Name: in vitro reconstitution of light-harvesting complexes of plants and green algae
Uploaded: 2014-10-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 55 s
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This work was supported by the European research council by a ERC starting/consolidator grant to RC and by the Dutch Foundation for research on matter (FOM) via a FOM program (10TM01).

시금치 잎에서 1 전체 안료 추출 <ol><li> 저온 분쇄 완충액 100ml에 시금치 잎 (~ 20g) 중 하나 소수 20 초 동안 균질화 믹서를 사용하여 (표 1 참조). </li><li> 4 ℃에서 10 분 동안 1,500 XG에 20 μm의 원심 여과 공경 나일론 헝겊이 층을 통해 용액을 필터. </li><li> 소프트 아티스트 엽록체를 포함하는 펠릿을 냉 세척 완충액 1 ㎖에 재현 탁 페인트 브러시 (표 1 참조). 펠릿을 재현 탁되면, 4 ℃에서 10 분 동안 10,000 XG에 세척 버퍼와 원심 분리기 50 ㎖ 솔루션을 추가합니다. </li><li> 세척 완충액 50 ㎖ 중의 펠릿 (틸라코이드)를 부드럽게 재현 탁 상등액을 제거하고 (표 1 참조). </li><li> 4 ° C에서 10 분 동안 10,000 XG에 솔루션을 원심 분리기 완전히 뜨는을 제거합니다. 이 시점에서, 안료 산화를 피하기 위하여, 어둠 속에서 다음 단계를 수행한다. </리&gt; <li> 나 2 CO 3와 버퍼링 80 % 아세톤 20 ㎖가 색소를 추출하는 (표 1 참조)에 추가 ~. 가끔 텍싱, 10 분 동안 얼음에 솔루션을 둡니다. </li><li> 4 ° C에서 15 분 동안 12,000 XG에서 원심 분리하여 세포 성분 펠렛. NOTE : 안료가 완전히 추출하지 않는 경우, 펠릿은 녹색 컬러가 1.6이 반복되어야 넘어 간다. </li><li> 분리 깔때기에 상층 액을 수집합니다. , 디 에틸 에테르의 0.4 볼륨을 추가 흔들어 및 가스를 배출하는 밸브를 엽니 다. </li><li> 0.33 M의 NaCl 0.8 볼륨을 추가하고 적극적으로 섞는다. 층을 분리하기위한 ~ 10 분을 허용합니다. 상단에있는 에테르 단계는 추출 된 안료가 포함되어 있습니다. 맑은 낮은 단계를 제거합니다. NOTE : 분리가 명확하지 않은 경우, 고정 및 상분리를 개선하기위한 해결책을 해동. </li><li> 적당한 유리 용기에 분리 깔때기의 위로부터 부어 에테르를 제거합니다. 할머니 한 숟가락을 추가하여 드라이신경근 무수 황산나트륨. 용액을 소용돌이 에테르로부터 수분을 흡수하는 건조제를 위해 ~ 5 분을 허용한다. 참고 : 황산 나트륨이 완전히 뭉쳐 나타나는 경우이 단계를 반복; 에테르가 충분히 건조 될 때 약간의 자유 부동의 결정이 있어야합니다. 수층을 형성하는 경우, 추가로 황산나트륨 무수물을 첨가하기 전에 파스퇴르 피펫으로이를 제거한다. </li><li> 뒤에 황산나트륨 고체 떠나 새로운 유리 용기에 에테르를 경사 분리한다. </li><li> 로터리를 Speedvac 또는 N 2 기류하에 에테르를 증발시키고. </li><li> 100 % 아세톤 10ml에 완전히 녹이고, 안료. </li><li> 80 % 아세톤 1 ㎖ 중에 소량 (~ 3 μL)으로 희석하고 흡수 스펙트럼을 측정하고 으악 등에 의해 기재된 방법에 엽록소 a / b를 비와 엽록소 농도를 결정한다. (1989) 15. </li><li> 아세톤 때까지 분취 액을 로터리를 Speedvac 또는 N 2 흐름하에 건조 안료완전히 증발. -80 ° C에서 건조 된 안료를 저장합니다. </li></ol> 시금치의 카로티노이드의 2 추출 <ol><li> 단계 1.5로 1.1을 따르십시오. 이 시점에서, 안료 산화를 피하기 위하여, 어둠 속에서 다음 단계를 수행한다. </li><li> 안료를 추출 나 2 CO 3 (표 1 참조)로 버퍼링 ~ 50 ㎖의 96 % 에탄올에서 틸라코이드 펠렛을 재현 탁. 5 분 동안 얼음에 솔루션을 둡니다. </li><li> 4 ° C에서 15 분 동안 12,000 XG에서 원심 분리하여 세포 성분 펠렛. NOTE : 안료가 완전히 추출하지 않는 경우, 펠릿은 녹색 컬러가 2.2이 반복되어야 넘어 간다. </li><li> 상층 액을 수집하고 (/ V w) 비누화을 시작하는 80 % KOH의 0.1 볼륨을 추가합니다. </li><li> 4 ° CO / N에 솔루션을 남겨 단단히 뚜껑을 닫고 빛으로부터 보호. </li><li> 분리 깔때기에 솔루션을 수집합니다. 디 에틸 에테르의 1 볼륨을 추가하고 부드럽게 섞는다. </li><li> 0.8 권 추가0.33 M의 NaCl을 메와 부드럽게 섞는다. 층을 분리하기위한 ~ 10 분을 허용합니다. 상단에 오렌지 에테르 단계는 비누화 된 카로티노이드가 포함되어 있습니다. 깔때기의 콕을 통해 배출하여 녹색 낮은 단계를 제거합니다. </li><li> 물 3 볼륨을 추가하고 수산화 칼륨을 제거하기 위해 부드럽게 섞는다. 층이 분리 할 수​​ 있습니다. NOTE : 상부 위상 흐린 나타나면 NaCl을 소량의 추가 (예 3 용액 200 ㎖의 염화나트륨 g) 및 부드럽게 소용돌이 용해. </li><li> 깔때기의 콕을 통해 배출하여 낮은 단계를 제거합니다. </li><li> 팔로우은 1.13에 1.10 단계를 반복합니다. </li><li> 80 % 아세톤 1 ㎖ 중에 소량 (~ 3 μL)을 희석하고 80 % 아세톤 440 nm에서 흡수 스펙트럼을 측정한다. 농도를 측정하기 위해, 카로티노이드의 평균 계수 멸종을 사용하여 다음과 같은 식 (16) (440 = 255 ε) : 승용차 [㎎ / ㎖] = (절대 440 나노 미터 / 225) X 11 (광로) = 1cm. </li><li> 나누어지는 및 carotenoi 건조를 Speedvac 또는 일부 디 에틸 에테르 때까지 N이 스트림에서 DS는 증발되고있다. -80 ° C에서 건조 된 안료를 저장합니다. </li></ol> 클라 미도 모나스에서 3 전체 안료 및 카로 티 노이드 추출 reinhardtii를 <ol><li> C. 성장 표면에 액체 배양의 작은 금액을 확산하여 배양 접시에 고체 TAP 매체 17 reinhardtii에서. 20 μmol의 사진 PSA의 m -2 초 연속 조명 속에서 성장 -1 세포의 녹색 층이 보일 때까지. </li><li> 무균 접종 루프를 사용하면, C. 소량 수확 고체 TAP 매체로부터 reinhardtii를하고 1 L 플라스크에 TAP 매체 (17)의 500 ML에 세포를 넣어. 20 μmol의 사진 PSA의 m -2 sec의 연속 조명 속에서 170 rpm에서 교반과 함께 25 ° C에서 문화를 성장 -1. </li><li> 5-6일 후, 배양은 대수 위상의 단부에 도달한다 (6 × 106 세포 / ㎖또는 750 nm에서 2-2.5 광학 밀도). 4 ° C에서 15 분 동안 4,000 XG에 문화를 원심 분리기. </li><li> 총 색소 추출의 경우, 단계 1.15에 1.6을 따릅니다. </li><li> C.의 전체 성장 배양 500ml의 전체 안료에서 시작 추출물의 수율 reinhardtii를는 + B / ㎖ 0.5 밀리그램 CHL의 농도와 용액의 약 5 ㎖이다. </li><li> 카로티노이드 추출의 경우, 단계 2.12에 2.2을 따릅니다. </li></ol> 봉입체의 4 정제 <ol><li> 표준 분자 생물학 방법을 사용하여 융합 된 C-말단 태그 그의 결과 발현 벡터에 관심 LHC 단백질의 코딩 서열을 복제. E.으로이 구조를 변환 같은 BL21 (DE3)와 같은 호스트 대장균 균주. </li><li> 준비 용해 완충액 세제 버퍼 트리톤 버퍼, TE (표 1), 1 M 이소 프로필 β-D-1-티오 갈 락토 피 라노 시드 (IPTG)과 적절한 항생제 LB 배지 18. </li><li> 자장 선택전자 E. 