저자는 이명박 실험실에서 카렌 헤일 즈에서 전문가의 조언과 정자를 연구하는이 허용 방법을 설정하기위한 마이클 앤더슨에게 감사의 말씀을 전합니다. H.오다와 Y 아키야마 -오다 아낌없이 γ-튜 불린-GFP 재고 비행 제공. 이 작품은 LAL (GM074044)에 NIH R01 교부금에 의해 지원되었다.

1. 고환의 해부 <ol><li> CO 2의 스트림을 사용하여 병 또는 유리 병에 파리를 마취 및 비행 패드에 전송합니다. </li><li> 정렬 작은 붓을 사용하여 해부 현미경으로 파리, 원하는 유전자형의 초파리 수컷의 (실험)에 따라 해당 번호를 수집합니다. (2-5 일) 이전 약간 나이가 남성은 세포 검사에 이상적입니다 반면 (0-2일 세) 젊은 남성은 정자의 초기 단계 (예를 들어 정조 세포, 정모 세포, 초기 포스트 감수 정자)를 통해 세포를 검사에 이상적입니다 정자의 마지막 단계에서 (특히, 정자를 성숙). </li><li> (해부하는 동안 액체에 떠에서 파리를 방지하기 위해) 각 비행에서 날개를 제거하는 집게를 사용합니다. </li><li> 에 실리콘 코팅 해부 접시에 드롭, 인산염 완충 생리 식염수 (PBS 130 mM의 NaCl을, 7 개 mm 나 2 HPO 4, 3 밀리미터의 NaH 2 PO 4)의 ~ 500 ML을 추가합니다검은 배경. 다른 수용액을 성공적으로 고환 절제술 3에 사용되었다. </li><li> 포인트는 파리의 전방을 향해 핀셋, 가슴으로 이해하고, PBS의 드롭에 젖어. 해부 현미경을 통해 볼 수 있지만, 복부에서 분리 될 때까지 후방 외부 생식기 (복부 복부의 뒤쪽 끝 부분에 진한 갈색 구조)를 잡아 당겨 포셉의 다른 쌍을 사용합니다. 대부분의 경우, 고환, 정낭, 및 부속 선은 외부 성기와 복부에 따라 제거 할 것,하지 않을 경우, 복부에 포셉 한 쌍을 삽입하고 고환을 애타게. </li><li> PBS의 드롭 집게 이쌍 (그림 2)를 사용하여 부속 선 및 외부 생식기에서 별도의 고환. 야생 형 고환은 쉽게 노란색으로 이웃 흰색 조직과 구별된다. 2 단계로 바로 진행합니다. </li><li> pharate의 남성 (전에서 고환을 분리하려면.. 전자 번데기 케이스 내에 포함), 추가 단계는 먼저 번데기 케이스에서 비행을 제거 포함하는 수행해야합니다,이 단계는 이전에 다른 31에 설명되어 있습니다. 단계 1.2에서 시작하는 성인의 고환을 위해 같은 해부를 진행합니다. </li><li> 애벌레 남성에서 고환을 분리, 초파리 애벌레 난소 32을 분리하는 프로토콜의 변형을 수행합니다. 간략하게, 수컷 유충 지방 본체의 후방 제에 포함 된 대형, 분명, 타원형 구조 (유생 정소) 쌍의 존재에 의해 암컷 유충으로부터 구별 될 수있다. 유생 고환을 분리 부분적 유생 난소의 분리 기술 한 바와 같이 복부에서 고환 및 주변 체지방을 분리 수컷 유충을 열 채찍. 본원에 기술 된 프로토콜의 2 단계로 바로 진행; 정소하기 직전 난소 (32)에서 기술 한 바와 같이 (2.3 또는 3.14 단)에 장착 지방 본체로부터 제거 될 수있다. </li></ol><ol><li> 부드럽게 사각 유리 커버 슬립에 PBS의 4-5 ML의 드롭 고환 2 ~ 3 쌍을 배치 포셉 한 쌍을 사용합니다. 너무 작은 액체 때 숙청 세포는 파열의 원인이됩니다 반면, 너무 많은 액체를 숙청 할 때 제대로 확산 세포를 방지 할 수 있습니다 : PBS의 볼륨에 고환의 수의 비율을 조정해야 할 수도 있습니다. 선택 사항 : 사용 실리콘 처리 된 커버 단계 3.2 슬립을 충당하기 위해 조직의 부착을 최소화하기 위해 전표. </li><li> (참고 준비에 필요한 생식 세포 유형의 존재를 극대화 할 수 있도록 적절한 위치에 열려있는 각각의 고환을 찢어 포셉 한 켤레를 사용하는 부수 동안 슬라이드에 고환 찢어진 지역에서 의지 주로 출구의 내용 단계를 포함한다.) 정조 세포와 정모 세포에 풍부하게, 그 정점 팁 (레벨 1, 그림 2B)에 인접한 고환을 열고 눈물. 정모 세포와 정자 세포에 풍부하게, 눈물은 pos의 고환을 열레벨 1 (레벨 2, 그림 2B)에 약간 기초 ition. , 더 성숙한 생식 세포에 풍부 가까이 곡률 (레벨 3, 그림 2B)를 시작하는 위치에 개방 고환을 찢어. </li><li> 부드럽게 고환 스쿼시 커버 슬립 위에 유리 현미경 슬라이드를 배치, 혼자 커버 슬립의 무게가 제대로 숙청 샘플을 얻기에 충분하다로 수동으로 압력을 적용하지 않는다. 공기 방울이 않도록하십시오. 