저자는 원고의 비판에 대한 Lwigale 실험실의 구성원 감사드립니다. SLG는 국립 안과 연구소 (F32 EY02167301)에서 루스 L. Kirschstein NRSA 원정대에 의해 지원됩니다. PYL은 국립 안과 연구소 (EY018050)에 의해 지원됩니다.

1. 원하는 단계까지 품어 병아리와 메추라기 달걀 HH9 배아 들어, 일반적인 배양 시간은 38 ° C. 63시 29~33시간 이르기까지 다양 <ol><li> 미지근한 물로 달걀에서 모든 파편을 씻으십시오. </li><li> 수평 트레이에있는 닭 계란을 마련. 연필 함께 직면하고있는 측면을 선택,이 배아는 현지 예정 지역에 해당됩니다. 메추라기 알을 뭉툭한 끝을 품어. </li><li> 38 장소 ° C humidified 인큐베이터. 기능 락을를 켭니다. </li></ol> 2. 윈도우 및 해부를 위해 계란을 준비 <ol><li> 인큐베이터에서 알을 제거하고, 70 % 에탄올로 정상을 소독. 그것은 에탄올에 뿌리와 달걀 껍질을 통해 에탄올의 흡수를 방지하기 위해 종이 타월이나 Kimwipe로 빨리 닦아 것이 가장 좋습니다. </li><li> 개별 계란 홀더 (우리가 접힌 종이 타올이 줄지어 페트리 접시, 예를 들어, &quot;Kimwipes&quot;를 사용)쪽으로 장소 닭 달걀. AA의 포셉 사용하여 작은 홀 탭계란의 뾰족한 끝에 달걀 껍질의 위쪽 표면에 전자. </li><li> 18시 G 피하 바늘 5 ML의 주사기와 닭고기 달걀의 알부민 빛의 1.5-3mL를 제거합니다. 그것은 계란 (그림 2A)의 뾰족한 끝을 마주 베벨과 함께 구멍에 수직으로 바늘을 삽입하는 것이 가장 좋습니다. 이 방법은 알부민이 철회되면, 실수로 흡입을 통해 노른자를 손상의 위험이 거의 있습니다. 알부민 폐기하십시오. 이 단계는 달걀 껍질에서 열 수있는 창 수 있도록 계란 이내에 노른자와 배아를 낮춰드립니다. </li><li> 위의 설명과 스카치 테이프로 봉인으로 70 % 에탄올로 입구를 닦아주십시오. 그것은 구멍을 둘러싼 달걀 껍질이 완전히없는 상태 알부민 건조 또는 접착제는 밀봉하지 않을 것이 중요합니다. </li><li> AA의 포셉으로, 아직 꼭대기에서 수평 달걀 표시된 위쪽 표면에 다른 구멍을 누릅니다. 포셉은 노른자이나 배아 손상을 방지하기 위해 달걀 껍질을 너무 많이 보내 줘야되지주의를 기울입니다. </li><li> 에달걀 껍질에 구멍 병렬로 곡선 홍채 포셉의 한쪽 면만 sert. 닭 알 껍질에 직경 창의 ~ 2cm를 깰 수 원운동에서 근무 쉘에 엎드려 곤란. 삭제 달걀 껍질 폐기하십시오. 또는 테이프 포장과 계란의 위쪽 표면을 커버하고 창 밖을 잘라 가위를 사용합니다. 이것은 계란으로 떨어지는 달걀 껍질 파편의 기회를 최소화합니다. 난자는 노른자 위에 불투명 디스크로 나타납니다. 어떤 unfertilized 계란 (배반엽 작은 흰 노른자의 표면에 지점이나 부재로 식별) 폐기하십시오. </li><li> 배아를 지보 돕기 위해 배반엽 아래. : 인도 잉크 소량 (최종 농도 100 μg / ML 페니실린과 100 μg / ML의 스트렙토 마이신 &quot;펜 / Strep&quot;를 포함하는 무균 울리는의 솔루션에 1시 10분을 희석 항생제)을 주사 또는 일mA, 1 ML의 주사기 26 ½ G의 피하 바늘, 바늘의 기지에서 45 ° 각도로 구부 러, 최대 직면 베벨로 사용y는 뽑아 유리 파스퇴르의 pipet 및 입 pipetting 장치를 (피하 주사를 벤딩이나 유리 바늘을 깨는 경우 안구 보호를 착용)을 사용합니다. 노른자의 배반엽의 경계 바깥 막과 가까운 노른자의 표면에, 배아 아래 바늘의 끝을 밀어 찔린 아니라 배아 층에서 (그림 2B). 배아를 대략적으로 충분 잉크를 주사 후 조심스럽게 바늘 (그림 2C)을 철회. 너무 많은 잉크를 주입하면 태아 사망을 초래할 수 있습니다. 그것은이 오염에 대한 원천이 될 수 있으므로, 배아 아래에있는 기포를 주입하지 않는 것이 중요합니다. 주의 :이 절차에 사용된 모든 울리는의 솔루션 소독 및 펜 / 위에서 정의된대로 Strep을 포함합니다. 멸균 인산은 식염수 (PBS)가 또한이 프로토콜의 모든 단계에서 울리는의 솔루션에 대한 수용 가능한 대안입니다 버퍼링된. </li><li> 햄버거와 해밀턴 63에 따라 배아를 무대와 영구 잉크 또는 연필로 달걀 껍질의 무대를 기록합니다. 단계는 최고 stere 아래 평가됩니다omicroscopy, 제한된 열부하가 광섬유 &#39;거위 목처럼 생긴 것 &quot;광원과. </li><li> 적용 2-3 탈수 및 오염을 방지하기 위해 배아의 표면에 따뜻한 멸균 울리는의 솔루션을 떨어뜨 려요. parafilm가 난자의 표면에 걸쳐 뻗어과 함께 일시적으로 창문을 봉쇄. </li><li> 반복 이식 실험을 시작하기 전에 모든 여자는 달걀과 함께 2.2-2.9 단계를 반복합니다. </li><li> 메추라기의 배아에만 공여 조직에 사용되므로 비켜 단계에서 2.2-2.9 생략 수 있습니다. 공여 배아의 전 비켜 준비 들면, 메추라기 계란은 뭉툭한 쪽을 incubated하고 배아를 나타내기 위해 곡선 포셉 함께이 지역에서 열었습니다. 해부 가위를 사용하여 배아 외부 vitelline 막과 배반엽 (모든 인하 충족하는지 확인)을 통해 사각형 모양에서 네번이나 상처를 확인하십시오. 곡선 홍채 집게를 사용하여 부드럽게 한 커팅 에지를 파악하고 난자에서 배아를 채취해서 배양 접시에있는 Ringers 솔루션에 전송할 수 있습니다. 양자 택일로, 하나는 곡선을 사용할 수 있습니다D 홍채는 계란의 배아를 전송하는 데 사용될 수 있습니다, 아래, 또는 배아 스푼이나 실린더의 넓은 부분을 잘라 비닐 트랜스퍼 피펫에서 excised 배아를 들어올리 포셉. 부드럽게 # 5 포셉와 vitelline 멤브레인를 제거합니다. 위와 같이 나머지 메추라기의 배아를 수집하고, 해부 현미경으로 그들을 통제하는 무대. </li></ol> 3. 그라 프트를받을 호스트의 배아를 준비 <ol><li> 호스트 (여자) 배아에서 parafilm를 제거하고 날카롭게 텅스텐 바늘 또는 # 5 집게를 이용하여 신경 튜브 (그림 3A)의 원하는 지역에서 vitelline 막의 작은 구멍을내는 거죠. </li><li> 배아에 울리는의 솔루션의 방울을 추가합니다. 