, um vê somente uma fração muito pequena do espécime inteiro em duas dimensões de cada vez. É possível coletar seções seqüenciais e, após a imagem de cada seção individualmente, realizar reconstrução assistida por computador das imagens 3D, mas este é um trabalho tedioso. Histopatologia dos vasos sanguíneos, especialmente para o estudo da patogênese da aterosclerose, apresenta problemas únicos. A aterosclerose é uma doença focalizada que desenvolveLocalmente em áreas onde ocorre o fluxo sanguíneo perturbado. Além disso, a doença é iniciada dentro da íntima, um tecido fino constituído por uma monocamada de células endoteliais e matriz extracelular, de grandes artérias. Por estas razões, é um desafio para localizar e estudar lesões precoces usando vasos sanguíneos seccionados, porque pode-se facilmente deixar de seccionar a lesão. Mesmo se uma secção incluir uma área doente, ver-se-á apenas uma porção de 5-10 μm contendo células endoteliais e outras células da parede vascular nos meios e adventitia. Preparações completas de montagem em face (pronunciadas än fäs) nos permitem examinar uma vasta área da superfície do vaso sanguíneo, como a aorta inteira da raiz da aorta, até as artérias ilíacas comuns. Utilizando um tal espécime corado com anticorpos específicos e outras sondas específicas, pode-se identificar a localização das lesões e também onde ocorrem vários eventos moleculares em células endoteliais em conjunção comA aterogénese, tais como alterações na expressão, localização e modificações pós-traducionais de proteínas. Além de estudar a aterogênese, a forma de célula endotelial observada em preparações faciais é usada como um indicador do padrão regional de fluxo sanguíneo em tempo médio. Tais dados são importantes para o estudo da cicatrização mecânica de células endoteliais in situ. Para esta finalidade, os vasos sanguíneos histológicos transversais de corte não são úteis. Assim, para medicina vascular e biologia, é especialmente importante adquirir uma técnica para fazer preparações en face de vasos sanguíneos que permite observar uma vasta área da superfície do vaso, bem como as áreas mais profundas subsuperfície do vaso. Conforme revisto por Jelev e Surchev 1 , os biólogos vasculares desenvolveram vários métodos para observar o revestimento dos vasos sanguíneos em face. Alguns métodos engenhosos foram desenvolvidos nos anos 1940 e 1950. Usando esses métodos, eles foram<html> Capaz de estudar a organização fundamental das células endoteliais que revestem a superfície interna dos vasos sanguíneos. No entanto, devido ao modo como estas preparações em face são preparadas (o chamado método de Hautchen 2 , 3 , 4 ou descascamento da superfície do recipiente 5 ) e a forma como o espécime foi corado, nem sempre foi possível obter uma morfologia morfológica ininterrupta Informações da superfície do vaso para as áreas mais profundas da parede dos vasos sanguíneos. A preparação de vasos en-face de montagem completa combinada com a coloração por imunofluorescência permitiu não apenas estudar a morfologia das células endoteliais ea expressão e localização das proteínas nessas células, mas também estender esses estudos à região subendotelial da parede do vaso. Os primeiros estudos usando vasos sanguíneos en face preparações imunoflurescently manchadas começaram a aparecer na década de 1980 6 ,7. Com o advento da microscopia confocal de varrimento a laser e, mais recentemente, a microscopia multifotónica, pode-se agora obter imagens nítidas claras da estrutura da parede dos vasos sanguíneos em amostras de vasos en face imunofluorescentemente corados bem como a rede vascular em animais vivos 8 , 9 , 10 , 11. Estas técnicas de imagem baseadas em computador criam imagens seccionadas ópticas em foco e, empilhando-as, podem obter-se imagens 3D reconstruídas da parede vascular e da rede vascular nos tecidos. Pode gerar imagens de uma secção feita ao longo do eixo Z da imagem reconstruída 12 , 13 . Neste artigo, iremos ilustrar um método para preparar preparações en face da aorta do rato e da artéria carótida para a coloração imunof luorescente. En face preparaçõesPode ser feita mesmo depois destes vasos terem sido experimentalmente manipulados. Por exemplo, uma artéria carótida pode ser ligada parcialmente e depois uma preparação en face preparada após tal cirurgia. Por esta razão, também descreveremos neste artigo como realizamos uma ligadura parcial na artéria carótida. Comparados com preparações semelhantes de animais maiores tais como ratos, coelhos e seres humanos, os vasos de ratinho são de pequeno tamanho e mais frágeis, necessitando assim de cuidados adicionais durante o isolamento cirúrgico dos vasos e preparando-os para a coloração de anticorpos e a microscopia. Como o modelo animal mais comumente usado para a modificação genética é o mouse, torna-se crítico para muitos pesquisadores lidar com vasos de mouse sem danificá-los. Neste manuscrito, vamos descrever como lidar com os vasos sanguíneos do rato quando se fazem preparações en face da aorta do rato e da artéria carótida. Para efeitos de demonstração, utilizaremos ratinhos C57 / b6 de tipo selvagem.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% Sodium Chloride injection solution USP 500ml bag</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9788429</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>12-well plates</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12556005</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6-0 coated vicryl suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J833G</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AF488 goat anti-rat IgG&#160;</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A11006</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AF546 goat anti-rabbit IgG&#160;</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A11035</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-CD144 (Ve-Cad)</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>BD555289</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anti-VCAM-1 (H-276) Rabbit polyclonal IgG</td>
			<td>Santa Cruze Biotechnology</td>
			<td>Sc-8304</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aoto Flow System</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>EZ-AF9000</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Autoclave Wrap. 24x24in</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>4024</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt retractors, 2.5mm wide</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18200-10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Caprofen (Rimadyl)&#160;</td>
			<td>zoetis</td>
			<td>NADA#141-199</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlorhexidine Scrub, 2%</td>
			<td>Med-Vet International</td>
			<td>RXCHLOR2-PC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curity gauze sponges 2x2</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>KC2146</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric heating pad, 12X14</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC0667724</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Extra Fine Graefe Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11152-10</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14090-11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro cover glass 22x50mm</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48393059</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slides</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-550-18</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>normal goat serum</td>
			<td>Equitech-Bio</td>
			<td>GS05</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde Solution 4% in PBS</td>
			<td>Santa Cruze Biotechnology</td>
			<td>SC-281692</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri Dishes 100x15mm</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>FB0875713</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prolong Gold Antifade mountant with DAPI</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>P-36935</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puritan cortton swabs</td>
			<td>VWR</td>
			<td>10806-005</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puritan Mini cotton tipped aplicators</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82004-050</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Round handled Needle Holder</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12076-12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk Suture 6/0</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18020-60</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring scissors</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5601</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Strabismus Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>14075-09</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Super Grip Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>00649-11</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Transparent Dressing</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>TD-26C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-1000</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>AC327371000</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

