저자는 크게 문화원 퀴리 (CNRS UMR144)에서 PICT IBiSA 플랫폼을 인정합니다. 이 작품은에서 교부금에 의해 투자되었다 : AM.LD에 유럽 연구위원회 (Strapacemi 243103), 협회 국립 라 공들인 (ANR-09-PIRI-0027-PCVI), InnaBiosanté 재단 (Micemico가) MP40으로하고 오전을 붓는다. AM.LD.에 LD 및 ERC Strapacemi 젊은 수사관 부여

중요 사항 :이 프로토콜은 원하는 마이크로의 형태를 포함하는 형이 이미 만들어진 것으로 가정합니다. 금형의 준비에 대한 자세한 정보가 이미 10을 발표했습니다. 이 프로토콜은 또한 골수 DC의 문화를 알고 있다고 가정합니다. 1. 칩 제조 <ol><li> 플라스틱 컵의 중량비 10:1 PDMS 오일 및 경화제를 혼합한다. 철저하게 두 화합물을 혼합. </li><li> 금형 베어링 마이크로에 믹스를 캐스팅합니다. 총 높이가 0.​​5 cm 사이 여야합니다. </li><li> 1 시간 동안 진공 항아리 종에 공기 방울을 제거합니다. </li><li> 65 ℃에서 2 시간 동안 오븐에서 후자를 배치하여 금형 강화 PDMS </li><li> PDMS는 실온에서되면, 수술 칼날 구조의 주위에 큰 조각을 잘라 금형 (그림 1A)에서 벗긴다. </li><li> 세포가 주입 할 구멍 (일반적으로 2mm)를 드릴 PDMS에게 크기를 조정마이그레이션 (그림 1B)를 평가한다있는 유리 바닥 요리에 크기에 맞게 수술 블레이드. 계속 진행하기 전에 용지를 청소 렌즈를 사용하여 요리에서 잔여 먼지를 제거합니다. 이 단계 1.10에 설명 된 유리에 PDMS의 바인딩을 선호한다. </li><li> 구조 측면에 접착 테이프를 부착 박리하여 채널을 포함하는 크기를 조정 PDMS 칩을 청소합니다. </li><li> 먼지와 작은 PDMS 입자를 제거하기 위해 70 % 에탄올에 PDMS 조각 30 초 초음파 처리. 깨끗한 공기를 불어 빨리 나중에 그들을 건조. </li><li> 300 mTorr로 30 초 동안 공기 (산소)에 의해 (위쪽 구조) PDMS와 배양 접시를 활성화 플라즈마 처리. </li><li> 영구적으로 기판에 PDMS를 고집 접촉을 모두 활성화 된 표면을 놓습니다. 필요한 경우, 폴리머 및 접시 (그림 1C)의 유리 사이의 접촉을 강제로 PDMS의 상단에 약간 눌러 금속 집게를 사용합니다. </li><li> 65 ° C에서 FO​​ 오븐에서 칩을 품어바인딩을 강화하기 위해 R 1 시간. </li></ol> 2. 마이크로 채널의 코팅 <ol><li> 1 분 동안 300 mTorr의에서 공기 플라즈마에 의해 전체 구조를 활성화합니다. 이것은 다음 단계에서 채널로의 액체의 침입을 촉진 할 것이다. </li><li> 물에 10 ㎍ / ml로 빠르게 피브로넥틴과 칩의 항목 구멍을 채우십시오. 예컨대 PEG와 같은 다른 기판은 상기 채널 벽에 세포 부착을 수정하기 위해 사용될 수있다. 액체가 전체 구조에 걸쳐 펼쳐지는주의를 기울이십시오. 이것은 쉽게 일반 조명 아래 또는 일반 밝은 필드 현미경을 사용하여 눈으로 확인할 수 있습니다. 참고 : 확산이 어렵게되는 매우 작은 구조에서 채널에있는 액체의 항목은 적어도 15 분 동안 진공 항아리 종의 구조를 배치하여 강제 할 수 있습니다. 형광 기질이 사용될 수 코팅 효율 (도 2)를 확인하기 위해. </li><li> 피브로넥틴의 흡착 또는 기타 코팅 SUBST을 허용하도록, 실온에서 1 시간 부화채널의 벽에 속도. </li><li> 구조는 nonbound 기판을 제거하는 PBS로 3 배 씻으십시오. </li><li> 세탁 후, 프로토콜 3로 이동하거나 나중에 사용하기 (24 시간 최대)에 4 ° C에서 칩을 저장합니다. </li></ol> 3. 셀 로딩 <ol><li> 플레이트에서 PBS를 제거하고 세포 매체로 마이크로를 입력합니다. 매체와 채널이 포화에 1 시간 동안 품어 보자. 참고 : 분자 억제제와 같은 약물을 포함하는 실험을 위해, 그것은 오른쪽 농도로 약물을 포함하는 매체 채널을 preinc​​ubate하는 것이 좋습니다. 또한, 일부 약물의 유효 농도를 감소 PDMS 구조에 용해하는 경향이있다. 일부 솔루션은이 문제 11-12 대응하기 위해 제안되었다. </li><li> 부동의 DC를 제거하고 배지로 세척하여 반 부착 세포를 복구 할 수 있습니다. 혈구를 사용하여 세포를 계산합니다. 참고 : 핵 영상의 경우, 훽스트 33342 염색에 사전에 달성 될 수있다완전 배지에서 200 겨 / ㎖에서 염료로 30 분 동안 2 × 10 6 세포를 cubating. 