선택 사항 : 사용 폴리-L-라이신 코팅 현미경 단계 3.2에서 슬라이드에 조직의 준수를 촉진하기 위해 슬라이드. </li><li> 위상차 현미경으로 살아있는 세포를 관찰하기 (이상적으로 준비 15 분 이내) 즉시 준비를 사용하여, 고환에서 찬란 태그 단백질의 발현과 유전자 변형 파리에, 살아있는 세포는이 단계에서 형광 현미경으로 검사 할 수 있습니다. 또한, 고정 및 항체 염색 (프로토콜 3)를 진행합니다. </li><li> 부드럽게 청소 W를 사용하여 커버 슬립 아래에서 초과 액체를 심지생식 세포에 초점이 명확하게 될 때까지 IPE는 자료의 평탄화를 허용합니다. </li></ol> 3. 포름 알데히드 고정 및 항체 염색법 <ol><li> 스냅 (액체 질소 버블 링을 멈출 때까지) 액체 질소에 짧게 젖어 금속 집게의 쌍을 사용 (프로토콜 2) 숙청 고환이있는 각 슬라이드를 동결. </li><li> 면도날을 사용하여 즉시 커버 슬립을 제거합니다. </li><li> 얼음처럼 차가운 95 % 에탄올로 가득 prechilled 유리 슬라이드 랙 (분광 등급, 메탄올 - 무료)에 슬라이드를 전송하는 금속 집게를 사용합니다. 10 분 -20 ° C에 보관하십시오. </li><li> 4 % PBS에 포름 알데히드 플러스 0.1 % 트리톤 X-100 (PBS-T)로 채워진 유리 슬라이드 랙에 슬라이드를 전송하는 금속 집게를 사용합니다. 7 분 동안 실온에서 보관하십시오. </li><li> PBS로 가득 유리 슬라이드 랙에 슬라이드를 전송하는 금속 집게를 사용합니다. 실온에서 5 분 동안 PBS에서 슬라이드를 씻으십시오. 1X를 반복합니다. (유리 슬라이드 랙에 솔루션을 삭제하여 모든 세척을 수행 <em&gt; 예. 그것을 밖으로 쏟아져)와 신선한 솔루션으로 대체하여. </li><li> PBS를 폐기하고 세포막을 투과하는, 실온에서 30 분 동안 PBS-T에서 슬라이드 젖어. </li><li> 실온에서 5 분 동안 PBS에서 슬라이드를 씻으십시오. 배를 반복합니다. </li><li> 단계 (옵션) 차단 : 실온에서 45 분 동안 PBS에서 슬라이드 플러스 1 % BSA를 담근다. </li><li> (단계 3.9 및 3.11에 추가) 항체 솔루션을 제한하기 위해 (눈으로 쉽게 볼) 숙청 조직 주변의 슬라이드에 원을 그리려면 소수성 장벽 펜을 사용합니다. 면역 염색을 수행하는 동안 조직을 항상 습한 유지되어야한다. </li><li> 원 내에서 조직에 (항체에 따라 1:50 PBS-T, 1:400으로 희석) 일차 항체의 30 ~ 40 ML을 추가합니다. 블로킹이 수행 된 경우, PBS-T 플러스 1 % BSA에 일차 항체를 희석. (그림 4의 중심체의 염색에 대한) 안티-γ-tubulin에 항체는 1:100 희석시켰다. 습기, 어두운 챔버 (예. 폐 플라스틱 상자에 품다젖은 종이 실온에서 2 시간 동안 수건) 또는 4 박 ° C에서와 </li><li> 실내 온도 3 배에서 5 분 동안 PBS에서 슬라이드를 씻으십시오. 차단을 수행 한 경우, PBS-T에 두 번 세척 한 번 PBS에서 (실내 온도 각에서 5 분). </li><li> 조직에 형광 - 복합 이차 항체 (PBS에서 1:400 희석)의 30 ~ 40 mL를 넣고 실온에서 1 ~ 2 시간 동안 어둠 속에서 부화. </li><li> 실온에서 5 분 동안 PBS에서 슬라이드를 씻으십시오. 배를 반복합니다. </li><li> 30 ~ 40 원 내에서 조직에 DAPI 용액 (PBS 0.2 ㎎ / ㎖)의 ML을 추가합니다. </li><li> 부드럽게 공기 방울이 않도록주의하면서, 조직 위에 유리 커버 슬립을 배치합니다. 기포가 발생한 경우, 거품이 커버 슬립의 측면에서 탈출 할 때까지 스쿼시를 파괴하지 않고 커버 슬립 주위를 조심스럽게 이동합니다. </li><li> 청소를 사용하여 슬라이드의 가장자리에서 초과 DAPI를 지워 버리 닦아냅니다. </li><li> 명확한 매니큐어를 사용하여 슬라이드에 커버 슬립을 봉인. </li><li> 이 혼합물을 사용하여형광 현미경으로 세포 면역 염색을 볼 수있는 다음 3 ~ 4 시간 이내. (적어도 몇 주까지) 슬라이드의 장기 저장을 위해, -20 ˚ C에서 글리세롤 기반 하드 마운트 DAPI와 매체 및 저장 슬라이드를 사용 </li><li> 또한, (항원)에 따라 메탄올 대신 포름 알데히드에 샘플을 고정합니다. 단계 3.2을 통해 전체 프로토콜을 완료 한 후, -20 ° C에서 10 분 동안 메탄올 숙청 고환의 슬라이드를 담가 이후 단계 5를 진행합니다. </li></ol>