완전히 조직의 탈수를 방지하기위한 모든 절차 중에 울리는의 솔루션에 빠져들 배아를 유지하기 위해주의를 기울입니다. 트랜스퍼 피펫 필요한 경우를 통해 태아의 표면에 울리는의 솔루션의 방울을 추가하는 유지. </li><li> 가져온 유리 바늘을 사용하여 조심스럽게 주동이의 및 CA하다지느러미 신경 튜브에 대한 관심의 길이와 지역에 해당 udal 횡방향 incisions. (아이고, 유리 바늘은 바늘이 기기를 당기는으로 열을 아래 됐네 실리콘 유리 모세관 튜브에서 생성됩니다.) 일방적 이식의 경우 incisions은 지느러미 신경 튜브 루멘으로 확장해야하고, 양국간 이식을 위해, 건너편 incisions하다 전체 지느러미 신경 튜브. 그런 다음 지느러미 신경 튜브와 paraxial mesoderm 사이에 양자 했네요. </li><li> 신경 튜브에서 excised explant을 조심스럽게 분리 후 유리 micropipette (그림 3B)에 aspirating하여 배아에서 제거합니다. </li></ol> 4. 기증자 이식 조직을 준비한다 <ol><li> 무대 일치 메추라기의 배아를 선택합니다. AA의 집게로 배아를 누른 vitelline 막을 제거하고, 소비세 위에서 설명한대로 신경 튜브와 비슷한 크기의 영역 (3.3-3.4) (그림 3A&#39;-B &#39;). 실험의 필요에 따라이 지역이있을 수 있습니다호스트 (여자) 신경 튜브 또는 rostro - 꼬리 축을 따라 다른 영역에서 상호 보완적인 영역입니다. (주의 : 완전한 신경 튜브 이식술을 포함한 큰 지역 이식을 위해, 연구자들은 이전 이식에 공여 조직에서 언제 자기편 mesenchymal 조직을 제거하려면이 단계에서 단백 분해 효소는 소화를 추가할 수도 있습니다 그러나 작은 지느러미 신경 튜브 이식을 위해 초기 단계에서. 신경 튜브 쉽게 엄격 수술 기법에 의해 인접한 mesenchyme에서​​ 분리되는 경우처럼 여기 설명된되는 단백 분해 효소는 소화 필요가 없습니다.) </li></ol> 5. 그라 프트 조직 <ol><li> 울리는의 솔루션을 포함하는 유리 micropipette으로 기증자 explant을 기음. 피펫으로 모든 거품을 소개하지 않도록주의하십시오. </li><li> 여자 호스트의 excised 지역에 인접한 explant을 전송합니다. 동양은 뽑았 유리 바늘을 explant 사용하고 부드럽게 ablated 지역 (그림 3C)에 그것을 가이드. </li><li> 조심스럽게 울리는의 솔루션 몇 방울을 추가탈수를 방지하기 위해 배아합니다. 이것은 이식을 이동시키다 수 있으므로 그라 프트 사이트에 직접 액체를 포기하지 않도록주의를 기울입니다. </li><li> 테이프 포장과 함께 창문을 밀봉합니다. 테이프 봉인 창 계란의 전체 영역을 해당 있는지 확인하십시오. 이것은 이후의 인큐베이션 기간 동안 탈수와 배아의 오염을 방지합니다. </li><li> 원하는 단계까지 배양기에 계란을 반환합니다. chimeras을 잠복기 동안 &quot;락&quot;기능이 꺼져 있는지 확인합니다. 달걀은 부드럽게 손으로 두 번 개발의 후기 단계가 타겟으로하는 경우에는이 그들의 생존을 증가시킬 수로 하루가 설정되어있을 수 있습니다. </li></ol> 6. sectioning 위해 키메라 배아 준비 <ol><li> 실험 종점에서 미세 가위를 사용하여 윈도우를 덮고 테이프를 버려야. </li><li> 곡선 아이리스 포셉 (가장 쉬운 방법은 톱니 모양의 조언과 관계)와 배반엽의 가장자리를 잡고 다음 배반엽의 경계 밖에서 네 큰 상처와 노른자에서 떨어져 배아를 잘라. </lI&gt; <li> 울리는의 솔루션을 포함하는 배양 접시에 배아를 전송합니다. 조직의 탈수를 방지하기 위해 공기와 배아의 노출을 최소화하기 위해주의를 기울입니다. </li><li> stereomicroscopy에서 부드럽게 # 5 집게를 사용하여 배반엽에서 vitelline 막 분리. </li><li> 그것이 평평한 펼쳐 주위의 점막과 함께 계란에 있었던 것처럼 배아가 같은 방향에되도록 접시에서 배아를 조심스럽게을 마련. </li><li> 깔끔하게 접시의 바닥에 텅스텐 와이어 병렬의 길이로, 배아 및 extraembryonic 조직의 경계에서 바늘을 정리하여 배아에서 주변 배반엽를 제거하는 텅스텐 와이어를 64로 만든 바늘을 해부 사용합니다. 조직을 자르기를 부드럽게 톱질 모션을 사용합니다. </li><li> 조심스럽게 # 5 포셉으로 양막을 제거합니다. 이 시점에서 당신은 더 이상 관심의 영역을 해부하거나, 배아 전체를 떠나 두하실 수 있습니다. </li><li> 얼음 차가운 4 % paraf로 배아를 전송4 ° C.에 ormaldehyde와 하룻밤 바위 </li><li> 샘플을 준비하고 cryo-혹은 파라핀의 sectioning 위해 삽입. </li></ol> 호스트 배아 내에 이식할 조직을 추적. hematoxylin의 염색법에 의한 메추라기 nucleoli의 검출 (메추라기의 핵이 여자는 핵보다 매우 크고 어두운 염색법의 흠도있다), Feulgen-Rossenbeck 반응, acridine-주황색이나 비즈 - benzamide 얼룩을 포함하여 여자의 배아, 안에 메추라기 조직을 식별하는 여러 가지 방법이 필요하다 메추라기 특정 항원 3,47,65,66에 대한 전자 현미경, 또는 immunolabeling과 결합. 여기 메추라기 - 병아리 chimeras (그림 4)에서 메추라기 신경 능선 세포를 식별할 수 있도록 QCPN 항원 및 표준 전체 마운트 또는 섹션 immunofluorescence 기법을 사용합니다. QCPN의 immunofluorescence도 기증자 (메추라기) 조직에서 파생 차별화된 세포를 확인하기 위해 다른 항체와 결합될 수 있기 때문에이 기술은 실험 설계에서 가장 유연성을 제공합니다. standa 사용RD 전체 마운트 또는 섹션 immunofluorescence 기법은 chimeras에 메추라기 파생 세포를 레이블합니다. 