프로토콜을 계속하기 전에 색소의 과잉을 제거하는 원심 분리하여 두 번 씻으십시오. </li><li> 5 분 (시간 및 속도는 세포 유형에 따라 상이 할 수 있음) 동안 300 XG에서 세포를 원심 분리하고 배지를 폐기. 20 × 106 세포 / ml의 농도에 도달하는 펠릿을 희석. </li><li> 플레이트로부터 배지를 제거하고 과량의 마이크로 피펫을 이용하여 PDMS 구조 진입 구멍을 비우. 각 항목의 구멍에 1 × 10 5 세포의 양에 도달하는 세포 용액 5 μL가있는 항목을 입력합니다. 참고 : 높은 세포 밀도가 채널 세포의 접촉을 선호하는 데 필요합니다. 낮은 세포 밀도는 채널과 실험의 실패 세포 내부의 낮은 숫자가 발생할 수 있습니다. </li><li> 인큐베이터에서 37 ° C에서 30 분 동안 마이크로 칩을 품어. 실험 접시에 완전 배지 2 ㎖를 추가합니다. 참고 : 전체 PDMS 구조는 ㄱ합니다E 실험 기간 동안 셀의 건조를 방지하기 위해 덮여있다. 2 ㎖가 충분하지 않다면, 완전히 PDMS 구조를 덮도록 더 배지를 추가한다. </li></ol> 4. 영상 <ol><li> 현미경으로 번호판을하기 전에 렌즈 청소 조직과 요리의 외부 바닥면을 청소합니다. </li><li> 세포의 많은 수의 이동을 분석하기 위해, CO 2 및 온도 갖춘 비디오 현미경 10X 확대와 폭 넓은 분야의 조명 (그림 3)를 사용합니다. 세포의 추적을 용이하게하기 위해, 훽스트 염색 및 UV 광 (단계 3.2 참조) 사용할 수있다. 마이그레이션 또한 이송시 세포 구조의 높은 해상도를 얻기 위해 공 초점 현미경을 사용하여 분석 할 수있다. </li><li> 10 배의 시간 경과 현미경의 경우, 예상되는 셀 속도 (5 μm의 / 분의 속도로 마이그레이션하는 수지상 세포에 대한 일반적으로 2 분)에 따라 시간 주파수를 선택합니다. 참고 : 여기에 설명 된 프로토콜은 N을 수행구약은 세포 이동 파라미터들의 분석을 포함한다. 몇 가지 포인트는 시간 경과 영화에서 정보를 추출하기 위해 진행하는 방법에 대한 독자 조언을 토론에 나와 있습니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Lauffenburger, D. A., Horwitz, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration:+a+physically+integrated+molecular+process.">Cell migration: a physically integrated molecular process.</a> Cell. 84 (3), 359-369 (1996).</li><li>L&#228;mmermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing.">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li><li>Schor, S. L., Allen, T. D., Harrison, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration+through+three-dimensional+gels+of+native+collagen+fibres:+collagenolytic+activity+is+not+required+for+the+migration+of+two+permanent+cell+lines.">Cell migration through three-dimensional gels of native collagen fibres: collagenolytic activity is not required for the migration of two permanent cell lines.</a> J. Cell. Sci. 41, 159-175 (1980).</li><li>Steinman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decisions+about+dendritic+cells:+past,+present,+and+future.">Decisions about dendritic cells: past, present, and future.</a> Annu. Rev. Immunol. 30, 1-22 (2012).</li><li>Faure-Andr&#233;, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+dendritic+cell+migration+by+CD74,+the+MHC+class+II-associated+invariant+chain.">Regulation of dendritic cell migration by CD74, the MHC class II-associated invariant chain.