Name: isolation, culture and transduction of adult mouse cardiomyocytes
Uploaded: 2016-08-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 42 s
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이 프로젝트는합니다 (샌들러 재단에 의해 부분적으로 재정 지원) 혁신적인 생물 의학 연구에 대한 UCSF 프로그램, 독립 수상에 NIH 통로 (R00HL114738), 그리고 에드워드 말린 크로 트 주니어 재단의 지원을 받았다. JJ는 NIH (T32HL007731)에서 박사 친교에 의해 지원되었다. 저자는 반드시 NIH의 공식 견해를 대변하지 않습니다이 작품의 내용에 대한 책임은 전적으로 귀하에게 있습니다.

여기에 설명 된 모든 절차는 캘리포니아 대학에서 기관 동물 사용 및 관리위원회, 샌프란 시스코에 의해 승인되었습니다. 참고 : 간단히 마우스의 가슴에서 심장을 추출 후, 관상 동맥 역 행성 관류 효율적으로 콜라게나 제와 단백질 분해 효소 XIV와 세포 외 기질을 소화하는 데 사용됩니다. 심실은 기계적으로 해리하여 단일 세포 현탁액을 여과, 분리된다. 중력 침강은 높은 밀도 섬유 아 세포와 내피 세포 등의 기질 세포에서 분리 된 심근 세포를 분리하기 위해 수행된다. 정제 된 심근 라미닌 - 코팅 폴리스티렌 주 동안 배양 및 아데노 바이러스 유전자 벡터로 형질 도입 될 수있다. 1. 심근 격리 <ol><li> 버퍼, 외과 역 관류 장치를 준비 <ol><li> 탭에 따라 버퍼와 미디어를 준비제작 : 1. </li><li> 물 목욕을 순환을 켜고 가열 된 물 재킷의 출력은 37 ℃의 온도에 도달하도록 입력 온도를 설정합니다. </li><li> 70 % 에탄올로 세척하여 청소 관류 시스템. 그런 다음 멸균 여러 볼륨으로 세척하여 시스템에서 에탄올의 모든 흔적을 제거합니다. </li><li> 관류 버퍼 (표 1)과 재관류 시스템을로드합니다. 먼저 배수 물이 시스템에서, 다음 관류 버퍼의 2 권으로 세척하십시오. 그런 다음 열 재킷의 내부 열 관류 버퍼 가득되도록 관류 버퍼 죽은 공간을 채우기하지만 거품 제거 챔버는 비어 있습니다. TIP : 기포가 거품 제거 챔버 아래 라인에 존재하지 않는 확인하십시오. , 완강히 저항하는 거품을 제거 모든 마개 참여와 압력이 몇 초 동안 라인 내부에 구축 할 수 있도록합니다. 이어서 출구에서 제트 고압 관류 완충액 있도록 하부 콕 해제; 빠른 흐름과 turbulenc전자는 관류 출구 근처에 잡힌 거품을 제거하는 데 도움이됩니다. </li><li> 바늘과 주사기를 준비 대동맥 삽관 사용한다. 관류 버퍼 가득 한 ML의 주사기에 18 G 무딘 바늘을 연결합니다. 공기 방울을 제거하고 랩 테이프로 해부 miscroscope 조명의 한 팔에 주사기 어셈블리를 고정합니다. TIP : 경 사진 바늘에서 무딘 엔드 바늘을 작성하려면, 전선 절단기와 바늘 샤프트를 가로로 쪼개다. 끝이 평평 때까지 샌딩 돌 끝을 연마. 주 : 삽관시 바늘에서 대동맥의 미끄러짐을 감소 면도날을 사용하여 캐 뉼러 바늘의 축을 거칠게. 여러 홈이 니들 샤프트의 끝 1cm 이내 때까지 회전하는 동안 상기 허브와 상부 샤프트 바늘을 고정하고 앞뒤로 수직 바늘 축의 장축 면도기를 보았다. 날이 무딘 될 때 새로운 면도기로 전환합니다. </li><li> 깨끗한 배치해부 현미경 아래 페트리 접시 삽관시 중심부를 포함합니다. 캐뉼라의 선단이 뷰잉 영역의 가장자리 근처 이도록 일루미네이터 아암 놓고 있지만 절개를 방해하지. 정맥의 끝이 배양 접시의 가장자리 아래에 있는지 확인하십시오. 참고 : - 페트리 접시에 215 마이크론 메쉬의 정사각형 작은 (7cm 2 ~ 5)를 놓고 해부하는 동안 마음을 고정 도움이됩니다. 마음이 메시에 배치 될 때, 슬라이딩 및 기계 조작시 중심부의 회전 줄이기 위해 마찰을 만듭니다. </li><li> 대동맥의 고정에 사용되는 캐 뉼러 바늘의 중심 주위 이른바 더블 돌린 매듭이 봉합 넥타이. </li></ol></li><li> 심장 추출 및 캐 뉼러 <ol><li> 복강 내 주사를 통해 헤파린 (5 IU / g 체중)을 투여. 헤파린은 심장으로 순환 할 수 있도록 20 분을 기다립니다. </li><li> 복강 내 분사하여 마우스를 마취20 % 에틸 카르 바 메이트 (2 mg의 에틸 카바 메이트 / g 체중)의 이온. (- 5 분​​ 정도 3) 마우스가 깊은 마취가 될 때까지 면밀히 관찰한다. 참고 : 깊은 마취가 발가락 핀치와 각막 반사 모두의 부족에 의해 확인된다. 마우스 (8)에 의해 깊은 마취에 도달하지 않은 경우 - 10 분 후, 에틸 카바 메이트의 추가 용량을 투여. 마취에 대한 개별 응답은 쥐 사이 다를 수 있지만, 실패 후에도 반복 투여 깊은 마취를 배제 할 수있다 저하 에틸 카르 바 메이트를 나타낼 수 있습니다 첫 번째 투여시 깊은 마취를 입력합니다. 저하를 방지하기 위해 각 사용하기 전에 에틸 카바 메이트의 새로운 솔루션을 준비합니다. </li><li> 외과 테이프 각 사지를 고정하여 수술 플랫폼에 마우스를 고정. 70 % 에탄올의 자유 양 절개 영역을 소독. 팻은 실험실 와이프와 건조. </li><li> 바로 흉골 아래 조직 집게로 피부를 들어 올립니다. 죽 절단, 작은 가위로 횡 절개를합니다피부와 복부를 우. </li><li> 부드럽게 흉골을 통해 흉곽을 들어 올려 지혈제를 사용합니다. 작은 절개 가위를 사용하여 겨드랑이 향해 V 자형으로 절개를 연장한다. 