7. 대표 결과 다시 부화의 6h 후에 신경 튜브 이식할 지방의 대표적인 이미지 (HH11까지) 호스트 (여자) 신경 튜브 (그림 4A)에 이식할 기증 (메추라기) 조직의 기대 설립을 보여줍니다. reinc​​ubation 후 이식편의 완전 통합, 또는 두개골 지역 또는 somites의 비대칭 발전을 보여주는 태아도 폐기해야합니다. HNK-1 laterally 거리에 신경 튜브에서 마이 그 레이션으로 표시 HH11 쇼 NCCs에 이식할 지방을 통해 섹션을 보도록. 메추리 세포 NCC 철새 스트림에 기여하고, 신경 튜브에들은 분명 QCPN (그림 4B)으로 표시됩니다. 나중 단계에서 메추라기 NCC-파생 세포들은 최종 목표 조직까지 추적하실 수 있습니다. QCPN 표시된 전지는 여자의 배아 mesenchyme 내에 interspersed있다E5 (그림 4C)에서 상악 과정. QCPN 항체 쉽게 호스트 환경에서 메추라기 파생 NCCs의 분화를 조사하기 위해 다른 항체와 결합할 수 있습니다. 메추리 NCC-파생 삼차 감각 뉴런은 QCPN 및 Tuj1 항체 (그림 4D)에 의해 분류된다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/3622/3622fig1.jpg" /> 1 그림. 실험 절차 및 필요한 악기의 개요.) 호스트 (아가씨)와 기증자 (메추라기) 배아 단계가 일치해야합니다. 삼차 신경절 및 maxillo-mandibular 영역에 기여 NCC 스트림 레이블을 지정하려면 HH9가 이상적입니다. HH9에서 신경 튜브가 주동이의 영역에 가까이하기 시작되지만 아직 완전히 밀폐되지 않습니다. 다이어그램에서 회색 라인은 폐쇄 신경 튜브의 중간선을 나타냅니다. 점선 흰색 라인은 호스트 및 기증자로부터 신경 튜브의 오른쪽의 midbrain 영역을 절개하는 컷 라인을 나타내는 그들bryos. 호스트 배아의 excised 지역은 폐기 및 기증자 조직 키메라 배아를 생성하기에 이식된다. B) 필요한 악기는 다음과 같습니다) 5mL 18과 주사기 ½ G의 피하 바늘, B) 26 1 개 ML의 주사기 ½ 45 ° 각도, C) 인도 잉크에서 G의 피하 주사 바늘 구부러진, D) 투명 포장 테이프, 전자)을 입 pipetting과 유리 피펫 장치, F) 60mm-페트리 접시, G) AA 포셉, H) 톱니 모양의 팁, 내가 가진 곡선 홍채 포셉) # 5 포셉, J) 미세 가위, K)가 나, 텅스텐 와이어를 날카롭게) 유리 바늘, M) parafilm을 뽑아 사각형. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/3622/3622fig2.jpg" /> 그림 2. 18 이상적인 삽입 지점을 포함한 계란 계란과 배아의 준비.)가 교차 단면 그림, ½ 알부민 빛의 인출을위한 G의 피하 주사 바늘. B) 라이트 알부민의 ~ 3mL을 철수 후, 노른자와 배아가 연구자 t에서 &quot;창&quot;(화살표)자를 수 있도록 계란 안에 낮춰그는 배아에 액세스할 달걀 껍질. 인도 잉크는 무균 울리는의 솔루션에 희석 1시 10분 후 배아 쉽게 준비에 대한 대비를 제공하기 위해 배반엽 아래에 주입 할 수 있습니다. inking 후 C) 칙의 배아. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/3622/3622fig3.jpg" /> 그림 3. 이식 절차의 각 단계에서 약도와 HH 단계 9 기증자와 호스트 배아의 예입니다.) 칙 호스트 배아. vitelline 막가 접목에 대한 두개골 지역에 액세스할 갈라져 있어야 어디 다이어그램에서 점선 줄이 나타냅니다. vitelline 막의 일단 찢어진 삼각형 플랩은 caudally 벗겨해야합니다. 이미지 상자 (BC)에 사용 삽입된 페이지를 나타냅니다. &#39;) 메추리 기증자의 배아. 이미지가 난자에서 excised 및 이식 조직의 절개에 대한 배양 접시에 놓여 기증자의 배아입니다. 이미지 상자에 사용 삽입된 페이지 나타냅니다 (B &#39;). vitelline와 노른자의 점막이 t를 제거하기 위하여 절단해야 어디 도식 다이어그램에서 점선 라인 ( &#39;) 표시계란에서 그는 배아. 이식을 기다리는 excised 신경 튜브 (흰색 화살표)의 일방적 midbrain 지역과 B)를 호스트 배아. 인하는 midbrain 지방 소비세 신경 튜브로 이루어져야 어디 도식 다이어그램에서 점선 나타냅니다. 지느러미 신경 튜브 그래프트 조직과 B &#39;) 기증 배아는 (이식 조직이 흑인 화살촉으로 표시) excised. 상처가 신경 튜브의 midbrain 지방의 접목 일방적 위해 소비세 기증자 조직에 메추라기 배아에서 만든 있어야 할 곳에 다이어그램에서 점선 나타냅니다. 여자는 midbrain 영역으로 메추라기 지느러미 신경 튜브 explant의 접목 후 C) 키메라 배아. <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/3622/3622fig4.jpg" /> 4 그림. Immunofluorescence 키메라 배아의 기증자 파생 셀에 메추라기 특정 핵 항원 QCPN를 감지. 키메라 HH11가 (HH9에 이식할) 빨간색으로 QCPN의 염색법을 보여주 및 HNK-1 염색법 (NCCs 마이 그 레이션의 마커)의) 전체 마운트 이미지 에녹색. 10X 배율, 지느러미 볼 수 있습니다. 신경 튜브와 철새 NCC HNK-1 (녹색)와 공동으로 물들일에 QCPN - 긍정 메추라기 유래 세포를 보여주는 ()의 배아를 통해 B) 크로스 섹션. 40X 확대. 키메라 E5의 상악 동의 과정을 통해 C) 단면 (3 일 게시물 이식을 위해 incubated), 배아의 최종 위치에 신경 튜브 이식할 지역에서 마이그레이션한 QCPN 양성 NCC-파생 세포 (적색)를 보여주고 있습니다. 10X 확대. TuJ1 - 긍정적인 뉴런 (녹색)으로 삼차 신경절 (적색)과 차별화로 NCC를 파생 메추라기의 키메라 E5 보여주는 기부를 통해 D) 항. 40X 확대. * NCCs, MP, 상악 동의 절차, NT, 신경 튜브, TG, 삼차 신경절.