</a> Science. 322 (5908), 1705-1710 (2008).</li><li>Renkawitz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptive+force+transmission+in+amoeboid+cell+migration.">Adaptive force transmission in amoeboid cell migration.</a> Nat. Cell Biol. 11 (12), 1438-1443 (2008).</li><li>Jacobelli, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Confinement-optimized+three-dimensional+T+cell+amoeboid+motility+is+modulated+via+myosin+IIA-regulated+adhesions.">Confinement-optimized three-dimensional T cell amoeboid motility is modulated via myosin IIA-regulated adhesions.</a> Nat. Immunol. 11 (10), 953-961 (2010).</li><li>Irimia, D., Charras, G., Agrawal, N., Mitchinson, T., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polar+stimulation+and+constrained+cell+migration+in+microfluidic+channels.">Polar stimulation and constrained cell migration in microfluidic channels.</a> Lab Chip. 7 (12), 1783-1790 (2007).</li><li>Moreau, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+in+situ+cytometry+uncovers+T+cell+receptor+signaling+during+immunological+synapses+and+kinapses+in+vivo.">Dynamic in situ cytometry uncovers T cell receptor signaling during immunological synapses and kinapses in vivo.</a> Immunity. 37 (2), 351-363 (2012).</li><li>Heuz&#233;, M. L., Collin, O., Terriac, E., Lennon-Dum&#233;nil, A. M., Piel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration+in+confinement:+a+micro-channel-based+assay.">Cell migration in confinement: a micro-channel-based assay.</a> Methods Mol. Biol. 769, 415-434 (2011).</li><li>Ren, K., Zhao, Y., Su, J., Ryan, D., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+for+modifying+poly(dimethylsiloxane)+to+be+airtight+and+resistive+against+absorption+of+small+molecules.">Convenient method for modifying poly(dimethylsiloxane) to be airtight and resistive against absorption of small molecules.</a> Anal. Chem. 82 (14), 5965-5971 (2010).</li><li>Ren, K., Dai, W., Zhou, J., Su, J., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-Teflon+microfluidic+chips.">Whole-Teflon microfluidic chips.</a> PNAS. 108 (20), 8162-8166 (2011).</li><li>Maiuri, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+first+World+Cell+Race.">The first World Cell Race.</a> Curr Biol. 22 (17), 673-675 (2012).</li></ol>

