Die Autoren erkennen die stark PICT IBiSA Plattform am Institut Curie (CNRS UMR144). Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse finanziert: dem Europäischen Forschungsrat zu AM.LD (Strapacemi 243103), der Verband Nationale pour la Recherche (ANR-09-Piri-0027-PCVI), der InnaBiosanté Fundament (Micemico) zu MP und Uhr. LD und der ERC Nachwuchs Strapacemi Zuschuss AM.LD.

Wichtiger Hinweis: Dieses Protokoll geht davon aus, dass die Form, die die Form für die gewünschte Mikrokanälen wurde bereits gemacht. Weitere Informationen über die Herstellung der Form wurde bereits veröffentlicht 10. Dieses Protokoll setzt voraus, dass Knochenmark-DCs Kultur bekannt ist. 1. Chipfertigungs <ol><li> Mix PDMS Öl und Härter in einem Gewichtsverhältnis 10.01 Uhr in einem Plastikbecher. Das Vermischen der beiden Verbindungen gründlich. </li><li> Werfen Sie die Mischung über den Formlagermikrokanäle. Die Gesamthöhe muss zwischen 0,5-1 cm sein. </li><li> Luftblasen in einem Vakuumgefäß Glocke während 1 Stunde. </li><li> Harden PDMS in der Form durch Anordnen des letzteren in einem Ofen für 2 Stunden bei 65 ° C. </li><li> Sobald das PDMS ist bei Raumtemperatur ein großes Stück geschnitten, auf der Struktur mit einer chirurgischen Klinge und ziehen es aus der Form (Fig. 1A). </li><li> Löcher bohren, wo Zellen injiziert werden (typischerweise 2 mm) und die Größe des PDMSmit einem chirurgischen Messer, um die Größe zu Glasbodenschalen, in denen Migration bewertet werden (Abbildung 1B) passen. Bevor Sie fortfahren, entfernen Reststaub aus der Schüssel mit Linsenreinigungspapier. Dies begünstigt die Bindung von PDMS in Schritt 1.10 beschrieben Glas. </li><li> Reinigen Sie die Größe verändert PDMS-Chip enthält die Kanäle durch Festhalten und Peeling Klebeband auf den Struktur Seiten. </li><li> Beschallen der PDMS-Stücke 30 Sekunden in 70% Ethanol, um Staub und kleine PDMS Partikel zu entfernen. Trocknen Sie sie anschließend schnell durch Einblasen von sauberer Luft. </li><li> Aktivieren Sie die PDMS (Strukturen oben) und Kulturschalen von Luft (oder Sauerstoff) Plasma-Behandlung während 30 Sekunden bei 300 Torr. </li><li> Legen Sie beide aktivierten Oberflächen in Kontakt, um die PDMS dauerhaft halten Sie sich an das Substrat. Falls erforderlich, verwenden Sie Metallzange, um oben auf dem PDMS leicht drücken, um den Kontakt zwischen dem Polymer und dem Glas der Schale (Abbildung 1C) zu zwingen. </li><li> Inkubieren der Chip in dem Ofen bei 65 ° C for 1 Stunde die Bindung zu stärken. </li></ol> 2. Beschichtung von Mikrokanälen <ol><li> Aktivieren Sie die ganze Struktur, die durch Luft-Plasma bei 300 Torr für 1 min. Dadurch wird der Eintritt von Flüssigkeit in die Kanäle in dem nächsten Schritt zu fördern. </li><li> Füllen Sie schnell die Eintrittslöcher des Chips mit Fibronektin bei 10 ug / ml in Wasser. Andere Substrate, wie PEG verwendet werden, um die Zellhaftung an den Kanalwänden zu modifizieren. Achten Sie darauf, dass die Flüssigkeit durch die gesamte Struktur ausbreitet. Dies kann leicht mit dem Auge unter normalen Licht oder mit einem normalen Hellfeld-Mikroskop überprüft werden. Hinweis: in sehr kleinen Strukturen, in denen die Diffusion härter Eintritt von Flüssigkeit in den Kanälen kann durch Anordnen der Struktur in einem Vakuumgefäß Glocke während mindestens 15 Minuten gezwungen. Um die Effizienz des Beschichtungs fluoreszierende Substrate verwendet werden (Fig. 2) zu überprüfen. </li><li> Inkubiere 1 h bei