이 작품은 NIH 보조금 068625, NSF 보조금 1,063,188 및 0822613. 특별 감사가 토끼 눈의 선물 첨단 과학 기술에 대한 베크만 연구소에서 박사 마리나 Marjanovic로 이동 살아있는 세포의 물리 센터에 의해 지원되었다.

윤리 선언문 : 토끼의 각막 조직이 일리노이 기관 동물 관리 및 사용 지침의 대학에 따라 수집 하였다. 1 TIRFM 설정 주 : 레이저 안전 고글 모든 시간을 착용 할 것. <ol><li> 재료의 목록에 나열된 모든 필요한 광학 부품을 사용할 수 및 정렬에 대한 준비가되어 있는지 확인합니다. 필요한 경우, 다른 회사에서 동일한 기능을 가진 대체를 사용합니다. 거울과 렌즈를 사용하고있는 레이저와 일치하는 반사 방지 (AR) 코팅이 있어야합니다 있는지 확인하십시오. </li><li> 현미경 후면 포트의 중심의 높이를 모든 광학 요소의 높이를 설정한다. </li><li> 레이저, 레이저 셔터와 ND 필터 (들)를 탑재. 가시 광선을 유지하면서 가능한 한 낮은 레이저 파워를 감쇠시키는 ND 필터를 사용한다. 적절한 진수 키 나사를 조입니다. </li><li> 빔 경로를 계획하고 광학 테이블에 테이프 또는 마커 (점으로 표시그림 1의 테드 파란색 선). 단순화를 위해, 광학 테이블에 구멍의 라인을 따라 직선 경로를 유지합니다. </li><li> 장소 거울 M1 첫번째 직각 턴에서 (그림 1). 계획 빔 경로의 두 번째 직선 섹션에있는 두 개의 홍채를 놓습니다. 위치 및 레이저 홍채 통과되도록 M1의 틸트를 모두 조정. </li><li> 장소 거울 M2 초 직각 턴에서 (그림 1). 경로의 제 직선 섹션을 따라 10X 빔 익스팬더 (L1 및 L2,도 1)를 놓는다. 빔 확장기는 광학 테이블 및 계획된 빔 경로 모두에 평행 기울기는 조정. <ol><li> 레이저 빔 확장기의 두 렌즈의 중심을 똑바로가는 것을 M1 및 M2가 반복적으로 같은 조정합니다. 확장 된 빔의 빔 프로파일은 가우스 비립니다 때까지이 단계를 반복합니다. </li></ol></li><li> (L1에 빔을 가운데 인터넷을 M1을 조정gure 1) 및 M2 반복적으로 L2에 빔 (그림 1) 중앙에. 나쁜 빔 프로파일은 일반적으로 레이저 클립핑 수단; 눈으로 빔 프로파일을 확인하기 위해 빔 익스팬더 후에 광을 차단하는 흰 종이를 사용한다. 고정밀도의 분석을 위해, 광 빔의 프로파일을 사용한다. </li><li> 빔 시준되도록 L1과 L2 사이의 거리를 조정한다. 단계를 반복하여 1.8 및 1.9 필요한 경우. NOTE : 빔 크기가 거리에 따라 변화하지 않을 때, 빔 TIRFM 설정 충분히 평행하다. 상기 빔 시준을 향상시키기 위해, 이러한 밀림 간섭계 등의 도구를 사용할 수있다. 팽창 후의 전형적인 빔 크기는 ~ 20mm이다. </li><li> 레이저 셔터. 현미경 목표를 풀고 형광 정렬 대상에 조입니다. 찾는 M3 및 M4 (도 1) 현미경 포트 및 상기 터릿의 내부에 다이크로 익 미러 확장 된 빔을 지향하는 거울. 레이저 빔이 t을 바운스되는 것을 확인그는 이색과 천장을 향해. </li><li> 형광 대상에 빔의 밝은 부분을 가운데 M3를 조정하고, M4는 빔의 경사를 수직 수 조정. </li><li> 레이저 셔터가 다시 목표를 조입니다. 이전 단계에서 정렬이 완료되면 잘 목적을 종료 대칭 지점이 있어야합니다. 미세 조정 M3와 M4의 경사는 목적에서 레이저 파워 빔 프로파일을 최적화 할 수 있습니다. </li><li> 현미경에 EMCCD 카메라를 탑재하고 카메라를 컴퓨터에 연결합니다. 카메라의 소프트웨어를 시작합니다. </li><li> 현미경에 형광 샘플 (형광 용액)을 탑재합니다. 카메라에 밝은 형광 자리 봐. 포커스가 변경되는 바와 같이 스폿이 화면에 이동하지 않는 것을 확인한다. </li><li> L3의 초점 길이 (~ 30cm)와 동일한 목적의 초점면으로부터 거리 XYZ 변환 스테이지 TIR 렌즈 (L3,도 1)를 놓는다. L3의 위치를​​ 조정이러한 레이저는 렌즈의 중심을 통과하는 것이. </li><li> 빔 시준을 조정하기 위해 빔 경로를 따라 L3 번역. 빔은 여전히​​ 모니터를 중심으로 모양의 대칭되어 있는지 확인합니다. NOTE : TIR 렌즈의 초점 거리가 감소 샘플 평면 증가에 조명 영역. 일반적으로, 셋업에 들어갈 수있는 최소의 초점 길이를 사용한다. </li><li> 목적에서 빔을 기울 빔 경로에 수직 L3 번역. TIR이 달성되도록 TIR 렌즈를 번역하는 것. 좋은 SNR을 얻기 위해 EMCCD 카메라 및 미세 조정 (L3)을 통해 형광 구슬의 샘플을 관찰한다. </li></ol><img alt="그림 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig1highres.jpg" width="500" /> 전반사 형광 현미경 (TIRFM) 대 1 광학 구성도. 를 Cy3-DNA에 2 FIONA <ol><li> C린 현미경 슬라이드와 커버 슬립 : DDH 2 O 및 이소프로판올 현미경 슬라이드와 커버 슬립을 씻어 질소 가스로 건조; 아르곤 플라즈마에서 5 분 동안 플라즈마 청소기의 슬라이드와 커버 슬립을 배치합니다. </li><li> (그림 2에서 스케치로) 샘플 챔버를 구축합니다. <ol><li> 벤치에 조직을 배치 한 다음 조직 위에 렌즈 종이 조각을 넣어. 렌즈 용지에 슬라이드를 놓습니다. 슬라이드의 깨끗한면이 위쪽으로되어 있는지 확인합니다. </li><li> 중앙 3-5 mm의 간격을두고 긴 가장자리를 따라 슬라이드에 양면 테이프의 두 스트립을 적용합니다. 슬라이드의 상단에있는 청소 커버 슬립을 놓습니다. 커버 슬립의 깨끗한면이 슬라이드에 직면하고 있는지 확인합니다. </li><li> 양면 테이프를 통해 아래로 눌러 피펫 팁을 사용합니다. 테이프 만 커버 슬립하에 유지되도록 슬라이드 과도한 테이프를 제거하는 면도기를 사용한다. 참고 : 챔버의 개방 끝이 열려하고 입구와 끝낼 아르할 수 있습니다. 