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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-lapse+live+imaging+of+stem+cells+in+Drosophila+testis.">Time-lapse live imaging of stem cells in Drosophila testis.</a> Curr. Protoc. Stem Cell. Biol.. 2, 10-1002 (2009).</li><li>Sheng, X. R., Matunis, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+the+Drosophila+spermatogonial+stem+cell+niche+reveals+novel+mechanisms+regulating+germline+stem+cell+output.">Live imaging of the Drosophila spermatogonial stem cell niche reveals novel mechanisms regulating germline stem cell output.</a> Development. 138, 3367-3376 (2011).</li><li>Belloni, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+in+Cog7+affect+Golgi+structure,+meiotic+cytokinesis+and+sperm+development+during+Drosophila+spermatogenesis.">Mutations in Cog7 affect Golgi structure, meiotic cytokinesis and sperm development during Drosophila spermatogenesis.</a> J. Cell Sci. 125, 5441-5452 (2012).</li><li>Moon, S., Cho, B., Min, S. H., Lee, D., Chung, Y. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+THO+complex+is+required+for+nucleolar+integrity+in+Drosophila+spermatocytes.">The THO complex is required for nucleolar integrity in Drosophila spermatocytes.</a> Development. 138, 3835-3845 (2011).</li><li>Wang, Z., Mann, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Requirement+for+two+nearly+identical+TGIF-related+homeobox+genes+in+Drosophila+spermatogenesis.">Requirement for two nearly identical TGIF-related homeobox genes in Drosophila spermatogenesis.</a> Development. 130, 2853-2865 (2003).</li></ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이익이 없다는 것을 선언합니다.

야생형 파리의 고환은 쉽게 인해 노란색 (대조적으로 이웃 흰색 조직)을 식별 할 수 있지만, 흰색 돌연변이 체의 고환은 흰색이며, 따라서 가끔 용기와 혼동 할 수 있습니다. P 요소에있는 미니 흰색 유전자가 고환에있는 색소의 축적을 촉진하지 않기 때문에 흰색 배경에 전형적으로 대부분의 형질 전환 균주는 또한 흰색 고환이 있습니다. 초파리의 고환은 색깔로...