저자가 공개하는 게 없다.

여기에서 우리는 하나의 실험에서 세포의 많은 수의 철새 특성을 연구하기위한 방법으로 마이크로 구성 장치에 대해 설명합니다. 이 실험 시스템은 내생 철새 세포 조직에서 발견되는 좁은 환경의 제약을 모방. 그러나, 하나의 차원에서 이주를 강요함으로써, 자동 세포 추적 및 measurables의 추출 (그림 5)을 용이하게한다. 우리는 또한 우리의 장치는 형광 현미경과 호환되며, 따라서 세...

마이그레이션 개발, 면역 반응 및 조직 재생 등의 다세포 생물의 많은 생리적 과정에 대한 중요한 복잡한 세포 기능입니다. 또, 종양의 침윤과 전이 같은 특정한 병리학 적 상황은 세포 운동성 하나에 의존한다. 이러한 이유로, 세포의 이동은 기본 및 번역 두 연구의 맥락에서 연구의 주요 분야가되고있다. 생체 내 대부분의 조직이 풍부한 세포 외 기질 (extracellular matrix)과 높은 세포 밀도를 특징으로하고 있습니다. 세포의 이동, 따라서 생리적 인 조건 하에서, 복잡한 제한 환경에서 발생합니다. 고전적으로, 가장으로 인해 역사적인 이유와 기술적 한계와 가능성, 세포의 이동은 제한 등의 조직에서 발견되는 환경의 여러 속성을 복제하지 않는 평면 2D 시스템에서 연구되고있다. 또한, 2 차원 운동에 필수적인 세포 부착과 같은 요인은 최근 necessa하지에 보여 주었다되었습니다RILY 2D와 다른 환경에서 세포의 운동을 지배하는 메커니즘이 2 별개 것을 제안, 생체 내에서 또는 젤 내부의 마이그레이션이 필요합니다. 몇몇 시스템은 세포 외 매트릭스 조성물 (3)의 특성을 recapitulating 목표 조직, 가장 유명한 존재 콜라겐 겔의 복잡한 특성을 모방하기 위해 개발되었다. 여기에서 우리는 제한된 환경에서 한 차원에서 연구 세포 이동을 할 수있는 간단한 상호 보완적인 방법으로 마이크로을 제안한다. 이 시스템에서 세포가 자발적으로 입력 할 수로 마이크로를 따라 이동한다. 이동성 세포는 대부분 그들의 극성을 강화 관형 형상을 채용하는, 채널의 형상을 취득. 채널에있는 세포의 선형 이동은 자동 세포 추적 및 실험으로부터 정량적 파라미터의 추출을 허용한다. 기술적 인 관점에서 볼 때이 시스템은 간단하고 유연합니다. 코팅 된채널 벽의 g는 채널의 크기 및 형상이 적용될 수있다, 조작 될 수 있고, 다수의 셀은 하나의 실험에서 분석 될 수있다. 이 시스템은 또한 스케일 업 할 수있다 세포 운동성에 관련된 분자의 중거리 화면 분석을 수행. 여기에 설명 된 프로토콜은 셀룰러 모델로서 수지상 세포 (DC)를 이용하여 표준화되었다. 그들은 4. 시험관, DC가 자발적으로 제한된 환경에서 마이그레이션하는 것으로 나타났다 특정 면역 반응의 개시 및 유지 보수에 참여하고, 따라서 마이크로 5,6에서 세포 운동성을 연구하는 좋은 모델이기 때문에이 세포는 면역 체계의 핵심이다 . 중요한 것은,이 시스템은 T 림프구, 호중구, 또는 종양 세포 7-9과 같은 다른 세포 운동성 분류 마이그레이션을 분석하기 위해 확장 될 수있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="947">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:273px;">PolyDimethylSiloxane (PDMS)</td>
			<td style="width:131px;">GE Silicones</td>
			<td style="width:139px;">RTV615</td>
			<td style="width:405px;">Package of 90% silicone base and 10% curing agent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Core sample cutter</td>
			<td>Ted Pella Int.</td>
			<td>Harris Uni-Core&#160;</td>
			<td>Diameter 2,5 mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glass-bottom dish</td>
			<td>WPI</td>
			<td>Fluorodish FD 35-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ultrasonic cleaner</td>
			<td>Branson Ultrasonics</td>
			<td>Branson 200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Plasma cleaner</td>
			<td>Harrick Plasma</td>
			<td>PDC 32 G</td>
			<td>For small samples (35 dishes). A bigger version is also available</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fibronectin from bovine plasma</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F0895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PolyLysine grafted PEG (Pll-g-PEG)</td>
			<td>Susos</td>
			<td>PLL(20)-g[3.5]-PEG(5)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hoechst 33342</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B2261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Y27632</td>
			<td>TOCRIS</td>
			<td>1254</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

study of cell migration in microfabricated channels

여기에 설명 된 방법은 하나의 차원에 감금에서 세포 이동의 연구를 할 수 있습니다. 그것은 물리적 제약에 의해 세포에 편광 표현형을 부과 미세 채널의 사용에 기초한다. 앞으로 또는 뒤로 이동 : 내부 채널되면, 세포는 두 가지 가능성이있다. 방향성이 제한되어있는이 지연 마이그레이션 세포의 자동 추적 및 세포의 움직임을 설명하기 위해 정량적 파라미터의 추출을 용이하게한다. 이러한 매개 변수는 이동 중에 휴대 속도, 방향 변경 및 일시 정지 (가) 있습니다. 마이크로 채널은 형광 마커의 사용과 호환이 가능하며 높은 해상도의 세포 이동하는 동안 세포 내 소기관과 구조의 현지화를 연구하는 것이 적합하다. 마지막으로, 채널의 표면은 채널 또는 haptotaxis의 연구의 접착 특성의 조절을 허용하는 다른 기판으로 작용 될 수있다. 요약하면, 시스템 H설명 감수는 독립적 인 실험의 정규화 및 재현성을 용이 기하학과 환경의 생화학 적 성질 양쪽이 제어 된 상태에서 대 세포 수의 마이그레이션을 분석하기위한 것이다.