챔버 체적은 몇 마이크로 리터이다. </li></ol></li></ol><img alt="그림이" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51774/51774fig2highres.jpg" width="500" /> 전형적인 샘플 챔버의 그림 2 스케치 () 상위 뷰입니다.; (b)는 오른쪽 측면보기; 전면에서 (C) 측면보기. <ol start="3"><li> 샘플 챔버의 내면 인 Cy3-DNA를 고정화. <ol><li> T-50 버퍼 (10 mM 트리스 - 염산의 pH 8.0, 50 mM의 염화나트륨)을 준비합니다. 1 ㎎ / ㎖의 최종 농도로 T-50에 BSA-비오틴을 준비한다. 10 ㎎ / ㎖의 최종 농도로 T-50에 BSA를 용해한 T50-BSA 버퍼를 준비한다. </li><li> 0.5 밀리그램 / T50-BSA 버퍼의 ML 비딘를 준비합니다. 5-10 (PM)의 최종 농도를 Cy3 바이오틴 표지 DNA T50-BSA에서 (Cy3가-DNA)를 준비한다. </li><li> 샘플 챔버 내로 10 μL 피펫의 BSA-비오틴 (1 ㎎ / ㎖). 5 분 동안 기다립니다. </li><li&gt; 40 μL의 T50-BSA와 챔버를 씻으십시오. 샘플 챔버 내로 10 μL 피펫의 비딘 (0.5 ㎎ / ㎖). 5 분 동안 품어. </li><li> 40 μL의 T50-BSA와 챔버를 씻으십시오. 샘플 챔버 피펫 20 μL를 Cy3-DNA. 5 분 동안 부화 후 80 μL의 T50-BSA와 챔버를 씻으십시오. </li></ol></li><li> 이미지를 Cy3-DNA TIRFM에서 단일 분자. <ol><li> 50 μL 6 히드 록시 2,5,7,8-, 1 μL Protocatechuate 3,4 - 디옥 시게나 제 (PCD, 5 μM), 4 ㎕의 프로토 산 (PCA, 62.5 ㎜)을 혼합하여 촬상 버퍼 (100 μL)를 준비 tetramethylchromane -2 - 카복실산 (T-50에서 트롤 록스, 2 mM)을, 45 μL T50-BSA. </li><li> 30 μL 영상 버퍼에 피펫 8 ~ 10 분 동안 기다립니다. </li><li> 녹색 레이저 (532 nm의)이 탑재되어 TIRFM에 영상에 대한 샘플을 탑재, 100X 오일 침지 목표 (1.45 NA) 및 EMCCD 카메라. </li><li> 1,0위한 샘플 동영상을 취득 (100) 100-500 밀리 초 및 25 EM 이득 노광 시간을 설정00 프레임입니다. </li></ol></li><li> 를 Cy3-DNA의 녹화 된 영상에 FIONA 데이터 분석을 수행합니다. <ol><li> 유효 화소 크기를 결정한다 (즉, 나노 미터 화소로부터 변환율) 물리적 픽셀 크기 나누어 총 배율 (여분의 배율을 곱한 현미경 대물의 배율)를 기준 (EMCCD 카메라의 사양서로부터 판독). </li><li> CCD 감도 이미지 획득 동안 사용 (즉, CCD 카메라의 사양서로부터 판독 A / D 카운트 당 전자) 전자 증 그래피 (EM) 이득을 나눈 숫자 포톤 픽셀 강도로부터 변환 계수를 결정한다. </li><li> 컴파일하고 FIONA 분석 FIONA.pro을 실행합니다. 입력 (단계 2.5.1에​​서) 유효 픽셀 크기 (스텝 2.5.2부터) 광자의 수와 강도에서 변환 계수로, 획득 한 이미지를 가져 오려면이 IDL 프로그램을 사용하고, 피오나 분석을위한 장소를 선택합니다. NOTE : 끝에서, 프로그래밍m가 출력 차원 가우스 함수뿐만 아니라 전체 광자 수와 지역화 정밀도 피팅 결과. 전형적인 결과는 대표적인 결과 및 통계 4C-4D의 섹션에 표시됩니다. </li><li> 컴파일 및 광자 수를 특성화하기 위해 phcount.pro 실행합니다. (단계 2.5.2에서) 광자 수와 강도로부터 취득 된 화상과 입력 변환율을 반입하기 전에 photobleaching에 형광 물질에 의해 방출되는 광자의 평균 수를 측정 IDL이 프로그램을 사용한다. 참고 :이 프로그램은 다음 (수동 선택 옵션입니다) 자동 형광 반점을 감지 프레임 번호의 기능, 출력으로 광자 계수의 흔적을 광자의 수를 계산합니다. <ol><li> 나쁜 흔적을 버리고 기본 보정 photobleaching에 후 프레임 범위를 지정합니다. 마지막에, 프로그램은 출력 모든 반점의 전체 광자 수의 목록은 삭제하지 않습니다. 그런 광자 수의 분포를 플롯하고 distribu의 맞추기지수 함수 감쇠는 가진 기의 평균 광자 수를 얻었다. 전형적인 결과는 대표적인 결과의 절에 표시된와 4E-4F 피규어된다. </li></ol></li></ol></li></ol> 3 FIONA 응용은 나노 미터 스케일에서 모터 (예 : 액틴에 마이 오신) 스피커를 정량화하기 <ol><li> 굴지 중합 FIONA 실험 전에 일일 (즉, F-액틴을 준비). <ol><li> 일반 굴지 버퍼 ML 10 밀리그램 /에 G-액틴 (모노머)과 비오틴 G-액틴 (단량체)를 복원합니다. 모두가 완전히 용해되어 있는지 확인하고, 얼음을 모두 유지하는 약동하십시오. </li><li> 1.5 ml의 microcentrifuge 관에 1.7 μL 비오틴 G-액틴 10 ㎕의 G-액틴 (단량체)를 섞는다. 100 ㎕의 차가운 얼음 액틴의 중합 버퍼를 추가합니다. </li><li> 4 ℃에서 혼합물을 밤새 남기기 (F-액틴 형성)하고 1 ML의 총 부피에 DDH 2 O 추가합니다. </li><li> 실험에서 나중에 사용하기 위해 4 ° C에서 액틴 필라멘트 (F-액틴)를 저장합니다. 참고: 필라멘트 붕해 시간 이상 단축되지만, 적어도 2 주 동안 사용할 수있는 것이다. </li></ol></li><li> 영상에 대한 샘플을 준비합니다. <ol><li> (프로토콜 2.1 및 2.2에 설명 된대로) 샘플 챔버를 확인합니다. DDH 2 O.에서 1 ㎎ / ㎖에서 BSA를 비오틴 20 μL에 피펫 10 분 동안 품어. 30 μL DDH 2 O. 린스 참고 :이 블록 유리 표면과 액틴 필라멘트의 결합에 비오틴을 낳는다. 