Raumtemperatur, um die Adsorption von Fibronektin oder andere Beschichtungs subst ermöglichenGeschwindigkeit an den Wänden der Kanäle. </li><li> Waschen Sie die Strukturen 3x mit PBS, um die nicht gebundenen Substrat zu entfernen. </li><li> Nach dem Waschen des Protokolls Nr. 3 fahren oder lagern Sie den Chip bei 4 ° C für eine spätere Verwendung (24 Stunden maximal). </li></ol> 3. Zell Loading <ol><li> Entfernen Sie die PBS von der Platte und füllen das Mikrosystem mit Zellmedium. Lassen Inkubation für 1 Stunde, um die Kanäle mit dem Medium zu sättigen. HINWEIS: Für Experimente mit Drogen wie molekularen Inhibitoren, ist es ratsam, die Kanäle mit einem Medium, das Medikament in der richtigen Konzentration vorinkubiert. Darüber hinaus neigen einige Medikamente in der PDMS-Struktur, die die effektive Konzentration reduziert lösen. Einige Lösungen vorgeschlagen worden, um dieses Problem zu 11-12 entgegenzuwirken. </li><li> Entfernen und wieder schwimm DCs halb adhärenten Zellen durch Spülen mit Kulturmedium. Zählen von Zellen mit einer Zählkammer. HINWEIS: Für die Zellkern-Bildgebung, eine Hoechst 33342-Färbung kann vorher durch dadurch erreicht werden,cubating 2 x 10 6 Zellen für 30 min mit dem Farbstoff bei 200 ng / ml in vollständigem Medium. Zweimal waschen durch Zentrifugation, um überschüssige Farbstoff bevor das Protokoll zu entfernen. </li><li> Zentrifugieren Sie die Zellen bei 300 g während 5 min (Zeit und Geschwindigkeit kann unterschiedlich sein, je nach Zelltyp) und entsorgen Sie das Medium. Verdünnt das Pellet eine Konzentration von 20 x 10 6 Zellen / ml zu erreichen. </li><li> Entfernen Sie das überschüssige Medium von der Platte und leeren die Eintrittslöcher in der PDMS-Struktur mit einer Mikropipette. Füllen Sie die Einträge mit 5 ul Zelllösung, einen Betrag von 1 x 10 5 Zellen in jedem Eingangsloch zu erreichen. HINWEIS: hohe Zelldichte erforderlich, um den Kontakt der Zellen mit den Kanälen zu begünstigen. Niedrige Zelldichte kann in geringen Anzahl von Zellen in Kanälen und Ausfall des Experiments führen. </li><li> Inkubieren des Mikrochips für 30 min bei 37 ° C im Brutschrank. 2 ml Vollmedium dem Experiment Schale. HINWEIS: Die ganze Struktur PDMS muss be um das Trocknen der Zellen während des Experiments zu vermeiden bedeckt. Wenn 2 ml ist nicht genug, fügen Sie mehr Medium, um die PDMS-Struktur vollständig zu bedecken. </li></ol> 4. Imaging <ol><li> Die externe Bodenfläche der Gerichte mit Linsenreinigungstuch reinigen, bevor die Platten unter dem Mikroskop. </li><li> Um die Migration in große Anzahl von Zellen zu analysieren, verwenden Sie 10-facher Vergrößerung und Weitfeldbeleuchtung in einem CO 2 und Temperatur ausgestattet Video-Mikroskop (Abbildung 3). Um die Zellverfolgung zu erleichtern, kann der Hoechst-Färbung und UV-Licht verwendet werden (siehe Schritt 3.2). Migration kann mit Hilfe der konfokalen Mikroskopie, um eine höhere Auflösung zellulärer Strukturen während der Migration erhalten auch analysiert. </li><li> Für Zeitraffer-Mikroskopie bei 10X, wählen Sie eine Zeit-Frequenz entsprechend der erwarteten Zellzahl (typischerweise 2 min für die Migration dendritischer Zellen mit einer Geschwindigkeit von 5 um / min). Hinweis: Die hier beschriebenen Protokoll funktioniert not zählen die Analyse der Zellmigration Parameter. Ein paar Punkte sind in der Diskussion, um die Leser auf, wie Sie vorgehen, um Informationen von Zeitraffer-Filmen extrahieren beraten aufgelistet. </li></ol>