각 실험에서 PDMS의 표면이 연구의 관심에 적응 분자로 코팅된다. 전에 (단계 2.4)으로 세척 한 후에 형광 분자, PLL-g-PEG로 코팅이 방송 채널 도표. 이러한 실험은 채널의 코팅의 균일 성을 제어 할 수 있습니다. 셀 로딩 후, 비디오 현미경은 세포 이동을 따라 수행 될 수있다.도 3a는 DC가 세포를 추적하기 위해 적절한 밀도로 마이크로 채널 ?...

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Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

일차원 국한 미세 환경에서 세포의 자발적인 이동을 연구하는 정량적 방법이 설명된다. 이 방법은 미세 채널을 활용하고 번의 실험에서 서로 다른 조건 하에서 세포의 다수의 이동을 연구하기 위해 이용 될 수있다.

미세 채널에서 세포의 이동에 관한 연구

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.8K 조회수.  Institut Curie.  일차원 국한 미세 환경에서 세포의 자발적인 이동을 연구하는 정량적 방법이 설명된다. 이 방법은 미세 채널을 활용하고 번의 실험에서 서로 다른 조건 하에서 세포의 다수의 이동을 연구하기 위해 이용 될 수있다. 

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Microfabricated Platforms for Mechanically Dynamic Cell Culture

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or fundamental cell biology studies is limited by current bioreactor technologies, which cannot simultaneously apply a variety of mechanical stimuli to cultured cells. In order to address this issue, we have developed a series of microfabricated platforms designed to screen for the effects of mechanical stimuli in a high-throughput format. In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and further demonstrate how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

기계 다이나믹 셀 문화 Microfabricated 플랫폼

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or ...

연구

생체공학

Creating Two-Dimensional Patterned Substrates for Protein and Cell Confinement

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1 While microcontact printing can be employed to directly print a large number of molecules, including proteins,2 DNA,3 and silanes,4 the formation of self-assembled monolayers (SAMs) from long chain alkane thiols on gold provides a simple way to confine proteins and cells to specific patterns containing adhesive and resistant regions. This confinement can be used to control cell morphology and is useful for examining a variety of questions in protein and cell biology. Here, we describe a general method for the creation of well-defined protein patterns for cellular studies.5 This process involves three steps: the production of a patterned master using photolithography, the creation of a PDMS stamp, and microcontact printing of a gold-coated substrate. Once patterned, these cell culture substrates are capable of confining proteins and/or cells (primary cells or cell lines) to the pattern.
The use of self-assembled monolayer chemistry allows for precise control over the patterned protein/cell adhesive regions and non-adhesive regions; this cannot be achieved using direct protein stamping. Hexadecanethiol, the long chain alkane thiol used in the microcontact printing step, produces a hydrophobic surface that readily adsorbs protein from solution. The glycol-terminated thiol, used for backfilling the non-printed regions of the substrate, creates a monolayer that is resistant to protein adsorption and therefore cell growth.6 These thiol monomers produce highly structured monolayers that precisely define regions of the substrate that can support protein adsorption and cell growth. As a result, these substrates are useful for a wide variety of applications from the study of intercellular behavior7 to the creation of microelectronics.8
While other types of monolayer chemistry have been used for cell culture studies, including work from our group using trichlorosilanes to create patterns directly on glass substrates,9 patterned monolayers formed from alkane thiols on gold are straight-forward to prepare. Moreover, the monomers used for monolayer preparation are commercially available, stable, and do not require storage or handling under inert atmosphere. Patterned substrates prepared from alkane thiols can also be recycled and reused several times, maintaining cell confinement.10

Self-assembled monolayers (SAMs) formed from long chain alkane thiols on gold provide well-defined substrates for the formation of protein patterns and cell confinement. Microcontact printing of hexadecanethiol using a polydimethylsiloxane (PDMS) stamp followed by backfilling with a glycol-terminated alkane thiol monomer produces a pattern where protein and cells adsorb only to the stamped hexadecanethiol region.