en face preparation of mouse blood vessels

As secções de tecidos embebidos em parafina são rotineiramente utilizadas para estudar histologia de tecido e histopatologia. No entanto, é difícil determinar qual é a morfologia tridimensional do tecido a partir dessas seções. Além disso, as secções dos tecidos examinados podem não conter a região dentro do tecido que é necessária para a finalidade do estudo em curso. Esta última limitação dificulta estudos histopatológicos de vasos sanguíneos uma vez que as lesões vasculares se desenvolvem de forma focalizada. Isto requer um método que nos permita examinar uma vasta área da parede dos vasos sanguíneos, desde a sua superfície até regiões mais profundas. Uma montagem completa en face preparação dos vasos sanguíneos cumpre este requisito. Neste artigo, vamos demonstrar como fazer preparações en face da aorta do rato e da artéria carótida e imunofluorescentemente mancha-los para microscopia confocal e outros tipos de imagem baseada em fluorescência.

Uma imagem de imunofluorescência em face típica do endotélio é mostrada na Figura 3 . Esta imagem mostra uma única secção óptica de uma aorta do rato tomada perto da abertura de uma artéria intercostal (a grande área escura em forma de ovo). A aorta foi duplamente corada com anti-VE-caderina (verde) e anti-VCAM-1 (molécula de adesão celular vascular-1) (vermelho). Cada célula endotelial é delineada com uma coloração linear verde na junção dos aderentes....