첫 번째 늑골을 잘라 양쪽의 다이아 프램에 구멍. </li><li> 지혈제와 흉곽을 들어 올려 완전히 다이어프램을 가로로 쪼개다 작은 홍채 가위를 계속 사용합니다. 심장을 찔린 않도록주의하십시오. </li><li> rostrally를 신속하고 지혈을 사용 흉곽 후퇴하지만 신중 양쪽 겨드랑이쪽으로 흉곽으로 절단하여 V 자 형상의 절개를 연장한다. 완전히 흉곽의 중앙 부분을 철회하고 대신에 개최 첨부 지혈을 누워. </li><li> 미세 집게를 사용하여 심낭을 제거합니다. </li><li> 부드럽게 곡선 집게를 사용하여 마음을 들어 올리는 동안, 심장에 부착 된 정맥과 동맥을 가로로 쪼개다. 즉시 근육 수축을 천천히 얼음처럼 차가운 관류 버퍼에 마음을 놓습니다. </li><li> 배양 접시 아래에 마음을 놓고해부 현미경 (215 μm의 메쉬의 작은 조각에 장소는 해부 동안 고정 도움). 미세 홍채 가위를 사용하여 과량의 비 심장 조직을 낸다. 대동맥 근처 절단시주의하십시오. </li><li> brachioencephalic 동맥 근처의 대동맥을 가로로 쪼개다, 거품 또는 조직 파편이 개통을 입력 할 수 않도록주의하십시오. </li><li> 액체 레벨이 캐 뉼러의 개방 이상으로 상승하도록 차가운 얼음 관류 버퍼 마음을 포함하는 배양 접시를 입력합니다. 선단이 대동맥판 단지 말단되도록 캐 뉼러 상 대동맥 시스. 팁 : 약간 뉼러 끝에 개발 수있는 잠재적 인 기포를 제거하기 위해 이전에 정맥 삽관의 주사기 우울 공기 색전증의 위험을 감소시킨다. 또한 대동맥 외장 중에 기포를 도입 않도록 용액의 표면 아래에 캐뉼라의 선단 및 대동맥을 유지한다. </li><li> 아래 미리 묶어 7-0 실크 봉합사를 밀어단, 바늘 끝 위 삽관 바늘 위치의 축. 미세 집게로 매듭을 조입니다. 단지 첫 위에 배치 번째 봉합이 단계를 반복합니다. 참고 : 바늘의 끝이 전에 체결 한 후 대동맥 판막 이상 아직 확인합니다. </li><li> 천천히 관상 동맥 혈관을 통해 관류 버퍼의 0.5 ml의 배출 주사기를 우울. 참고 : 삽관에 성공하면 혈액이 관상 동맥 혈관을 떠나 지느러미 정맥과 동맥에서 풀링 가시화 될 것이다. 중요 사항 : (특히, 격막 천공) 관류하는 것은 최초 저산소 노출을 감소시키고 절연 심근의 생존 상태를 최대화하도록 최소화되어야 흉강의 개구로부터 시간. 이상적으로,이 시간은 5 분 미만이어야합니다. </li></ol></li><li> 관류 참고 : 역 행성 관류장치는 편리 표준 실험실 벤치에 깨끗한 환경에서 동작이나 불임을 최대화하기 위해 층류 후드에 배치 될 수있다. 관류가 완료된 후에 그러나 작업은 오염을 최소화하기 위해 층류 하에서 수행되어야한다. <ol><li> 부드럽지만 확실히 천천히 앞뒤로 비틀 (멸균 장갑을 사용) 주사기의 캐 뉼러 허브를 제거합니다. 주사기 오프 삽관 바늘을 당기는 동안 천천히 재관류 동안 공기 방울을 방지하기 위해 바늘 허브 관류 완충액 토출. </li><li> 관류 출구 아래에서 재순환 캐치 튜브를 제거하고 폐기물 캐치 비커로 교체합니다. 관류 배출구에 고정 루어 어댑터에 바늘 허브를 연결 (도 1, 2)가 워터 자켓에, 펌프가 최저 설정으로 실행되는 동안 (15 RPM을 ~ 6 ml / 분). 팁 : 루어 어댑터 바늘 허브를 연결하는 경우, 적하 관류 완충액 사기 허용거품을 도입하지 않도록하기 위해서는 바늘 허브의 액체로의 연결을. </li><li> 관류 버퍼의 8 ml의 입구 호스로 흡입 될 때까지 재순환하지 않고 마음을 관류. 주 :이 단계에서 급수 호스로 흡입 관류 버퍼의 부피는 중심부를 통해 펌핑 관류 완충액 15㎖의 총 제공 관류 시스템 7 ㎖가 데드 볼륨을 가정한다. </li><li> 재관류 버퍼에서 도입 관을 제거한다. 허용 공기 시스템의 불감 부피보다 적은 입구로 흡입된다. 주 :이 단계에서 흡입 공기량이 관상 혈관한다 (단계 1.3.7 참조)에 유입 된 공기를 방지하도록 조정되어야한다. </li><li> 단, 튜브의 바닥 위에 분해 완충액 (표 1)에 유입 튜브를 놓는다. 천천히 공급 및 주입 관이 관 넘침 방지하기에 충분한 양을 흡인 할 수있다. </li><li> 시각화 사이의 기포를 수행재관류 버퍼는 열 재킷을 통해 이동함에 따라 소화 버퍼. 가열 재킷의 중심에 관류 버퍼의 레벨을 관찰하면 기포가 디 버블 링 챔버에 도달하면 삭제하기 시작한다. 소화 버퍼 디 버블 링 챔버에 도달하면 열 재킷 내의 액체의 레벨은 안정을 유지한다. 중요 : 관류 버퍼의 레벨이 너무 낮게 떨어지면, 출구 마개를 닫고 벤트 꼭지를 엽니 다. (- 출구 위 5인치 3) 레벨이 편안한 수준으로 상승 할 수 있습니다. 그 다음, 관류 펌프가 정지하고 배기 콕을 닫는다. 출구 포트 꼭지를 열고 관류 펌프를 다시 시작합니다. </li><li> 마음에서 나오는 솔루션을보십시오. 관류 버퍼의 마지막 마음을 떠나 소화 버퍼가 마음을 통해 순환 시작으로, 밝은 갈색 명확에서 색상 변경으로 인해 콜라게나 제의 존재로 관찰됩니다. </li><li> 소화 버퍼 마음을 관류15 분 - 약 10. 콜라겐이 분해 될 때 마음이 삐딱를 시작하고 기계적인 지원을 잃는다. </li></ol></li><li> 기계 해리 및 정제 <ol><li> 건조 페트리 접시에 집게와 장소 정맥에서 심장을 제거합니다. 신속하게 잘 홍채 가위를 사용하여 여분의 심실 조직을 잘라. 씻어 새로운 배양 접시 포함 관류 버퍼에 심실을 전송합니다. 멸균 후드에 페트리 접시를 이동하고 신선한, 건조 페트리 접시에 심실을 전송합니다. </li><li> 반전에 의해 혼합, 열 재킷에서 소화 버퍼의 7.5 ml의 수집 및 1 M 염화칼슘 (2)의 2.8 μl를 추가합니다. 