단백질과 세포 교도소에 대한 2 차원 문양의 기판 만들기

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1  While microcontact printing ...

Electric Field-controlled Directed Migration of Neural Progenitor Cells in 2D and 3D Environments

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the central nervous system1,2. These endogenous EFs are generated by cellular regulation of ionic transport combined with the electrical resistance of cells and tissues. It has been reported that applied EF treatment can promote functional repair of spinal cord injuries in animals and humans3,4. In particular, EF-directed cell migration has been demonstrated in a wide variety of cell types5,6, including neural progenitor cells (NPCs)7,8. Application of direct current (DC) EFs is not a commonly available technique in most laboratories. We have described detailed protocols for the application of DC EFs to cell and tissue cultures previously5,11. Here we present a video demonstration of standard methods based on a calculated field strength to set up 2D and 3D environments for NPCs, and to investigate cellular responses to EF stimulation in both single cell growth conditions in 2D, and the organotypic spinal cord slice in 3D. The spinal cordslice is an ideal recipient tissue for studying NPC ex vivo behaviours, post-transplantation, because the cytoarchitectonic tissue organization is well preserved within these cultures9,10. Additionally, this ex vivo model also allows procedures that are not technically feasible to track cells in vivo using time-lapse recording at the single cell level. It is critically essential to evaluate cell behaviours in not only a 2D environment, but also in a 3D organotypic condition which mimicks the in vivo environment. This system will allow high-resolution imaging using cover glass-based dishes in tissue or organ culture with 3D tracking of single cell migration in vitro and ex vivo and can be an intermediate step before moving onto in vivo paradigms.

This protocol demonstrates methods used to establish 2D and 3D environments in custom-designed electrotactic chambers, which can track cells in vivo/ex vivo using time-lapse recording at the single cell level, in order to investigate galvanotaxis/electrotaxis and other cellular responses to direct current (DC) electric fields (EFs).

2D 및 3D 환경에서 신경 전구 세포의 전기장 제어 감독 마이 그 레이션

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the ...

Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as growth factors. Here, we outline a method to create opposing gradients of adhesive and soluble cues in a microfluidic chamber, which is compatible with live cell imaging. A copolymer of poly-L-lysine and polyethylene glycol (PLL-PEG) is employed to passivate glass coverslips and prevent non-specific adsorption of biomolecules and cells. Next, microcontact printing or dip pen lithography are used to create tracks of streptavidin on the passivated surfaces to serve as anchoring points for the biotinylated peptide arginine-glycine-aspartic acid (RGD) as the adhesive cue. A microfluidic device is placed onto the modified surface and used to create the gradient of adhesive cues (100% RGD to 0% RGD) on the streptavidin tracks. Finally, the same microfluidic device is used to create a gradient of a chemoattractant such as fetal bovine serum (FBS), as the soluble cue in the opposite direction of the gradient of adhesive cues.

A method for the assembly of adhesive and soluble gradients in a microscopy chamber for live cell migration studies is described. The engineered environment combines antifouling surfaces and adhesive tracks with solution gradients and therefore allows one to determine the relative importance of guidance cues.

형광 현미경과 영상 셀 마이그레이션을위한 접착제 및 가용성식이 그라디언트를 만들기

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as ...

Simultaneously Capturing Real-time Images in Two Emission Channels Using a Dual Camera Emission Splitting System: Applications to Cell Adhesion

Multi-color immunofluorescence microscopy to detect specific molecules in the cell membrane can be coupled with parallel plate flow chamber assays to investigate mechanisms governing cell adhesion under dynamic flow conditions. For instance, cancer cells labeled with multiple fluorophores can be perfused over a potentially reactive substrate to model mechanisms of cancer metastasis. However, multi-channel single camera systems and color cameras exhibit shortcomings in image acquisition for real-time live cell analysis. To overcome these limitations, we used a dual camera emission splitting system to simultaneously capture real-time image sequences of fluorescently labeled cells in the flow chamber. Dual camera emission splitting systems filter defined wavelength ranges into two monochrome CCD cameras, thereby simultaneously capturing two spatially identical but fluorophore-specific images. Subsequently, psuedocolored one-channel images are combined into a single real-time merged sequence that can reveal multiple target molecules on cells moving rapidly across a region of interest.

