We thank Dr. Gaudenz Danuser and members of his lab for creating the plusTipTracker software and for helpful discussion regarding using the software, in particular Maria Bagonis and Sebastien Besson. We especially thank the Boston College Media Center for their assistance and support in the creation and editing of the video. We also thank members of the Lowery Lab for useful discussions and constructive criticism, and Abigail Antoine for proof-reading the manuscript. This work was funded by an NIH R00 MH095768 award to LAL.

이 프로토콜 및 비디오보다 상세하게 사에 소프트웨어 패키지를 설명하는 원래의 종이 동반자뿐만 아니라 Danuser 연구소 웹 사이트에서 소프트웨어 다운로드와 함께 제공되는 기술 보고서의 역할을하기위한 것입니다. 독자는 소프트웨어를 사용에 대한 추가 질문이있는 경우주의 깊게 문서를 검토하는 것이 좋습니다. 1 이전 이미지 분석에 <ol><li> TIFF (태그가 지정된 이미지 파일 형식) 이미지 파일의 시퀀스로 각 시간 경과 영화를 변환 할 수 있습니다. 여러 성장 콘 / 세포가 특정 영화가있는 경우, 첫째 작물 각 성장 콘 / 셀은 자신의 이미지 시퀀스를 만들 수 있습니다. 참고 :이 필요하지 않습니다, 개별 지역 -의 - 관심 (ROI)을 plusTipTracker 내에서 선택 될 수있다. 그러나, 작은 화상 사이즈를 사용하여 연산 처리의 속도를 증가시킨다, 그래서 이미지에 상당한 빈 공간이있는 경우에는이 단계를 권장합니다. </li><li> 자신의 각 TIFF 시리즈를 저장MATLAB이 액세스 설정 경로 내에서 &quot;이미지&quot;라는 폴더 ( &quot;이미지&quot;대소 문자를 구분되어 있습니다). &quot;현재 폴더&quot;창에서 해당 파일 디렉토리에 새 경로를 추가 이동하려면 디렉토리 아이콘을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭하고 &quot;경로 추가 - 선택된 폴더 및 하위 폴더&quot;를 선택합니다. 그것은 plusTipTracker 소프트웨어 폴더뿐만 아니라, 경로에 추가하는 것이 중요합니다. </li></ol> 2 plusTipGetTracks 주 : 화상 해석의 첫 번째 단계는, EB1-GFP를 검출 혜성 혜성 트랙에 연결 한 미소 관 역학 파라미터를 결정하는 것이다. 이것은 명령어 &quot;plusTipGetTracks&quot;4로 얻어진다. <ol><li> 분석, 오픈 MATLAB 응용 프로그램을 시작하고 명령 창에 &quot;plusTipGetTracks&quot;를 입력합니다. 이 새로운 대화 상자가 나타날 수 있습니다. </li><li> &quot;최대 신규 프로젝트 설정&quot;을 클릭하고 하나 (또는​​ MOR을 선택e)에 해당하는 &quot;이미지&quot;폴더 (또는 &quot;이미지&quot;폴더)를 포함하는 디렉토리를 선택하여 이전 TIFF 이미지 시리즈의. 이 단계가 완료되면, 파일 디렉토리 (roi_1) ( &quot;이미지&quot;를 보유하고있는 동일한 폴더)가 생성 될 미래의 데이터 파일을 포함하는 것이다. 참고 : &quot;설정 신규 프로젝트&quot;단계는 별도의 세션 동안, 사전에 완료 할 수 있습니다. </li><li> &quot;마지막 지점을 마우스 오른쪽 버튼으로 클릭, 다각형을 선택하고 &#39;마스크 만들기&#39;를 클릭&quot;새 창이 나타납니다. &quot;확인&quot;을 클릭합니다. 선택한 이미지 시리즈의 첫 번째 이미지는 표시됩니다. 클릭하고 성장 콘의 전체를 포괄하는 다각형을 만들기 위해 마우스를 사용합니다. 두 다각형을 닫으려면 마우스를 클릭합니다. </li><li> 다각형이 폐쇄되면, 대화 상자가 나타납니다 : &quot;다른 투자 수익 (ROI)을 선택 하시겠습니까?&quot;이미지가 &quot;예&quot;를 선택 분석 할 수있는 또 다른 성장 콘이있는 경우; 그렇지 않으면이야당선자 &quot;아니오&quot;. </li><li> 즉시 분석 할 프로젝트를 선택합니다. &quot;프로젝트 선택&quot;을 클릭하고 분석하는 폴더 (roi_X)을 선택합니다. </li><li> listSelectGUI 화면이 나타납니다. 화면의 왼쪽으로부터 프로젝트 (들)을 선택하고 화면의 오른쪽으로 위로 이동한다. &quot;확인&quot;을 클릭합니다. 프로젝트 목록을 저장하고 &quot;저장&quot;을 클릭 할 수있는 위치를 선택합니다. </li><li> &quot;탐지&quot;, &quot;추적&quot;및 &quot;사후 처리&quot;를 선택합니다. 이러한 선택이 이루어지고 나면, 대화 상자의 오른쪽은 구성이 될 것입니다. 각 옵션을 구성합니다. <ol><li> 이러한 매개 변수는 MT의 트랙으로 감지 혜성을 연결하는 데 사용됩니다. 추적이 제어 매개 변수 선택을위한 세부 사항은 페이지 소프트웨어 패키지를 다운로드하면 함께 제공되는 기술 보고서​​의 PDF의 9 ~ 10에 포함되어 있습니다; 문제가 발생주의 경우이 보고서를 읽어보십시오. Xenop에 EB1-GFP 혜성의 추적의 목적우리가 성장 콘 사용 laevis의 다음 추적 설정 : 검색 반경 범위 (픽셀) 5-12, 최소 서브 트랙 길이 (프레임) 3; 최대 갭 길이​​ (프레임) 8; 최대 수축 계수 0.8, 최대 각도 앞으로 50, 최대 각도 뒤로 10, 변동 반경 2.5. 