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호스트 여자는 배아에 메추라기 신경 튜브 접목은 rostro - 꼬리 축 21,67-69 따라 여러 지역에서 냄새가 나는데 NCCs 마이 그 레이션의 특정 subpopulations를 추적을위한 간단하고 저렴한 기술이다 여기에서 설명한. 이 기술은 실험적으로 검토하기 위해, 조류 배아 (같은 포유류의 배아에 비해)에 대한 접근의 용이성 활용과 같은 표현 plasmids의 electroporation을 통해 조직 절제, 억제 분자의 주입, 또?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td></tr><tr><td> 칙 달걀 </td><td> 종합 - 우리는 텍사스 A &amp; M 대학의 가금류 과학학과, TX를 사용합니다. </td><td></td></tr><tr><td> 메추리의 계란 </td><td> 종합 - 우리는 Ozarks 에그 회사, MO를 사용합니다. </td><td></td></tr><tr><td> 에그 인큐베이터 (디지털 판독 1,502 운동가 인큐베이터 W / 습도 110-120 볼트 AC) </td><td> <a href="http://www.poultrysupply.com" target="_blank">www.poultrysupply.com</a> </td><td> 1502 </td></tr><tr><td> 뒤몽 AA 포셉, Inox 에폭시 코팅 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 11210-10 </td></tr><tr><td> 스카치 테이프 </td><td> 어떤 사무실 공급 가게 </td><td></td></tr><tr><td> 곡선 아이리스 포셉 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 11065-07 </td></tr><tr><td> 나ndia 잉크 </td><td> 다른 예술 공급 가게 </td><td></td></tr><tr><td> 펜 / Strep (페니실린, 스트렙토 마이신) 솔루션 </td><td> VWR 인터내셔널 </td><td> 101447-068 </td></tr><tr><td> 투명 포장 테이프 </td><td> 어떤 사무실 공급 가게 </td><td></td></tr><tr><td> 니들 당기는 장치 </td><td> Narashige, 일본 </td><td> PE-21 </td></tr><tr><td> 아이고, 유리 바늘, 1.5-1.8 X 100mm borosilicate 유리 모세관 튜브로 만든 </td><td> 킴블의 추격 </td><td> 34,500 99 </td></tr><tr><td> 5에서 만든 유리 피펫, 압니다 &quot;파스퇴르 피펫을 뽑아 </td><td> 피셔 과학 </td><td> 13-678-6A </td></tr><tr><td> 구강 피펫 장치 (보정 microcapillary 피펫을위한 흡인기 튜브 조립체) </td><td> 시그마 - 올드 리치 </td><td> A5177-52A </td></tr><tr><td> 뒤몽 # 5 포셉 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 11251-30 </td></tr><tr><td> 용량 단위gsten 와이어, 0.1mm 직경 </td><td> VWR 인터내셔널 </td><td> AA10404-H2 </td></tr><tr><td> 니들 홀더 (니켈 도금 핀 홀더) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 26018-17 </td></tr><tr><td> QCPN 항혈청 </td><td> 발달 연구 하이 브리 도마 은행, 아이오와 대학교 </td><td> QCPN </td></tr><tr><td> 알렉사 형석 이차 항체 (예, 알렉사 형석 594 염소 항 마우스 IgG1) </td><td> Invitrogen </td><td> A21125 </td></tr><tr><td> 울리는의 솔루션 (2L) : <ul><li> 14.4g NaCl </li><li> 0.34g CaCl 2 </li><li> 0.74g KCl </li><li> 0.230g 나 2 HPO 4 </li><li> 0.04g KH 2 PO 4 </li><li> 2L에 ddH 2 O </li><li> 필터 및 압력솥 </li></ul></td><td> 피셔 과학의 모든 시약 </td><td><ul><li> 7647-14-5 </li><li> 10043-52-4 </li><li> 7447-40-7 </li><li> 7558-79-4 </li><li> 7778-77-0 </li></ul></td></tr></tbody></table>