표준 절차 (6)를 사용하여 적절한 항생제 LB 배지 ~ 5 ㎖ 중에 갓 스트리킹 플레이트에서 발현 클론을 함유하는 대장균 콜로니. 적어도 16 시간 동안 220 rpm으로 교반과 함께 37 ° C에서 성장. </li><li> O의 2.5 ML을 추가 / 적절한 항생제로 보충 LB 250 ㎖와 1 L 삼각 플라스크에 넣고 N 문화. </li><li> 2 ~ 3 시간 동안 세포를 성장 220 rpm에서 37 ° C에서 (또는 OD 때까지 600 ~ 0.6)입니다. </li><li> 최종 농도 1mM IPTG 추가. 220 rpm으로 3 ~ 4 시간에 37 ° C에서 세포 성장을 계속합니다. </li><li> 미리 무게를 원심 분리 관에 4 ° C에서 5,000 XG에 10 분 동안 문화를 원심 분리기. 철저하게 뜨는을 취소하고 다시 무게와 원심 분리기 튜브의 무게를 뺀 무게에게 펠렛을 결정합니다. </li><li> E.을 재현 탁 0.8 ㎖ / 격렬하게 볼 텍싱에 의한 용해 완충액 g에서 대장균 세포 펠렛. NOTE : 대안 적으로, 세포 펠릿을 -80에서 냉동 될 수있다나중에 사용하기 위해 C. 동결 된 펠릿을 시작하는 경우, 용해 버퍼를 첨가하기 전에 완전 해동 할 수있다. </li><li> 세포의 g 당 라이소자임의 2 mg을 추가하고, 30 분 동안 가끔 소용돌이로 교반 젖은 얼음에 품어. </li><li> 20 μg / ml의 DNase를, 10 mM의 MgCl2를, 1 ㎜의 NaCl, 20 μg / ml의 RNAse가를 추가합니다. 소용돌이와 30 분 동안 얼음에 넣어. </li><li> 세포의 g 당 차가운 세제 버퍼의 두 ML을 추가합니다. 잘 혼합하고 5 분 동안 RT를 유지합니다. </li><li> 2 ㎖의 원심 분리기 튜브에 전송 (필요한 경우이 튜브로 분할). 4 ° C에서 12,000 XG에 10 분 동안 원심 분리기는 봉입체 펠렛. </li><li> 버퍼 차가운 트리톤의 1 mL를 넣고 완전히 음파에 의해 펠렛을 (20 초 간격으로 3 펄스 × 5 초 × 50 % 전력) 재현 탁. 참고 : 음파 동안 감기를 유지하기 위해 얼음 물에 둘러싸인 작은 비커에 튜브를하게한다. 다수의 튜브의 경우에는, 재 부유 한 후 튜브로 재현 탁 봉입체를 결합한다. </li><li> 12,000에서 10 분 동안 원심 분리기4 ° C에서 XG는 봉입체 펠렛. </li><li> 단계를 반복 4.13과 4.14 두 번. </li><li> 트리톤 버퍼를 제거하기위한 최종 세척 음파 감기 TE 1 ㎖에서 봉입체를 재현 탁. 4 ° C에서 12,000 XG에 10 분 동안 원심 분리기는 봉입체 펠렛. </li><li> 음파에 의한 냉간 TE 1 ㎖에 펠렛을 재현 탁. </li><li> 이러한 브래드 포드 분석법 (19)과 같은 표준 방법에 의해 단백질 농도를 평가한다. -20 ° C에서 봉입체의 저장 분취. </li></ol> (5)의 재구성 흡광도 QY 영역 (600-750 nm의)에서 측정 할 때이 프로토콜은 일반적으로 4 OD으로 재구성 단백질의 1-2 ML을 얻을 수 있습니다. 치료는 절차 중에 적절한 비율을 유지하기 위해 취해 져야한다하더라도 수량은 원하는대로 조정될 수있다. <ol><li> 배의 재구성 버퍼, 20 % OG, 2 M의 KCl, TE : 표 1에 설명 된대로 다음과 같은 솔루션을 준비합니다. 다음의를 수행희미한 빛 TEPS. </li><li> 2 ml의 미세 원심 분리 튜브에 400 ㎕의 TE의 총 LHC 봉입체의 800 μg을 재​​현 탁. 배의 재구성 버퍼와 소용돌이 짧게의 400 μl를 추가합니다. </li><li> 10 mm의 최종 농도를 가지고 β-메르 캅토 에탄올 (주 14.8 M)의 0.6 μl를 추가합니다. 98 ° C에서 1 분 동안 단백질을 가열. 3 분 동안 실온에서 소용돌이 짧게 장소. </li><li> 적극적으로 1 ~ 2 분 동안 목욕 초음파 분쇄기에 1 분 또는 장소를 텍싱 30 ㎕의 100 % EtOH로 총 건조 엽록소 안료의 500 μg 플러스 80 μg 카로티노이드 색소를 재현 탁. </li><li> 4 ° C에서 15,800 XG에서 ~ 30 초 안료 혼합 스핀 더 펠릿이 없음을 확인합니다. 펠릿이 있으면 텍싱 및 / 또는 초음파 처리를 반복한다. 중요 : 재 부유 스핀 후 즉시 단백질에 안료를 추가하거나 통합 할 수 있으며, 다시 재현 탁해야합니다. </li><li> 텍싱하면서 천천히 냉각 단백질 안료 믹스를 추가합니다. 소용돌이 5-10의 계속젖은 얼음에 EC와 장소 튜브. 단백질이 튜브의 상단을 오버 플로우 수도 적극적으로 와동하지 않도록주의하십시오. </li><li> 20 % 옥틸 β-D-글루 코피 라노 시드 (OG) (최종 농도 2 %), 소용돌이 짧게의 94 μl를 추가하고 얼음 10 분 계속. </li><li> 잠깐의 KCl이 M (최종 농도 150 ~ 200 밀리미터), 소용돌이의 90 μl를 추가하고 얼음 20 분 계속. 참고 : 열 준비 (6 절)는이 시간에 시작할 수 있습니다. </li><li> 4 ° C에서 15,800 XG에 10 분 동안 스핀. 10 ML 튜브에 (LDS 침전) 펠렛을 방해하지 않고 뜨는을 제거합니다. 추위와 빛으로부터 보호하십시오. </li></ol> (6) 니켈 열 정화 <ol><li> OG 버퍼, OG 린스 버퍼, 용출 버퍼 : 표 1에 설명 된대로 다음과 같은 솔루션을 준비합니다. </li><li> 공기는이 단계와 다음 단계에서 열 내부로 들어갈 없다는 것을 보장 연동 펌프에 니켈 - 세파 로즈 컬럼 (1 ㎖) 또는 이와 동등한를 연결합니다. </li><li> t의 속도를 설정그는 1 ml / 분으로 펌핑 및 저장 용액을 제거하기 위해 물 5-10 ml의 컬럼을 헹군다. </li><li> OG 버퍼의 3 ~ 4 mL를 열 평형. </li><li> 컬럼에 단백질 시료와 부하에 OG 버퍼의 3-4 ML을 추가합니다. 참고 : 단백질이 LDS 제거 후 이상 10 분 동안 얼음에 앉아 한 경우 1 분 추가 LDS 침전을 제거하기 위해, 4 ° C에서 15,800 XG에 다시 회전. </li><li> OG 버퍼 5 ㎖로 컬럼을 씻어. </li><li> OG 린스 버퍼의 두 ㎖로 컬럼을 씻어. </li><li> 3 ㎖의 용출 완충액으로 단백질을 용출 바인딩. 재구성 된 단백질을 포함하는 녹색 용출를 수집합니다. 참고 :이 일반적으로 총 약 1 ML입니다. </li></ol> 7 자당 기울기 원심 분리 <ol><li> 자당 용액, 0.06 %의 β-DM, 0.01 M HEPES, pH가 7.6 표 1에 설명 된대로 다음과 같은 솔루션을 준비합니다. </li><li> -20 ° CO / N 오에서 자당 용액 및 동결로 초 원심 분리기 튜브 채우기R -80 ° C에 대해 적어도 1 시간. </li><li> 냉장고에서 튜브를 제거하고 4 ° C에서 방해받지 않고 해동 할 수 있습니다. 참고 : 동결 / 해동 과정은 0.1 ~ 1 M 자당에 그라데이션을 만듭니다. 15 ML 튜브는 일반적으로 약 3 시간에 해동. </li><li> 조심스럽게 상단에서 단계 6.8에서 니켈 세파 로즈 컬럼에서 용출 녹색 부분과 동일한 볼륨을 제거합니다. 그런 다음 그라데이션을 방해하지 않도록 천천히 위쪽에 재구성 된 샘플을로드합니다. </li><li> 가속 및 브레이크없이 중지를 느리게 설정 18 시간 동안 SW-41 SW-60 스​​윙 버킷 로터를 사용하여 초 원심 분리기의 균형 튜브와 4 ° C에서 200,000 XG에 스핀. </li><li> 조심스럽게 집게로 튜브 홀더에서 구배를 꺼내. 상단에서 분획을 수집하는 무딘 개구가 긴 바늘과 주사기를 사용한다. 참고 : 다른 방법으로, 바늘로 튜브를 관통하고 방울을 수집하여 바닥에서 분수를 수집합니다. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