이러한 설정은 그림 1에 나타내었다. </li></ol> 참고 : 최대 수축 팩터는 &quot;뒤로 갭&quot;으로, 검출 된 &quot;후방 갭&quot;의 수를 줄이기 위해 설정된 트랙 결합에 혼잡 조건으로 주어진 에러 가능성, 성장 원추의 문맥에서 분석하는데 유용하지 않다. 성장 원뿔 이동 단말은 성장과 수축에 부가 작은 빈번한 전좌를 나타내고, 이들 제어 설정을 늘리면 결합하는 단계에서 증가 된 이동을 허용하는 부가 적으로, 모두 최대 순방향 각도뿐만 아니라 변동 반경은 비교적 높게 설정된다. <ol><li> 원하는 특정 이미지 수집 설정에 따라 사후 처리 설정에서 입력합니다. </li></ol> &lt;/ 리&gt; <li> 설정이 구성되고 나면, &quot;시작&quot;을 클릭합니다. 이 소프트웨어는 선택되었습니다 중 설정이 실행됩니다. 이 사업을 추진과 크기의 수에 따라 시간 분 정도 걸릴 수 있습니다. 명령 창은 각 기능의 남은 예상 시간이 표시됩니다. plusTipGetTracks 단계가 완료되면, 명령 윈도우는 &quot;완료!&quot;를 표시 할 것이다 참고 : 미크론 (MT 역학의 특정 매개 변수가 지금이 소프트웨어에 의해 계산 된의 긴 목록 (자세한 내용은 참고 4 참조)하지만, 성장 콘에서 MT 역학의 분석, 검토 할 수있는 가장 유용한 매개 변수 MT 성장 궤도 속도 아르 / 분), 초 성장 트랙 수명 () 및 마이크론의 성장 트랙 길이 (). </li></ol> 3 plusTipSeeTracks 참고 : 이제 미세 소관 트랙이 정의되어 있는지, 함수 &quot;plustipSeeTracks는&quot;트랙 시각화 4에 사용됩니다. 이 기능공간 MT 역학지도와 속도 영화를 포함하여 시각화를위한 다중 출력을 제공하지만, 여기에 초점이 성장 콘의 이미지에 중첩 MT 트랙을 표시하려면 &quot;트랙 영화&quot;를 사용하여에만입니다 수 있습니다. plusTipGetTracks가 동시에 여러 동영상을 분석 할 수 있지만, plusTipSeeTracks는 한 번에 하나의 동영상을 분석 할 수있다. <ol><li> 명령 창에 &quot;plusTipSeeTracks&quot;를 입력합니다. </li><li> 대화 상자를로드 한 후, &quot;프로젝트 선택&quot;을 클릭합니다. 시각화하고 &quot;폴더 선택&quot;을 클릭하여 프로젝트를 포함하는 상위 디렉토리를 선택합니다. 새 창이 나타납니다 : &quot;시각화 할 프로젝트를 선택합니다.&quot; 시각화하고 &quot;확인&quot;을 클릭하여 파일을 선택합니다. </li><li> 다음, &quot;선택 저장 ROI&quot;를 클릭하십시오. 이전 단계에서 선택한 것과 동일한 roi_X 폴더로 이동하고 &quot;roiYX&quot;라는 이름의 파일을 선택합니다. </li><li> w 지정 &quot;출력 디렉토리를 선택&quot;을 클릭하여여기에 MATLAB 트랙 시각화 파일을 저장합니다. 참고 : 우리는 나머지 데이터가 들어있는 동일한 폴더를 사용하는 것이 좋습니다. </li><li> 선택 &quot;트랙 영화를 만들기&quot;및 화면 + 팁 혜성에서 계산 된 트랙 plusTipGetTracks의 모든 표시가 나타납니다. 이 단계는 파일 &quot;allTracks_X_X_X&quot;에서, 동영상 포맷 추적 시계열을 저장한다. AVI 등의 동영상을 저장할 수있는 옵션이 다른 기본 형식은 Quicktime.mov 파일로입니다 있습니다. </li></ol> 4 plusTipGroupAnalysis 참고 :이 마지막 기능은 분석과 MT 트랙 매개 변수의 비교를 위해 영화의 그룹을 만드는 데 사용됩니다. <ol><li> 명령 창에 &quot;plusTipGroupAnalysis&quot;를 입력합니다. 수동으로 비교 그룹을 선택하려면 첫째 &quot;계층에서 자동 그룹&quot;을 선택 취소합니다. 그런 다음, &quot;선택 프로젝트&quot;를 클릭하십시오. 모든 roi_X 폴더를 포함하는 상위 디렉토리로 이동분석합니다. </li><li> listSelectGUI 화면이 나타납니다. 화면의 좌측에서 그룹에 포함하고 화면의 오른쪽으로 위로 이동하는 모든 프로젝트를 선택한다. &quot;확인&quot;을 클릭합니다. 프로젝트 목록을 저장하고 &quot;저장&quot;을 클릭 할 수있는 위치를 선택합니다. </li><li> 창이 나타납니다 : &quot;목록에서 첫번째 그룹을 선택하십시오.&quot; &quot;확인&quot;을 클릭합니다. listSelectGUI 창이 다시 표시됩니다. 이 시간 함께 풀링해야 첫 번째 그룹에 해당하는 파일 만 선택합니다. &quot;확인&quot;을 클릭합니다. </li><li> 그런 다음 그룹 이름을 입력하고 &quot;OK&quot;를 클릭하십시오. 그에 따라 답변 및 그룹을 계속 선택 &quot;다른 그룹을 선택?&quot;창이 나타납니다. 창이 나타납니다 : &quot;그룹 목록을 저장하는 위치를 선택합니다.&quot; 위치로 이동하고 &quot;저장&quot;을 클릭합니다. </li><li> 출력 폴더에있을 것이다 선택 &quot;을 선택 출력 디렉토리&quot;를 클릭합니다저장. </li><li> 실시 기 분석의 종류를 선택 - MT 트랙 수행되어야 각 그룹 또는 세포 분석 당 풀링할지 여부. 권장 통계 시험은 이미 지정되어 있습니다. 분석에서 모든 트랙을 포함하려면 해제를 - 선택 &quot;영화의 시작 / 끝에서 트랙을 제거합니다.&quot; 그렇지 않으면, 선택이 상자를 갖는 동영상이 시작 또는 끝으로 과정에있는 모든 MT 성장 트랙을 제거합니다. </li><li> 그룹 분석 선택이 설정되면, &quot;그룹을 비교&quot;를 선택합니다. </li></ol>