초파리의 고환은 줄기 세포의 조절, 세포의 감수 분열, 그리고 정자 개발 13-18 등 많은 생물 학적 과정의 연구를위한 이상적인 모델 시스템이다. 정모 세포와 그들의 감수 스핀들 대형 및 세포 학적 분석에 따라서 편리하고 편안한 정자 동안에 세포주기 체크 포인트는 세포주기 유전자 변이의 연구를 용이하게한다. 상이한 세포 유형은 고환의 길이를 따라 정렬 된 진행성에서 관찰 될 수 있고, 정자 형성에 어떠한 중단이 전반적인 배열의 변화로 이어질 수있다. 초파리의 유전 도구와 결합 된 이러한 기능은 정자 21-23의 돌연변이 분석을 용이하게했다. 초파리의 정자의 단계가 잘 정의되어 있습니다. 낭종 내에 동기 개발 생식선 세포는 고환의 길이를 따라 정자의 단계를 통해 순차적으로 진행. 보 중유사 분열과 남성 생식 세포의 감수 분열 번째, 세포질 분열은 딸 세포 (그림 1) 링 운하로 알려진 세포질 다리로 연결되어있는 것을 불완전 같은 발생합니다. 고환의 꼭대기 끝은 차 정모 세포의 16 셀 낭종을 생성하는 불완전한 세포질 분열 네 개의 유사 분열 분열을 거쳐 정원 세포에 상승을 제공 생식 줄기 세포의 인구가 포함되어 있습니다. premeiotic S 단계 후, 차 정모 세포는 G2 ~ 90 시간하는 세포 부피가 증가 ~ 25 배 동안의 장기 성장 기간을 입력합니다. 감수 분열의 I 각각 차 정모 세포와 반수체 정자의 64 세포 낭종, 32 셀 낭종의 형성 세포의 감수 분열 II 결과를 통해 진행 상황. 미숙 한, 둥근 정자 성숙 정자를 형성하기 위해 광범위한 세포 리모델링을 받고있다. 사후 감수 세포는 연신의 번들 및 성숙 정자 특히, 고환의 볼륨을 중시 점유한다. 티여성 파리에 기능 정자의 그는 성공적으로 전송 여러 쌍 구조 (고환, 정낭 및 액세서리 땀샘)과 하나의 사정관으로 구성되어 남성의 생식 시스템 (그림 2)의 다른 부분 간의 조정이 필요합니다. 정자는 고환에서 생산 교미 24까지 정낭에 저장됩니다. 액세서리 샘은 정액을 생산하는 분비 세포가 포함되어 있습니다. 정낭에서 이주 정자가 정낭 및 액세서리 분비 모두 연결된 사정관, 내 정액과 혼합된다. 정자와 정액의이 혼합물은 궁극적으로 여성의 남성의 복부 (25)의 후방 단부에 위치 사정 전구를 통해 비행의 질에 남성의 펌핑된다. 정액 내 단백질은 담당자에 spermathecae로 알려진 전문 기관 내에서 정자의 장기간 보관에 필수적인초파리 암컷 26 roductive 기관. 초파리 고환의 분리 및 정자의 여러 단계에서 세포의 시각화를위한 훌륭한 방법은 과학 문헌 3-12에서 사용할 수 있습니다. 우리는 여기에 첨부 된 비디오 데모와 함께 이러한 프로토콜의 예를 제시하여 지식이 몸에 추가합니다. 위상차 현미경 라이브 고환 샘플의 준비를위한 프로토콜은 앞에서 설명한 방법 (27)에 기초한다. 포름 알데히드 고정 및 고환의 면역 염색을위한 프로토콜은 이전에 설명한 방법 28을 기반으로합니다. 본원에 기재된 방법 (예를 들어, 초파리 정자 동안, 마이너스 엔드 - 지향의 미세 소관 모터 dynein의 역할을 평가하기 위해) 초파리 정자의 많은 연구에 사용되었다. 기본 프로토콜 이외에, 제안은 varyin 제공된다G 해부 정조 세포, 정모 세포, 또는 성숙한 정자 풍부하게하기 위해. 이러한 낭종이 고환을 처리하기위한 다른 방법은 그대로 유지 또는 설명되어 필요에 따라 중단됩니다 하나. 모델 시스템으로 초파리 고환 사용에 장점은 초파리 난자 및 배아에 비해 항체 및 염료 쉽게 고환에서 그들의 분산 다음 세포에 침투 할 수 있으며, 적은 세척 단계가 요구되는 점이다, 따라서, 프로토콜은 상대적으로 수행 될 수있다 짧은 시간.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1013">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:351px;">Sylgard</td>
			<td style="width:215px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:127px;">SYLG184</td>
			<td style="width:321px;">Two-part silicon elastomer for making silicone-coated dissection dish from Kimax Petri dish</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">PAP pen</td>
			<td style="width:215px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:127px;">NC9888126</td>
			<td style="width:321px;">Ted Pella #22309</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Clear nail protector</td>
			<td style="width:215px;">Wet n Wild</td>
			<td style="width:127px;">7780235001</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ProLong Gold Antifade Reagent with DAPI</td>
			<td style="width:215px;">Life Technologies</td>
			<td>P36931</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Mouse anti-gamma-tubulin antibody (clone GTU-88)</td>
			<td style="width:215px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>T6557</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cy3-AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG&#160;</td>
			<td style="width:215px;">Jackson ImmunoResearch</td>
			<td>115-165-003</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:215px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:127px;">BP151-100</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethanol</td>
			<td style="width:215px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:127px;">AC61511-0040</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Methanol</td>
			<td style="width:215px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:127px;">A412-4</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">16% Formaldehyde</td>
			<td style="width:215px;">Thermo Fisher Scientific</td>
			<td style="width:127px;">28908</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:351px;">Sigmacote</td>
			<td style="width:215px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:127px;">SL2</td>