analysis of neural crest migration and differentiation by cross-species transplantation

조류 배아는 난자 내에서 배아의 쉬운 접근으로 인해 많은 척추 발달 과정을 연구하기위한 독특한 플랫폼을 제공합니다. 메추라기의 공여 조직을 비켜에서 여자의 배아에 이식되는 배아 키메라 조류는 조류 배아에 의해 수여 조작의 용이성과 세포 인구의 씻을 수없는 유전 라벨의 파워를 결합. 메추리 - 여자는 chimeras 1-3 철새 신경 능선 세포 (NCCs)를 추적하는 고전적인 도구입니다. NCCs는 개발 신경 튜브 4 지느러미 지역에서 발생한 배아에서 세포의 과도 철새 인구입니다. 그들은 mesenchymal 전환으로 상피를 받아야하고 이후 그들이 연골 5-13, melanocytes 11,14-20, 뉴런과 glia 21-32 등 다양한 세포 유형으로 차별 배아의 다른 지역으로 마이 그 레이션. NCCs는 multipotent 있으며, 그들의 궁극적인 운명은 influ입니다1) 그들은 배아 11,33-37, 2 rostro - 꼬리 축을 따라 발생한하는 신경 튜브 지역) 그들은 38-44을 마이 그 레이션으로 인접 세포로부터 신호를, 그들의 궁극 3) microenvironment에 의해 enced 배아 45,46 이내 도착. 배아 내에서 그들의 최종 위치와 운명에, 신경 튜브의 원산지 그들의 관점에서 이러한 세포를 추적, patterning 및 organogenesis 조절 발달 과정에 중요한 통찰력을 제공합니다. 기증자 신경 튜브 (접목 homotopic) 또는 기증자 신경 튜브 (접목 heterotopic)의 다른 지역의 상호 보완적인 지역의 이식은 rostro - 꼬리 축 2,47 함께 NCCs 사전 사양의 차이를 밝힐 수 있습니다. 이 기술은 더 이상 한쪽은 기증자의 조직에서 파생되는 이러한 신경 튜브의 일방적인 구획을 이식하기 위해 적응하고, contralateral 사이드 유적 호스트 배아, 이순신에 교란되지 않은 수동일한 샘플 2,47 내에서 내부 통제를 elding. 앞부분은 신경 튜브 47 폐쇄되면 또한, HH10 후, 나중에 태아의 뇌 세그먼트의 이식을위한 적응하실 수 있습니다. 여기 신경 튜브의 이산 세그먼트에서 파생된 철새 NCCs의 추적을 허용 신경 튜브 이식를 통해 메추라기 - 여자는 chimeras 창출을위한 기술을보고합니다. 메추라기 특정 QCPN 항체 48-56 가진 기증자 파생 세포의 종 특정 레이블은 연구자가 실험 종료 시점에서 기증자와 호스트 세포를 구별할 수 있습니다. 이 기술은 저렴, 간단하고, 운명 - 매핑, 추적 세포 혈통, 그리고 rostro - 꼬리 축을 따라 45 미리 patterning 이벤트를 식별하는 등 많은 응용 프로그램을 가지고 있습니다. 때문에 조류 배아에 대한 접근의 용이성으로 인해 메추라기 - 여자 그래프트 기술을 포함한 다른 조작, 결합 수 있지만 렌즈 절제 4 국한되지0, 배아의 발달 프로그램의 perturbations에 NCCs의 특정 철새 스트림의 반응을 파악하기위한 억제 분자 57,58, 또는 표현 plasmids 59-61의 electroporation을 통해 유전자 조작의 주입. 또한이 접목 기술은 또한 조류 배아의 조작의 용이성과 함께 마우스 유전학의 전원을 결합하는 craniofacial morphogenesis, 또는 마우스 여자는 chimeras에 NCC의 공헌을 공부하고 같은 메추라기 - 오리 chimeras 등 다른 이종 간의 키메라 배아를 생성하는 데 사용할 수 있습니다 . 62

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Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation

메추라기 - 병아리 키메라 배아에서 조류 신경 능선 세포의 마이 그 레이션 및 최종 운명을 분석을위한 접근 방법이 설명되어 있습니다. 이 방법은 unmanipulated 여자의 배아 내에 구별하기 어렵습니다 별도로 마이 그 레이션과 차별화하는 동안 신경 능선 세포를 추적하는 단순하고 간단 기법입니다.

크로스 종 이식에 의한 신경 크레스트 마이 그 레이션과 차별화 분석

Avian embryos provide a unique platform for studying many vertebrate developmental processes, due to the easy access of the embryos within the egg. ...

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22.7K 조회수.  Rice University. 메추라기 - 병아리 키메라 배아에서 조류 신경 능선 세포의 마이 그 레이션 및 최종 운명을 분석을위한 접근 방법이 설명되어 있습니다. 이 방법은 unmanipulated 여자의 배아 내에 구별하기 어렵습니다 별도로 마이 그 레이션과 차별화하는 동안 신경 능선 세포를 추적하는 단순하고 간단 기법입니다.

비디오: Analysis of Neural Crest Migration and Differentiation by Cross-species Transplantation

Production of Chick Embryo Extract for the Cultivation of Murine Neural Crest Stem Cells

The neural crest arises from the neuro-ectoderm during embryogenesis and persists only temporarily. Early experiments already proofed pluripotent progenitor cells to be an integral part of the neural crest1. Phenotypically, neural crest stem cells (NCSC) are defined by simultaneously expressing p75 (low-affine nerve growth factor receptor, LNGFR) and SOX10 during their migration from the neural crest2,3,4,5. These progenitor cells can differentiate into smooth muscle cells, chromaffin cells, neurons and glial cells, as well as melanocytes, cartilage and bone6,7,8,9. To cultivate NCSC in vitro, a special neural crest stem cell medium (NCSCM) is required10. The most complex part of the NCSCM is the preparation of chick embryo extract (CEE) representing an essential source of growth factors for the NCSC as well as for other types of neural explants. Other NCSCM ingredients beside CEE are commercially available. Producing CCE using laboratory standard equipment it is of high importance to know about the challenging details as the isolation, maceration, centrifugation, and filtration processes. In this protocol we describe accurate techniques to produce a maximized amount of pure and high quality CEE.