<ol>
	<li>Lauffenburger, D. A., Horwitz, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration:+a+physically+integrated+molecular+process.">Cell migration: a physically integrated molecular process.</a> Cell. 84 (3), 359-369 (1996).</li><li>L&#228;mmermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing.">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li><li>Schor, S. L., Allen, T. D., Harrison, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration+through+three-dimensional+gels+of+native+collagen+fibres:+collagenolytic+activity+is+not+required+for+the+migration+of+two+permanent+cell+lines.">Cell migration through three-dimensional gels of native collagen fibres: collagenolytic activity is not required for the migration of two permanent cell lines.</a> J. Cell. Sci. 41, 159-175 (1980).</li><li>Steinman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decisions+about+dendritic+cells:+past,+present,+and+future.">Decisions about dendritic cells: past, present, and future.</a> Annu. Rev. Immunol. 30, 1-22 (2012).</li><li>Faure-Andr&#233;, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+dendritic+cell+migration+by+CD74,+the+MHC+class+II-associated+invariant+chain.">Regulation of dendritic cell migration by CD74, the MHC class II-associated invariant chain.</a> Science. 322 (5908), 1705-1710 (2008).</li><li>Renkawitz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adaptive+force+transmission+in+amoeboid+cell+migration.">Adaptive force transmission in amoeboid cell migration.</a> Nat. Cell Biol. 11 (12), 1438-1443 (2008).</li><li>Jacobelli, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Confinement-optimized+three-dimensional+T+cell+amoeboid+motility+is+modulated+via+myosin+IIA-regulated+adhesions.">Confinement-optimized three-dimensional T cell amoeboid motility is modulated via myosin IIA-regulated adhesions.</a> Nat. Immunol. 11 (10), 953-961 (2010).</li><li>Irimia, D., Charras, G., Agrawal, N., Mitchinson, T., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polar+stimulation+and+constrained+cell+migration+in+microfluidic+channels.">Polar stimulation and constrained cell migration in microfluidic channels.</a> Lab Chip. 7 (12), 1783-1790 (2007).</li><li>Moreau, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+in+situ+cytometry+uncovers+T+cell+receptor+signaling+during+immunological+synapses+and+kinapses+in+vivo.">Dynamic in situ cytometry uncovers T cell receptor signaling during immunological synapses and kinapses in vivo.</a> Immunity. 37 (2), 351-363 (2012).</li><li>Heuz&#233;, M. L., Collin, O., Terriac, E., Lennon-Dum&#233;nil, A. M., Piel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+migration+in+confinement:+a+micro-channel-based+assay.">Cell migration in confinement: a micro-channel-based assay.</a> Methods Mol. Biol. 769, 415-434 (2011).</li><li>Ren, K., Zhao, Y., Su, J., Ryan, D., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+for+modifying+poly(dimethylsiloxane)+to+be+airtight+and+resistive+against+absorption+of+small+molecules.">Convenient method for modifying poly(dimethylsiloxane) to be airtight and resistive against absorption of small molecules.</a> Anal. Chem. 82 (14), 5965-5971 (2010).</li><li>Ren, K., Dai, W., Zhou, J., Su, J., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole-Teflon+microfluidic+chips.">Whole-Teflon microfluidic chips.</a> PNAS. 108 (20), 8162-8166 (2011).</li><li>Maiuri, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+first+World+Cell+Race.">The first World Cell Race.</a> Curr Biol. 22 (17), 673-675 (2012).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Hier beschreiben wir ein Gerät von Mikrokanälen zusammengesetzt als eine Methode, um die Migrationseigenschaften der großen Anzahl von Zellen in einzelnen Experimenten zu untersuchen. Dieses experimentelle System ahmt die begrenzten Umweltauflagen im Gewebe durch endogene wandernden Zellen gefunden. Jedoch durch die Migration zwingt in einer einzigen Dimension, ermöglicht es die automatische Tracking-Zelle und die Gewinnung von Messgrößen (Abbildung 5). Wir zeigen auch, dass unser Gerät ist mit F...