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	<li>Stepanova, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+microtubule+growth+in+cultured+neurons+via+the+use+of+EB3-GFP+(end-binding+protein+3-green+fluorescent+protein).">Visualization of microtubule growth in cultured neurons via the use of EB3-GFP (end-binding protein 3-green fluorescent protein).</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 23, 2655-2664 (2003).</li><li>Lee, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+microtubule+plus+end+tracking+protein+Orbit/MAST/CLASP+acts+downstream+of+the+tyrosine+kinase+Abl+in+mediating+axon+guidance.">The microtubule plus end tracking protein Orbit/MAST/CLASP acts downstream of the tyrosine kinase Abl in mediating axon guidance.</a> Neuron. , 913-926 (2004).</li><li>Purro, S. 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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Growth+cone-specific+functions+of+XMAP215+in+restricting+microtubule+dynamics+and+promoting+axonal+outgrowth.">Growth cone-specific functions of XMAP215 in restricting microtubule dynamics and promoting axonal outgrowth.</a> Neural development. 8, 22 (2013).</li><li>Marx, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Xenopus+cytoplasmic+linker-associated+protein+1+(XCLASP1)+promotes+axon+elongation+and+advance+of+pioneer+microtubules.">Xenopus cytoplasmic linker-associated protein 1 (XCLASP1) promotes axon elongation and advance of pioneer microtubules.</a> Molecular biology of the cell. 24, 1544-1558 (2013).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

PlusTipTracker 신속하고 자동으로, 또는 세포 성장 원뿔 거의 모든 가시 EB1-GFP를 검출 혜성 혜성 트랙으로 링크 및 MT 파라미터를 계산하는 단순한, 그래픽 사용자 인터페이스를 제공한다. 다른 게시물은 (. 예를 들어, 마르크스 등 성장 콘 (18)의 태그 EB1 역학도 활용 정량 분석) 소프트웨어의 유사한 형태의 디자인이 신고되었습니다. 그러나,이 소프트웨어는 자유롭게 오픈 소스를 설계 ...