페트리 접시에 심실에 염화칼슘 2 소화 버퍼의 3 ㎖ - 2를 추가합니다. 참고 : 칼슘의 농도는 300 ~ 700 μM에서 발생 </li><li> 대부분의 조각을 1 mm보다 작 3되도록 빠르게 미세 집게 심실 조직 씹다. (가) 남아 추가페트리 접시에 해리 심실 단계 1.3.2에서 칼슘 보충 소화 버퍼를 보내고 부드러운 교반 혼합한다. </li><li> 5 % CO 2와 37 ° C 배양기에서 배양 접시를 놓습니다. 충분한 심근가 (아래 참고 참조) 조직에서 분리 될 때까지 배양 접시마다 2 분 선동. 주 : 배양 길이가 필요할 수 실험의 필요에 따라 미세 조정 분해의 정도를 조정한다. 일반적으로, 더 긴 배양 시간은 수율과 순도를 증가하지만, 세포 부착 및 생존율을 감소시킬 수있다. 5-10 분 높은 수율을 달성하기 위해 일반적으로 충분하다 (~ 5-10 × 105 세포 당 심장). </li><li> 층류 후드로 다시 배양 접시를 전송합니다. 또한 해리 조직을 피펫 부드럽게, 45 ° 각도로 잘라 전송 피펫을 사용. </li><li> 콘에 215 μm의 메쉬 배 및 50 ml의 원뿔을 통해 개최 멸균 장갑을 사용합니다. 피펫해리 조직 메쉬 상에 정지하고 여과 액이 50 ml의 원뿔로 배출 할 수 있습니다. 첫 번째 여과 액과 결합, 메쉬를 통해 배양 접시에서 심근 세포를 씻어 미리 예열 정지 버퍼 (표 1) 7.5 ml를 사용합니다. 주 : 칼슘 최종 1.1 mm의 상승과 정지 버퍼의 최종 2.5 %의 FBS가 프로테아제 활성을 중화시킨다. </li><li> 15 ML 원뿔에 세포 현탁액을 전송하고 15 분 동안 중력에 의해 정착 할 수 있습니다. </li><li> 용액 100 ㎕의 세포 이상으로 유지 - 조심스럽게 50이되도록 전송 피펫으로 상층 액을 제거합니다. 미리 예열, 평형 문화 미디어 (표 1) 10 ㎖를 추가하고 부드러운 반전으로 섞는다. 심근가 15 분 동안 중력에 의해 해결하도록 허용합니다. 팁 : 원하는 단계 1.4.8를 반복 순도를 증가합니다. </li><li> 100 μL 오 - 조심스럽게 전송 피펫 등 만 50 뜨는을 제거F 용액을 세포 위에 남아있다. </li></ol></li></ol> 2. 심근 문화 <ol><li> 프리 코트 조직 세포 전에 도금을 2 시간 동안 37 ° C에서 라미닌 (10 μg의 / mL) 및 저장소와 배양 접시를 배양 처리. 직전 도금 조직 배양 접시에서 라미닌 용액을 흡인한다. MEM 또는 PBS로 한번 세척 한 후 비 흡착 라미닌을 제거하는 잔류 액체를 대기음. </li><li> 원하는 세포 밀도를 달성 부드러운 반전에 의해 혼합 충분한 사전 예열, 평형 문화 매체를 추가합니다. (- 20 × 104 세포 / ㎠ 통상 5) 플레이트는 배양 용기 내로 세포의 농도를 원하는. 심근 분리의 수율을 평가하기 위해, 현미경으로 검사하여 농도 hemacytometer 또는 테스트 플레이트를 통해 세포를 계산. 프로토콜의이 단계에서 1.0 × 10 6 세포 - 성인 마우스의 심장은 일반적으로 0.5를 제공합니다. TIP : 96 웰 플레이트를 사용하는 경우, 1,000 μL의 micropip를 사용45 ° 각도로 잘라 끝두기가 힘을 전단에 의한 세포 손상을 최소화합니다. 이 거품의 도입을 최소화하기 위하여 세포 현탁액의 토출 동안 웰의 바닥을 터치되도록 피펫 팁을 놓는다. </li><li> 5 % CO 2와 95 %의 습도가 37 ° C를 인큐베이터에 신속하게 세포 배양 접시를 이동합니다. 산성화를 방지하기 위해 필요에 따라 미디어를 변경 : 모든 1~5일는 세포 밀도에 따라 달라집니다. 세포 배양 표면에 부착을 촉진 6 일 - 제 3 동안 배양 접시의 처리를 최소화한다. 참고 : 세포가 완전히 부착되지 않은 경우, 미디어 변경하는 동안 세포 교란을 최소화 반 미디어 변경을 수행합니다. 단지 미디어의 표면 아래에 피펫 팁을 유지하면서 천천히 미디어를 대기음. 그런 다음 천천히 그냥 배양 접시의 벽에 미디어의 표면 위의 피펫 팁을 유지하여 추가 미디어를 추가합니다. </li><li> 심근의 생존 능력을 평가하기 위해, 확인브라이트 현미경 아래에있는 형태. 갓 격리 된 심근는 시야 조명에서 선명하고 뚜렷한 가장자리와 대략 막대 모양의 형태를 (그림 2)을 유지한다. 참고 : 트리 판 블루로 세포를 염색하여 생존을 확인합니다. </li><li> 심근 분리의 순도를 평가하기 위하여, 심근 세포를 식별하는 세포 형태를 확인한다. 총 세포를 식별 할 Hoescht 33342로 핵을 얼룩. 참고 : 심근가 자신의 특성 형태 (막대 모양) 및 크기에 따라 비 심근에서 확인할 수 있습니다 (약 100 - 길이가 200 μm의). 또한, 갓 고립 된 심근 세포는 알파 - 티닌 (26) (그림 3C, D) 또는 심장 트로포 닌 T. (27) 심근 특이 적 마커에 대한 긍정적 인 얼룩됩니다 </li></ol> 아데노 바이러스 3. 유전자 형질 도입 <ol><li> 설립 m를 사용하여 아데노 바이러스 세포 용 해물을 준비ethods.도 21은 아데노 바이러스 생산 세포를 10 세포 용 해물을 사용하여 심근 세포를 형질 도입. 분리 후 일 0 일 1 일, 신중 심근 세포를 포함하는 미디어에 세포 용 해물을 추가한다. 주 : 높은 역가의 아데노 바이러스 제제는 약 48 강한 표현을 달성 - 72 시간. 실험 설계에 맞게 감염의 다중성을 조정합니다. </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