			<td style="width:321px;">Use according to manufacturer&#39;s directions to siliconize cover slips</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">DAPI</td>
			<td style="width:215px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:127px;">D-9542</td>
			<td style="width:321px;">0.5 mg/ml in 75% ethanol; store at -20&#176;C</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:351px;">NaCl</td>
			<td style="width:215px;">Research Products International Corp.</td>
			<td style="width:127px;">S23020</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Na2HPO4</td>
			<td style="width:215px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:127px;">S9763</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">NaH2PO4</td>
			<td style="width:215px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:127px;">S0751</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Kimwipes delicate task wipers</td>
			<td style="width:215px;">Fisher Scientific</td>
			<td>S47299</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:351px;">BSA</td>
			<td style="width:215px;">Research Products International Corp.</td>
			<td style="width:127px;">A30075</td>
			<td style="width:321px;">Molecular biology grade</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;">Glass Coplin staining jar, screw cap</td>
			<td style="width:215px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>70315</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Single frosted microscope slides</td>
			<td>Corning</td>
			<td>2948-75X25</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;">Poly-L-lysine coated microscope slides</td>
			<td>Polysciences, Inc.</td>
			<td>22247-1</td>
			<td style="width:321px;">Optional (to replace untreated microscope slides )</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Square cover glass</td>
			<td>Corning</td>
			<td style="width:127px;">2865-22</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Razor blades</td>
			<td style="width:215px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:127px;">12-640</td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Kimax Petri dish</td>
			<td style="width:215px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:127px;">S31473</td>
			<td style="width:321px;">Kimble #23060 10015 EMD</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Forceps</td>
			<td>Dumont</td>
			<td>52100-51S</td>
			<td>Pattern 5 INOX</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;"></td>
			<td style="width:215px;"></td>
			<td style="width:127px;"></td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;"></td>
			<td style="width:215px;"></td>
			<td style="width:127px;"></td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Name of Equipment</td>
			<td style="width:215px;">Company</td>
			<td style="width:127px;"></td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Stemi 2000-CS stereoscope</td>
			<td style="width:215px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:127px;"></td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Eclipse 80i</td>
			<td style="width:215px;">Nikon</td>
			<td style="width:127px;"></td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Plan-Fluor 40x objective</td>
			<td style="width:215px;">Nikon</td>
			<td style="width:127px;"></td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Axiophot</td>
			<td style="width:215px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:127px;"></td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:351px;">Plan-Neofluar Ph2 40x objective</td>
			<td style="width:215px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:127px;"></td>
			<td style="width:321px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cytological analysis of spermatogenesis: live and fixed preparations of drosophila testes