이 방법의 목표는 정량적 인 미세 소관 (MT)에 관한 정보 플러스 - 엔드 추적 단백질 (+ 팁) 성장 콘 생활의 역 동성을 획득하는 것입니다. MT + 팁은 이동 단말 9,10의 플러스 끝에 지역화 단백질의 그룹입니다. 그들은 중합, 재앙, 그리고 구조의 비율을 포함하여 MT 동적 불안정성 (11)의 매개 변수를 조절하는 다양한 기능을 수행합니다. MT 역학을 분석 한 잘 사용하는 방법은 성장 MT에 특이 적으로 결합 플러스 종료 1,12을 + 팁 EB1의 동작을 추적하는 것입니다. EB1은 성장 MT에 여러 개의 다른 단백질을 모집하는 것으로 알려져 플러스가 종료 MT 성장과 재앙 주파수 (15, 16)를 모두 촉진, 13, 14, 그리고 최근 MT 성숙 요인 15으로 설립되었습니다됩니다. 성장 콘 내에서 MT 역학의 많은 연구 EB1의 localizati로, 시간이 1 ~ 3 위에 EB1-GFP 역학의 변화를 측정하기 위해 손으로 추적 방법을 활용 한MT에게 플러스 단부 MT 중합 용 마커로서 사용될 수있다. MT 성장을위한 프록시로서 EB1-GFP 혜성 검사 용 주요 이점은 MT 역학 심지어 상당한 MT 오버랩 영역에서 측정 될 수 있다는 것이다. 손 추적 EB1-GFP 혜성의 방법은 MT에 유용한 통찰을 제공 하였지만 그것이 시간 소모적이며, 바이어스 될 수 있고, 행동들 1-3. 중요한 정보를 놓칠 수 있습니다 또한, 비정상적인 성장으로 콘 행동 가능성 (손으로 추적 할 때 일반적으로 필요한) 이동 단말의 일부만을 분석 골격 역학에 분 변화의 결과이다. 따라서, 우리는 높은 - 해상도, 배양 된 배아 성장 콘 5 태그 EB1의 라이브 화상의 취득 후, 소프트웨어 패키지, plusTipTracker 4를 사용하여 글로벌 MT 역학 파라미터를 측정한다. Danuser 연구소에서 개발이 소프트웨어는 다양한 세포 유형 6-8 MT 동력학을 특성화 여러 연구에 사용되었다. 그것은 우리를 오픈 소스입니다어 친화적 인 형광 표지 + 팁의 영화에 대한 자동 탐지, 추적, 시각화 및 분석을 포함 MATLAB 기반의 패키지로 제공된다. MT 역학의 특정 매개 변수가이 소프트웨어에 의해 계산됩니다의 긴 목록 (자세한 내용은 참고 4 참조)하지만, 성장 콘에서 MT 역학의 분석을 위해, 가장 유용한 매개 변수 (미크론 / 분) MT 성장 궤도 속도 아르, 성장 트랙 (초) 수명, 및 (미크론)의 성장 선로 길이. 소프트웨어 ( &quot;소프트웨어&quot;에서) Danuser 랩 웹 사이트에서 직접 다운로드 할 수 있습니다. Danuser 연구소는 현재 원래의 독립형 소프트웨어를 사용 가능한 상태로 유지하는 소프트웨어 패키지라고 불리는 U-트랙 2.0에 통합되어 + TIP 추적 분석을위한 새로운 인터페이스를 지원한다. 두 프로그램 사이의 기본 알고리즘은 인터페이스 및 분석 출력 만 차이, (적어도 2014 년 기준)와 동일하다. MATLAB 작은 및 / 또는 계산과 분석 체험관 초보자 용줬어은 plusTipTracker는 자동화 된 통계 매개 변수의 출력을 포함하여보다 사용자 친화적 인 기능을 가지고 있습니다. 여기서 우리는 배양 Xenopus의 laevis의 성장 콘에 EB1-GFP 역학의 이미지를 분석하는 단계를 설명합니다. 이 프로토콜은 MT 역학 (17)을 조사 최근 논문에서 사용되었다. 또한 로워 외를 참조하십시오. 2,012 5 EB1-GFP를 표현 배양 성장 콘에 대한 자세한 설명은. 이 논문은 주로 성장 원추의 EB1-GFP 역학 조사에 집중하지만, 동일한 프로토콜이 다른 세포 유형 (17)에 사용될 수있다. 모든 세포 유형의 경우, 프레임 간의 시간 간격은 최적의 TIP + 추적을위한 0.5-2 초 사이에 있어야한다. 프레임 간의 최대 4 초의 시간 간격이 가능하지만, 이것은 추가적인 추적 오차의 시간 간격 결과 증가 하였다.