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En Face Preparation of Mouse Blood Vessels

É descrito um procedimento para preparar preparações en face da artéria carótida e da aorta do rato. Tais preparações, quando imunofluorescentemente coradas com anticorpos específicos, permitem estudar a localização de proteínas e a identificação de tipos de células dentro de toda a parede vascular por microscopia confocal.

En Face Preparação de Vasos Sanguíneos de Rato

Sections of paraffin embedded tissues are routinely used for studying tissue histology and histopathology. However, it is difficult to determine what the ...

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Research

JoVE Journal

Biology

En Face Preparation of Mouse Blood Vessels

20.8K visualizações.  University of Texas MD Anderson Cancer Center.  É descrito um procedimento para preparar preparações en face da artéria carótida e da aorta do rato. Tais preparações, quando imunofluorescentemente coradas com anticorpos específicos, permitem estudar a localização de proteínas e a identificação de tipos de células dentro de toda a parede vascular por microscopia confocal. 

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Preparation of Dissociated Mouse Cortical Neuron Cultures

This video will guide you through the process for generating cortical neuronal cultures from late embryo and early postnatal mouse brain. These cultures can be used for a variety of applications including immunocytochemistry, biochemistry, electrophysiology, calcium and sodium imaging, protein and/or RNA isolation. These cultures also provide a platform to study the neuronal development of transgenic animals that carry a late embryonic or postnatal lethal gene mutation. The procedure is relatively straight forward, requires some experience in tissue culture technique and should not take longer than two to three hours if you are properly prepared. Careful separation of the cortical rind from the thalamo-cortical fiber tract will reduce the number of unwanted non-neuronal cells. To increase yields of neuronal cells triturate the pieces of the cortical tissue gently after the enzyme incubation step. This is imperative as it prevents unnecessary injury to cells and premature neuronal cell death. Since these cultures are maintained in the absence of glia feeder cells, they also offer an added advantage of growing cultures enriched in neurons.

This video shows a procedure for generating neuronal cultures from late embryo and early postnatal mouse cortex. These cultures can be used for immunocytochemistry, biochemistry, electrophysiology, calcium and sodium imaging and provide a platform to study the neuronal development of transgenic animals that carry a postnatal lethal gene mutation.

Preparação de Dissociated rato Culturas Neuron Cortical

This video will guide you through the process for generating cortical neuronal cultures from late embryo and early postnatal mouse brain. These cultures ...

Biologia

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models. This paper describes the development of an orthotopic mouse model of ovarian cancer, treatment of cancer via oral delivery of drugs, and monitoring of tumor cell behavior in response to drug treatment in real time using in vivo imaging system. In this orthotopic model, ovarian tumor cells expressing luciferase are applied topically by injecting them directly into the mouse bursa where each ovary is enclosed. Upon injection of D-luciferin, a substrate of firefly luciferase, luciferase-expressing cells generate bioluminescence signals. This signal is detected by the in vivo imaging system and allows for a non-invasive means of monitoring tumor growth, distribution, and regression in individual animals. Drug administration via oral gavage allows for a maximum dosing volume of 10 mL/kg body weight to be delivered directly to the stomach and closely resembles delivery of drugs in clinical treatments. Therefore, techniques described here, development of an orthotopic mouse model of ovarian cancer, oral delivery of drugs, and in vivo imaging, are useful for better understanding of human ovarian cancer and treatment and will improve targeting this disease.

In vivo Imaging and Therapeutic Treatments in an Orthotopic Mouse Model of Ovarian Cancer

Orthotopic animal models of ovarian cancer replicate better human disease and therefore enhance our understanding of cancer progression and tumor response to therapy. A mouse model receives an intrabursal injection of luciferase-expressing ovarian tumor cells. Treatment is administered via oral gavage. Tumor growth is monitored by in vivo imaging system.

In vivo de imagens e tratamentos terapêuticos em um modelo de camundongo ortotópico de câncer de ovário

Human cancer and response to therapy is better represented in orthotopic animal models.  This paper describes the development of an orthotopic mouse model ...