비오틴 화 폴리-L-라이신 - 폴리에틸렌 글리콜 (PEG-PLL)는 동일한 기능을 수행 할 수있다. </li><li> 0.5 ㎎ / ㎖ 비딘에서 피펫. 2 분 동안 부화 후 30 μL M5 버퍼와 챔버를 씻으십시오. </li><li> 제조 된 F-액틴의 피펫 최종 농도 ~ 0.004 ㎎ / ㎖로, 일반 액틴 버퍼에 25 배 희석. 10 분을 기다려 30 μL 버퍼 챔버를 씻어. </li><li> 최종 농도 오에 M5 버퍼 (20 mM의 HEPES (산도 7.6), 2 mM의 MgCl2를, 25 밀리미터의 KCl, 1 mM의 EGTA)에서 FLAG 태그로 30 배 버지니아 미오신 희석F 250 nm의. (제조업체의 사용 설명서에 따라 Qdot705 항체 활용 키트를 사용하여 안티-FLAG 항체 및 Qdot705에서 접합 ~ 1 μM) 1 μL 안티-FLAG-Qdot705으로 1 μL 마이 오신을 섞는다. 10 μL를 채우기 위해 8 ㎕의 M5에 추가합니다. 최대 피펫 아래로 잘 혼합 할 수 있습니다. 얼음에 10 분 동안 품어. NOTE :이 ~ 25 nM의 미오신 농도에서 1 모터 (4)에 양자점의 혼합물을 산출한다. </li></ol></li><li> 액틴에 산책 미오신의 이미지. <ol><li> 혼합하여 영상 버퍼 (100 μL)를 준비 84 μL M5-BSA (1 MG와 M5 버퍼 / ㎖ BSA), 1 μL의 ATP (DDH 2 O에서 50 μM), 2 ㎕의 DTT (500 mM의 DDH 2 O)에, 1 μL CK (500 U / ㎖), 5 μL의 CP (200 밀리미터), 1 μL의 PCD, 4 μL PCA, 1 ㎕의 마이 오신 - qdot 후 2.5 nM의 미오신 농도, 1 ㎕의 BME에 또 다른 10 배 희석. </li><li> 20 μL 영상 버퍼에 피펫 챔버를 샘플링하고 8-10 분 동안 배양한다. </li><li> 이미지 T에서 샘플30 밀리 초 노출에서 IRF 현미경. 적어도 1000 프레임을 획득. 필요한 경우 단계 3.3.1에서 마이 오신 - qdot의 볼륨을 조절합니다. </li></ol></li><li> 데이터 분석을 수행하고 마이 오신 산책의 스텝 크기를 찾을 수 있습니다. <ol><li> ImageJ에 17에서 비디오 파일을 열고 이동하는 장소의 주위에 비디오를 자릅니다. 그 자리는 결코 가장자리의 20 픽셀 내에서 얻을 수없는 충분한 영역을 자르기, 비디오의 다른 관광 명소가 없는지 확인합니다. 이 지점은 직선 경로에 이동되어 있는지 확인합니다. </li><li> X를 생성하기 위해 비디오를 통해 스폿을 추적 및 y는 각각 비디오의 모든 프레임에 FIONA 분석 (단계 2.5.3)를 적용하여 픽셀 단위의 시간을 조정한다. </li><li> 이전 섹션에서 설명한 바와 같이, 나노 미터 픽셀을 변환합니다. </li><li> 시간의 함수로 초기 위치에서 변위를 계산합니다. </li><li> 마이 오신 산책의 단계를 얻기 위해 변위에 t-테스트를​​ 실행합니다. 참고 : t-테스트 (step_t_test.zip)에 제공된 프로그램은 IDL 양론에 코딩폴더 14의 서브 루틴 구성 되는 파일 확장자. <ol><li> IDL에서 서브 루틴을 모두 열고 두 번 모두 컴파일합니다. 그런 mtltyanalysis_ttest.pro 실행 단일 열에 만 거리 데이터를 포함한 텍스트 파일을 선택한다. 출력 엑셀 파일은 원시 데이터, 착용감 및 스텝 사이즈를 포함하는, 생성된다. </li></ol></li><li> 스텝 크기 열에서 0 인 모든 값을 삭제합니다. 기원 또는 MATLAB을 사용 스텝 크기의 분포를 플롯. 히스토그램에 가우스를 장착한다. 참고 : 0의 단계가 더 단계는 이전 프레임에서 수행되지 않습니다 것을 의미하기 때문에 제로 값의 스텝 크기는 삭제해야합니다. (도 5에 도시 된 바와 같이) 피팅은 36 nm의 피크 주위를 준다. </li></ol></li></ol> 피오나에 대한 4 두꺼운 샘플 준비 <ol><li> 졸 - 겔 (sol-gel)에 캡슐화 양자점을 준비합니다. <ol><li> 믹스 4.5 ml의 TMOS, 1 ML의 DDH 2 O와 100 ㎕의 염산 (120 mm)입니다. 초음파 청소기 SP에서 30 분 동안 얼음 위에서 초음파 처리 액재료의 목록에 ecified (주파수 = 40 kHz에서, 히터 = 끄기). 솔루션마다 10 분을 섞는다. </li><li> 1.5 ml의 HEPES (50 mM의 pH를 7.2)에 1.5 ㎕의 Qdot605을 희석. 이전 단계에서 1.5 ml의 TMOS와 솔루션을 섞는다. </li><li> 유리 바닥 접시에 부어 준다. 1 5 시간 동안 4 ºC에서 유리 바닥 파라 필름으로 요리와 저장소를 밀봉합니다. </li><li> 시료 접시에 2 ml의 PBS에 1 % BME를 추가하고 촬상 전에 실온에서 30 분 동안 배양한다. </li></ol></li><li> 양자점으로 염색 각막 샘플을 준비합니다. 참고 : 토끼 눈 박사 마리나 Marjanovic의 선물이었다. <ol><li> 눈에서 각막을 분리하고 3mm X 3mm 조각으로 잘라. </li><li> PBS 1 ㎖에 1 ㎕의 Qdot 605-스트렙 타비 딘을 희석. 사에서 1 nM의 Qdots 용액으로 각막 조직 배양 1 시간 동안 ºC. PBS와 조직을 씻으십시오. </li><li> 깨끗한 유리 슬라이드와 # 1.5 coverslip을 가져 가라. , 긴 변을 따라 유리 슬라이드에 양면 테이프의 4 층을 넣어차 이전 테이프에 양면 테이프 평행의 또 다른 4 층을두고 그 사이에 1cm에 대해 채널을 둡니다. 채널의 중간에 이전 단계에서 조직을 넣고, 커버 슬립으로 커버. </li><li> 부드럽게 커버 슬립의 측면에있는 버튼을 눌러이 테이프에 충실 확인합니다. 촬영 전에 50 ㎕의 PBS와 채널을 적 십니다. </li></ol></li><li> 졸 - 겔 (sol-gel) 및 각막의 이미지 양자점. <ol><li> 두꺼운 샘플 피오나 영상의 경우, 0.27 mm 또는 0.28 mm의 작동 거리와 60X 물 침지 목적의 작동 거리와 60X 물 침지 목표를 사용합니다. </li><li> 현미경에서 샘플을 탑재합니다. 이 에피 형광 모드에 도달되도록 TIRF 렌즈를 조정 (즉, 레이저 빔은 커버 슬립에 대해 각도 대물 나온다). 추가 배율 렌즈 (3.3 배 또는 4.0X)를 삽입합니다. </li><li> 원하는 Z 위치 (예&gt; 200 μm의)에 목적의 초점면을 이동합니다. 부동의 기록 이미지샘플 양자 도트를 사용합니다. </li></ol></li><li> 이 프로토콜의 2.5 절에 설명 된대로 피오나 분석을 수행합니다. </li></ol>