<table><tbody><tr><td>plusTipTracker software</td><td>Danuser Lab</td><td>&lt;a href=&quot;http://lccb.hms.harvard.edu/software.html&quot;&gt;http://lccb.hms.harvard.edu/software.html&lt;/a&gt;</td><td>This software may be hosted by another website in the future.&amp;nbsp; If the listed site does not exist, search &quot;Danuser Lab Software&quot; on a web search engine to find the site.</td></tr><tr><td>MATLAB software</td><td>Mathworks</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.mathworks.com/products/matlab/&quot;&gt;http://www.mathworks.com/products/matlab/&lt;/a&gt;</td><td></td></tr></tbody></table>

using plustiptracker software to measure microtubule dynamics in xenopus laevis growth cones

미세 소관 (MT) 플러스 - 엔드 추적 단백질 (+ 팁) 이동 단말의 증가 플러스 끝에 지역화 및 MT 역학 1,2를 조절한다. MT 역학 분석에 가장 잘 알려지고 널리 이용 + 팁 중 하나는 모든 MT 성장 플러스 단부에 결합 최종 결합 단백질, EB1,이며, 따라서, MT 중합 한 마커이다. 성장 콘 내의 EB1 동작의 많은 연구는 개별적인 이동 단말 1-3를 분석 시간과 바이어스 된 컴퓨터 보조 손 추적 방법을 이용했다. 우리의 접근 방식은 고해상도, 배양 된 배아 성장 콘 5에서 태그 EB1의 라이브 이미지의 취득 다음 소프트웨어 패키지, plusTipTracker 사를 사용하여 MT 역학의 글로벌 매개 변수를 정량화하는 것입니다. 이 소프트웨어는 형광 표지 된 팁 + 영화 자동 감지, 추적, 시각화 및 분석을 결합 MATLAB 기반, 오픈 - 소스, 사용자 친화적 인 패키지. 여기서는 plusTipT를 사용하기위한 프로토콜을 제시배양하여 Xenopus laevis의 성장 콘에서 형광 표지 + 팁 혜성의 분석을위한 racker. 그러나,이 소프트웨어는 다양한 세포 유형 6-8 MT 동력학을 특성화하는데 사용될 수있다.

여기에 설명 된 살아있는 세포에서 + TIP 역학을 정량화 여러 가지 정보 파일을 제공하므로이 소프트웨어를 사용. 함수 plusTipGetTracks는 (도 1에 도시 된 예시적인 설정을 사용하여) 트랙을 식별하고 + TIP의 트랙에 관한 매개 변수를 제공한다. 소프트웨어가 획득 한 것을 정보를 보려면 단계 2.2에서 만든 roi_X 디렉토리로 이동합니다. &quot;공적&quot;폴더가 검출 된 혜?...

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Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones

MATLAB 기반, 오픈 소스 소프트웨어 패키지, plusTipTracker은 미세 소관 역학 정량화 형광 - 표지 + 팁 이미지 시리즈를 분석하는데 사용될 수있다.

에 미세 소관 역학을 측정하는 plusTipTracker 소프트웨어를 사용<em&gt; 운송에 필요한 정보 미국 교통부</em&gt; 성장 콘

Microtubule (MT) plus-end-tracking proteins (+TIPs) localize to the growing plus-ends of MTs and regulate MT dynamics1,2. One of the most well-known and ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones

10.3K 조회수.  Boston College.  MATLAB 기반, 오픈 소스 소프트웨어 패키지, plusTipTracker은 미세 소관 역학 정량화 형광 - 표지 + 팁 이미지 시리즈를 분석하는데 사용될 수있다. 

비디오: Using plusTipTracker Software to Measure Microtubule Dynamics in Xenopus laevis Growth Cones

Live Imaging to Study Microtubule Dynamic Instability in Taxane-resistant Breast Cancers

Taxanes such as docetaxel belong to a group of microtubule-targeting agents (MTAs) that are commonly relied upon to treat cancer. However, taxane resistance in cancerous cells drastically reduces the effectiveness of the drugs' long-term usage. Accumulated evidence suggests that the mechanisms underlying taxane resistance include both general mechanisms, such as the development of multidrug resistance due to the overexpression of drug-efflux proteins, and taxane-specific mechanisms, such as those that involve microtubule dynamics. 
Because taxanes target cell microtubules, measuring microtubule dynamic instability is an important step in determining the mechanisms of taxane resistance and provides insight into how to overcome this resistance. In the experiment, an in vivo method was used to measure microtubule dynamic instability. GFP-tagged &#945;-tubulin was expressed and incorporated into microtubules in MCF-7 cells, allowing for the recording of the microtubule dynamics by time lapse using a sensitive camera. The results showed that, as opposed to the non-resistant parental MCF-7CC cells, the microtubule dynamics of docetaxel-resistant MCF-7TXT cells are insensitive to docetaxel treatment, which causes the resistance to docetaxel-induced mitotic arrest and apoptosis. This paper will outline this in vivo method of measuring microtubule dynamic instability.

In this paper, we report a protocol describing an in vivo method to measure microtubule dynamic instability in docetaxel-resistant breast cancer cells (MCF-7TXT). In this method, a deconvolution microscopy imaging system is used to detect the expression of GFP-tubulin in target cells.