초파리 melanogaster의 널리 생물학적 과정의 다양성을 설명하기 위해 사용 된 강력한 모델 시스템이다. 예를 들어, 여성과 초파리의 수컷 생식 라인 모두의 연구는 현재의 감수 분열에 대한 이해뿐만 아니라 줄기 세포 생물학에 크게 기여했다. 우수한 프로토콜은 초파리의 난소와 고환 3-12의 분리 및 이미징에 대한 문헌에서 사용할 수 있습니다. 여기서, 현미경 분석에 대한 해부와 초파리 고환의 제조 방법은 첨부 된 비디오 데모와 ​​함께 설명되어 있습니다. 성인 남성의 복부에서 고환을 분리하고 위상차 현미경에 의한 분석뿐만 아니라 형광 현미경에 의한 분석을 위해 고환을 고정하고 면역 염색을위한 프로토콜에 대한 살아있는 조직 슬라이드를 제조하는 프로토콜이 제공됩니다. 이러한 기술 개발을 나타내는 초파리 돌연변이의 특성에 적용 할 수있다정자뿐만 아니라 단백질의 세포 내 현지화의 시각화 EFECTS.

초파리의 남성 생식 기관의 제대로 해부 쌍의 예를 그림 2A에 표시됩니다. 성인 남성 파리의 복부에서 제거 고환은 일반적으로 정낭의 쌍 (파란색, 그림 2A &#39;)를 통해 절규하는듯한 덕트 (브라운, 그림 2A&#39;) 및 액세서리 땀샘의 한 쌍 (녹색, 그림 2A &#39;)에 연결되어 . 첨부 된 체세포 조직, 절규하는듯한 덕트 및 부속 샘의 대부분에서 고?...

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Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

분리 및 위상 콘트라스트와 형광 현미경으로 이미징 초파리 고환 샘플 (생활하고 고정)을 제조하는 방법이 설명된다.

정자의 세포 학적 분석 : 라이브와 고정 준비<em&gt; 초파리</em&gt; 고환

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

cytological-analysis-spermatogenesis-live-fixed-preparations

Research

JoVE Journal

Biology

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

25.9K 조회수.  Vanderbilt University Medical Center.  분리 및 위상 콘트라스트와 형광 현미경으로 이미징 초파리 고환 샘플 (생활하고 고정)을 제조하는 방법이 설명된다. 

비디오: Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Thin Sectioning of Slice Preparations for Immunohistochemistry

Many investigations in neuroscience, as well as other disciplines, involve studying small, yet macroscopic pieces or sections of tissue that have been preserved, freshly removed, or excised but kept viable, as in slice preparations of brain tissue.  Subsequent microscopic studies of this material can be challenging, as the tissue samples may be difficult to handle.  Demonstrated here is a method for obtaining thin cryostat sections of tissue with a thickness that may range from 0.2-5.0 mm.  We routinely cut 400 micron thick Vibratome brain slices serially into 5-10 micron coronal cryostat sections.  The slices are typically first used for electrophysiology experiments and then require microscopic analysis of the cytoarchitecture of the region from which the recordings were observed.  We have constructed a simple device that allows controlled and reproducible preparation and positioning of the tissue slice.  This device consists of a cylinder 5 cm in length with a diameter of 1.2 cm, which serves as a freezing stage for the slice.  A ring snugly slides over the cylinder providing walls around the slice allowing the tissue to be immersed in freezing compound (e.g., OCT).  This is then quickly frozen with crushed dry ice and the resulting  wafer  can be position easily for cryostat sectioning.  Thin sections can be thaw-mounted onto coated slides to allow further studies to be performed, such as various staining methods, in situ hybridization, or immunohistochemistry, as demonstrated here.

The present method allows reproducible cryostat sectioning of small, difficult-to-manage, tissue pieces, such as biopsies and brain slices. We utilize a simple aluminum freezing stage to facilitate handling of tissue and a standard cryostat to routinely produce 5-10 micron serial sections from 400 micron thick brain slices.

Immunohistochemistry에 대한 슬라이스 준비 씬 Sectioning

Many investigations in neuroscience, as well as other disciplines, involve studying small, yet macroscopic pieces or sections of tissue that have been ...

연구

생물학

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

라이브 영상 Drosophila melanogaster 배아 Hemocyte 마이 그 레이션

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three preparations of the brain and visual system that cover the range from the developing eye disc-brain complex in the developing pupae to individual eye and brain dissection from adult flies. All protocols are optimized for the live culture of the preparations. However, we also present the conditions for fixed tissue immunohistochemistry where applicable. Finally, we show live imaging conditions for these preparations using conventional and resonant 4D confocal live imaging in a perfusion chamber. Together, these protocols provide a basis for live imaging on different time scales ranging from functional intracellular assays on the scale of minutes to developmental or degenerative processes on the scale of many hours.

Preparation of Developing and Adult Drosophila Brains and Retinae for Live Imaging

This protocol describes three Drosophila preparations: 1) adult brain dissection, 2) adult retina dissection and 3) developing eye disc- brain complexes dissection. Emphasis is laid on special preparation techniques and conditions for live imaging, although all preparations can be used for fixed tissue immunohistochemistry.