격리 된 심근의 전반적인 건강이 프로토콜의 몇 가지 중요한 측면에 따라 달라집니다. 먼저, 심장 재관류로 추출로부터 시간이 중요하며, 5 분 이하로 수행되어야한다. 칼슘의 제거가 세포 - 세포 상호 작용을 해리하는 데 도움이되지만 부정적 셀 상태 장기에 영향을 미칠 수있다. 29-32을 따라서, 우리는 충분한 EGTA 의해 관류의 최초 몇 분 동안 칼슘을 제거 (에틸렌 글리콜 테트라 산) 킬레?...

배양 심근 세포는 종종 시험 관내에서 잘 제어 된 환경에서 세포의 동작을 모니터링하기 위해 사용된다. 예를 들어, 형태학 전기, 생화학 적, 기계적 세포 특성은, 한정 배지에서 1, 2, 및 소분자 약물, 펩티드, 유전자 조절, 3 또는 전기적 자극에 응답하여 설계된 기판 상에 조사 될 수있다. (4) 휴대 콘텐츠 수 도 정의 공동 배양을 이용하여 제어 될 수있다. (5)이 체외 실험 큰 약물 또는 유전자 스크린에 유용하며 심근 생물학 관련 연구의 여러 유형에 대한 생체 내 방법으로 보완. 장기 문화 표현형 변화를 달성하기 위해 시간의 기간 연장이 필요한 실험 길 수 있습니다. 적시 예는 탈분화 세포주기에 재진입하고, 세포 분열이 전형적 위에 조사된다 SE 성인 포유류 심근 세포 증식이다주에 veral 일. 여기서 6,7, 연장 된 배양 시간은 유전자 조작, 7,8- 기능 탈분화 (예 sarcomeric 분해) 9 잠재적 전사 탈분화을 용이하게한다.도 6 이후의 세포주기 재진입 및 세포 분열이 더 긴 배양 기간이 필요 분열의 여러 라운드 실험의 목표입니다, 특히, 관찰. 심근 세포주기의 중요성은 기존의 심근 세포의 탈분화 및 확산은 제브라 피쉬와 신생아 생쥐의 심장 재생을위한 책임 나타났다 심장 재생, 몇 가지 최근 주요 과학 작품의 중심이다. 10 ~ 12 따라서, 가능성 포유 동물 성인 심근에 탈분화 세포주기 재입국 자극하는 것은 인간의 마음 재생 13-15에서 핵심적인 질문을 유지 I N 포유류 심장의 세포주기를 연구 시험 관내 실험근세포 주로 기인 마우스 모델에 비해 장기간 배양의 상대적인 용이성, 래트 소스를 사용했다. (16) 그러나, 뮤린 시스템이 모두 시험 관내 및 생체 내에서 유용하다 잘 특성화 트랜스 제닉 도구 및 질병 모델의 풍부한 자원을 알려 프로토콜. 예를 들어, Cre 호텔 기반 혈통 추적은 생체 내에서 신생아 마우스 마음에 심근 재생의 근원으로 기존의 심근의 식별을 사용할 수있다. 계통 추적 신생아 마우스 심근의 12 시험관 연구를 간질과의 상호 작용의 시험을 활성화 한 섬유 아세포와 공동 배양을 통해 세포. 5 단, 그 문제로 인해, 17 몇보고 성인 마우스 심근 세포의 분리 및 장기간 배양으로 존재한다. 18,19 단독 단기 배양 가능한 성인 쥐 심근 세포의 분리는 어려운 작업으로 알려져있다. 이 protoc올 단기간뿐만 아니라 장기간의 연구 모두에 사용될 수 성체 마우스의 생존 심근을 달성하는 방법을 단계별로 설명합니다. 이 프로토콜을 이용하여 분리 심근 효율적 아데노 바이러스 벡터 (20, 21)에 대한 주 배양으로 형질 도입 될 수있다. 이러한 방법은 체외에서 심근 생물학을 연구 할 수있는 강력한 시스템을 제공한다. 여기에 설명 된 방법은 랑겐 돌프 역 행성 관류의 변화를 사용하여 이전 작품에서 여러 요소를 기준으로합니다. 18, 22 여러 프로토콜이 단기 문화 연구, 23-25 ​​장점의 대한 성인 마우스 심근 세포의 분리에 게시되었지만 이 프로토콜은 문화 능력 고립 된 심근 장기입니다. 이것은 이소성 유전자 발현과 관련된 셀룰러 프로그래밍 전략 같이 장시간을 필요로하는 세포 과정의 연구에 유용 할 것이다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heated water jacket</td><td>Radnoti</td><td>158831</td><td></td></tr><tr><td>Circulating heated water bath, Isotemp</td><td>Fisher Scientific</td><td>3013</td><td></td></tr><tr><td>Laboratory pump</td><td>Watson-Marlow</td><td>323</td><td></td></tr><tr><td>Hemostats</td><td>Exelta</td><td>63042-090</td><td></td></tr><tr><td>Tissue forceps</td><td>VWR</td><td>470128034</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 curved forceps</td><td>FST</td><td>91197-00</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 fine forceps</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Small dissection scissors</td><td>VWR</td><td>470128034</td><td></td></tr><tr><td>Extra fine bonn scissors</td><td>FST</td><td>14084-08</td><td></td></tr><tr><td>Fine spring scissors</td><td>FST</td><td>91500-09</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S9888</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P9541</td><td></td></tr><tr><td>Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;.7H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Fisher</td><td>S25837</td><td></td></tr><tr><td>MgSO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;.7H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Fisher</td><td>S25414</td><td></td></tr><tr><td>Taurine</td><td>Sigma</td><td>86329</td><td></td></tr><tr><td>Butane dione monoxime (BDM)</td><td>Sigma</td><td>B0753</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Fisher&amp;nbsp;</td><td>BP310100</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma</td><td>G-7021</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Novo Nordisk</td><td>393153</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Amresco</td><td>0732-288</td><td></td></tr><tr><td>Protease, type XIV</td><td>Sigma</td><td>P5147</td><td></td></tr><tr><td>Collagenase II</td><td>Worthington</td><td>LS004176</td><td></td></tr><tr><td>MEM</td><td>Corning</td><td>15-010-CV</td><td></td></tr><tr><td>FBS, heat inactivated</td><td>JRS</td><td>43613</td><td></td></tr><tr><td>Primocin</td><td>Invitrogen</td><td>NC9141851</td><td></td></tr><tr><td>Ethyl Carbamate</td><td>Alfa Aesar</td><td>AAA44804-18</td><td></td></tr><tr><td>215 micron mesh</td><td>Component supply</td><td>U-CMN-215-A</td><td></td></tr><tr><td>20 G blunt ended needle</td><td>Becton Dickinson</td><td>305183</td><td></td></tr><tr><td>20 G beveled needle</td><td>Becton Dickinson</td><td>305176</td><td></td></tr><tr><td>Lab tape</td><td>VWR</td><td>89097-990</td><td></td></tr><tr><td>Surgical tape</td><td>3M</td><td>1527-0</td><td></td></tr><tr><td>Silk suture, 7-0</td><td>Teleflex</td><td>15B051000</td><td></td></tr><tr><td>Mouse anti-alpha-actinin antibody</td><td>Sigma</td><td>A7811</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG1 antibody</td><td>Thermo Fisher</td><td>A21121</td><td></td></tr></tbody></table>