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T., Zhuang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Multicolor+Super-Resolution+Imaging+with+Photo-Switchable+Fluorescent+Probes.">Multicolor Super-Resolution Imaging with Photo-Switchable Fluorescent Probes.</a> Science. 317 (5845), 1749-1753 (2007).</li><li>Betzig, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+Intracellular+Fluorescent+Proteins+at+Nanometer+Resolution.">Imaging Intracellular Fluorescent Proteins at Nanometer Resolution.</a> Science. 313 (5793), 1642-1645 (2006).</li><li>Abramoff, M. D., Magalh&#227;es, P. J., Ram, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Image+processing+with+ImageJ.">Image processing with ImageJ.</a> Biophotonics international. 11 (7), 36-42 (2004).</li><li>Enderlein, J., Toprak, E., Selvin, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polarization+effect+on+position+accuracy+of+fluorophore+localization.">Polarization effect on position accuracy of fluorophore localization.</a> Optics Express. 14 (18), 8111-8120 (2006).</li><li>Cheezum, M. K., Walker, W. F., Guilford, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+comparison+of+algorithms+for+tracking+single+fluorescent+particles.">Quantitative comparison of algorithms for tracking single fluorescent particles.</a> Biophysical Journal. 81 (4), 2378-2388 (2001).</li><li>Rasnik, I., McKinney, S. A., Ha, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonblinking+and+long-lasting+single-molecule+fluorescence+imaging.">Nonblinking and long-lasting single-molecule fluorescence imaging.</a> Nature Methods. 3 (11), 891-893 (2006).</li><li>Zhuang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Single-Molecule+Study+of+RNA+Catalysis+and+Folding.">A Single-Molecule Study of RNA Catalysis and Folding.</a> Science. 288 (5473), 2048-2051 (2000).</li><li>Aitken, C. E., Marshall, R. A., Puglisi, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Oxygen+Scavenging+System+for+Improvement+of+Dye+Stability+in+Single-Molecule+Fluorescence+Experiments.">An Oxygen Scavenging System for Improvement of Dye Stability in Single-Molecule Fluorescence Experiments.</a> Biophysical Journal. 94 (5), 1826-1835 (2008).</li></ol>