막 단백질은 공부를 너무 쉽게하지 않습니다. 기본 막 단백질의 분리는 단백질에 손상을 필수 보조 인자를 제거 할 수있는 세제와 지질 이중층을 가용화 할 필요성에 의해 복잡해진다. 이 단백질은 또한 생물학적 막에서 낮은 수준으로 존재할 수있는, 또는 하나의 어려운 착물 정제를 만든다 광 수확 복합체의 경우에서와 같이, 밀접하게 관련된 단백질과 혼합 될 수있다. E.에서 이종 단백질 발현 대장균 및 체외 재구성에 이러한 문제를 회피 할 수있는 가능성을 제공한다. 체외 균질성 (24)에 정제 할 수없는 복합체를 연구하기 위해 사용될 수있다 네이티브 착체 20,21,23 따라서의 것과 매우 유사한 특성을 가지고 착체의 재구성 및 접힌 단백질 결과 정화용 - 27. 이 방법은 attainab 쉽게이다 시금치를 사용총 안료 및 카로티노이드 준비를위한 소스로 제작 : 일년 내내. 조류 네이티브 단백질의 일부​​ reconstitutions 들어, 해조류로부터 정제 안료의 사용으로 인해 상이한 안료 조성물에 바람직하다. 엽록소 a / b를 비와 엽록소 / 차 안료 비율에 관계없이 소스 동일하게 남아있다. 그것은 재구성의 효율은 일반적으로 약 35 % 28 것을 깨닫는 것이 중요하다. 그러므로 그것은 재구성 후의 용액으로부터 비 바운드 안료 펼친 아포 단백질을 제거 할 필요가있다. 두 단계의 정제 프로토콜 (또한 결과 참조)이 프로토콜에 제시되어있다. 그러나 자당 구배 단계 apo- 및 홀로 - 단백질의 완전한 분리를 허용하지 않는다는 것을 주목해야한다. 아포 단백질을 측정 기능을 방해하지 않는, 따라서 안료를 함유하지 않으며, 대부분의 경우 이러한 분석은 문제가되지 않는다. 그러나, 케이스에 완전히 FR에서 아포 단백질을 제거 할 필요가있다재구성 된 복합체를 (예를 들어, 단백질의 화학 양론에 안료를 계산하기 위해) 함유 액션, 음이온 교환 칼럼 (참고 Passarini 외. 자세한 2009 29)이 사용될 수있다. 용량은 시험 관내에서 격리 안료 재조합 광 수확 단백질 접힘하기 때문에 생성 된 복합체의 특성을 변경하는 다양한 방법으로 재구성 &quot;환경&quot;을 변경하여 복합체를 &quot;조작&quot;할 기회를 제공한다. 예를 들어, 재구성시 안료 조성물을 변경하면 변경된 안료 조성물과 복합 될 수있다. 이 기능은 다양한 안료 복합체의 구조 및 안정성에 미치는 영향을 연구하기 위해 이용 될 수있다. 1과 2.9의 엽록소 / 차 비율 : 보통 시금치에서 얻어진 안료 (3)의 준비는 엽록소 A / B의 비율이 1. 이 비율은 일반적으로 N과 동일한 특성을 갖는 재구성 된 단백질을 생산하나를 극상. 33 - 그러나 정제하여 엽록소의 A 또는 B의 첨가에 의해 엽록소 A / B 비의 조정은 결합 부위 (30)의 선택도를 변화로 인해 다른 안료의 결합에 영향을 미칠 수있다. 안료 결합 부위의 대부분은 엽록소의 엽록소 또는 B에 대한 선택적 완전히 아니지만, 모두를 수용 할 수 있기 때문에, 가능하지만 서로 다른 친 화성으로 10,30,34. 38 - 유사한 방식으로, 카로티노이드 결합 부위는 하나 이상의 종 8,35 크 산토 필을 수용 할 수 있도록 도시 하였다. CP26, 각종 안료 조성물을 사용 고등 식물, 다른 안료 - 단백질 복합체의 다른 reconstitutions 39은 표 2에 나타낸다. reconstitutions 선택된 특정 안료 (39)에 대한 결합 부위의 친화도를 평가하기 위해 사용되었다. 그것은 동일한 안료와 C 복합체를 얻기 위해 그 흥미 롭다1 : 기본 하나 omposition는 안료 혼합의 엽록소 a / b를 비는 3이어야합니다. 이 고등 식물 20,40 모든 LHC 착물에 대한 경우 일 것 같다. 재구성 기술과 분자 생물학의 조합은 엽록소 결합 복합체의 특성을 더 자세히 연구 할 수 있습니다. 44 - 착물, 또는 단백질 - 단백질 상호 작용에 관여 그들의 안정성 및 접힘에 다른 단백질 도메인의 중요성은, 아포 단백질을 절단 또는 랜덤 돌연변이 유발 8,41보기를 수행하여 결정 하였다. 52 - 다른 안료의 코디에 중요한 단일 아미노산 잔기 개별 안료의 특성을 분석하거나 복잡한 10,28,29,45의 기능과 안정성에 대한 그들의 기여를 평가하기 위해 부위 특이 적 변이를 통해 변경 될 수있다. 그림 6은 함께 Lhcb4 (CP29)를 재구성위치 (216) (53)에서 히스티딘의 돌연변이. 야생형과 돌연변이 착체의 안료 조성물의 비교 돌연변이 표적 사이트 WT 복잡 엽록소의 수용을 나타내는, 분자 하나 엽록소의 손실을 유도하는 것을 나타낸다. WT 및 돌연변이의 흡수 스펙트럼의 차이는, 안료 함량에 따라 정규화, 또한 분실 된 안료의 흡수 특성을 나타낸다. 이 경우, 차이는 엽록소 His216에 의해 조정이 파장에서 흡수 (이 돌연변이에 대한 자세한 내용 및 분광 특성이 Mozzo 등. 2,008 53 참조)을 나타내는, 680 nm에서 주 피크에서 볼 수 있습니다. 돌연변이 분석은 또한 안료 (54)의 광학적 특성에 대한 환경의 영향을 결정하기 위해 사용될 수있다. 결론적으로, 광 수확 단백질 용이 안료 PROTEI 결과 시험 관내에서 재구성 될 수있다네이티브 단지와 매우 유사한 특성을 갖는 n 개의 단지. 또한 추가 연구에 대한 높은 수율 및 순도 단백질 준비를 제공하면서 이러한 방법으로, 기본 단백질을 분리하는 어려움이 제거된다. (3)의 중요성 : 정통 복합체의 제조 1 엽록소 A / B 비를 강조하고, 재구성 된 야생형 및 돌연변이 LHCs의 예는 기술의 애플리케이션을 예시하기 위해 제공된다.