isolation, culture and transduction of adult mouse cardiomyocytes

배양 심근 세포는 생체 내 시스템 보완 기술을 이용하여 심근 생물학을 연구 할 수있다. 예를 들어, 체외 문화의 순도 및 접근성은 생화학 적 분석, 라이브 이미징 및 전기 생리학 미세하게 제어 할 수 있습니다. 심근의 장기 문화는 단기 문화에서 완료 할 수 없습니다 추​​가 실험 방법에 대한 액세스를 제공합니다. 예를 들어, 탈분화 세포주기에 재진입하고, 세포 분열의 생체 외 연구는 지금까지 대부분의 장기 배양에서 더욱 강력한 것으로 보인다 래트 심근 세포로 제한되었다. 그러나, 유전자 변형 마우스 라인과 잘 발달 된 질병 모델의 풍부한 툴 세트의 가용성은 심장 연구를위한 마우스 시스템이 매력. 여러 보고서가 성인 마우스 심근 분리의 존재하지만, 몇몇 연구들은 장기 문화를 보여줍니다. 여기에 제시된 상기 단계별 방법성인 마우스 심근 세포의 분리 및 장기 문화. 첫째, 역행을 Langendorff 관류 효율적으로 중력 침강 정제 다음 프로테아제와 마음을 소화하는 데 사용됩니다. 탈분화 다음 격리 기간 후에, 세포 배양에 서서히 부착 주 동안 배양 할 수있다. 아데노 바이러스 세포 용 해물을 효율적으로 단리 심근 세포를 형질 도입하기 위해 사용된다. 이러한 방법은 심근 생물학을 연구 할 수있는 간단하지만 강력한 모델 시스템을 제공한다.

야생 형 성인 ICR (CD1) 마우스 마음은 일반적으로 성공적인 분리에서 50 만 1 심근 세포를 얻을 수 있습니다. 즉시 분리 후, 세포 손상 근섬유 분절와 거의 막대 형상의 외관 (도 3a)를 유지하고, 심근 수축력을 포함하는 기능성 연구에 사용될 수있다. 막대 모양의 심근 (90 % 이상)의 높은 비율은 효과적인 관류과 소화의 표시입니다. 실행 가능한 심근 큰 것입니다 (...

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Isolation, Culture and Transduction of Adult Mouse Cardiomyocytes

This protocol describes a step-by-step method for the reproducible isolation and long-term culture of adult mouse cardiomyocytes with high yield, purity, and viability.

