우리가 버나드 Kulemaka 및 그들의 도움이 의견과 시 지도, 샘 Connell 및 이미징 질문 및 데보라 뱅, 카 렌 주 및 케이 스튜어트 zebrafish 치료 비 위한 3i의 브렌 트 레드에 대 한 스미스 연구소의 회원을 감사 합니다. 이 작품 노 대학 및 줄기 세포의 센터에서 Zebrafish 연구 노 대학에서 재생 의학에 대 한 노트르담의, Elizabeth와 마이클 갤러거 가족, 알프레드 P. 슬로 안 재단, 센터에 의해 지원 되었다 담입니다. 모든 동물 연구 박사 코디 스미스의 Notre Dame 대학 IACUC에 따라 수행 되었다.

모든 동물 연구는 노 틀 담 기관 동물 관리 및 사용 위원회의 대학에 의해 승인 되었다.
1입니다. 제 브라 견본 준비
<ol><li>표준 절차13당 짝짓기 챔버로 한 성인 남자와 한 성인 여성 Tg (컨버터블 단백질)를 배치 합니다. 이 원고에서는 Tg(sox10:eos)를 물고기9 액세스 하지만 photoconvertible 단백질으로 다른 유전자 변형 라인을 동등 하 게 사용 될 수 있다. 물고기 놓지 않는 경우 더 이상의 챔버를 설정 합니다. 챔버에 남아 하룻밤을 물고기 허용.</li>
	<li>다음날 아침, 100 mm 페 트리 접시에 달걀을 수집 합니다. 심사 하기 전에 24 시간 후 수정 (hpf) 성숙 계란을 허용 합니다.</li>
	<li>위의 동물 heterozygotes는 transgene에 대 한 경우, 화면 24 hpf 요리 Tg(sox10:eos) + 488 nm 광원 및 GFP 배아에 대 한 필터링 해 현미경에 세트. Tg(sox10:eos) + 배아를 분리 하 고 48 성숙 허용 hpf.</li>
	<li>바늘 또는 핀셋으로 수동으로 Dechorionate 배아</li>
	<li>준비 하 고 0.8% 낮은 녹는 포인트 agarose 용액 5 mL를 전자 렌지.<ol>
<li>Agarose 터치 멋지다, 일단 배치 3-4 마 취 안내 (sox10:eos) +48 hpf 물고기 10 m m 유리 coverslip의 센터에서 페 트리 접시 바닥.</li>
		<li>충분히 agarose coverslip, 약 1 mL의 표면을 커버를 추가 합니다. 프로브 바늘을 사용 하 여 그들의 측면에 생선을 준비. 동물의 장착 되도록 공고히 agarose를 허용 합니다. 그것은 지속적으로 다시 정렬 하는 제 브라는 agar 굳은14까지 필요할 수 있습니다. 응고 약 2 분 걸립니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>후는 agarose는 2 분 동안 경화는, 천천히 0.02 %aminobenzoic 산 에스테 르 (Tricaine) 한 접시의 하단 표면 빠져들 때까지 접시를 포함 하는 태아 매체를 추가 합니다. 이것은 약 3 mL 이어야 한다.</li>
</ol>2. 현미경 장착 및 사전 변환 영상
<ol><li>Confocal 소프트웨어 열고 캡처 및 초점 창 [그림 1]을 선택 합니다. 캡처 창에서 캡처 설정 드롭 다운 탭 [그림 1]에서 실험실 전용 변환 이미지 설정을 선택 합니다. 여기, 실험실 전용 설정 이라고 "물고기 이미징입니다."</li>
	<li>Confocal 범위에 견본을 놓고 코스와 미세 조정 손잡이 사용 하 여 초점을 가져다 합니다.</li>
	<li>초점 창을 열고 관심 (즉 지 루트 ganglia) 원하는 영역을 찾습니다.</li>
	<li>C488 레이저 필터 설정 메뉴에서 선택 합니다. 300 ms에 노출 설정, 5, 파워 레이저 고 75 [그림 2] 강화.</li>
	<li>캡처 형식 섹션에서 3D 상자를 확인 하십시오. 3D 캡처 섹션에서 현재 위치를 사용 하 여 선택 하 고 현재 주위 범위를 확인 합니다. 같은 섹션에서 35, 36, 비행기 및 1 단계 크기의 숫자 범위를 설정 합니다. 범위는 증가 하거나 이미징 영역의 깊이 맞게 감소 될 수 있습니다. 척수에 대 한 35-40 스택 사이의 범위 값은 일반적으로 충분 한 [그림 5]입니다.</li>
	<li>[그림 5]의 현재 위치를 선택 합니다.</li>
	<li>클릭 이미지를 얻으려고 캡처 창의 맨 아래에서 시작 합니다.</li>