저자는 그들이 더 경쟁 금전적 이해 관계가 없다고 선언합니다.

FIONA 1 밀리 4-8까지 나노 미터 정밀도와 시간 해상도와 형광 방출 (형광 또는 유기 양자점)의 위치를 로컬 화하는 기술이다. 충분한 광자가 수집되는 경우,이 기술은 훨씬 더 정확하게 회절 한계 (~ 200 나노 미터)보다 형광 터의 위치를 결정할 수 있으며, 따라서이 기술은 기존의 / 통상의 광학 현미경 (4)와 함께 볼되지 않은 어떤 관찰하는 방법은 열리고 - 8. 의 발명 이후, 피...

1882 년경 에른스트 아베는 가시광 현미경의 해상도가 있음을 발견 ~ λ / 2Na를, (λ는 파장이며, NA는 개구 수) 1.2 ~ 200 나노 미터 또는. 따라서이 치수보다 작은 물체는 광학 현미경의 회절 제한 된 점으로 나타납니다. 그러나, 훨씬 더 높은 정밀도로 3 인 스폿의 중심, 물체의 위치를 결정하는 것이 가능하다. 한 나노 미터 정밀도 (피오나)와 형광 이미징은 xy 평면 사에 나노 미터 정밀도로 하나의 형광체 국산화에 대한 간단하지만 유용한 기술이다. 위치 파악의 정밀도는, σ μ (즉, 평균의 표준 오차)는, 수집 된 광자의 전체 수에 의존 <img alt="식 (1)" fo:content-width="1in" src="/files/ftp_upload/51774/intro_eqn.jpg" width="100" /> N은 광자 개수이고, S는 형광 스폿의 표준 편차이며,는화소 촬상 검출기의 크기, b는 백그라운드 3,4의 표준 편차이다. ~ 10000 광자를 방출하는 형광의 경우, 피오나 ~ 1 nm의 정밀도 4를 얻을 수 있습니다. FIONA 정확하게 고정 터의 위치, 또는 (충분히 빠르게 수행 할 수있는 이미지를 가정)의 이동을 결정하는데 사용될 수있다. FIONA는 동영상의 프레임에 순차적으로 적용함으로써 단일 분자 4-8의 움직임을 추적 할 수있다. 광 보호 시약은 샘플 photodegrade하지 않도록 할 필요가있다. 또한, 형광 물체 자체는 어떤 크기 일 수있다, 예를 들면 회절 LIMIT-보다 더 작거나 더 클, 그것의 막 상에 분산 많은 형광 단백질과 세포 소기관 (~ 1 μM)로 구성 될 수있다. 피오나는 여전히 평균 질량 중심의 매우 정확한 (나노 미터)의 평균을 산출 할 수 있습니다 사용. FIONA에 의해 현지화 정밀도의 큰 개선은 nanome를 해결 할 수 있습니다시간 경과 TER 스케일 움직임. 이 분자 길이 스케일 4-8로 현미경을 밀고있다. 의 발명 이후, 피오나의 변종이 개발되고있다. 예를 들어, 시야 한 나노 미터의 정확도 (bFIONA) 09 FIONA의 약간의 변형, 이미지 촬상하고 투과광과 같은 멜라노 생체 (멜라닌 색소를 함유하는 진한 개체)와 같은 고밀도 물체를 편재. 또한, 피오나는 여러 염료를 해결하기 위해 사용되어왔다. 예를 들어, 광표백 (새우)와 단일 분자 고해상도 영상 10,11 또는 단일 분자 고해상도 colocalization을 (SHREC)는 12 나노 미터에서 약 10 개의 염료를 해결하기 위해 개발되었다. (이 해상도는 것을 하나 떨어져 동일한 염료를 알 수있는 방법을 정확하게 즉, 알 수 있습니다.) 최근 피오나 분석은 특정 슈퍼 해상도 현미경의 현지화 과정에 기여하고있다 같은 확률 광 RECO로nstruction 현미경 (STORM) 13 - (15)과 임시 어두운 형광체가 흥분하고 형광 지역화 된 광 활성화 지역화 현미경 (PALM) 16. 반복적 흥미로운 상당히 낮은 염료의 밀도 (이하 당 회절 제한 스폿) 다음 FIONA 의해 각각 분석, 형광을 수집하여 하나의 고해상도 맵을 구축 할 수있다. 해상도는 다음 단지 각 염료 끈다 광자의 수뿐만 아니라, 취득시 (예를 포함하여, 현미경 스테이지) 샘플 고정 유지 같은 것들에 의해 제한된다. 본 논문에서는 피오나 기술의 요약 간단히 피오나가보고하여 수행 한 연구의 예를 설명합니다. 먼저, 어떻게 광학 정렬을 안내해 즉 FIONA 실험, 전반사 형광 현미경 (TIRFM)에 필요한 장비를 설정하도록 설명된다. 그런 방법적절한 프로토콜을 이용하여 고정화를 Cy3-DNA 단일 분자에 지역화 FIONA 간단한 실험을 수행, 도시된다. 그 후, FIONA의 사용은 양자 도트로 표지 한 절두 미오신 버지니아 모터의 36 nm의 스텝 크기를 측정하는 것이 제시된다. 마이 오신 버지니아는 액틴 필라멘트를 따라 전좌 동안 휴대화물을 운반 필수가 진행되는 모터 단백질이다. 여기서 버지니아 절두 구성 미오신은 스텝 사이즈에 무관 도메인을 제거하기 위해 사용되며, FLAG 태그가 C-말단에 첨가하여 항-FLAG 항체로 기능화 된 양자점과 라벨의 용이성을 허용하도록. 이 실험은 미오신을 느리게하고 프레임마다 좋은 광자 카운트를 얻기 위해 충분히 긴 노출 시간의 사용을 허용하는 낮은 ATP 하에서 수행된다. 모든 충분히 밝은 형광 라벨은 다음 프로토콜에 대입 할 수있다. 마지막으로, 두꺼운 샘플 FIONA의 애플리케이션을 확장하는 최근의 노력이보고된다. 원리 증명으로, 양자점은 침지졸 - 겔 토끼 눈의 각막에서 다음 몇 군데와 피오나를 사용하여 지역화. 영상의 경우, NA와 60X 침수 목적은이 목적은 이전에 사용 100X 오일 침지 목표보다 더 긴 작동 거리를 가지고 있기 때문에 1.2이 사용되었다 =. 객관적인 배율 손실을 보상하기 위해, 여분의 렌즈 배율 (3.3 배 또는 4.0X)는 배출 경로에 삽입 하였다. 또한, 에피 형광 (되지 TIR) 현미경 두꺼운 샘플에서 깊은 영역을 액세스하는 데 사용되어야한다. 그것은 졸 - 겔에 2-3 nm의 정밀도로 지역화 할 수 있습니다 토끼 눈의 각막 (Z&gt; 200 μm의)에 깊이 배어 양자 도트를받습니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1083">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:211px;">Company</td>
			<td style="width:211px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:443px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Double-sided tape</td>
			<td style="width:211px;">3M</td>
			<td style="width:211px;">--</td>
			<td>~ 75 um thick</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">EMCCD camera</td>
			<td style="width:211px;">Andor Technology</td>
			<td style="width:211px;">DU-897E-CS0-#BV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Ultrasonic cleaner</td>
			<td style="width:211px;">Branson</td>
			<td style="width:211px;">2510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Fluorescence filter set</td>
			<td style="width:211px;">Chroma</td>
			<td style="width:211px;">49016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Actin polymerization buffer&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Cytoskeleton&#160;</td>
			<td style="width:211px;">BSA02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Biotin G-actin</td>
			<td style="width:211px;">Cytoskeleton&#160;</td>
			<td style="width:211px;">AB07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">G-actin&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Cytoskeleton&#160;</td>
			<td style="width:211px;">AKL95</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">General actin buffer&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Cytoskeleton&#160;</td>
			<td style="width:211px;">BSA01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Laser shutter (with driver)</td>
			<td style="width:211px;">Electro-Optical Products Corp.&#160;</td>
			<td style="width:211px;">SH-10-MP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:220px;">IDL</td>
			<td style="width:211px;">Exelis Visual Information Solutions</td>
			<td style="width:211px;">--</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Neutravidin&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:211px;">PI-31000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Coverslip</td>
			<td style="width:211px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:211px;">22X30-1.5</td>
			<td>0.16-0.19 mm thick</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Microscope slide</td>
			<td style="width:211px;">Gold Seal Microslides&#160;</td>
			<td style="width:211px;">30103X1</td>
			<td>0.93-1.05 mm thick</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Plasma cleaner</td>
			<td style="width:211px;">Harrick Plasma</td>
			<td style="width:211px;">PDC-001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Glass bottom dish&#160;</td>
			<td style="width:211px;">In Vitro Scientific</td>
			<td style="width:211px;">D35-20-1.5-N</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Cy3-DNA oligos</td>
			<td style="width:211px;">Integrated DNA Technologies</td>
			<td style="width:211px;">--</td>
			<td>5&#39;-Cy3/GCCTCGCTGCCGTCGCCA-3&#39;Bio</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Fluorescent beads&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:211px;">T-7280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Qdot 605-streptavidin&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:211px;">Q10101MP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Qdot605&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:211px;">Q21301MP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Qdot705</td>
			<td style="width:211px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:211px;">Q22021MP&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:220px;">Qdot705 Antibody Conjugation Kit</td>
			<td style="width:211px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:211px;">Q22061MP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Matlab</td>
			<td style="width:211px;">MathWorks</td>
			<td style="width:211px;">--</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Optical table</td>
			<td style="width:211px;">Newport Corp</td>
			<td style="width:211px;">--</td>
			<td>RS4000 Series</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">60X Objective</td>
			<td style="width:211px;">Nikon</td>
			<td style="width:211px;">Plan Apo VC 60x WI</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">100X Objective</td>
			<td style="width:211px;">Olympus</td>
			<td style="width:211px;">PlanApo 100X/1.45 Oil &#8734;/0.17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">60X Objective</td>
			<td style="width:211px;">Olympus</td>
			<td style="width:211px;">UPlanApo 60X/1.20W</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Inverted microscope</td>
			<td style="width:211px;">Olympus</td>
			<td style="width:211px;">IX71/IX70/IX81</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Origin</td>
			<td style="width:211px;">OriginLab</td>
			<td style="width:211px;">--</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Anti-FLAG antibody</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">F7425-.2MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">ATP</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">A7699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">BME&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">63689-25ML-F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">BSA</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">A7906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">BSA-biotin</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">A8549-10MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">CK</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">C3755</td>
			<td>Creatine Phosphokinase from rabbit muscle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">CP</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">P1937</td>
			<td>Phosphocreatine di(tris) salt</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">DTT</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">43815</td>
			<td>DL-Dithiothreitol</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">EGTA</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">E3889</td>
			<td>Ethylene glycol-bis(2-aminoethylether)-N,N,N&#8242;,N&#8242;-tetraacetic acid</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">HCl&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">93363-500G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">HEPES&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">H0887</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">KCl</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">P9333</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">MgCl2</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">M1028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">NaCl</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">S7653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">PCA</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">03930590</td>
			<td>Protocatechuic acid&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">PCD</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">P8279</td>
			<td>Protocatechuate-3,4-dioxygenase&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">TMOS</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">341436-25G</td>
			<td>Tetramethyl orthosilicate</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Tris-HCl&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">93363</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Trolox</td>
			<td style="width:211px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:211px;">238813</td>
			<td>6-hydroxy-2,5,7,8-tetramethylchromane-2-carboxylic acid</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:220px;">1&#8221; diameter broadband dielectric mirrors with mounts</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">BB1-E02, KM100</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">&#189;&#8221; diameter posts</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">TR4</td>
			<td>Quantity &#8805; 6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">10x beam expander</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">BE10M-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:220px;">2&#8221; diameter broadband dielectric mirrors with mounts</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">BB2-E02, KM200</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:220px;">2&#8221; diameter f = 300 mm lens with mount</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">LA1256-A, LMR2</td>
			<td>TIR lens</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Fluorescent alignment target&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">VRC2SM1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Laser safety goggles</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">LG3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">ND filter(s)</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">FW1AND</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Optical beam profiler</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">BP209-VIS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Post-mounted iris diaphragm</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">ID25</td>
			<td>Quantity: 2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Shearing interferometer</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">SI100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">XYZ translation stage, &#189;&#8221; travel&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Thorlabs&#160;</td>
			<td style="width:211px;">T12XYZ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:220px;">Laser</td>
			<td style="width:211px;">World Star Technologies&#160;</td>
			<td style="width:211px;">TECGL-30</td>
			<td>532 nm, 30 mW</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (fiona)