Migration ist eine komplexe zelluläre Funktion, die wichtig für viele physiologische Prozesse in mehrzelligen Organismen, einschließlich der Entwicklung, Immunreaktionen und Geweberegeneration. Darüber hinaus können bestimmte pathologische Situationen wie der Tumorinvasion und Metastasenbildung beruhen auf Zellmotilität 1. Aus diesen Gründen hat die Zellwanderung zu einem wichtigen Feld der Studie im Rahmen der Grundlagen-und translationalen Forschung. In vivo werden die meisten Gewebe von einem reichen extrazellulären Matrix und hohe Zelldichte aus. Zellmigration daher unter physiologischen Bedingungen tritt in einer komplexen Umgebung beschränkt. Klassisch, wahrscheinlich aus historischen Gründen und technischen Grenzen, Zellmigration hat in flachen 2D-Systemen, die sich nicht fortpflanzen viele der Umgebungseigenschaften in Geweben, wie der Entbindung gefunden sucht. Außerdem Faktoren wie Zelladhäsion, die für Beweglichkeit in 2D sind, wurden kürzlich zeigte nicht necessa seinRily für die Migration in vivo oder in Gelen erforderlich, was darauf hindeutet, dass die Mechanismen, die Zellbewegung in 2D und in anderen Umgebungen herrschen verschieden sind 2. Verschiedene Systeme wurden entwickelt, um die komplexen Eigenschaften der Gewebe, die bekanntesten sind Kollagengele, die an rekapituliert die Eigenschaften der extrazellulären Matrix 3 zielen imitieren. Hier schlagen wir Mikrokanäle als einfache ergänzende Methode, die die Untersuchung der Zellmigration in einer Dimension unter einer geschlossenen Umgebung ermöglicht. In diesem System Zellen wandern entlang Mikrokanäle, in die sie spontan ein. Wandernden Zellen erwerben dann die Form der Kanäle, die Annahme eine röhrenförmige Geometrie, die am ehesten verstärkt ihre Polarität. Die lineare Bewegung der Zellen in den Kanälen ermöglicht die automatische Tracking-Zelle und die Gewinnung von quantitativen Parameter aus Experimenten. Aus technischer Sicht ist dieses System einfach und flexibel. Die coating der Kanalwände kann manipuliert werden, die Größe und die Form der Kanäle angepasst werden kann, und eine große Anzahl von Zellen kann in Einzelexperimenten untersucht werden. Dieses System kann auch skaliert-up werden bis mittleren Bereich Bildschirm Analyse von Molekülen in Zellbewegung beteiligt durchzuführen. Das hier beschriebene Protokoll wurde unter Verwendung von dendritischen Zellen (DC) als ein zelluläres Modell standardisiert. Diese Zellen sind der Schlüssel für das Immunsystem, wie sie bei der Initiierung und Aufrechterhaltung von spezifischen Immunantworten beteiligt 4. In vitro DCs wurde gezeigt, spontan in engen Umgebungen zu wandern und sind daher ein gutes Modell, um die Zellbeweglichkeit in Mikro 5,6 studieren . Wichtiger ist, kann das System erweitert werden, um die Migration von einem anderen beweglichen Zelltyp als T-Lymphozyten, Neutrophile, oder Tumorzellen 7-9 analysieren.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="947">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:273px;">PolyDimethylSiloxane (PDMS)</td>
			<td style="width:131px;">GE Silicones</td>
			<td style="width:139px;">RTV615</td>
			<td style="width:405px;">Package of 90% silicone base and 10% curing agent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Core sample cutter</td>
			<td>Ted Pella Int.</td>
			<td>Harris Uni-Core&#160;</td>
			<td>Diameter 2,5 mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Glass-bottom dish</td>
			<td>WPI</td>
			<td>Fluorodish FD 35-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ultrasonic cleaner</td>
			<td>Branson Ultrasonics</td>
			<td>Branson 200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Plasma cleaner</td>
			<td>Harrick Plasma</td>
			<td>PDC 32 G</td>
			<td>For small samples (35 dishes). A bigger version is also available</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fibronectin from bovine plasma</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>F0895</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PolyLysine grafted PEG (Pll-g-PEG)</td>
			<td>Susos</td>
			<td>PLL(20)-g[3.5]-PEG(5)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hoechst 33342</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>B2261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Y27632</td>
			<td>TOCRIS</td>
			<td>1254</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

study of cell migration in microfabricated channels

Das hier beschriebene Verfahren ermöglicht die Untersuchung der Zellwanderung unter Einschluss in einer Dimension. Es basiert auf der Verwendung von mikrogefertigten Kanälen, die einen polarisierten Phänotyp Zellen durch physikalische Beschränkungen auferlegen basiert. Einmal in Kanäle, Zellen haben nur zwei Möglichkeiten: vorwärts oder rückwärts zu bewegen. Dies vereinfacht die Migration in dem Richtungs beschränkt erleichtert die automatische Verfolgung von Zellen und die Gewinnung von quantitativen Parameter für Zellbewegung beschreiben. Diese Parameter umfassen Zellgeschwindigkeit, Richtungsänderungen, und Pausen während der Bewegung. Mikrokanäle sind auch bei der Verwendung von Fluoreszenzmarkern kompatibel und eignen sich daher zur Lokalisation von intrazellulären Organellen und Strukturen während der Zellmigration bei hoher Auflösung zu untersuchen. Schließlich kann die Oberfläche der Kanäle mit verschiedenen Substraten funktionalisiert werden, wodurch die Kontrolle der Klebeeigenschaften der Kanäle oder der Untersuchung von Haptotaxis. Zusammenfassend ist das System here beschrieben soll die Migration großer Zellzahlen unter Bedingungen, bei denen sowohl die Geometrie und die biochemische Beschaffenheit der Umgebung gesteuert analysieren, die Erleichterung der Normalisierung und Reproduzierbarkeit der unabhängigen Experimenten.