Isolation and Culture of Pulmonary Endothelial Cells from Neonatal Mice

Endothelial cells provide a useful research model in many areas of vascular biology. Since its first isolation 1, human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) have shown to be convenient, easy to obtain and culture, and thus are the most widely studied endothelial cells. However, for research focused on processes like angiogenesis, permeability or many others, microvascular endothelial cells (ECs) are a much more physiologically relevant model to study 2. Furthermore, ECs isolated from knockout mice provide a useful tool for analysis of protein function ex vivo. Several approaches to isolate and culture microvascular ECs of different origin have been reported to date 3-7, but consistent isolation and culture of pure ECs is still a major technical problem in many laboratories. Here, we provide a step-by-step protocol on a reliable and relatively simple method of isolating and culturing mouse lung endothelial cells (MLECs). In this approach, lung tissue obtained from 6- to 8-day old pups is first cut into pieces, digested with collagenase/dispase (C/D) solution and dispersed mechanically into single-cell suspension. MLECS are purified from cell suspension using positive selection with anti-PECAM-1 antibody conjugated to Dynabeads using a Magnetic Particle Concentrator (MPC). Such purified cells are cultured on gelatin-coated tissue culture (TC) dishes until they become confluent. At that point, cells are further purified using Dynabeads coupled to anti-ICAM-2 antibody. MLECs obtained with this protocol exhibit a cobblestone phenotype, as visualized by phase-contrast light microscopy, and their endothelial phenotype has been confirmed using FACS analysis with anti-VE-cadherin 8 and anti-VEGFR2 9 antibodies and immunofluorescent staining of VE-cadherin. In our hands, this two-step isolation procedure consistently and reliably yields a pure population of MLECs, which can be further cultured. This method will enable researchers to take advantage of the growing number of knockout and transgenic mice to directly correlate in vivo studies with results of in vitro experiments performed on isolated MLECs and thus help to reveal molecular mechanisms of vascular phenotypes observed in vivo.

Here, we describe a protocol for isolation and culture of murine pulmonary endothelial cells. This method comprises mechanic and enzymatic lung tissue dissociation as well as a 2-step purification process using anti-PECAM-1 and anti-ICAM-2 antibodies conjugated to magnetic beads, which produces a pure endothelial cell population of mostly microvascular origin.

Isolamento e cultura de células endoteliais pulmonares de camundongos Neonatal

Endothelial cells provide a useful research model in many areas of vascular biology. Since its first isolation 1, human umbilical vein endothelial cells ...

Isolation and Culture of Mouse Primary Pancreatic Acinar Cells

This protocol permits rapid isolation (in less than 1 hr) of murine pancreatic acini, making it possible to maintain them in culture for more than one week. More than 20 x 106 acinar cells can be obtained from a single murine pancreas. This protocol offers the possibility to independently process as many as 10 pancreases in parallel. Because it preserves acinar architecture, this model is well suited for studying the physiology of the exocrine pancreas in vitro in contrast to cell lines established from pancreatic tumors, which display many genetic alterations resulting in partial or total loss of their acinar differentiation.

In this publication, we describe a rapid and convenient procedure for isolating and culturing primary pancreatic acinar cells from the murine pancreas. This method constitutes a valuable approach to study the physiology of fresh primary normal/untransformed exocrine pancreatic cells.

Isolamento e Cultura do mouse primárias células pancreáticas acinares

This protocol permits rapid isolation (in less than 1 hr) of murine pancreatic acini, making it possible to maintain them in culture for more than one ...

Quantifying Single Microvessel Permeability in Isolated Blood-perfused Rat Lung Preparation

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with real time imaging, it becomes feasible to determine permeability changes in individual pulmonary microvessels. Herein we describe steps to isolate rat lungs and perfuse them with autologous blood. Then, we outline steps to infuse fluorophores or agents via a microcatheter into a small lung region. Using these procedures described, we determined permeability increases in rat lung microvessels in response to infusions of bacterial lipopolysaccharide. The data revealed that lipopolysaccharide increased fluid leak across both venular and capillary microvessel segments. Thus, this method makes it possible to compare permeability responses among vascular segments and thus, define any heterogeneity in the response. While commonly used methods to define lung permeability require postprocessing of lung tissue samples, the use of real time imaging obviates this requirement as evident from the present method. Thus, the isolated lung preparation combined with real time imaging offers several advantages over traditional methods to determine lung microvascular permeability, yet is a straightforward method to develop and implement.