한 나노 미터 정밀도 (피오나)와 형광 이미징은 xy 평면에서 나노 미터 정밀도로 하나의 형광체 국산화에 대한 간단하지만 유용한 기술이다. 여기 피오나 기술의 요약보고되고 피오나를 사용하여 수행 한 연구의 예를 다음과 같이 간략하게 설명되어 있습니다. 먼저, 어떻게 광학 정렬을 안내해 즉 FIONA 실험, 전반사 형광 현미경 (TIRFM)에 필요한 장비를 설정하도록 설명된다. 다음 방법에 양자 도트로 표지 한 절두 미오신 버지니아 모터의 36 nm의 스텝 사이즈를 측정 FIONA 사용 하였다 적절한 프로토콜을 이용하여 고정화를 Cy3-DNA 단일 분자 국산화에 간단한 FIONA 실험을 수행하기 위해 도시되어있다. 마지막으로, 두꺼운 샘플 피오나의 응용 프로그램을 확장하기위한 최근의 노력이보고됩니다. &gt; (이 침수 목표를 사용하여, 그 표시되고 양자점은 졸 - 겔 토끼 눈 각막에 깊이 배어200 μm의), 2 ~ 3 나노 미터의 현지화 정밀도는 달성 될 수있다.

일반적인 목적 형 TIRFM 설정은 그림 3과 같다. 첫째, 표면 고정화를 Cy3-DNA 샘플이 몇 군데 있었다. 일반적인 이미지는도 4a에 도시된다. 이미지는 EM 이득 = 50 및 CCD 감도 = 12.13 카메라로, 노출 시간 0.5 초를 촬영했다. 하나는 Cy3-DNA 분자의 점 - 확산 함수 (PSF)은도 4b에 도시되어 칼라 바 화소 강도의 척도를 나타낸다 (도 4a에서 화살표로 표시된 지점에...

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Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy FIONA

단일 형광체는 피오나를 사용하여 나노 미터 정밀도로 지역화 할 수 있습니다. 여기에 FIONA 기술의 요약보고, 어떻게 FIONA 실험을 수행하는 기술이다.

하나 나노 미터의 정확도와 형광 이미징 (피오나)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in ...

fluorescence-imaging-with-one-nanometer-accuracy-fiona

Research

JoVE Journal

Biology

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy (FIONA)

17.5K 조회수.  University of Illinois at Urbana-Champaign.  단일 형광체는 피오나를 사용하여 나노 미터 정밀도로 지역화 할 수 있습니다. 여기에 FIONA 기술의 요약보고, 어떻게 FIONA 실험을 수행하는 기술이다. 

비디오: Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy FIONA

Born Normalization for Fluorescence Optical Projection Tomography for Whole Heart Imaging

Optical projection tomography is a three-dimensional imaging technique that has been recently introduced as an imaging tool primarily in developmental biology and gene expression studies. The technique renders biological sample optically transparent by first dehydrating them and then placing in a mixture of benzyl alcohol and benzyl benzoate in a 2:1 ratio (BABB or Murray s Clear solution). The technique renders biological samples optically transparent by first dehydrating them in graded ethanol solutions then placing them in a mixture of benzyl alcohol and benzyl benzoate in a 2:1 ratio (BABB or Murray s Clear solution) to clear. After the clearing process the scattering contribution in the sample can be greatly reduced and made almost negligible while the absorption contribution cannot be eliminated completely. When trying to reconstruct the fluorescence distribution within the sample under investigation, this contribution affects the reconstructions and leads, inevitably, to image artifacts and quantification errors.. While absorption could be reduced further with a permanence of weeks or months in the clearing media, this will lead to progressive loss of fluorescence and to an unrealistically long sample processing time. This is true when reconstructing both exogenous contrast agents (molecular contrast agents) as well as endogenous contrast (e.g. reconstructions of genetically expressed fluorescent proteins).

We suggest a Born normalized approach for Optical Projection Tomography (BnOPT) that accounts for the absorption properties of imaged samples to obtain accurate and quantitative fluorescence tomographic reconstructions. We use the proposed algorithm to reconstruct the fluorescence molecular probe distribution within small animal organs.

전체 심장 이미징에 대한 형광 광 프로젝션 Tomography에 대한 출생 정규화

Optical projection tomography is a three-dimensional imaging technique that has been recently introduced as an imaging tool primarily in developmental ...