Dual camera emission splitting systems for two-color fluorescence microscopy generate real-time image sequences with exceptional optical and temporal resolution, a requirement of certain live cell assays including parallel plate flow chamber adhesion assays. When software is employed to merge images from simultaneously acquired emission channels, pseudocolored image sequences are produced.

동시에 듀얼 카메라 방출 분할 시스템을 사용하여 두 개의 배출 채널의 실시간 이미지를 캡처 : 응용 프로그램은 접착 셀에

Multi-color immunofluorescence microscopy to detect specific molecules in the cell membrane can be coupled with parallel plate flow chamber assays to ...

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

라이브 이미징 및 상해 응답의 연구에 대한 마이크로 유체 칩을 사용<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

세 가지 차원 콜라겐 매트릭스 내에서 세포의 이동 분석

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to tumor and cancer metastasis. Despite intense research efforts, the basic biochemical and biophysical principles of cell migration are still not fully understood, especially in the physiologically relevant three-dimensional (3D) microenvironments. Here, we describe an in vitro assay designed to allow quantitative examination of 3D cell migration behaviors. The method exploits the cell&#8217;s mechanosensing ability and propensity to migrate into previously unoccupied extracellular matrix (ECM). We use the invasion of highly invasive breast cancer cells, MDA-MB-231, in collagen gels as a model system. The spread of cell population and the migration dynamics of individual cells over weeks of culture can be monitored using live-cell imaging and analyzed to extract spatiotemporally-resolved data. Furthermore, the method is easily adaptable for diverse extracellular matrices, thus offering a simple yet powerful way to investigate the role of biophysical factors in the microenvironment on cell migration.

The mechanical properties and microstructure of the extracellular matrix strongly affect 3D migration of cells. An in vitro method to study the spatiotemporal cell migration behavior in biophysically variable environments, at both population and individual cell levels, is described.

동심 젤 시스템은 3 차원 세포의 이동에 매트릭스 미세 환경의 생물 물리학 역할을 연구하는

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to ...

Distinctive Capillary Action by Micro-channels in Bone-like Templates can Enhance Recruitment of Cells for Restoration of Large Bony Defect

Without an active, thriving cell population that is well-distributed and stably anchored to the inserted template, exceptional bone regeneration does not occur. With conventional templates, the absence of internal micro-channels results in the lack of cell infiltration, distribution, and inhabitance deep inside the templates. Hence, a highly porous and uniformly interconnected trabecular-bone-like template with micro-channels (biogenic microenvironment template; BMT) has been developed to address these obstacles. The novel BMT was created by innovative concepts (capillary action) and fabricated with a sponge-template coating technique. The BMT consists of several structural components: inter-connected primary-pores (300-400 &#181;m) that mimic pores in trabecular bone, micro-channels (25-70 &#181;m) within each trabecula, and nanopores (100-400 nm) on the surface to allow cells to anchor. Moreover, the BMT has been documented by mechanical test study to have similar mechanical strength properties to those of human trabecular bone (~3.8 MPa)12.
The BMT exhibited high absorption, retention, and habitation of cells throughout the bridge-shaped (&#928;) templates (3 cm height and 4 cm length). The cells that were initially seeded into one end of the templates immediately mobilized to the other end (10 cm distance) by capillary action of the BMT on the cell media. After 4 hr, the cells homogenously occupied the entire BMT and exhibited normal cellular behavior. The capillary action accounted for the infiltration of the cells suspended in the media and the distribution (active migration) throughout the BMT. Having observed these capabilities of the BMT, we project that BMTs will absorb bone marrow cells, growth factors, and nutrients from the periphery under physiological conditions.
The BMT may resolve current limitations via rapid infiltration, homogenous distribution and inhabitance of cells in large, volumetric templates to repair massive skeletal defects.

A step-by-step generic process to create a bone-like template with engineered micro-channels is presented. High absorption and retention capabilities of the template are demonstrated by capillary action via micro-channels.

마이크로 채널로 독특한 모세관 액션 뼈 같은 템플릿 대형 나폴레옹 결함의 복원에 대한 세포의 모집을 향상시킬 수 있습니다

Without an active, thriving cell population that is well-distributed and stably anchored to the inserted template, exceptional bone regeneration does not ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

3D 상호 작용의 연구에 대한 3D 콜라겐 젤과 마이크로 채널 준비<em&gt; 생체</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...