To cultivate neural crest stem cells (NCSC) in vitro, a special medium (NCSCM) is required. Essential part of NCSCM is chick embryo extract (CEE). We here describe accurate techniques to produce a maximized amount of pure and high quality CEE, including details as the isolation, maceration, centrifugation, and filtration processes.

Murine 신경 크레스트 줄기 세포의 배양 칙의 배아 추출 생산

The neural crest arises from the neuro-ectoderm during embryogenesis and persists only temporarily. Early experiments already proofed pluripotent ...

연구

신경과학

Physiological, Morphological and Neurochemical Characterization of Neurons Modulated by Movement

The role of individual neurons and their function in neuronal circuits is fundamental to understanding the neuronal mechanisms of sensory and motor functions. Most investigations of sensorimotor mechanisms rely on either examination of neurons while an animal is static1,2 or record extracellular neuronal activity during a movement.3,4 While these studies have provided the fundamental background for sensorimotor function, they either do not evaluate functional information which occurs during a movement or are limited in their ability to fully characterize the anatomy, physiology and neurochemical phenotype of the neuron. A technique is shown here which allows extensive characterization of individual neurons during an in vivo movement. This technique can be used not only to study primary afferent neurons but also to characterize motoneurons and sensorimotor interneurons. Initially the response of a single neuron is recorded using electrophysiological methods during various movements of the mandible followed by determination of the receptive field for the neuron. A neuronal tracer is then intracellularly injected into the neuron and the brain is processed so that the neuron can be visualized with light, electron or confocal microscopy (Fig. 1). The detailed morphology of the characterized neuron is then reconstructed so that neuronal morphology can be correlated with the physiological response of the neuron (Figs. 2,3). In this communication important key details and tips for successful implementation of this technique are provided. Valuable additional information can be determined for the neuron under study by combining this method with other techniques. Retrograde neuronal labeling can be used to determine neurons with which the labeled neuron synapses; thus allowing detailed determination of neuronal circuitry. Immunocytochemistry can be combined with this method to examine neurotransmitters within the labeled neuron and to determine the chemical phenotypes of neurons with which the labeled neuron synapses. The labeled neuron can also be processed for electron microscopy to determine the ultrastructural features and microcircuitry of the labeled neuron. Overall this technique is a powerful method to thoroughly characterize neurons during in vivo movement thus allowing substantial insight into the role of the neuron in sensorimotor function.

A technique is described to quantify the in vivo physiological response of mammalian neurons during movement and correlate the physiology of the neuron with neuronal morphology, neurochemical phenotype and synaptic microcircuitry.

운동에 의해 변조된 뉴런의 생리, 형태학의 및 Neurochemical 특성화

The role of individual neurons and their function in neuronal circuits is fundamental to understanding the neuronal mechanisms of sensory and motor ...

Isolation and Culture of Neural Crest Stem Cells from Human Hair Follicles

Hair follicles undergo lifelong growth and hair cycle is a well-controlled process involving stem cell proliferation and quiescence. Hair bulge is a well-characterized niche for adult stem cells1. This segment of the outer root sheath contains a number of different types of stem cells, including epithelial stem cells2, melanocyte stem cells3 and neural crest like stem cells4-7. Hair follicles represent an accessible and rich source for different types of human stem cells. We and others have isolated neural crest stem cells (NCSCs) from human fetal and adult hair follicles4,5. These human stem cells are label-retaining cells and are capable of self-renewal through asymmetric cell division in vitro. They express immature neural crest cell markers but not differentiation markers. Our expression profiling study showed that they share a similar gene expression pattern with murine skin immature neural crest cells. They exhibit clonal multipotency that can give rise to myogenic, melanocytic, and neuronal cell lineages after in vitro clonal single cell culture. Differentiated cells not only acquire lineage-specific markers but also demonstrate appropriate functions in ex vivo conditions. In addition, these NCSCs show differentiation potential toward mesenchymal lineages. Differentiated neuronal cells can persist in mouse brain and retain neuronal differentiation markers. It has been shown that hair follicle derived NCSCs can help nerve regrowth, and they improve motor function in mice transplanted with these stem cells following transecting spinal cord injury8. Furthermore, peripheral nerves have been repaired with stem cell grafts9, and implantation of skin-derived precursor cells adjacent to crushed sciatic nerves has resulted in remyelination10. Therefore, the hair follicle/skin derived NCSCs have already shown promising results for regenerative therapy in preclinical models.
Somatic cell reprogramming to induced pluripotent stem (iPS) cells has shown enormous potential for regenerative medicine. However, there are still many issues with iPS cells, particularly the long term effect of oncogene/virus integration and potential tumorigenicity of pluripotent stem cells have not been adequately addressed. There are still many hurdles to be overcome before iPS cells can be used for regenerative medicine. Whereas the adult stem cells are known to be safe and they have been used clinically for many years, such as bone marrow transplant. Many patients have already benefited from the treatment. Autologous adult stem cells are still preferred cells for transplantation. Therefore, the readily accessible and expandable adult stem cells in human skin/hair follicles are a valuable source for regenerative medicine.

This article presents a robust protocol for isolation and culture of neural crest stem cells from human hair follicles.

인간의 모공에서 신경 크레스트 줄기 세포의 분리와 문화

Hair follicles undergo lifelong growth and hair cycle is a well-controlled process involving stem cell proliferation and quiescence. Hair bulge is a ...