In jedem Experiment wird die Oberfläche des PDMS mit einem Molekül, das Interesse der Studie geeignet beschichtet. 2 zeigt Kanäle mit einem fluoreszierenden Molekül, PLL-g-PEG beschichtete vor und nach dem Waschen (Schritt 2.4). Ein solches Experiment ermöglicht die Steuerung der Homogenität der Beschichtung in den Kanälen. Nach Beladung der Zellen können Videomikroskopie durchgeführt, um Zellmigration zu folgen. Fig. 3A zeigt ein Beispiel eines DC ...

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Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

Ein quantitatives Verfahren zur spontanen Migration von Zellen in einem eindimensionalen beschränkt Mikro studieren beschrieben. Dieses Verfahren nutzt den Vorteil der mikrogefertigten Kanälen und kann verwendet werden, um die Migration der Vielzahl von Zellen unter verschiedenen Bedingungen in einzelnen Experimenten zu untersuchen.

Studium der Zellmigration in Microfabricated Kanäle

The method described here allows the study of cell migration under confinement in one dimension. It is based on the use of microfabricated channels, which ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.8K Aufrufe.  Institut Curie.  Ein quantitatives Verfahren zur spontanen Migration von Zellen in einem eindimensionalen beschränkt Mikro studieren beschrieben. Dieses Verfahren nutzt den Vorteil der mikrogefertigten Kanälen und kann verwendet werden, um die Migration der Vielzahl von Zellen unter verschiedenen Bedingungen in einzelnen Experimenten zu untersuchen. 

Serie: Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

Microfabricated Platforms for Mechanically Dynamic Cell Culture

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or fundamental cell biology studies is limited by current bioreactor technologies, which cannot simultaneously apply a variety of mechanical stimuli to cultured cells. In order to address this issue, we have developed a series of microfabricated platforms designed to screen for the effects of mechanical stimuli in a high-throughput format. In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and further demonstrate how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of a microactuator array of vertically displaced posts on which the technology is based, and how this base technology can be modified to conduct high-throughput mechanically dynamic cell culture in both two-dimensional and three-dimensional culture paradigms.

Mikrofabrizierten Plattformen für Mechanisch Dynamische Cell Culture

The ability to systematically probe in vitro cellular response to combinations of mechanobiological stimuli for tissue engineering, drug discovery or ...

Forschung

Biotechnik

Creating Two-Dimensional Patterned Substrates for Protein and Cell Confinement

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1 While microcontact printing can be employed to directly print a large number of molecules, including proteins,2 DNA,3 and silanes,4 the formation of self-assembled monolayers (SAMs) from long chain alkane thiols on gold provides a simple way to confine proteins and cells to specific patterns containing adhesive and resistant regions. This confinement can be used to control cell morphology and is useful for examining a variety of questions in protein and cell biology. Here, we describe a general method for the creation of well-defined protein patterns for cellular studies.5 This process involves three steps: the production of a patterned master using photolithography, the creation of a PDMS stamp, and microcontact printing of a gold-coated substrate. Once patterned, these cell culture substrates are capable of confining proteins and/or cells (primary cells or cell lines) to the pattern.
The use of self-assembled monolayer chemistry allows for precise control over the patterned protein/cell adhesive regions and non-adhesive regions; this cannot be achieved using direct protein stamping. Hexadecanethiol, the long chain alkane thiol used in the microcontact printing step, produces a hydrophobic surface that readily adsorbs protein from solution. The glycol-terminated thiol, used for backfilling the non-printed regions of the substrate, creates a monolayer that is resistant to protein adsorption and therefore cell growth.6 These thiol monomers produce highly structured monolayers that precisely define regions of the substrate that can support protein adsorption and cell growth. As a result, these substrates are useful for a wide variety of applications from the study of intercellular behavior7 to the creation of microelectronics.8
While other types of monolayer chemistry have been used for cell culture studies, including work from our group using trichlorosilanes to create patterns directly on glass substrates,9 patterned monolayers formed from alkane thiols on gold are straight-forward to prepare. Moreover, the monomers used for monolayer preparation are commercially available, stable, and do not require storage or handling under inert atmosphere. Patterned substrates prepared from alkane thiols can also be recycled and reused several times, maintaining cell confinement.10