식물과 조류의 광합성 장치는 세포막 (CHL) 엽록소를 결합 단백질, B (CHL의 b) 및 카로티노이드 (자동차)를 포함한다. 이러한 안료 단백질 복합체 수확 빛 에너지가 2 전하 분리를 촉진하기 위해 사용되는 반응 중심에 그 여기 에너지를 전송하는 활성이다. 그들은 또한 높은 광 손상 3,4에서 광합성기구를 보호 규제 피드백 메커니즘에 참여하고 있습니다. 광 수확 복합체 (LHCs)는 식물과 조류 5에 관련된 단백질의 큰 가족으로 구성되어있다. 가족의 각 구성원의 균일 한 정제 단지의 매우 유사한 화학적 및 물리적 특성에 의해 복잡하게되었습니다. 또한, 정제 절차는 종종 그러한 지질 등의 안료 또는 기타 보조 인자의 잠재적 인 손실이 발생할. 관내 재구성을 represenTS 강력한 방법은 이러한 문제점을 극복한다. 광계 II (LHC-II)와 관련된 LHC는 첫째 연구진은 식물 엽록체 별도로 delipidated 단백질과 색소를 추출 하였다. 1,987 일에 Plumley 슈미트에 의해 시험관 내에서 재구성 한 후 리튬의 존재 안료 열 변성 단백질을 결합했다 동결 융해 하나의 3주기 다음 도데 실 황산염 (LDS). 그들은 재구성 된 LHC 단지의 분광 특성은 식물에서 정제 단지와 매우 유사한 것으로 나타났다. 미생물에서 정제 된 복합체를 분리의 어려움과 함께 (때문에) 고유의 자기 조립 (self-assembly) 기능에 LHC 색소 단백질 복합체 가능성을 재구성의 용이성, 다른 연구자에 의한 방법의 빠른 채택되었다. 대장균 (E. 콜라이)에서 과발현 광합성 단백질의 재구성은 1990 년 6 폴슨과 동료들에 의해 달성되었다. E. 투표대장균 과발현 막 단백질은 전형적으로, 봉입체에 포함되는 기능들이 정제. 재구성은 단백질 폴딩을 개시 안료 첨가하여 LDS의 존재하에 포함하는 재조합 단백질을 봉입체의 열 변성을 통해 달성된다. LHCII 착체 접이식 두 단계 프로세스이다 : 첫째, 엽록소가 1 분 미만에 바인딩; 둘째, 엽록소 B는 몇 분 동안 7 바운드 및 안정화된다. 폴딩의 동력학에 대한 통찰력을 제공 할뿐만 아니라, 부위 특이 적 변이와 결합 관내 재구성 특정 아미노산의 안정성에 중요한 아미노산 (예를 들면, 8,9) 또는 안료 조정의 식별을 허용하고있다 (예를 들어, 10). 이러한 안료 조성물 또는 세제 등의 파라미터를 조절함으로써 리 폴딩 조건의 조작도 비판적 요소를 식별 한같은 LHCII 컴플렉스의 크 산토 필의 요구 사항으로 적절한 폴딩에 대한 리터 (예를 들어, 1,11). 또한, 상기 복합체에 결합 된 개별 안료의 특성의 조사는 생체 내에서 재구성 된 복합체를 사용하는 것이 가능하고있다 (예를 들어, 10). 여기에 설명 된 방법은 안료의 분리 (엽록소와 카로티노이드) 시금치에서와 녹조류 인 Chlamydomonas reinhardtii를 시작합니다. E.에서 LHC 단백질의 발현 및 정제를 봉입체의 형태로 대장균이어서 니켈 친 화성 칼럼에 의해 LHC의 재구성 및 후속 정제 한 후, 상술된다. 최종 단계에서, 상기 재구성 된 착체는 자유 염료 및 펼친 아포 단백질을 제거 할 수 크로스 구배 원심 분리에 의해 정제된다. 이 프로토콜을 통해 서로 다른 실험실에서 도입 된 몇 가지 수정 사항을 통합 최적화 된 절차를 나타냅니다시간 1,6,10,12 -14.