T-maze Forced Alternation and Left-right Discrimination Tasks for Assessing Working and Reference Memory in Mice

Forced alternation and left-right discrimination tasks using the T-maze have been widely used to assess working and reference memory, respectively, in rodents. In our laboratory, we evaluated the two types of memory in more than 30 strains of genetically engineered mice using the automated version of this apparatus. Here, we present the modified T-maze apparatus operated by a computer with a video-tracking system and our protocols in a movie format. The T-maze apparatus consists of runways partitioned off by sliding doors that can automatically open downward, each with a start box, a T-shaped alley, two boxes with automatic pellet dispensers at one side of the box, and two L-shaped alleys. Each L-shaped alley is connected to the start box so that mice can return to the start box, which excludes the effects of experimenter handling on mouse behavior. This apparatus also has an advantage that in vivo microdialysis, in vivo electrophysiology, and optogenetics techniques can be performed during T-maze performance because the doors are designed to go down into the floor. In this movie article, we describe T-maze tasks using the automated apparatus and the T-maze performance of &alpha;-CaMKII+/- mice, which are reported to show working memory deficits in the eight-arm radial maze task. Our data indicated that &alpha;-CaMKII+/- mice showed a working memory deficit, but no impairment of reference memory, and are consistent with previous findings using the eight-arm radial maze task, which supports the validity of our protocol. In addition, our data indicate that mutants tended to exhibit reversal learning deficits, suggesting that &alpha;-CaMKII deficiency causes reduced behavioral flexibility. Thus, the T-maze test using the modified automatic apparatus is useful for assessing working and reference memory and behavioral flexibility in mice.

This article presents the protocol of T-maze tests using a modified automated apparatus for assessing the learning and memory functions in mice.

T-미로 강제 교대 및 근무와 마우스의 레퍼런스 메모리를 평가하기위한 왼쪽 오른쪽 차별 작업

Forced alternation and left-right discrimination tasks using the T-maze have been widely used to assess working and reference memory, respectively, in ...

Analysis of Trunk Neural Crest Cell Migration using a Modified Zigmond Chamber Assay

Neural crest cells (NCCs) are a transient population of cells present in vertebrate development that emigrate from the dorsal neural tube (NT) after undergoing an epithelial-mesenchymal transition 1,2. Following EMT, NCCs migrate large distances along stereotypic pathways until they reach their targets. NCCs differentiate into a vast array of cell types including neurons, glia, melanocytes, and chromaffin cells 1-3. The ability of NCCs to reach and recognize their proper target locations is foundational for the appropriate formation of all structures containing trunk NCC-derived components 3. Elucidating the mechanisms of guidance for trunk NCC migration has therefore been a matter of great significance. Numerous molecules have been demonstrated to guide NCC migration 4. For instance, trunk NCCs are known to be repelled by negative guidance cues such as Semaphorin, Ephrin, and Slit ligands 5-8. However, not until recently have any chemoattractants of trunk NCCs been identified 9. 
Conventional in vitro approaches to studying the chemotactic behavior of adherent cells work best with immortalized, homogenously distributed cells, but are more challenging to apply to certain primary stem cell cultures that initially lack a homogenous distribution and rapidly differentiate (such as NCCs). One approach to homogenize the distribution of trunk NCCs for chemotaxis studies is to isolate trunk NCCs from primary NT explant cultures, then lift and replate them to be almost 100% confluent. However, this plating approach requires substantial amounts of time and effort to explant enough cells, is harsh, and distributes trunk NCCs in a dissimilar manner to that found in in vivo conditions. 
Here, we report an in vitro approach that is able to evaluate chemotaxis and other migratory responses of trunk NCCs without requiring a homogenous cell distribution. This technique utilizes time-lapse imaging of primary, unperturbed trunk NCCs inside a modified Zigmond chamber (a standard Zigmond chamber is described elsewhere10). By exposing trunk NCCs at the periphery of the culture to a chemotactant gradient that is perpendicular to their predicted natural directionality, alterations in migratory polarity induced by the applied chemotactant gradient can be detected. This technique is inexpensive, requires the culturing of only two NT explants per replicate treatment, avoids harsh cell lifting (such as trypsinization), leaves trunk NCCs in a more similar distribution to in vivo conditions, cuts down the amount of time between explantation and experimentation (which likely reduces the risk of differentiation), and allows time-lapse evaluation of numerous migratory characteristics.

An approach to analyze the migration of explanted cells (trunk neural crest cells) is described. This method is inexpensive, gentle, and capable of distinguishing chemotaxis from both chemokinesis and other influences on migratory polarity such as those derived from cell-cell interactions within the primary trunk neural crest cell culture.

수정 Zigmond 회의소 분석을 사용하여 트렁크 신경 크레스트 세포 마이그레이션 분석

Neural crest cells (NCCs) are a transient population of cells present in vertebrate development that emigrate from the dorsal neural tube (NT) after ...

Detection of Microregional Hypoxia in Mouse Cerebral Cortex by Two-photon Imaging of Endogenous NADH Fluorescence

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. Here we present a visualized experimental and methodological protocol to directly visualize microregional tissue hypoxia and to infer perivascular oxygen gradients in the mouse cortex. It is based on the non-linear relationship between nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) endogenous fluorescence intensity and oxygen partial pressure in the tissue, where observed tissue NADH fluorescence abruptly increases at tissue oxygen levels below 10 mmHg1. We use two-photon excitation at 740 nm which allows for concurrent excitation of intrinsic NADH tissue fluorescence and blood plasma contrasted with Texas-Red dextran. The advantages of this method over existing approaches include the following: it takes advantage of an intrinsic tissue signal and can be performed using standard two-photon in vivo imaging equipment; it permits continuous monitoring in the whole field of view with a depth resolution of ~50 &mu;m. We demonstrate that brain tissue areas furthest from cerebral blood vessels correspond to vulnerable watershed areas which are the first to become functionally hypoxic following a decline in vascular oxygen supply. This method allows one to image microregional cortical oxygenation and is therefore useful for examining the role of inadequate or restricted tissue oxygen supply in neurovascular diseases and stroke.

Here we describe a method to directly visualize microregional tissue hypoxia in the mouse cortex in vivo. It is based on concurrent two-photon imaging of nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) and the cortical microcirculation. This method is useful for high resolution analysis of tissue oxygen supply.

내생 NADH 형광의 2 광자 이미징에 의한 마우스 대뇌 피질의 Microregional Hypoxia의 탐지

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. ...