Self-assembled monolayers (SAMs) formed from long chain alkane thiols on gold provide well-defined substrates for the formation of protein patterns and cell confinement. Microcontact printing of hexadecanethiol using a polydimethylsiloxane (PDMS) stamp followed by backfilling with a glycol-terminated alkane thiol monomer produces a pattern where protein and cells adsorb only to the stamped hexadecanethiol region.

Erstellen Zweidimensionale Patterned Substrate für Protein-und Zell-Confinement

Microcontact printing provides a rapid, highly reproducible method for the creation of well-defined patterned substrates.1  While microcontact printing ...

Electric Field-controlled Directed Migration of Neural Progenitor Cells in 2D and 3D Environments

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the central nervous system1,2. These endogenous EFs are generated by cellular regulation of ionic transport combined with the electrical resistance of cells and tissues. It has been reported that applied EF treatment can promote functional repair of spinal cord injuries in animals and humans3,4. In particular, EF-directed cell migration has been demonstrated in a wide variety of cell types5,6, including neural progenitor cells (NPCs)7,8. Application of direct current (DC) EFs is not a commonly available technique in most laboratories. We have described detailed protocols for the application of DC EFs to cell and tissue cultures previously5,11. Here we present a video demonstration of standard methods based on a calculated field strength to set up 2D and 3D environments for NPCs, and to investigate cellular responses to EF stimulation in both single cell growth conditions in 2D, and the organotypic spinal cord slice in 3D. The spinal cordslice is an ideal recipient tissue for studying NPC ex vivo behaviours, post-transplantation, because the cytoarchitectonic tissue organization is well preserved within these cultures9,10. Additionally, this ex vivo model also allows procedures that are not technically feasible to track cells in vivo using time-lapse recording at the single cell level. It is critically essential to evaluate cell behaviours in not only a 2D environment, but also in a 3D organotypic condition which mimicks the in vivo environment. This system will allow high-resolution imaging using cover glass-based dishes in tissue or organ culture with 3D tracking of single cell migration in vitro and ex vivo and can be an intermediate step before moving onto in vivo paradigms.

This protocol demonstrates methods used to establish 2D and 3D environments in custom-designed electrotactic chambers, which can track cells in vivo/ex vivo using time-lapse recording at the single cell level, in order to investigate galvanotaxis/electrotaxis and other cellular responses to direct current (DC) electric fields (EFs).

Electric Field-gesteuerte gerichtete Wanderung von neuralen Vorläuferzellen in 2D-und 3D-Umgebungen

Endogenous electric fields (EFs) occur naturally in vivo and play a critical role during tissue/organ development and regeneration, including that of the ...

Creating Adhesive and Soluble Gradients for Imaging Cell Migration with Fluorescence Microscopy

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as growth factors. Here, we outline a method to create opposing gradients of adhesive and soluble cues in a microfluidic chamber, which is compatible with live cell imaging. A copolymer of poly-L-lysine and polyethylene glycol (PLL-PEG) is employed to passivate glass coverslips and prevent non-specific adsorption of biomolecules and cells. Next, microcontact printing or dip pen lithography are used to create tracks of streptavidin on the passivated surfaces to serve as anchoring points for the biotinylated peptide arginine-glycine-aspartic acid (RGD) as the adhesive cue. A microfluidic device is placed onto the modified surface and used to create the gradient of adhesive cues (100% RGD to 0% RGD) on the streptavidin tracks. Finally, the same microfluidic device is used to create a gradient of a chemoattractant such as fetal bovine serum (FBS), as the soluble cue in the opposite direction of the gradient of adhesive cues.

A method for the assembly of adhesive and soluble gradients in a microscopy chamber for live cell migration studies is described. The engineered environment combines antifouling surfaces and adhesive tracks with solution gradients and therefore allows one to determine the relative importance of guidance cues.

Erstellen Adhesive und löslichen Farbverläufe for Imaging Cell Migration mit Fluoreszenz-Mikroskopie

Cells can sense and migrate towards higher concentrations of adhesive cues such as the glycoproteins of the extracellular matrix and soluble cues such as ...