<table><tbody><tr><td>HisTrap HP</td><td>GE Healthcare</td><td>17-5247-01</td><td></td></tr><tr><td>Nylon cloth&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>20 &amp;mu;m pores</td></tr><tr><td>Soft artists paint brush&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NONIDET P-40</td><td>Sigma</td><td>74385</td><td></td></tr><tr><td>Beta-DM</td><td>Sigma</td><td>D4641</td><td></td></tr><tr><td>DNAase</td><td>ThermoScientific</td><td>EN0525</td><td></td></tr><tr><td>Milk Powders</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>RNAase</td><td>ThermoScientific</td><td>EN0531</td><td></td></tr><tr><td>Sonicator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Octyl &amp;beta;-D-glucopyranoside</td><td>Sigma</td><td>O8001&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ultracentrifuge XL</td><td>Beckman-Coulter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>TAP medium</td><td></td><td></td><td>see reference 17</td></tr><tr><td>LB medium</td><td></td><td></td><td>see reference 19</td></tr></tbody></table>

in vitro reconstitution of light-harvesting complexes of plants and green algae

식물과 녹조류에서, 빛은 빛 수확 단지 (LHCs), 엽록소와 카로티노이드 좌표 세포막 단백질의 가족에 의해 캡처됩니다. 생체가,이 단백질이 틸라코이드 막에 삽입 복합체를 형성하는 안료로 접혀 엽록체의. 이들이 쉽게 분리 중에 안료를 잃을 수 있다는 사실과 가족의 구성원의 화학적 및 물리적 특성에 높은 유사성은, 기본 상태에서의 정제 도전한다. LHCs의 균질 한 제제를 얻는 다른 방법은 (는) 고유의 것과 매우 유사한 성질을 갖는 복합체의 결과 정제 된 안료 및 펼친 apoproteins에서부터 시험 관내에서 이러한 복합체를 재구성 할 수있다였다 보여준 1987 1 Plumley과 슈미트에 의해 개발되었다 단지. 이것은 생체 외 박테리아 발현 용 재조합 단백질의 사용 방법을 연 </em&gt; 재구성. 재구성 방법은 여러 가지 이유로 강력하다 : (1) 개인 착체의 순수한 제제가 얻어 질 수있다, (2) 안료 조성물은 구조와 기능에 대한 기여를 평가하기 위해 제어 될 수있다, (3) 재조합 단백질의 기능을 연구하기 위해 돌연변이 될 수있다 개개의 잔기 (예를 들어, 색소 결합 부위) 또는 단백질 도메인 (예를 들어, 단백질 - 단백질 상호 작용, 접이식)의 역할. 이 방법은 여러 실험실에서 최적화 광 수확 복합체의 대부분에 적용되어왔다. 여기에 설명 된 프로토콜은, 현재 우리 실험실에서 사용되는 시험 관내 광 수확 복합체를 재구성하는 방법을 자세히 상기 방법의 적용을 설명하는 예가 제공된다.