격리, 문화 및 성인 마우스 심근 세포의 형질 도입

Cultured cardiomyocytes can be used to study cardiomyocyte biology using techniques that are complementary to in vivo systems. For example, the purity and ...

isolation-culture-and-transduction-of-adult-mouse-cardiomyocytes

Research

JoVE Journal

Biology

26.5K 조회수.  University of California, San Francisco. This protocol describes a step-by-step method for the reproducible isolation and long-term culture of adult mouse cardiomyocytes with high yield, purity, and viability. 

비디오: Isolation, Culture and Transduction of Adult Mouse Cardiomyocytes

Isolation and Culture of Adult Epithelial Stem Cells from Human Skin

The homeostasis of all self-renewing tissues is dependent on adult stem cells. As undifferentiated stem cells undergo asymmetric divisions, they generate daughter cells that retain the stem cell phenotype and transit-amplifying cells (TA cells) that migrate from the stem cell niche, undergo rapid proliferation and terminally differentiate to repopulate the tissue.
Epithelial stem cells have been identified in the epidermis, hair follicle, and intestine as cells with a high in vitro proliferative potential and as slow-cycling label-retaining cells in vivo 1-3. Adult, tissue-specific stem cells are responsible for the regeneration of the tissues in which they reside during normal physiologic turnover as well as during times of stress 4-5. Moreover, stem cells are generally considered to be multi-potent, possessing the capacity to give rise to multiple cell types within the tissue 6. For example, rodent hair follicle stem cells can generate epidermis, sebaceous glands, and hair follicles 7-9. We have shown that stem cells from the human hair follicle bulge region exhibit multi-potentiality 10.
Stem cells have become a valuable tool in biomedical research, due to their utility as an in vitro system for studying developmental biology, differentiation, tumorigenesis and for their possible therapeutic utility. It is likely that adult epithelial stem cells will be useful in the treatment of diseases such as ectodermal dysplasias, monilethrix, Netherton syndrome, Menkes disease, hereditary epidermolysis bullosa and alopecias 11-13. Additionally, other skin problems such as burn wounds, chronic wounds and ulcers will benefit from stem cell related therapies 14,15. Given the potential for reprogramming of adult cells into a pluripotent state (iPS cells)16,17, the readily accessible and expandable adult stem cells in human skin may provide a valuable source of cells for induction and downstream therapy for a wide range of disease including diabetes and Parkinson's disease.

A rapid, robust way of isolating viable adult epithelial stem cells from human skin is described. The method utilizes enzymatic digestion of skin collagen matrix , followed by plucking of hair follicles and isolation of single cell suspensions or tissue fragments for cell culture.

사람의 피부에서 성인 상피 줄기 세포의 분리 및 문화

The homeostasis of all self-renewing tissues is dependent on adult stem cells. As undifferentiated stem cells undergo asymmetric divisions, they generate ...

연구

생물학

Single Cell Transcriptional Profiling of Adult Mouse Cardiomyocytes

While numerous studies have examined gene expression changes from homogenates of heart tissue, this prevents studying the inherent stochastic variation between cells within a tissue. Isolation of pure cardiomyocyte populations through a collagenase perfusion of mouse hearts facilitates the generation of single cell microarrays for whole transcriptome gene expression, or qPCR of specific targets using nanofluidic arrays. We describe here a procedure to examine single cell gene expression profiles of cardiomyocytes isolated from the heart. This paradigm allows for the evaluation of metrics of interest which are not reliant on the mean (for example variance between cells within a tissue) which is not possible when using conventional whole tissue workflows for the evaluation of gene expression (Figure 1). We have achieved robust amplification of the single cell transcriptome yielding micrograms of double stranded cDNA that facilitates the use of microarrays on individual cells. In the procedure we describe the use of NimbleGen arrays which were selected for their ease of use and ability to customize their design. Alternatively, a reverse transcriptase - specific target amplification (RT-STA) reaction, allows for qPCR of hundreds of targets by nanofluidic PCR. Using either of these approaches, it is possible to examine the variability of expression between cells, as well as examining expression profiles of rare cell types from within a tissue. Overall, the single cell gene expression approach allows for the generation of data that can potentially identify idiosyncratic expression profiles that are typically averaged out when examining expression of millions of cells from typical homogenates generated from whole tissues.

Single cell expression profiling allows the detailed gene expression analysis of individual cells. We describe methods for the isolation of cardiomyocytes, and preparing the resulting lysates for either whole transcriptome microarray or qPCR of specific targets.

성인 마우스 Cardiomyocytes의 단세포 Transcriptional 프로파일

While numerous studies have examined gene expression changes from homogenates of heart tissue, this prevents studying the inherent stochastic variation ...

Isolation and Culture of Individual Myofibers and their Satellite Cells from Adult Skeletal Muscle

Muscle regeneration in the adult is performed by resident stem cells called satellite cells. Satellite cells are defined by their position between the basal lamina and the sarcolemma of each myofiber. Current knowledge of their behavior heavily relies on the use of the single myofiber isolation protocol. In 1985, Bischoff described a protocol to isolate single live fibers from the Flexor Digitorum Brevis (FDB) of adult rats with the goal to create an in vitro system in which the physical association between the myofiber and its stem cells is preserved 1. In 1995, Rosenblattmodified the Bischoff protocol such that myofibers are singly picked and handled separately after collagenase digestion instead of being isolated by gravity sedimentation 2, 3. The Rosenblatt or Bischoff protocol has since been adapted to different muscles, age or conditions 3-6. The single myofiber isolation technique is an indispensable tool due its unique advantages. First, in the single myofiber protocol, satellite cells are maintained beneath the basal lamina. This is a unique feature of the protocol as other techniques such as Fluorescence Activated Cell Sorting require chemical and mechanical tissue dissociation 7. Although the myofiber culture system cannot substitute for in vivo studies, it does offer an excellent platform to address relevant biological properties of muscle stem cells. Single myofibers can be cultured in standard plating conditions or in floating conditions. Satellite cells on floating myofibers are subjected to virtually no other influence than the myofiber environment. Substrate stiffness and coating have been shown to influence satellite cells' ability to regenerate muscles 8, 9 so being able to control each of these factors independently allows discrimination between niche-dependent and -independent responses. Different concentrations of serum have also been shown to have an effect on the transition from quiescence to activation. To preserve the quiescence state of its associated satellite cells, fibers should be kept in low serum medium 1-3. This is particularly useful when studying genes involved in the quiescence state. In serum rich medium, satellite cells quickly activate, proliferate, migrate and differentiate, thus mimicking the in vivo regenerative process 1-3. The system can be used to perform a variety of assays such as the testing of chemical inhibitors; ectopic expression of genes by virus delivery; oligonucleotide based gene knock-down or live imaging. This video article describes the protocol currently used in our laboratory to isolate single myofibers from the Extensor Digitorum Longus (EDL) muscle of adult mice (6-8 weeks old).