라이브 영상은 탁 내성 유방암의 미세 소관 동적 불안정성을 연구하는

Taxanes such as docetaxel belong to a group of microtubule-targeting agents (MTAs) that are commonly relied upon to treat cancer. However, taxane ...

연구

암 연구학

Simultaneous Visualization of the Dynamics of Crosslinked and Single Microtubules In Vitro by TIRF Microscopy

Microtubules are polymers of &#945;&#946;-tubulin heterodimers that organize into distinct structures in cells. Microtubule-based architectures and networks often contain subsets of microtubule arrays that differ in their dynamic properties. For example, in dividing cells, stable bundles of crosslinked microtubules coexist in close proximity to dynamic non-crosslinked microtubules. TIRF-microscopy-based in vitro reconstitution studies enable the simultaneous visualization of the dynamics of these different microtubule arrays. In this assay, an imaging chamber is assembled with surface-immobilized microtubules, which are either present as single filaments or organized into crosslinked&#160;bundles. Introduction of tubulin, nucleotides, and protein regulators allows direct visualization of associated proteins and of dynamic properties of single and crosslinked microtubules. Furthermore, changes that occur as dynamic single microtubules organize into bundles can be monitored in real-time. The method described here allows for a systematic evaluation of the activity and localization of individual proteins, as well as synergistic effects of protein regulators on two different microtubule subsets under identical experimental conditions, thereby providing mechanistic insights that are inaccessible by other methods.

Simultaneous Visualization of the Dynamics of Crosslinked and Single Microtubules In Vitro by TIRF Microscopy

Here, a TIRF microscopy-based in vitro reconstitution assay is presented to simultaneously quantify and compare the dynamics of two microtubule populations. A method is described to simultaneously view the collective activity of multiple microtubule-associated proteins on crosslinked microtubule bundles and single microtubules.

TIRF 현미경에 의한 시험관 내에서 가교 및 단일 미세 소 관 의 역학의 동시 시각화

Microtubules are polymers of &#945;&#946;-tubulin heterodimers that organize into distinct structures in cells. Microtubule-based architectures and ...

생화학

Simultaneous Interference Reflection and Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy for Imaging Dynamic Microtubules and Associated Proteins

Several techniques have been employed for the direct visualization of cytoskeletal filaments and their associated proteins. Total-internal-reflection-fluorescence (TIRF) microscopy has a high signal-to-background ratio, but it suffers from photobleaching and photodamage of the fluorescent proteins. Label-free techniques such as interference reflection microscopy (IRM) and interferometric scattering microscopy (iSCAT) circumvent the problem of photobleaching but cannot readily visualize single molecules. This paper presents a protocol for combining IRM with a commercial TIRF microscope for the simultaneous imaging of microtubule-associated proteins (MAPs) and dynamic microtubules in vitro. This protocol allows for high-speed observation of MAPs interacting with dynamic microtubules. This improves on existing two-color TIRF setups by eliminating both the need for microtubule labeling and the need for several additional optical components, such as a second excitation laser. Both channels are imaged on the same camera chip to avoid image registration and frame synchronization problems. This setup is demonstrated by visualizing single kinesin molecules walking on dynamic microtubules.

We present a protocol for implementing interference-reflection microscopy and total-internal-reflection-fluorescence microscopy for the simultaneous imaging of dynamic microtubules and fluorescently labeled microtubule-associated proteins.

동시 간섭 반사 및 전체 내부 반사 형광 현미경 검사 이미징 동적 미세 소관 및 관련 단백질

Several techniques have been employed for the direct visualization of cytoskeletal filaments and their associated proteins. ...

Microtubule Plus-End Dynamics Visualization in Huntington's Disease Model based on Human Primary Skin Fibroblasts

Transfection with a fluorescently labeled marker protein of interest in combination with time-lapse video microscopy is a classic method of studying the dynamic properties of the cytoskeleton. This protocol offers a technique for human primary fibroblast transfection, which can be difficult because of the specifics of primary cell cultivation conditions. Additionally, cytoskeleton dynamic property maintenance requires a low level of transfection to obtain a good signal-to-noise ratio without causing microtubule stabilization. It is important to take measures to protect the cells from light-induced stress and fluorescent dye fading. In the course of our work, we tested different transfection methods and protocols as well as different vectors to select the best combination of conditions suitable for human primary fibroblast studies. We analyzed the resulting time-lapse videos and calculated microtubule dynamics using ImageJ. The dynamics of microtubules' plus-ends in the different cell parts are not similar, so we divided the analysis into subgroups - the centrosome region, the lamella, and the tail of fibroblasts. Notably, this protocol can be used for in vitro analysis of cytoskeleton dynamics in patient samples, enabling the next step towards understanding the dynamics of the various disease development.

This protocol is dedicated to the microtubule plus-end visualization by EB3 protein transfection to study their dynamic properties in primary cell culture. The protocol was implemented on human primary skin fibroblasts obtained from Huntington's disease patients.