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In Vitro Reconstitution of Light-harvesting Complexes of Plants and Green Algae

This protocol details the reconstitution of light-harvesting complexes in vitro. These integral membrane proteins coordinate chlorophylls and carotenoids and are responsible for harvesting light in higher plants and green algae.

식물과 녹조류의 빛 수확 단지의 체외의 재구성에

In plants and green algae, light is captured by the light-harvesting complexes (LHCs), a family of integral membrane proteins that coordinate chlorophylls ...

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Research

JoVE Journal

Biology

In Vitro Reconstitution of Light-harvesting Complexes of Plants and Green Algae

18.1K 조회수.  VU University Amsterdam. This protocol details the reconstitution of light-harvesting complexes in vitro. These integral membrane proteins coordinate chlorophylls and carotenoids and are responsible for harvesting light in higher plants and green algae.

비디오: In Vitro Reconstitution of Light-harvesting Complexes of Plants and Green Algae

Water in Oil Emulsions: A New System for Assembling Water-soluble Chlorophyll-binding Proteins with Hydrophobic Pigments

Chlorophylls (Chls) and bacteriochlorophylls (BChls) are the primary cofactors that carry out photosynthetic light harvesting and electron transport. Their functionality critically depends on their specific organization within large and elaborate multisubunit transmembrane protein complexes. In order to understand at the molecular level how these complexes facilitate solar energy conversion, it is essential to understand protein-pigment, and pigment-pigment interactions, and their effect on excited dynamics. One way of gaining such understanding is by constructing and studying complexes of Chls with simple water-soluble recombinant proteins. However, incorporating the lipophilic Chls and BChls into water-soluble proteins is difficult. Moreover, there is no general method, which could be used for assembly of water-soluble proteins with hydrophobic pigments. Here, we demonstrate a simple and high throughput system based on water-in-oil emulsions, which enables assembly of water-soluble proteins with hydrophobic Chls. The new method was validated by assembling recombinant versions of the water-soluble chlorophyll binding protein of Brassicaceae plants (WSCP) with Chl a. We demonstrate the successful assembly of Chl a using crude lysates of WSCP expressing E. coli cell, which may be used for developing a genetic screen system for novel water-soluble Chl-binding proteins, and for studies of Chl-protein interactions and assembly processes.

This manuscript describes a simple and high-throughput method for assembling water-soluble proteins with hydrophobic pigments that is based on water-in-oil emulsions. We demonstrate the effectiveness of the method in the assembly of native chlorophylls with four variants of recombinant water-soluble-chlorophyll binding proteins (WSCPs) of Brassica plants expressed in E. coli.

오일 유제에서 물 : 소수성 안료와 수용성 엽록소 결합 단백질을 조립하기위한 새로운 시스템

Chlorophylls (Chls) and bacteriochlorophylls (BChls) are the primary cofactors that carry out photosynthetic light harvesting and electron transport. ...

연구

화학

Isolating and Incorporating Light-Harvesting Antennas from Diatom Cyclotella Meneghiniana in Liposomes with Thylakoid Lipids

The photosynthetic performance of plants, algae and diatoms strongly depends on the fast and efficient regulation of the light harvesting and energy transfer processes in the thylakoid membrane of chloroplasts. The light harvesting antenna of diatoms, the so called fucoxanthin chlorophyll a/c binding proteins (FCP), are required for the light absorption and efficient transfer to the photosynthetic reaction centers as well as for photo-protection from excessive light. The switch between these two functions is a long-standing matter of research. Many of these studies have been carried out with FCP in detergent micelles. For interaction studies, the detergents have been removed, which led to an unspecific aggregation of FCP complexes. In this approach, it is hard to discriminate between artifacts and physiologically relevant data. Hence, more valuable information about FCP and other membrane bound light harvesting complexes can be obtained by studying protein-protein interactions, energy transfer and other spectroscopic features if they are embedded in their native lipid environment. The main advantage is that liposomes have a defined size and a defined lipid/protein ratio by which the extent of FCP clustering is controlled. Further, changes in the pH and ion composition that regulate light harvesting in vivo can easily be simulated. In comparison to the thylakoid membrane, the liposomes are more homogenous and less complex, which makes it easier to obtain and understand spectroscopic data. The protocol describes the procedure of FCP isolation and purification, liposome preparation, and incorporation of FCP into liposomes with natural lipid composition. Results from a typical application are given and discussed.

Isolating and Incorporating Light-Harvesting Antennas from Diatom Cyclotella Meneghiniana in Liposomes with Thylakoid Lipids

Here, we present a protocol to isolate fucoxanthin chlorophyll a/c binding proteins (FCP) from diatoms and incorporate them into liposomes with natural lipid compositions to study excitation energy transfer upon ion composition changes.

분리 및 통합 규조류 Cyclotella Meneghiniana Thylakoid 지질으로 리에서에서 광 수확 안테나

The photosynthetic performance of plants, algae and diatoms strongly depends on the fast and efficient regulation of the light harvesting and energy ...

생화학

Isolation of Physiologically Active Thylakoids and Their Use in Energy-Dependent Protein Transport Assays

Chloroplasts are the organelles in green plants responsible for carrying out numerous essential metabolic pathways, most notably photosynthesis. Within the chloroplasts, the thylakoid membrane system houses all the photosynthetic pigments, reaction center complexes, and most of the electron carriers, and is responsible for light-dependent ATP synthesis. Over 90% of chloroplast proteins are encoded in the nucleus, translated in the cytosol, and subsequently imported into the chloroplast. Further protein transport into or across the thylakoid membrane utilizes one of four translocation pathways. Here, we describe a high-yield method for isolation of transport-competent thylakoids from peas (Pisum sativum), along with transport assays through the three energy-dependent cpTat, cpSec1, and cpSRP-mediated pathways. These methods enable experiments relating to thylakoid protein localization, transport energetics, and the mechanisms of protein translocation across biological membranes.

We present protocols herein for high-yield isolation of physiologically active thylakoids and protein transport assays for the chloroplast twin arginine translocation (cpTat), secretory (cpSec1), and signal recognition particle (cpSRP) pathways.