The isolated blood-perfused lung preparation makes it feasible to visualize microvessel networks on the lung surface. Here we describe an approach to quantify permeability of single microvessels in isolated lungs using real time fluorescence imaging.

Quantificar Único microvasos Permeabilidade em perfusão isolada-Sangue Rat Lung Preparação

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with ...

Indirect Immunofluorescence on Frozen Sections of Mouse Mammary Gland

Indirect immunofluorescence is used to detect and locate proteins of interest in a tissue. The protocol presented here describes a complete and simple method for the immune detection of proteins, the mouse lactating mammary gland being taken as an example. A protocol for the preparation of the tissue samples, especially concerning the dissection of mouse mammary gland, tissue fixation and frozen tissue sectioning, are detailed. A standard protocol to perform indirect immunofluorescence, including an optional antigen retrieval step, is also presented. The observation of the labeled tissue sections as well as image acquisition and post-treatments are also stated. This procedure gives a full overview, from the collection of animal tissue to the cellular localization of a protein. Although this general method can be applied to other tissue samples, it should be adapted to each tissue/primary antibody couple studied.

The indirect immunofluorescence protocol described in this article allows the detection and the localization of proteins in the mouse mammary gland. A complete method is given to prepare mammary gland samples, to perform immunohistochemistry, to image the tissue sections by fluorescence microscopy, and to reconstruct images.

Imunofluorescência Indireta em cortes congelados de Rato glândula mamária

Indirect immunofluorescence is used to detect and locate proteins of interest in a tissue. The protocol presented here describes a complete and simple ...

En Face Detection of Nitric Oxide and Superoxide in Endothelial Layer of Intact Arteries

Endothelium-derived nitric oxide (NO) produced from endothelial NO-synthase (eNOS) is one of the most important vasoprotective molecules in cardiovascular physiology. Dysfunctional eNOS such as uncoupling of eNOS leads to decrease in NO bioavailability and increase in superoxide anion (O2.&#8722;) production, and in turn promotes cardiovascular diseases. Therefore, appropriate measurement of NO and O2.&#8722; levels in the endothelial cells are pivotal for research on cardiovascular diseases and complications. Because of the extremely labile nature of NO and O2.&#8722;, it is difficult to measure NO and O2.&#8722; directly in a blood vessel. Numerous methods have been developed to measure NO and O2.&#8722; production. It is, however, either insensitive, or non-specific, or technically demanding and requires special equipment. Here we describe an adaption of the fluorescence dye method for en face simultaneous detection and visualization of intracellular NO and O2.&#8722; using the cell permeable diaminofluorescein-2 diacetate (DAF-2DA) and dihydroethidium (DHE), respectively, in intact aortas of an obesity mouse model induced by high-fat-diet feeding. We could demonstrate decreased intracellular NO and enhanced O2.&#8722; levels in the freshly isolated intact aortas of obesity mouse as compared to the control lean mouse. We demonstrate that this method is an easy technique for direct detection and visualization of NO and O2.&#8722; in the intact blood vessels and can be widely applied for investigation of endothelial (dys)function under (physio)pathological conditions.

En Face Detection of Nitric Oxide and Superoxide in Endothelial Layer of Intact Arteries

In this article we describe an adapted relatively easy method using the fluorescence dye diaminofluorescein-2 diacetate (DAF-2DA) and dihydroethidium (DHE) for en face simultaneous detection and visualization of intracellular nitric oxide (NO) and superoxide anion (O2.&#8722;) respectively, in freshly isolated intact aortas of an obesity mouse model.

Face Detection En de óxido nítrico e superóxido na camada endotelial das artérias intactas

Endothelium-derived nitric oxide (NO) produced from endothelial NO-synthase (eNOS) is one of the most important vasoprotective molecules in cardiovascular ...