인간 1차 피부 섬유아세포를 기반으로 한 헌팅턴 병 모델의 마이크로튜블러 플러스 엔드 다이내믹스 시각화

Transfection with a fluorescently labeled marker protein of interest in combination with time-lapse video microscopy is a classic method of studying the ...

생체공학

Preparation of Segmented Microtubules to Study Motions Driven by the Disassembling Microtubule Ends

Microtubule depolymerization can provide force to transport different protein complexes and protein-coated beads in vitro. The underlying mechanisms are thought to play a vital role in the microtubule-dependent chromosome motions during cell division, but the relevant proteins and their exact roles are ill-defined. Thus, there is a growing need to develop assays with which to study such motility in vitro using purified components and defined biochemical milieu. Microtubules, however, are inherently unstable polymers; their switching between growth and shortening is stochastic and difficult to control. The protocols we describe here take advantage of the segmented microtubules that are made with the photoablatable stabilizing caps. Depolymerization of such segmented microtubules can be triggered with high temporal and spatial resolution, thereby assisting studies of motility at the disassembling microtubule ends. This technique can be used to carry out a quantitative analysis of the number of molecules in the fluorescently-labeled protein complexes, which move processively with dynamic microtubule ends. To optimize a signal-to-noise ratio in this and other quantitative fluorescent assays, coverslips should be treated to reduce nonspecific absorption of soluble fluorescently-labeled proteins. Detailed protocols are provided to take into account the unevenness of fluorescent illumination, and determine the intensity of a single fluorophore using equidistant Gaussian fit. Finally, we describe the use of segmented microtubules to study microtubule-dependent motions of the protein-coated microbeads, providing insights into the ability of different motor and nonmotor proteins to couple microtubule depolymerization to processive cargo motion.

Microtubules are inherently unstable polymers, and their switching between growth and shortening is stochastic and difficult to control. Here we describe protocols using segmented microtubules with photoablatable stabilizing caps. Depolymerization of segmented microtubules can be triggered with high temporal and spatial resolution, thereby assisting analysis of motions with the disassembling microtubule ends.

분해 미세 소관 엔드에 힘 입어 모션을 연구하기 위해 분단 미세 소관의 준비

Microtubule depolymerization can provide force to transport different protein complexes and protein-coated beads in vitro. The underlying mechanisms are ...

생물학

Analyses of Actin Dynamics, Clutch Coupling and Traction Force for Growth Cone Advance

To establish functional networks, neurons must migrate to their appropriate destinations and then extend axons toward their target cells. These processes depend on the advances of growth cones that located at the tips of neurites. Axonal growth cones generate driving forces by sensing their local microenvironment and modulating cytoskeletal dynamics and actin-adhesion coupling (clutch coupling). Decades of research have led to the identification of guidance molecules, their receptors, and downstream signaling cascades for regulating neuronal migration and axonal guidance; however, the molecular machineries required for generating forces to drive growth cone advance and navigation are just beginning to be elucidated. At the leading edge of neuronal growth cones, actin filaments undergo retrograde flow, which is powered by actin polymerization and actomyosin contraction. A clutch coupling between F-actin retrograde flow and adhesive substrate generates traction forces for growth cone advance. The present study describes a detailed protocol for monitoring F-actin retrograde flow by single speckle imaging. Importantly, when combined with an F-actin marker Lifeact, this technique can quantify 1) the F-actin polymerization rate and 2) the clutch coupling efficiency between F-actin retrograde flow and the adhesive substrate. Both are critical variables for generating forces for growth cone advance and navigation. In addition, the present study describes a detailed protocol of traction force microscopy, which can quantify 3) traction force generated by growth cones. Thus, by coupling the analyses of&#160;single speckle imaging and traction force microscopy, investigators can monitor the molecular mechanics underlying growth cone advance and navigation.

To advance, growth cones must exert traction forces against the external environment. The generation of traction forces is dependent on actin dynamics and clutch coupling. The present study describes methods for analyzing actin dynamics, clutch coupling and traction forces for growth cone advance.

액틴 다이내믹스, 클러치 커플링, 성장 콘 발전을 위한 견인력 분석

To establish functional networks, neurons must migrate to their appropriate destinations and then extend axons toward their target cells. These processes ...

신경과학

High-resolution Time-lapse Imaging and Automated Analysis of Microtubule Dynamics in Living Human Umbilical Vein Endothelial Cells

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes within individual endothelial cells (ECs). These processes are critical for homeostatic maintenance such as wound healing, and are also crucial in promoting tumor growth and metastasis. EC morphology is defined by the organization of the cytoskeleton, a tightly regulated system of actin and microtubule (MT) dynamics that is known to control EC branching, polarity and directional migration, essential components of angiogenesis. To study MT dynamics, we used high-resolution fluorescence microscopy coupled with computational image analysis of fluorescently-labeled MT plus-ends to investigate MT growth dynamics and the regulation of EC branching morphology and directional migration. Time-lapse imaging of living Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs) was performed following transfection with fluorescently-labeled MT End Binding protein 3 (EB3) and Mitotic Centromere Associated Kinesin (MCAK)-specific cDNA constructs to evaluate effects on MT dynamics. PlusTipTracker software was used to track EB3-labeled MT plus ends in order to measure MT growth speeds and MT growth lifetimes in time-lapse images. This methodology allows for the study of MT dynamics and the identification of how localized regulation of MT dynamics within sub-cellular regions contributes to the angiogenic processes of EC branching and migration.