생리 적으로 활성 Thylakoids 및 에너지 의존 단백질 수송 분석 실험에 있는 그들의 사용의 격리

Chloroplasts are the organelles in green plants responsible for carrying out numerous essential metabolic pathways, most notably photosynthesis. Within ...

Separation of Spinach Thylakoid Protein Complexes by Native Green Gel Electrophoresis and Band Characterization using Time-Correlated Single Photon Counting

The light reactions of photosynthesis are carried out by a series of pigmented protein complexes in the thylakoid membranes. The stoichiometry and organization of these complexes is highly dynamic on both long and short time scales due to processes that adapt photosynthesis to changing environmental conditions (i.e., non-photochemical quenching, state transitions, and the long-term response). Historically, these processes have been described spectroscopically in terms of changes in chlorophyll fluorescence, and spectroscopy remains a vital method for monitoring photosynthetic parameters. There are a limited number of ways in which the underlying protein complex dynamics can be visualized. Here we describe a fast and simple method for the high-resolution separation and visualization of thylakoid complexes, native green gel electrophoresis. This method is coupled with time-correlated single photon counting for detailed characterization of the chlorophyll fluorescence properties of bands separated on the green gel.

Here we present a protocol to separate solubilized thylakoid complexes by Native Green Gel electrophoresis. Green gel bands are subsequently characterized by Time Correlated Single Photon Counting (TCSPC) and basic steps for data analysis are provided.

시금치 기본 그린 젤 전기 이동 법 및 Time-Correlated 단일 광자 계산을 사용 하 여 밴드 특성화 Thylakoid 단백질 복합물의 분리

The light reactions of photosynthesis are carried out by a series of pigmented protein complexes in the thylakoid membranes. The stoichiometry and ...

환경과학

Investigating Tissue- and Organ-specific Phytochrome Responses using FACS-assisted Cell-type Specific Expression Profiling in Arabidopsis thaliana

Light mediates an array of developmental and adaptive processes throughout the life cycle of a plant. Plants utilize light-absorbing molecules called photoreceptors to sense and adapt to light. The red/far-red light-absorbing phytochrome photoreceptors have been studied extensively. Phytochromes exist as a family of proteins with distinct and overlapping functions in all higher plant systems in which they have been studied1. Phytochrome-mediated light responses, which range from seed germination through flowering and senescence, are often localized to specific plant tissues or organs2. Despite the discovery and elucidation of individual and redundant phytochrome functions through mutational analyses, conclusive reports on distinct sites of photoperception and the molecular mechanisms of localized pools of phytochromes that mediate spatial-specific phytochrome responses are limited. We designed experiments based on the hypotheses that specific sites of phytochrome photoperception regulate tissue- and organ-specific aspects of photomorphogenesis, and that localized phytochrome pools engage distinct subsets of downstream target genes in cell-to-cell signaling. We developed a biochemical approach to selectively reduce functional phytochromes in an organ- or tissue-specific manner within transgenic plants. Our studies are based on a bipartite enhancer-trap approach that results in transactivation of the expression of a gene under control of the Upstream Activation Sequence (UAS) element by the transcriptional activator GAL43. The biliverdin reductase (BVR) gene under the control of the UAS is silently maintained in the absence of GAL4 transactivation in the UAS-BVR parent4. Genetic crosses between a UAS-BVR transgenic line and a GAL4-GFP enhancer trap line result in specific expression of the BVR gene in cells marked by GFP expression4. BVR accumulation in Arabidopsis plants results in phytochrome chromophore deficiency in planta5-7. Thus, transgenic plants that we have produced exhibit GAL4-dependent activation of the BVR gene, resulting in the biochemical inactivation of phytochrome, as well as GAL4-dependent GFP expression. Photobiological and molecular genetic analyses of BVR transgenic lines are yielding insight into tissue- and organ-specific phytochrome-mediated responses that have been associated with corresponding sites of photoperception4, 7, 8. Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) of GFP-positive, enhancer-trap-induced BVR-expressing plant protoplasts coupled with cell-type-specific gene expression profiling through microarray analysis is being used to identify putative downstream target genes involved in mediating spatial-specific phytochrome responses. This research is expanding our understanding of sites of light perception, the mechanisms through which various tissues or organs cooperate in light-regulated plant growth and development, and advancing the molecular dissection of complex phytochrome-mediated cell-to-cell signaling cascades.

Investigating Tissue- and Organ-specific Phytochrome Responses using FACS-assisted Cell-type Specific Expression Profiling in Arabidopsis thaliana

The molecular basis of spatial-specific phytochrome responses is being investigated using transgenic plants that exhibit tissue- and organ-specific phytochrome deficiencies. The isolation of specific cells exhibiting induced phytochrome chromophore depletion by Fluorescence-Activated Cell Sorting followed by microarray analyses is being utilized to identify genes involved in spatial-specific phytochrome responses.

에서 외과를 이용한 셀 타입 특정 표현식 프로파일을 사용하여 조직 및 장기 특정 Phytochrome 응답 조사 Arabidopsis thaliana</em

Light mediates an array of developmental and adaptive processes throughout the life cycle of a plant. Plants utilize light-absorbing molecules called ...

생물학

Purification of Active Photosystem I-Light Harvesting Complex I from Plant Tissues

This method is used to isolate Photosystem I (PSI) together with the Light Harvesting Complex I (LHCI), its native antenna, from plants. PSI-LHCI is a large membrane protein complex coordinating hundreds of light harvesting and electron transport factors and is the most efficient light harvesting system found in nature. Photons absorbed by the four LHCA antenna proteins that make up LHCI are transferred through excitonic interaction to the PSI core reaction center and are used to facilitate light-driven charge separation across the thylakoid membrane, providing reducing power and energy for carbon fixation in photoautotrophic organisms. The high quantum efficiency of PSI makes this complex an excellent model to study light-driven energy transfer. In this protocol, plant tissue is mechanically homogenized, and the chloroplasts are separated from the bulk cellular debris by filtration and centrifugation. The isolated chloroplasts are then osmotically lysed, and the thylakoid membranes are recovered via centrifugation and solubilized using the detergent n-dodecyl-beta-maltoside. The solubilized material is loaded onto an anion exchange column to collect most of the chlorophyll-containing complexes. Larger complexes are precipitated from the solution, resuspended in a small volume, and loaded on sucrose gradients to separate the major chlorophyll-containing complexes. The resulting sucrose gradient fractions are characterized to identify the band of interest containing PSI-LHCI. This protocol is highly similar to the protocol used in the crystallization of plant PSI-LHCI with some simplifications and relies on methods developed over the years in the lab of Nathan Nelson.