Simultaneously Capturing Real-time Images in Two Emission Channels Using a Dual Camera Emission Splitting System: Applications to Cell Adhesion

Multi-color immunofluorescence microscopy to detect specific molecules in the cell membrane can be coupled with parallel plate flow chamber assays to investigate mechanisms governing cell adhesion under dynamic flow conditions. For instance, cancer cells labeled with multiple fluorophores can be perfused over a potentially reactive substrate to model mechanisms of cancer metastasis. However, multi-channel single camera systems and color cameras exhibit shortcomings in image acquisition for real-time live cell analysis. To overcome these limitations, we used a dual camera emission splitting system to simultaneously capture real-time image sequences of fluorescently labeled cells in the flow chamber. Dual camera emission splitting systems filter defined wavelength ranges into two monochrome CCD cameras, thereby simultaneously capturing two spatially identical but fluorophore-specific images. Subsequently, psuedocolored one-channel images are combined into a single real-time merged sequence that can reveal multiple target molecules on cells moving rapidly across a region of interest.

Dual camera emission splitting systems for two-color fluorescence microscopy generate real-time image sequences with exceptional optical and temporal resolution, a requirement of certain live cell assays including parallel plate flow chamber adhesion assays. When software is employed to merge images from simultaneously acquired emission channels, pseudocolored image sequences are produced.

Gleichzeitig Capturing in Echtzeit Bilder in zwei Emissions Kanäle unter Verwendung eines Dual-Kamera-Emissions-Splitting-System: Anwendungen in der Zelladhäsion

Multi-color immunofluorescence microscopy to detect specific molecules in the cell membrane can be coupled with parallel plate flow chamber assays to ...

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

Mit Mikrofluidik-Chips für Live-Imaging-und Studienverletzungs Antworten in<em&gt; Drosophila</em&gt; Larven

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Analysis of Cell Migration within a Three-dimensional Collagen Matrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic development, wound healing, and immune responses. However, cell migration is also a key mechanism in cancer enabling these cancer cells to detach from the primary tumor to start metastatic spreading. Within the past years various cell migration assays have been developed to analyze the migratory behavior of different cell types. Because the locomotory behavior of cells markedly differs between a two-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) environment it can be assumed that the analysis of the migration of cells that are embedded within a 3D environment would yield in more significant cell migration data. The advantage of the described 3D collagen matrix migration assay is that cells are embedded within a physiological 3D network of collagen fibers representing the major component of the extracellular matrix. Due to time-lapse video microscopy real cell migration is measured allowing the determination of several migration parameters as well as their alterations in response to pro-migratory factors or inhibitors. Various cell types could be analyzed using this technique, including lymphocytes/leukocytes, stem cells, and tumor cells. Likewise, also cell clusters or spheroids could be embedded within the collagen matrix concomitant with analysis of the emigration of single cells from the cell cluster/ spheroid into the collagen lattice. We conclude that the 3D collagen matrix migration assay is a versatile method to analyze the migration of cells within a physiological-like 3D environment.

Cell migration is a biological phenomenon that is involved in a plethora of physiological, such as wound healing and immune responses, and pathophysiological processes, like cancer. The 3D-collagen matrix migration assay is a versatile tool to analyze the migratory properties of different cell types within in a 3D physiological-like environment.

Analyse der Zellmigration in eine dreidimensionale Kollagenmatrix

The ability to migrate is a hallmark of various cell types and plays a crucial role in several physiological processes, including&#160;embryonic ...

Concentric Gel System to Study the Biophysical Role of Matrix Microenvironment on 3D Cell Migration

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to tumor and cancer metastasis. Despite intense research efforts, the basic biochemical and biophysical principles of cell migration are still not fully understood, especially in the physiologically relevant three-dimensional (3D) microenvironments. Here, we describe an in vitro assay designed to allow quantitative examination of 3D cell migration behaviors. The method exploits the cell&#8217;s mechanosensing ability and propensity to migrate into previously unoccupied extracellular matrix (ECM). We use the invasion of highly invasive breast cancer cells, MDA-MB-231, in collagen gels as a model system. The spread of cell population and the migration dynamics of individual cells over weeks of culture can be monitored using live-cell imaging and analyzed to extract spatiotemporally-resolved data. Furthermore, the method is easily adaptable for diverse extracellular matrices, thus offering a simple yet powerful way to investigate the role of biophysical factors in the microenvironment on cell migration.