개발 및 성인의 준비 Drosophila 두뇌와 라이브 영상을위한 Retinae

The Drosophila brain and visual system are widely utilized model systems to study neuronal development, function and degeneration. Here we show three ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

의 분리 Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Quantitative Live Cell Fluorescence-microscopy Analysis of Fission Yeast

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using fluorochromes like Green Fluorescent Protein (GFP) directly attached to the protein of interest has become increasingly popular 1. Using GFP and similar fluorochromes the subcellular localisations and movements of proteins can be detected in a fluorescent microscope. Moreover, also the subnuclear localisation of a certain region of a chromosome can be studied using this technique. GFP is fused to the Lac Repressor protein (LacR) and ectopically expressed in the cell where tandem repeats of the lacO sequence has been inserted into the region of interest on the chromosome2. The LacR-GFP will bind to the lacO repeats and that area of the genome will be visible as a green dot in the fluorescence microscope. Yeast is especially suited for this type of manipulation since homologous recombination is very efficient and thereby enables targeted integration of the lacO repeats and engineered fusion proteins with GFP 3. Here we describe a quantitative method for live cell analysis of fission yeast. Additional protocols for live cell analysis of fission yeast can be found, for example on how to make a movie of the meiotic chromosomal behaviour 4. In this particular experiment we focus on subnuclear organisation and how it is affected during gene induction. We have labelled a gene cluster, named Chr1, by the introduction of lacO binding sites in the vicinity of the genes. The gene cluster is enriched for genes that are induced early during nitrogen starvation of fission yeast 5. In the strain the nuclear membrane (NM) is labelled by the attachment of mCherry to the NM protein Cut11 giving rise to a red fluorescent signal. The Spindle Pole body (SPB) compound Sid4 is fused to Red Fluorescent Protein (Sid4-mRFP) 6. In vegetatively growing yeast cells the centromeres are always attached to the SPB that is embedded in the NM 7. The SPB is identified as a large round structure in the NM. By imaging before and 20 minutes after depletion of the nitrogen source we can determine the distance between the gene cluster (GFP) and the NM/SPB. The mean or median distances before and after nitrogen depletion are compared and we can thus quantify whether or not there is a shift in subcellular localisation of the gene cluster after nitrogen depletion.

The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe, is a good model system to study basic cellular processes. Here we describe a method to perform quantitative live cell analysis of fission yeast. In this particular experiment we focus on organisation of the genome within the cell nucleus, but the method can also be used to study cytosolic factors.

분열 효모의 양적 라이브 세포 형광 - 현미경 분석

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using ...

Preparing Individual Drosophila Egg Chambers for Live Imaging

Live cell imaging is an important technique applied to a number of Drosophila tissues used as models to investigate topics such as axis specification, cell differentiation and organogenesis 1. Correct preparation of the experimental samples is a crucial, often neglected, step. The goal of preparation is to ensure physiological relevance and to establish optimal imaging conditions. To maintain tissue viability, it is critical to avoid dehydration, hypoxia, overheating or medium deterioration 2. 
 The Drosophila egg chamber is a well established system for examining questions relating, but not limited, to body patterning, mRNA localization and cytoskeletal organization 3,4. For early- and mid-stage egg chambers, mounting in halocarbon oil is good for survival in that it allows free diffusion of oxygen, prevents dehydration and hypoxia and has superb optical properties for microscopy. Imaging of fluorescent proteins is possible through the introduction of transgenes into the egg chamber or physical injection of labeled RNA, protein or antibodies 5-7. For example, addition of MS2 constructs to the genome of animals enables real time observation of mRNAs in the oocyte 8. These constructs allow for in vivo labeling of mRNA through utilization of the MS2 bacteriophage RNA stem loop interaction with its coat protein 9. 
 Here, we present a protocol for the extraction of ovaries as well as isolating individual ovarioles and egg chambers from the female Drosophila. For a detailed description of Drosophila oogenesis see Allan C. Spradling (1993, reprinted 2009) 10.

Preparing Individual Drosophila Egg Chambers for Live Imaging

The Drosophila egg chamber is an excellent model for studying the mechanisms of mRNA localization. In order to capture the dynamic events that underpin the processes of localization, rapid high resolution imaging of live tissue is required. Here, we present a protocol for dissection and imaging of live samples with minimal disruption.

개별 준비 Drosophila</em라이브 이미징을위한> 계란 회의소

Live cell imaging is an important technique applied to a number of Drosophila tissues used as models to investigate topics such as axis specification, ...