<meta charset="utf8"></head><body>식물 조직에서 Active Photosystem I-Light Harvesting Complex I의 정제

This protocol describes the isolation of Photosystem I (PSI) - Light Harvesting Complex I (LHCI) from plant tissues. PSI along with PSII is responsible for the conversion of light to chemical energy in oxygenic photoautotrophs and has a quantum efficiency of ~1, making it a target for studying light-driven energy transfer.

식물 조직에서 Active Photosystem I-Light Harvesting Complex I의 정제

This method is used to isolate Photosystem I (PSI) together with the Light Harvesting Complex I (LHCI), its native antenna, from plants. PSI-LHCI is a ...

A New Approach for the Comparative Analysis of Multiprotein Complexes Based on 15N Metabolic Labeling and Quantitative Mass Spectrometry

The introduced protocol provides a tool for the analysis of multiprotein complexes in the thylakoid membrane, by revealing insights into complex composition under different conditions. In this protocol the approach is demonstrated by comparing the composition of the protein complex responsible for cyclic electron flow (CEF) in Chlamydomonas reinhardtii, isolated from genetically different strains. The procedure comprises the isolation of thylakoid membranes, followed by their separation into multiprotein complexes by sucrose density gradient centrifugation, SDS-PAGE, immunodetection and comparative, quantitative mass spectrometry (MS) based on differential metabolic labeling (14N/15N) of the analyzed strains. Detergent solubilized thylakoid membranes are loaded on sucrose density gradients at equal chlorophyll concentration. After ultracentrifugation, the gradients are separated into fractions, which are analyzed by mass-spectrometry based on equal volume. This approach allows the investigation of the composition within the gradient fractions and moreover to analyze the migration behavior of different proteins, especially focusing on ANR1, CAS, and PGRL1. Furthermore, this method is demonstrated by confirming the results with immunoblotting and additionally by supporting the findings from previous studies (the identification and PSI-dependent migration of proteins that were previously described to be part of the CEF-supercomplex such as PGRL1, FNR, and cyt f). Notably, this approach is applicable to address a broad range of questions for which this protocol can be adopted and e.g. used for comparative analyses of multiprotein complex composition isolated from distinct environmental conditions.

A New Approach for the Comparative Analysis of Multiprotein Complexes Based on 15N Metabolic Labeling and Quantitative Mass Spectrometry

The described comparative, quantitative proteomic approach aims at obtaining insights into the composition of multiprotein complexes&#160;under different conditions and is demonstrated by comparing genetically different strains. For quantitative analysis equal volumes of different fractions from a sucrose density gradient are mixed and analyzed by mass spectrometry.

multiprotein의 단지의 비교 분석을위한 새로운 접근 방식을 기반으로<sup&gt; 15</sup&gt; N 대사 라벨링 및 정량 질량 분석

The introduced protocol provides a tool for the analysis of multiprotein complexes in the thylakoid membrane, by revealing insights into complex ...

Protein-protein Interactions Visualized by Bimolecular Fluorescence Complementation in Tobacco Protoplasts and Leaves

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular fluorescence complementation (BiFC) is an in vivo method to monitor such interactions in plant cells. In the presented protocol the investigated candidate proteins are fused to complementary halves of fluorescent proteins and the respective constructs are introduced into plant cells via agrobacterium-mediated transformation. Subsequently, the proteins are transiently expressed in tobacco leaves and the restored fluorescent signals can be detected with a confocal laser scanning microscope in the intact cells. This allows not only visualization of the interaction itself, but also the subcellular localization of the protein complexes can be determined. For this purpose, marker genes containing a fluorescent tag can be coexpressed along with the BiFC constructs, thus visualizing cellular structures such as the endoplasmic reticulum, mitochondria, the Golgi apparatus or the plasma membrane. The fluorescent signal can be monitored either directly in epidermal leaf cells or in single protoplasts, which can be easily isolated from the transformed tobacco leaves. BiFC is ideally suited to study protein-protein interactions in their natural surroundings within the living cell. However, it has to be considered that the expression has to be driven by strong promoters and that the interaction partners are modified due to fusion of the relatively large fluorescence tags, which might interfere with the interaction mechanism. Nevertheless, BiFC is an excellent complementary approach to other commonly applied methods investigating protein-protein interactions, such as coimmunoprecipitation, in vitro pull-down assays or yeast-two-hybrid experiments.

Formation of protein complexes in vivo can be visualized by bimolecular fluorescence complementation. Interaction partners are fused to complementary parts of fluorescent tags and transiently expressed in tobacco leaves, resulting in a reconstituted fluorescent signal upon close proximity of the two proteins.

담배 원형질체 및 잎에 이분자 형광 보완에 의해 시각 단백질 - 단백질 상호 작용

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular ...

Studying the Supramolecular Organization of Photosynthetic Membranes within Freeze-fractured Leaf Tissues by Cryo-scanning Electron Microscopy

Cryo-scanning electron microscopy (SEM) of freeze-fractured samples allows investigation of biological structures at near native conditions. Here, we describe a technique for studying the supramolecular organization of photosynthetic (thylakoid) membranes within leaf samples. This is achieved by high-pressure freezing of leaf tissues, freeze-fracturing, double-layer coating and finally cryo-SEM imaging. Use of the double-layer coating method allows acquiring high magnification (&#62;100,000X) images with minimal beam damage to the frozen-hydrated samples as well as minimal charging effects. Using the described procedures we investigated the alterations in supramolecular distribution of photosystem and light-harvesting antenna protein complexes that take place during dehydration of the resurrection plant Craterostigma pumilum, in situ.

Here we describe a procedure for studying freeze-fractured plant tissues. High-pressure frozen leaf samples are freeze-fractured and double-layer coated, yielding well preserved frozen-hydrated samples that are imaged using the cryo-scanning electron microscope at high magnifications with minimal beam damage.

알아내는 주사 전자 현미경에 의해 동결 골절 잎 조직 내에서 광합성 멤브레인의 초분자 조직을 공부

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식물과 녹조류의 빛 수확 단지의 체외의 재구성에

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