Isolation and culture of myofibers is the gold standard in vitro system to study the transition of satellite cells through quiescence, activation and differentiation. Importantly, the single myofiber culture system preserves the myofiber/stem cell association, which is an essential component of the muscle stem cell niche.

성인 골격근의 개인 Myofibers 및 위성 세포의 분리와 문화

Muscle  regeneration in the adult is performed by resident stem cells called satellite  cells. Satellite cells are defined by  their position between the ...

Isolation and Culture of Neonatal Mouse Cardiomyocytes

Cultured neonatal cardiomyocytes have long been used to study myofibrillogenesis and myofibrillar functions. Cultured cardiomyocytes allow for easy investigation and manipulation of biochemical pathways, and their effect on the biomechanical properties of spontaneously beating cardiomyocytes.	
The following 2-day protocol describes the isolation and culture of neonatal mouse cardiomyocytes. We show how to easily dissect hearts from neonates, dissociate the cardiac tissue and enrich cardiomyocytes from the cardiac cell-population. We discuss the usage of different enzyme mixes for cell-dissociation, and their effects on cell-viability. The isolated cardiomyocytes can be subsequently used for a variety of morphological, electrophysiological, biochemical, cell-biological or biomechanical assays. We optimized the protocol for robustness and reproducibility, by using only commercially available solutions and enzyme mixes that show little lot-to-lot variability. We also address common problems associated with the isolation and culture of cardiomyocytes, and offer a variety of options for the optimization of isolation and culture conditions.

Primary mouse cardiomyocyte cultures are one of the pivotal tools for the investigation of myofibrillar organization and function. The following protocol describes the isolation and culture of primary cardiomyocytes from neonatal mouse hearts. The resulting cardiomyocyte cultures may be subsequently used for a variety of biomechanical, biochemical and cell-biological assays.

분리 및 문화 신생아 마우스 심근

Cultured neonatal cardiomyocytes have long been used to study  myofibrillogenesis and myofibrillar functions. Cultured cardiomyocytes allow  for easy ...

Isolation, Culture, and Functional Characterization of Adult Mouse Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of heart disease. In particular, the ability to study ion homeostasis, ion channel function, cellular excitability and excitation-contraction coupling and their alterations in diseased conditions and by disease-causing mutations have led to significant insights into cardiac diseases. Furthermore, the lack of an adequate immortalized cell line to mimic adult CMs, and the limitations of neonatal CMs (which lack many of the structural and functional biomechanics characteristic of adult CMs) in culture have hampered our understanding of the complex interplay between signaling pathways, ion channels and contractile properties in the adult heart strengthening the importance of studying adult isolated cardiomyocytes. Here, we present methods for the isolation, culture, manipulation of gene expression by adenoviral-expressed proteins, and subsequent functional analysis of cardiomyocytes from the adult mouse. The use of these techniques will help to develop mechanistic insight into signaling pathways that regulate cellular excitability, Ca2+ dynamics and contractility and provide a much more physiologically relevant characterization of cardiovascular disease.

Here we describe the isolation of adult mouse cardiomyoctyes using a Langendorff perfusion system. The resulting cells are Ca2+-tolerant, electrically quiescent and can be cultured and transfected with adeno- or lentiviruses to manipulate gene expression. Their functionality can also be analyzed using the MMSYS system and patch clamp techniques.

절연, 문화, 그리고 성인 마우스 된 심근의 기능적 특성

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of ...

Isolation and Culture of Mouse Primary Pancreatic Acinar Cells

This protocol permits rapid isolation (in less than 1 hr) of murine pancreatic acini, making it possible to maintain them in culture for more than one week. More than 20 x 106 acinar cells can be obtained from a single murine pancreas. This protocol offers the possibility to independently process as many as 10 pancreases in parallel. Because it preserves acinar architecture, this model is well suited for studying the physiology of the exocrine pancreas in vitro in contrast to cell lines established from pancreatic tumors, which display many genetic alterations resulting in partial or total loss of their acinar differentiation.

In this publication, we describe a rapid and convenient procedure for isolating and culturing primary pancreatic acinar cells from the murine pancreas. This method constitutes a valuable approach to study the physiology of fresh primary normal/untransformed exocrine pancreatic cells.

마우스 기본 췌장 포상 세포의 분리 및 문화

This protocol permits rapid isolation (in less than 1 hr) of murine pancreatic acini, making it possible to maintain them in culture for more than one ...

Isolation and Culture of Adult Mouse Cardiomyocytes for Cell Signaling and in vitro Cardiac Hypertrophy

Technological advances have made genetically modified mice, including transgenic and gene knockout mice, an essential tool in many research fields. Adult cardiomyocytes are widely accepted as a good model for cardiac cellular physiology and pathophysiology, as well as for pharmaceutical intervention. Genetically modified mice preclude the need for complicated cardiomyocyte infection processes to generate the desired genotype, which are inefficient due to cardiomyocytes&#8217; terminal differentiation. Isolation and culture of high quantity and quality functional cardiomyocytes will dramatically benefit cardiovascular research and provide an important tool for cell signaling transduction research and drug development. Here, we describe a well-established method for isolation of adult mouse cardiomyocytes that can be implemented with little training. The mouse heart is excised and cannulated to an isolated heart system, then perfused with a calcium-free and high potassium buffer followed by type II collagenase digestion in Langendorff retrograde perfusion mode. This protocol yields a consistent result for the collection of functional adult mouse cardiomyocytes from a variety of genetically modified mice.