연구

생물학

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Visualizing developing organ formation as well as progession and treatment of disease often heavily relies on the ability to optically interrogate molecular and functional changes in intact living organisms. Most existing optical imaging methods are inadequate for imaging at dimensions that lie between the penetration limits of modern optical microscopy (0.5-1mm) and the diffusion-imposed limits of optical macroscopy (&gt;1cm) [1]. Thus, many important model organisms, e.g. insects, animal embryos or small animal extremities, remain inaccessible for in-vivo optical imaging. 
Although there is increasing interest towards the development of nanometer-resolution optical imaging methods, there have not been many successful efforts in improving the imaging penetration depth. The ability to perform in-vivo imaging beyond microscopy limits is in fact met with the difficulties associated with photon scattering present in tissues. Recent efforts to image entire embryos for example [2,3] require special chemical treatment of the specimen, to clear them from scattering, a procedure that makes them suitable only for post-mortem imaging. These methods however evidence the need for imaging larger specimens than the ones usually allowed by two-photon or confocal microscopy, especially in developmental biology and in drug discovery.
We have developed a new optical imaging technique named Mesoscopic Fluorescence Tomography [4], which appropriate for non-invasive in-vivo imaging at dimensions of 1mm-5mm. The method exchanges resolution for penetration depth, but offers unprecedented tomographic imaging performance and it has been developed to add time as a new dimension in developmental biology observations (and possibly other areas of biological research) by imparting the ability to image the evolution of fluorescence-tagged responses over time. As such it can accelerate studies of morphological or functional dependencies on gene mutations or external stimuli, and can importantly, capture the complete picture of development or tissue function by allowing longitudinal time-lapse visualization of the same, developing organism.
The technique utilizes a modified laboratory microscope and multi-projection illumination to collect data at 360-degree projections. It applies the Fermi simplification to Fokker-Plank solution of the photon transport equation, combined with geometrical optics principles in order to build a realistic inversion scheme suitable for mesoscopic range. This allows in-vivo whole-body visualization of non-transparent three-dimensional structures in samples up to several millimeters in size.
We have demonstrated the in-vivo performance of the technique by imaging three-dimensional structures of developing Drosophila tissues in-vivo and by following the morphogenesis of the wings in the opaque Drosophila pupae in real time over six consecutive hours.

Mesoscopic Fluorescence Tomography for In-vivo Imaging of Developing Drosophila

Mesoscopic fluorescence tomography operates beyond the penetration limits of tissue-sectioning fluorescence microscopy. The technique is based on multi-projection illumination and a photon transport description. We demonstrate in-vivo whole-body 3D visualization of the morphogenesis of GFP-expressing wing imaginal discs in Drosophila melanogaster.

에 대한 Mesoscopic 형광 Tomography 인 - 생체내</em개발> 이미징 Drosophila</em

Visualizing  developing organ formation as well as progession and treatment of disease often  heavily relies on the ability to optically interrogate ...

Visualizing Single-molecule DNA Replication with Fluorescence Microscopy

We describe a simple fluorescence microscopy-based real-time method for observing DNA replication at the single-molecule level. A circular, forked DNA template is attached to a functionalized glass coverslip and replicated extensively after introduction of replication proteins and nucleotides (Figure 1). The growing product double-strand DNA (dsDNA) is extended with laminar flow and visualized by using an intercalating dye. Measuring the position of the growing DNA end in real time allows precise determination of replication rate (Figure 2). Furthermore, the length of completed DNA products reports on the processivity of replication. This experiment can be performed very easily and rapidly and requires only a fluorescence microscope with a reasonably sensitive camera.


This protocol demonstrates a simple single-molecule fluorescence microscopy technique for visualizing DNA replication by individual replisomes in real time.

형광 현미경과 함께 머릿속으로 단일 분자의 DNA 복제

We describe a simple fluorescence microscopy-based real-time method for observing DNA replication at the single-molecule level. A circular, forked DNA ...

Time-lapse Imaging of Mitosis After siRNA Transfection

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and cellular content. Hallmark events of mitosis, such as chromosome movement, can be readily tracked on an individual cell basis using time-lapse fluorescence microscopy of mammalian cell lines expressing specific GFP-tagged proteins. In combination with RNAi-based depletion, this can be a powerful method for pinpointing the stage(s) of mitosis where defects occur after levels of a particular protein have been lowered. In this protocol, we present a basic method for assessing the effect of depleting a potential mitotic regulatory protein on the timing of mitosis. Cells are transfected with siRNA, placed in a stage-top incubation chamber, and imaged using an automated fluorescence microscope. We describe how to use software to set up a time-lapse experiment, how to process the image sequences to make either still-image montages or movies, and how to quantify and analyze the timing of mitotic stages using a cell-line expressing mCherry-tagged histone H2B. Finally, we discuss important considerations for designing a time-lapse experiment. This strategy is complementary to other approaches and offers the advantages of 1) sensitivity to changes in kinetics that might not be observed when looking at cells as a population and 2) analysis of mitosis without the need to synchronize the cell cycle using drug treatments. The visual information from such imaging experiments not only allows the sub-stages of mitosis to be assessed, but can also provide unexpected insight that would not be apparent from cell cycle analysis by FACS.

Here we describe a basic protocol to image and quantify the mitotic timing of live mammalian tissue culture cells after siRNA transfection.

siRNA Transfection 후의 유사 분열의 시간 저속 영상

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and ...

Cell Electrofusion Visualized with Fluorescence Microscopy

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves application of short high-voltage electric pulses to cells that are in close contact. Application of short, high-voltage electric pulses causes destabilization of cell plasma membranes. Destabilized membranes are more permeable for different molecules and also prone to fusion with any neighboring destabilized membranes. Electrofusion is thus a convenient method to achieve a non-specific fusion of very different cells in vitro. In order to obtain fusion, cell membranes, destabilized by electric field, must be in a close contact to allow merging of their lipid bilayers and consequently their cytoplasm. In this video, we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method. In this method, cells are allowed to attach only slightly to the surface of the well, so that medium can be exchanged and cells still preserve their spherical shape. Fusion visualization is assessed by pre-labeling of the cytoplasm of cells with different fluorescent cell tracker dyes; half of the cells are labeled with orange CMRA and the other half with green CMFDA. Fusion yield is determined as the number of dually fluorescent cells divided with the number of all cells multiplied by two.

In this video we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method using electroporation and the subsequent detection of fused cells visualization with fluorescence microscopy.

세포는 형광 현미경 Electrofusion와 시각

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves ...

Simultaneous Multicolor Imaging of Biological Structures with Fluorescence Photoactivation Localization Microscopy

Localization-based super resolution microscopy can be applied to obtain a spatial map (image) of the distribution of individual fluorescently labeled single molecules within a sample with a spatial resolution of tens of nanometers. Using either photoactivatable (PAFP) or&#160;photoswitchable (PSFP) fluorescent proteins fused to proteins of interest, or organic dyes conjugated to antibodies or other molecules of interest, fluorescence photoactivation localization microscopy (FPALM) can simultaneously image multiple species of molecules within single cells. By using the following approach, populations of large numbers (thousands to hundreds of thousands) of individual molecules are imaged in single cells and localized with a precision of ~10-30 nm. Data obtained can be applied to understanding the nanoscale spatial distributions of multiple protein types within a cell. One primary advantage of this technique is the dramatic increase in spatial resolution: while diffraction limits resolution to ~200-250 nm in conventional light microscopy, FPALM can image length scales more than an order of magnitude smaller. As many biological hypotheses concern the spatial relationships among different biomolecules, the improved resolution of FPALM can provide insight into questions of cellular organization which have previously been inaccessible to conventional fluorescence microscopy. In addition to detailing the methods for sample preparation and data acquisition, we here describe the optical setup for FPALM. One additional consideration for researchers wishing to do super-resolution microscopy is cost: in-house setups are significantly cheaper than most commercially available imaging machines. Limitations of this technique include the need for optimizing the labeling of molecules of interest within cell samples, and the need for post-processing software to visualize results. We here describe the use of PAFP and PSFP expression to image two protein species in fixed cells. Extension of the technique to living cells is also described.