The mechanical properties and microstructure of the extracellular matrix strongly affect 3D migration of cells. An in vitro method to study the spatiotemporal cell migration behavior in biophysically variable environments, at both population and individual cell levels, is described.

Concentric Gel-System, um die biophysikalische Rolle der Matrix Mikromilieu auf 3D-Zellmigration Studieren

The ability of cells to migrate is crucial in a wide variety of cell functions throughout life&#160;from embryonic development and wound healing&#160;to ...

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions. While these studies have been informative about general cell signaling mechanisms, they neglect important cellular cues received from the structural and mechanical properties of the local microenvironment and extracellular matrix (ECM). To understand how cells interact within a physiological ECM, it is important to study them in the context of 3 dimensional assays. Cell migration, cell differentiation, and cell proliferation are only a few processes that have been shown to be impacted by local changes in the mechanical properties of a 3-dimensional ECM. Collagen I, a core fibrillar component of the ECM, is more than a simple structural element of a tissue. Under normal conditions, mechanical cues from the collagen network direct morphogenesis and maintain cellular structures. In diseased microenvironments, such as the tumor microenvironment, the collagen network is often dramatically remodeled, demonstrating altered composition, enhanced deposition and altered fiber organization. In breast cancer, the degree of fiber alignment is important, as an increase in aligned fibers perpendicular to the tumor boundary has been correlated to poorer patient prognosis1. Aligned collagen matrices result in increased dissemination of tumor cells via persistent migration2,3. The following is a simple protocol for embedding cells within a 3-dimensional, fibrillar collagen hydrogel. This protocol is readily adaptable to many platforms, and can reproducibly generate both aligned and random collagen matrices for investigation of cell migration, cell division, and other cellular processes in a tunable, 3-dimensional, physiological microenvironment.

Preparation of 3D Collagen Gels and Microchannels for the Study of 3D Interactions In Vivo

Collagen is a core component of the ECM, and provides essential cues for several cellular processes ranging from migration to differentiation and proliferation. Provided here is a protocol for embedding cells within 3D collagen hydrogels, and a more advanced technique for generating randomized or aligned collagen matrices using PDMS microchannels.

Herstellung von 3D-Kollagen-Gel und Mikrokanäle für das Studium der 3D-Interaktionen<em&gt; In Vivo</em

Historically, most cellular processes have been studied in only 2 dimensions.  While these studies have been informative about general cell signaling ...

Polydimethylsiloxane-polycarbonate Microfluidic Devices for Cell Migration Studies Under Perpendicular Chemical and Oxygen Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under combinations of chemical and oxygen gradients. Both chemical and oxygen gradients can greatly affect cell migration in vivo; however, due to technical limitations, very little research has been performed to investigate their effects in vitro. The device developed in this research takes advantage of a series of serpentine-shaped channels to generate the desired chemical gradients and exploits a spatially confined chemical reaction method for oxygen gradient generation. The directions of the chemical and oxygen gradients are perpendicular to each other to enable straightforward migration result interpretation. In order to efficiently generate the oxygen gradients with minimal chemical consumption, the embedded PC thin film is utilized as a gas diffusion barrier. The developed microfluidic device can be actuated by syringe pumps and placed into a conventional cell incubator during cell migration experiments to allow for setup simplification and optimized cell culture conditions. In cell experiments, we used the device to study migrations of adenocarcinomic human alveolar basal epithelial cells, A549, under combinations of chemokine (stromal cell-derived factor, SDF-1&#945;) and oxygen gradients. The experimental results show that the device can stably generate perpendicular chemokine and oxygen gradients and is compatible with cells. The migration study results indicate that oxygen gradients may play an essential role in guiding cell migration, and cellular behavior under combinations of gradients cannot be predicted from those under single gradients. The device provides a powerful and practical tool for researchers to study interactions between chemical and oxygen gradients in cell culture, which can promote better cell migration studies in more in vivo-like microenvironments.

The control of chemical and oxygen gradients is essential for cell cultures. This paper reports a polydimethylsiloxane-polycarbonate (PDMS-PC) microfluidic device capable of reliably generating combinations of chemical and oxygen gradients for cell migration studies, which can be practically utilized in biological labs without sophisticated instrumentation.

Polydimethylsiloxanhaltigen Polycarbonat Mikrofluidiksysteme für Zellmigrationsstudien unter Perpendicular Chemische und Sauerstoff Gradients

This paper reports a microfluidic device made of polydimethylsiloxane (PDMS) with an embedded polycarbonate (PC) thin film to study cell migration under ...