Live Imaging of GFP-labeled Proteins in Drosophila Oocytes

The Drosophila oocyte has been established as a versatile system for investigating fundamental questions such as cytoskeletal function, cell organization, and organelle structure and function. The availability of various GFP-tagged proteins means that many cellular processes can be monitored in living cells over the course of minutes or hours, and using this technique, processes such as RNP transport, epithelial morphogenesis, and tissue remodeling have been described in great detail in Drosophila oocytes1,2.
The ability to perform video imaging combined with a rich repertoire of mutants allows an enormous variety of genes and processes to be examined in incredible detail. One such example is the process of ooplasmic streaming, which initiates at mid-oogenesis3,4. This vigorous movement of cytoplasmic vesicles is microtubule and kinesin-dependent5 and provides a useful system for investigating cytoskeleton function at these stages.
Here I present a protocol for time lapse imaging of living oocytes using virtually any confocal microscopy setup.

Live Imaging of GFP-labeled Proteins in Drosophila Oocytes

A protocol for live imaging of GFP-tagged proteins or autofluorescent structures in individual Drosophila oocytes is described.

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The  Drosophila oocyte has been established as a versatile system for investigating  fundamental questions such as cytoskeletal function, cell ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

사멸 세포 간극의 이미지를하는 동안 라이브<em&gt; 초파리</em&gt; 배아

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

Flow cytometry has been widely used to obtain information about DNA content in a population of cells, to infer relative percentages in different cell cycle phases. This technique has been successfully extended to the mitotic tissues of the model organism Drosophila melanogaster for genetic studies of cell cycle regulation in vivo. When coupled with cell-type specific fluorescent protein expression and genetic manipulations, one can obtain detailed information about effects on cell number, cell size and cell cycle phasing in vivo. However this live-cell method has relied on the use of the cell permeable Hoechst 33342 DNA-intercalating dye, limiting users to flow cytometers equipped with a UV laser. We have modified this protocol to use a newer live-cell DNA dye, Vybrant DyeCycle Violet, compatible with the more common violet 405nm laser. The protocol presented here allows for efficient cell cycle analysis coupled with cell type, relative cell size and cell number information, in a variety of Drosophila tissues. This protocol extends the useful cell cycle analysis technique for live Drosophila tissues to a small benchtop analyzer, the Attune Acoustic Focusing Cytometer, which can be run and maintained on a single-lab scale.

Live Cell Cycle Analysis of Drosophila Tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer and Vybrant DyeCycle Violet DNA Stain

A protocol for cell cycle analysis of live Drosophila tissues using the Attune Acoustic Focusing Cytometer is described. This protocol simultaneously provides information about relative cell size, cell number, DNA content and cell type via lineage tracing or tissue specific expression of fluorescent proteins in vivo.

라이브 세포주기 분석<em&gt; 초파리</em조율 어쿠스틱 초점 cytometer에와 Vybrant DyeCycle 바이올렛 DNA 얼룩을 사용하여&gt; 조직

Flow cytometry has  been widely used to obtain information about DNA content in a population of  cells, to infer relative percentages in different cell ...

Analysis of Embryonic and Larval Zebrafish Skeletal Myofibers from Dissociated Preparations

The zebrafish has proven to be a valuable model system for exploring skeletal muscle function and for studying human muscle diseases. Despite the many advantages offered by in vivo analysis of skeletal muscle in the zebrafish, visualizing the complex and finely structured protein milieu responsible for muscle function, especially in whole embryos, can be problematic. This hindrance stems from the small size of zebrafish skeletal muscle (60 &mu;m) and the even smaller size of the sarcomere. Here we describe and demonstrate a simple and rapid method for isolating skeletal myofibers from zebrafish embryos and larvae. We also include protocols that illustrate post preparation techniques useful for analyzing muscle structure and function. Specifically, we detail the subsequent immunocytochemical localization of skeletal muscle proteins and the qualitative analysis of stimulated calcium release via live cell calcium imaging. Overall, this video article provides a straight-forward and efficient method for the isolation and characterization of zebrafish skeletal myofibers, a technique which provides a conduit for myriad subsequent studies of muscle structure and function.

Zebrafish are an emerging system for modeling human disorders of the skeletal muscle. We describe a fast and efficient method to isolate skeletal muscle myofibers from embryonic and larval zebrafish. This method yields a high-density myofiber preparation suitable for study of single skeletal muscle fiber morphology, protein subcellular localization, and muscle physiology.

해리 된 준비에서 배아와 애벌레 Zebrafish의 골격 근섬유의 분석

The zebrafish has  proven to be a valuable model system for exploring skeletal muscle function and  for studying human muscle diseases. Despite  the many ...