Protocols for Human Umbilical Vein Endothelial Cell (HUVEC) culture, transient transfection of fluorescently-labeled markers of microtubule growth, live-cell imaging and automated analysis of interphase microtubule growth dynamics are detailed.

고해상도 시간 경과 이미징 및 생활 인간 제대 정맥 내피 세포의 미세 소관 역학의 자동 분석

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes ...

High-resolution Imaging and Analysis of Individual Astral Microtubule Dynamics in Budding Yeast

Dynamic microtubules are fundamental to many cellular processes, and accurate measurements of microtubule dynamics can provide insight into how cells regulate these processes and how genetic mutations impact regulation. The quantification of microtubule dynamics in metazoan models has a number of associated challenges, including a high microtubule density and limitations on genetic manipulations. In contrast, the budding yeast model offers advantages that overcome these challenges. This protocol describes a method to measure the dynamics of single microtubules in living yeast cells. Cells expressing fluorescently tagged tubulin are adhered to assembled slide chambers, allowing for stable time-lapse image acquisition. A detailed guide for high-speed, four-dimensional image acquisition is also provided, as well as a protocol for quantifying the properties of dynamic microtubules in confocal image stacks. This method, combined with conventional yeast genetics, provides an approach that is uniquely suited for quantitatively assessing the effects of microtubule regulators or mutations that alter the activity of tubulin subunits.

Budding yeast is an advantageous model for studying microtubule dynamics in vivo due to its powerful genetics and the simplicity of its microtubule cytoskeleton. The following protocol describes how to transform and culture yeast cells, acquire confocal microscopy images, and quantitatively analyze microtubule dynamics in living yeast cells.

고해상도 이미징 및 개인 별이 미세 소관 역학의 분석 신진 효모에서

Dynamic microtubules are fundamental to many cellular processes, and accurate measurements of microtubule dynamics can provide insight into how cells ...

A Graphical User Interface for Software-assisted Tracking of Protein Concentration in Dynamic Cellular Protrusions

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex signaling mechanisms underlying filopodial initiation, elongation and subsequent stabilization or retraction, it is crucial to determine the spatio-temporal protein activity in these dynamic structures. To analyze protein function in filopodia, we recently developed a semi-automated tracking algorithm that adapts to filopodial shape-changes, thus allowing parallel analysis of protrusion dynamics and relative protein concentration along the whole filopodial length. Here, we present a detailed step-by-step protocol for optimized cell handling, image acquisition and software analysis. We further provide instructions for the use of optional features during image analysis and data representation, as well as troubleshooting guidelines for all critical steps along the way. Finally, we also include a comparison of the described image analysis software with other programs available for filopodia quantification. Together, the presented protocol provides a framework for accurate analysis of protein dynamics in filopodial protrusions using image analysis software.

We present a software solution for semi-automated tracking of relative protein concentration along the length of dynamic cellular protrusions.

동적 세포 돌출부에서 소프트웨어를 이용한 단백질 농도 추적을위한 그래픽 사용자 인터페이스

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex ...

Measurement of Microtubule Dynamics by Spinning Disk Microscopy in Monopolar Mitotic Spindles

We describe a modification of an established method to determine microtubule dynamics in living cells. The protocol is based on the expression of a genetically encoded marker for the positive ends of microtubules (EB3 labelled with tdTomato fluorescent protein) and high-speed, high-resolution, live-cell imaging using spinning disk confocal microscopy. Cell cycle synchronization and increased density of microtubules are achieved by inhibiting centrosomal separation in mitotic cells, and analysis of growth is performed using open-source U-Track software. The use of a bright and red-shifted fluorescent protein, in combination with the lower laser power and reduced exposure time required for spinning disk microscopy reduce phototoxicity and the probability of light-induced artifacts. This allows for imaging a larger number of cells in the same preparation while maintaining the cells in a growth medium under standard culture conditions. Because the analysis is performed in a supervised automatic fashion, the results are statistically robust and reproducible.

Here we present a robust and detailed method of microtubule dynamics analysis in cells synchronized in prometaphase using live-cell spinning disk confocal microscopy and MATLAB-based image processing.

단극성 미토틱 스핀들에서 디스크 현미경 검사법에 의한 미세소관 역학 측정

We describe a modification of an established method to determine microtubule dynamics in living cells. The protocol is based on the expression of a ...

에 미세 소관 역학을 측정하는 plusTipTracker 소프트웨어를 사용

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