Isolation and Culture of Adult Mouse Cardiomyocytes for Cell Signaling and in vitro Cardiac Hypertrophy

We describe a reliable method for isolation of adult mouse cardiomyocytes. This protocol yields a consistent result for the culture of functional adult cardiomyocytes from a variety of genetically modified mice.

분리 및 문화 성인 마우스 세포 신호 전달 용의 Cardiomyocytes과의<em&gt; 시험관</em&gt; 심장 비대

Technological advances have made genetically modified mice, including transgenic and gene knockout mice, an essential tool in many research fields. Adult ...

A Simple and Effective Method to Consistently Isolate Mouse Cardiomyocytes

The need for reproducible yet technically simple methods yielding high-quality cardiomyocytes is essential for research in cardiac biology. Cellular and molecular functional experiments (e.g., contraction, electrophysiology, calcium cycling, etc.) on cardiomyocytes are the gold standard for establishing mechanism(s) of disease. The mouse is the species of choice for functional experiments and the described technique is specifically for the isolation of mouse cardiomyocytes. Previous methods requiring a Langendorff apparatus require high levels of training and precision for aortic cannulation, often resulting in ischemia. The field is shifting toward Langendorff-free isolation methods that are simple, are reproducible, and yield viable myocytes for physiological data acquisition and culture. These methods greatly diminish ischemia time compared to aortic cannulation and result in reliably obtained cardiomyocytes. Our adaptation to the Langendorff-free method includes an initial perfusion with ice-cold clearing solution, use of a stabilizing platform that ensures a steady needle during perfusion, and additional digestion steps to ensure reliably obtained cardiomyocytes for use in functional measurements and culture. This method is simple and quick to perform and requires little technical skill.

The gold standard in cardiology for cellular and molecular functional experiments are cardiomyocytes. This article describes adaptations to the non-Langendorff technique to isolate mouse cardiomyocytes.

마우스 심근 세포를 일관되게 분리하는 간단하고 효과적인 방법

The need for reproducible yet technically simple methods yielding high-quality cardiomyocytes is essential for research in cardiac biology. Cellular and ...

의학

Isolation, Transfection, and Long-Term Culture of Adult Mouse and Rat Cardiomyocytes

Ex vivo culture of the adult mammalian cardiomyocytes (CMs) presents the most relevant experimental system for the in vitro study of cardiac biology. Adult mammalian CMs are terminally differentiated cells with minimal proliferative capacity. The post-mitotic state of adult CMs not only restricts cardiomyocyte cell cycle progression but also limits the efficient culture of CMs. Moreover, the long-term culture of adult CMs is necessary for many studies, such as CM proliferation and analysis of gene expression.
The mouse and the rat are the two most preferred laboratory animals to be used for cardiomyocyte isolation. While the long-term culture of rat CMs is possible, adult mouse CMs are susceptible to death and cannot be cultured more than five days under normal conditions. Therefore, there is a critical need to optimize the cell isolation and long-term culture protocol for adult murine CMs. With this modified protocol, it is possible to successfully isolate and culture both adult mouse and rat CMs for more than 20 days. Moreover, the siRNA transfection efficiency of isolated CM is significantly increased compared to previous reports. For adult mouse CM isolation, the Langendorff perfusion method is utilized with an optimal enzyme solution and sufficient time for complete extracellular matrix dissociation. In order to obtain pure ventricular CMs, both atria were dissected and discarded before proceeding with the disassociation and plating. Cells were dispersed on a laminin coated plate, which allowed for efficient and rapid attachment. CMs were allowed to settle for 4-6 h before siRNA transfection. Culture media was refreshed every 24 h for 20 days, and subsequently, CMs were fixed and stained for cardiac-specific markers such as Troponin and markers of cell cycle such as KI67.

Here, we present a protocol for the isolation, transfection, and long-term culture of adult mouse and rat cardiomyocytes.

성인 마우스및 쥐 심근세포의 격리, 트랜스페션 및 장기 문화

Ex vivo culture of the adult mammalian cardiomyocytes (CMs) presents the most relevant experimental system for the in vitro study of cardiac biology. ...

Simultaneous Isolation and Culture of Atrial Myocytes, Ventricular Myocytes, and Non-Myocytes from an Adult Mouse Heart

The isolation and culturing of cardiac myocytes from mice has been essential for furthering the understanding of cardiac physiology and pathophysiology. While isolating myocytes from neonatal mouse hearts is relatively straightforward, myocytes from the adult murine heart are preferred. This is because compared to neonatal cells, adult myocytes more accurately recapitulate cell function as it occurs in the adult heart in vivo. However, it is technically difficult to isolate adult mouse cardiac myocytes in the necessary quantities and viability, which contributes to an experimental impasse. Furthermore, published procedures are specific for the isolation of either atrial or ventricular myocytes at the expense of atrial and ventricular non-myocyte cells. Described here is a detailed method for isolating both atrial and ventricular cardiac myocytes, along with atrial and ventricular non-myocytes, simultaneously from a single mouse heart. Also provided are the details for optimal cell-specific culturing methods, which enhance cell viability and function. This protocol aims not only to expedite the process of adult murine cardiac cell isolation, but also to increase the yield and viability of cells for investigations of atrial and ventricular cardiac cells.

A method is described for the simultaneous isolation of myocytes and non-myocytes from both the atria and ventricles of a single adult mouse heart. This protocol results in consistent yields of highly viable cardiac myocytes and non-myocytes and details optimal cell-specific culture conditions for phenotyping and in vitro analysis.

성인용 마우스 심장에서 심방 심근 세포, 심실 심근 세포 및 비근구의 동시 격리 및 문화

The isolation and culturing of cardiac myocytes from mice has been essential for furthering the understanding of cardiac physiology and pathophysiology. ...