We demonstrate the use of fluorescence photo activation localization microscopy (FPALM) to simultaneously image multiple types of fluorescently labeled molecules&#160;within cells. The techniques described yield the localization of thousands to hundreds of thousands of individual fluorescent labeled proteins, with a precision of tens of nanometers&#160;within single cells.

Localization-based super resolution microscopy can be applied to obtain a spatial map (image) of the distribution of individual fluorescently labeled ...

Rapid Analysis and Exploration of Fluorescence Microscopy Images

Despite rapid advances in high-throughput microscopy, quantitative image-based assays still pose significant challenges. While a variety of specialized image analysis tools are available, most traditional image-analysis-based workflows have steep learning curves (for fine tuning of analysis parameters) and result in long turnaround times between imaging and analysis. In particular, cell segmentation, the process of identifying individual cells in an image, is a major bottleneck in this regard.
Here we present an alternate, cell-segmentation-free workflow based on PhenoRipper, an open-source software platform designed for the rapid analysis and exploration of microscopy images. The pipeline presented here is optimized for immunofluorescence microscopy images of cell cultures and requires minimal user intervention. Within half an hour, PhenoRipper can analyze data from a typical 96-well experiment and generate image profiles. Users can then visually explore their data, perform quality control on their experiment, ensure response to perturbations and check reproducibility of replicates. This facilitates a rapid feedback cycle between analysis and experiment, which is crucial during assay optimization. This protocol is useful not just as a first pass analysis for quality control, but also may be used as an end-to-end solution, especially for screening. The workflow described here scales to large data sets such as those generated by high-throughput screens, and has been shown to group experimental conditions by phenotype accurately over a wide range of biological systems. The PhenoBrowser interface provides an intuitive framework to explore the phenotypic space and relate image properties to biological annotations. Taken together, the protocol described here will lower the barriers to adopting quantitative analysis of image based screens.

Here we describe a workflow for rapidly analyzing and exploring collections of fluorescence microscopy images using PhenoRipper, a recently developed image-analysis platform.

신속한 분석 및 형광 현미경 이미지의 탐사

Despite rapid advances in high-throughput microscopy, quantitative image-based assays still pose significant challenges. While a variety of specialized ...

Visualizing Stromule Frequency with Fluorescence Microscopy

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but whose functions remain mysterious. Alongside growing attention on the role of chloroplasts in coordinating plant responses to stress, interest in stromules and their relationship to chloroplast signaling dynamics has increased in recent years, aided by advances in fluorescence microscopy and protein fluorophores that allow for rapid, accurate visualization of stromule dynamics. Here, we provide detailed protocols to assay stromule frequency in the epidermal chloroplasts of Nicotiana benthamiana, an excellent model system for investigating chloroplast stromule biology. We also provide methods for visualizing chloroplast stromules in vitro by extracting chloroplasts from leaves. Finally, we outline sampling strategies and statistical approaches to analyze differences in stromule frequencies in response to stimuli, such as environmental stress, chemical treatments, or gene silencing. Researchers can use these protocols as a starting point to develop new methods for innovative experiments to explore how and why chloroplasts make stromules.

Protocols to investigate the dynamics of chloroplast stromules, the stroma-filled tubules that extend from the surface of chloroplasts, are described.

형광 현미경으로 Stromule 주파수를 시각화

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but ...

Mixed Primary Cultures of Murine Small Intestine Intended for the Study of Gut Hormone Secretion and Live Cell Imaging of Enteroendocrine Cells

The gut is the largest endocrine organ of the body, with hormone-secreting enteroendocrine cells located along the length of the gastrointestinal epithelium. Despite their physiological importance, enteroendocrine cells represent only a small fraction of the epithelial cell population and in the past, their characterization has presented a considerable challenge resulting in a reliance on cell line models. Here, we provide a detailed protocol for the isolation and culture of mixed murine small intestinal cells. These primary cultures have been used to identify the signaling pathways underlying the stimulation and inhibition of gut peptide secretion in response to a number of nutrients and neuropeptides as well as pharmacological agents. Furthermore, in combination with the use of transgenic fluorescent reporter mice, we have demonstrated that these primary cultures become a powerful tool for the examination of fluorescently-tagged enteroendocrine cells at the intracellular level, using methods such as patch clamping and single-cell calcium and cAMP-FRET imaging.

This protocol describes the isolation and culture of mixed murine small intestinal cells. These primary intestinal cultures enable the investigation of signaling pathways underlying gut peptide secretion using a number of techniques.

장 내분비 세포의 굿 호르몬 분비의 연구 및 라이브 세포 이미징을위한 의도 된 쥐 소장의 혼합 차 문화

The gut is the largest endocrine organ of the body, with hormone-secreting enteroendocrine cells located along the length of the gastrointestinal ...

Fluorescence Recovery after Photobleaching of Yellow Fluorescent Protein Tagged p62 in Aggresome-like Induced Structures

Fluorescence recovery after photobleaching (FRAP)&#160;is a microscopy technique that can be used to quantify protein mobility in live cells. In a typical FRAP experiment, steady-state fluorescence is observed by repeated imaging with low-intensity laser light. Subsequently, the fluorescent molecules are rapidly and irreversibly impaired via brief exposure to high-intensity laser light. Information about protein mobility is obtained by monitoring the recovery of fluorescence. We used FRAP to determine the mobility of p62 in aggresome-like induced structures (ALIS) in murine macrophages after stimulation with lipopolysaccharide (LPS). Because many existing FRAP protocols are either incomplete or complex, our goal was to provide a comprehensive, practical, and straightforward step-by-step protocol for FRAP experiments with live cells. Here, we describe RAW264.7 macrophage transfection with yellow fluorescent protein-p62 (YFP-p62), induction of ALIS by exposing the cells to LPS, and a step-by-step method for collecting prebleach and postbleach FRAP images and data analysis. Finally, we discuss important factors to consider when conducting a FRAP experiment.

We describe a comprehensive and practical protocol for fluorescence recovery after photobleaching experiments with live cells. Although the protocol was used to measure the mobility of yellow fluorescent protein-tagged p62 in aggresome-like induced structures, it can be applied to a variety of microscopy systems and fluorescent proteins.

Aggresome 같은 유도 구조에서 Photobleaching의 황색 형광 단백질 태그 p62 후 형광 복구

Fluorescence recovery after photobleaching (FRAP)&#160;is a microscopy technique that can be used to quantify protein mobility in live cells. In a typical ...