Immunofluorescence Analysis of Endogenous and Exogenous Centromere-kinetochore Proteins

"Centromeres" and "kinetochores" refer to the site where chromosomes associate with the spindle during cell division. Direct visualization of centromere-kinetochore proteins during the cell cycle remains a fundamental tool in investigating the mechanism(s) of these proteins. Advanced imaging methods in fluorescence microscopy provide remarkable resolution of centromere-kinetochore components and allow direct observation of specific molecular components of the centromeres and kinetochores. In addition, methods of indirect immunofluorescent (IIF) staining using specific antibodies are crucial to these observations. However, despite numerous reports about IIF protocols, few discussed in detail problems of specific centromere-kinetochore proteins.1-4 Here we report optimized protocols to stain endogenous centromere-kinetochore proteins in human cells by using paraformaldehyde fixation and IIF staining. Furthermore, we report protocols to detect Flag-tagged exogenous CENP-A proteins in human cells subjected to acetone or methanol fixation. These methods are useful in detecting and quantifying endogenous centromere-kinetochore proteins and Flag-tagged CENP-A proteins, including those in human cells.

Here we report protocols to detect endogenous and exogenous centromere-kinetochore proteins in human cells and quantify these protein levels at centromeres-kinetochores by indirect immunofluorescent staining through the use of fixation (paraformaldehyde, acetone, or methanol fixation).

Proteínas Análise de imunofluorescência de endógenos e exógenos Centromere-cinetócoro

"Centromeres" and "kinetochores" refer to the site where chromosomes associate with the spindle during cell division. Direct visualization of ...

Preparation of Meiotic Chromosome Spreads from Mouse Spermatocytes

Mammalian meiosis is a dynamic developmental process that occurs in germ cells and can be studied and characterized. Using a method to spread nuclei on the surface of slides (rather than dropping them from a height), we demonstrate an optimized technique on mouse spermatocytes that was first described in 1997. This method is widely used in laboratories to study mammalian meiosis because it yields a plethora of high quality nuclei undergoing substages of prophase I. Seminiferous tubules are first placed in a hypotonic solution to swell spermatocytes. Then spermatocytes are released into a sucrose solution to create a cell suspension, and nuclei are spread onto fixative-soaked glass slides. Following immunostaining, a diversity of proteins germane to meiotic processes can be examined. For example, proteins of the synaptonemal complex, a tripartite structure that connects the chromosome axes/cores of homologs together can be easily visualized. Meiotic recombination proteins, which are involved in repair of DNA double-strand breaks by homologous recombination, can also be immunostained to evaluate progression of prophase I. Here we describe and demonstrate in detail a technique widely used to study mammalian meiosis in spermatocytes from juvenile or adult male mice.

Meiosis is the developmental process by which gametes are formed through a single round of DNA replication and two successive rounds of chromosome segregation. Mammalian meiosis can be examined by utilizing a technique to prepare meiotic chromosome spreads. Here, we demonstrate a method of preparing surface-spread nuclei from mouse spermatocytes.

Preparação de cromossomos se espalha a partir do Mouse espermatócitos

Mammalian meiosis is a dynamic developmental process that occurs in germ cells and can be studied and characterized. Using a method to spread nuclei on ...

Trans-inner Cell Mass Injection of Embryonic Stem Cells Leads to Higher Chimerism Rates

In an effort to increase efficiency in the creation of genetically modified mice via ES Cell methodologies, we present an adaptation to the current blastocyst injection protocol. Here we report that a simple rotation of the embryo, and injection through Trans-Inner cell mass (TICM) increased the percentage of chimeric mice from 31% to 50%, with no additional equipment or further specialized training. 26 different inbred clones, and 35 total clones were injected over a period of 9 months. There was no significant difference in either pregnancy rate or recovery rate of embryos between traditional injection techniques and TICM. Therefore, without any major alteration in the injection process and a simple positioning of the blastocyst and injecting through the ICM, releasing the ES cells into the blastocoel cavity can potentially improve the quantity of chimeric production and subsequent germline transmission.

Here we present a protocol to increase chimera production without the use of new equipment. A simple orientation change of the embryo for injection can increase the number of embryos produced, and potentially reduce the timeline to germline transmission.

Trans-interno pilha injeção maciça de células-tronco embrionárias leva a taxas mais elevadas de quimerismo

In an effort to increase efficiency in the creation of genetically modified mice via ES Cell methodologies, we present an adaptation to the current ...