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

전체 마운트 근육 분석에 의한 재현성 마우스 좌골 신경 크러시와 중생의 후속 평가

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Isolation and Culture of Neural Crest Cells from Embryonic Murine Neural Tube

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to mesenchymal transition (EMT) and migrates throughout the embryo, giving rise to diverse cell types 1-3. NC also has the unique ability to influence the differentiation and maturation of target organs4-6. When explanted in vitro, NC progenitors undergo self-renewal, migrate and differentiate into a variety of tissue types including neurons, glia, smooth muscle cells, cartilage and bone. 
NC multipotency was first described from explants of the avian neural tube7-9. In vitro isolation of NC cells facilitates the study of NC dynamics including proliferation, migration, and multipotency. Further work in the avian and rat systems demonstrated that explanted NC cells retain their NC potential when transplanted back into the embryo10-13. Because these inherent cellular properties are preserved in explanted NC progenitors, the neural tube explant assay provides an attractive option for studying the NC in vitro. 
To attain a better understanding of the mammalian NC, many methods have been employed to isolate NC populations. NC-derived progenitors can be cultured from post-migratory locations in both the embryo and adult to study the dynamics of post-migratory NC progenitors11,14-20, however isolation of NC progenitors as they emigrate from the neural tube provides optimal preservation of NC cell potential and migratory properties13,21,22. Some protocols employ fluorescence activated cell sorting (FACS) to isolate a NC population enriched for particular progenitors11,13,14,17. However, when starting with early stage embryos, cell numbers adequate for analyses are difficult to obtain with FACS, complicating the isolation of early NC populations from individual embryos. Here, we describe an approach that does not rely on FACS and results in an approximately 96% pure NC population based on a Wnt1-Cre activated lineage reporter23. 
The method presented here is adapted from protocols optimized for the culture of rat NC11,13. The advantages of this protocol compared to previous methods are that 1) the cells are not grown on a feeder layer, 2) FACS is not required to obtain a relatively pure NC population, 3) premigratory NC cells are isolated and 4) results are easily quantified. Furthermore, this protocol can be used for isolation of NC from any mutant mouse model, facilitating the study of NC characteristics with different genetic manipulations. The limitation of this approach is that the NC is removed from the context of the embryo, which is known to influence the survival, migration and differentiation of the NC2,24-28.

Isolation of embryonic neural crest from the neural tube facilitates the use of in vitro methods for studying migration, self-renewal, and multipotency of neural crest.

배아 Murine 신경 튜브에서 신경 크레스트 세포의 분리 및 문화

The embryonic neural crest (NC) is a multipotent progenitor population that originates at the dorsal aspect of the neural tube, undergoes an epithelial to ...

A Galvanotaxis Assay for Analysis of Neural Precursor Cell Migration Kinetics in an Externally Applied Direct Current Electric Field

The discovery of neural stem and progenitor cells (collectively termed neural precursor cells) (NPCs) in the adult mammalian brain has led to a body of research aimed at utilizing the multipotent and proliferative properties of these cells for the development of neuroregenerative strategies. A critical step for the success of such strategies is the mobilization of NPCs toward a lesion site following exogenous transplantation or to enhance the response of the endogenous precursors that are found in the periventricular region of the CNS. Accordingly, it is essential to understand the mechanisms that promote, guide, and enhance NPC migration. Our work focuses on the utilization of direct current electric fields (dcEFs) to promote and direct NPC migration - a phenomenon known as galvanotaxis. Endogenous physiological electric fields function as critical cues for cell migration during normal development and wound repair. Pharmacological disruption of the trans-neural tube potential in axolotl embryos causes severe developmental malformations1. In the context of wound healing, the rate of repair of wounded cornea is directly correlated with the magnitude of the epithelial wound potential that arises after injury, as shown by pharmacological enhancement or disruption of this dcEF2-3. We have demonstrated that adult subependymal NPCs undergo rapid and directed cathodal migration in vitro when exposed to an externally applied dcEF. In this protocol we describe our lab's techniques for creating a simple and effective galvanotaxis assay for high-resolution, long-term observation of directed cell body translocation (migration) on a single-cell level. This assay would be suitable for investigating the mechanisms that regulate dcEF transduction into cellular motility through the use of transgenic or knockout mice, short interfering RNA, or specific receptor agonists/antagonists.

In this protocol we demonstrate how to construct custom chambers that permit the application of a direct current electric field to enable time-lapse imaging of adult brain derived neural precursor cell translocation during galvanotaxis.

외부 응용 직류 전기 분야에 신경 전구체 세포 마이그레이션 속도론 분석을위한 Galvanotaxis 분석

The discovery of neural stem and progenitor  cells (collectively termed neural precursor cells) (NPCs) in the adult  mammalian brain has led to a body of ...

A Quantitative Cell Migration Assay for Murine Enteric Neural Progenitors

Neural crest cells (NCC) are a transient and multipotent cell population that originates from the dorsal neural tube and migrates extensively throughout the developing vertebrate embryo. In addition to providing peripheral glia and neurons, NCC generate melanocytes as well as most of the cranio-facial skeleton. NCC migration and differentiation is controlled by a combination of their axial origin along the neural tube and their exposure to regionally distinct extracellular cues. Such contribution of extracellular ligands is especially evident during the formation of the enteric nervous system (ENS), a complex interconnected network of neural ganglia that locally controls (among other things) gut muscle movement and intestinal motility. Most of the ENS is derived from a small initial pool of NCC that undertake a long journey in order to colonize - in a rostral to caudal fashion - the entire length of the prospective gut. Among several signaling pathways known to influence enteric NCC colonization, GDNF/RET signaling is recognized as the most important. Indeed, spatiotemporally controlled secretion of the RET ligand GDNF by the gut mesenchyme is chiefly responsible for the attraction and guidance of RET-expressing enteric NCC to and within the embryonic gut. Here, we describe an ex vivo cell migration assay, making use of a transgenic mouse line possessing fluorescently labeled NCC, which allows precise quantification of enteric NCC migration potential in the presence of various growth factors, including GDNF.

We present an ex vivo cell migration assay that allows precise quantification of enteric neural crest cell migration potential in the presence of various growth factors.

쥐과 장내 신경 전구 세포에 대한 양이 세포 이동의 분석

Neural crest cells (NCC) are a transient and multipotent cell population that originates from the dorsal neural tube and migrates extensively throughout ...