</ol>3. 단일 셀 Photoconversion
<ol><li>Confocal 소프트웨어 열고 캡처 및 초점 창 [그림 1]을 선택 합니다. 캡처 창에서 캡처 설정 드롭 다운 탭 [그림 1]에서 실험실 전용 변환 이미지 설정을 선택 합니다. 여기, 실험실 전용 설정 이라고 "물고기 ablate 전체 칩."</li>
	<li>C488 및 c541 레이저 필터 설정 메뉴에서 선택 합니다. 동일한 현미경 소프트웨어를 사용 하지 않는 경우 다른 레이저와 선택은 488 nm와 541 nm 레이저를 선택 하는 메뉴를 찾아. 300 ms에 노출 설정, 5, 파워 레이저 고 75 [그림 2] 강화. 이러한 레이저 설정은 photobleaching 또는 독성을 유발 하지 않고 충분 한 형광 신호를 생산에 따라 선택 됩니다. 독성 또는 photobleaching 시각 이다, 만약 레이저 전원 또는 노출을 줄일 수 있습니다.</li>
	<li>초점 창을 열고 초점 창에서 photomanipulation 탭을 클릭 합니다. 따라 레이저 매개 변수를 조정 합니다. 레이저 스택 전원 2로 변경 하 고 이동을 클릭 합니다. 1 래스터 블록 크기를 변경 하 고 설정을 클릭 합니다. 4를 두 번 클릭 크기를 변경 합니다. 레이저 라인 v405 변경 [그림 3].</li>
	<li>캡처 창에서 고급 캡처 설정을 엽니다. Photomanipulation 탭을 선택 하 고 2 번 반복을 변경 합니다. [그림 4] 확인을 클릭 합니다.</li>
	<li>초점 창에서 XY 탭을 선택 합니다. [그림 3, 그림 4] photomanipulation 탭에서 2 단계에서 레이저 매개 변수 확인 두 번. Photoconvert 주변 세포의 photoconversion 없이 관심의 셀 레이저 설정을 설정.<ol>
<li>Photoconversion 인접 한 셀의 경우 레이저 힘을 줄일 수 있습니다. 셀의 photoconversion 발생 하지 않으면, 레이저 능력을 늘릴 수 있습니다. 최적으로, 레이저 파워 photoconvert 관심과 하지 주변 지역에만 설정 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>캡처 형식아래의 timelapse 상자를 확인 하십시오. 을 클릭 [그림 6A]를 시작 합니다.</li>
	<li>일단 라이브 timelapse 창이 열리면 상단 도구 모음의 [그림 7] 원 도구를 선택</li>
	<li>셀의 centermost 지역에서 원을 그립니다. 그려진된 동그라미를 클릭 마우스 오른쪽, FRAP 지역, 선택 하 고 3 초 동안 기다립니다. 선택 된 지역 주차 될 것 [그림 8]. 캡처 중지를 클릭 합니다.</li>
	<li>개 이상의 동물을 이미징 하는 경우 다시 포커스 메뉴와 선택 위치 2에서 XY 탭으로 이동 합니다. 그런 다음 단계 4.1 4.6 반복 합니다.</li>
	<li>세포의 인구를 변환 하려면 프로토콜 및 레이저 매개 변수 관심 영역을 졸라, 선 도구를 사용 하 여 원 그리기 대신 4.1-4.4 제외 하 고 단계를 따릅니다. 관심 지역에 선을 인출 하 고 위에 나열 된 동일한 매개 변수를 사용 하 여 영역을 졸라.</li>
</ol>4. 게시물-photoconversion 영상
<ol><li>일단 모든 포인트 photoconverted. 실험실 관련 표준 이미지 스택 precoversion 이미징 단계 3에서에서 설명한 설정을 선택 합니다. 이 캡처 캡처 창 [그림 5]에서 드롭 다운 탭 설정에서 발견 된다.</li>
	<li>C488 레이저를 선택 하 고 설정 300ms에 노출, 레이저 출력 5, 75 [그림 2] 강화.</li>
	<li>C541 레이저 c488 레이저 같은 메뉴 아래를 선택 합니다. 500 ms에 노출 설정, 레이저 10, 출력 하 고 75 [그림 9] 강화.</li>
	<li>캡처 형식 섹션에서 3D 상자를 확인 하십시오. 3D 캡처 섹션에서 현재 위치를 사용 하 여 선택 하 고 현재 주위 범위를 확인 합니다. 같은 섹션에서 35, 36, 비행기 및 1 단계 크기의 숫자 범위를 설정 합니다. 범위 수 있습니다 늘리거나 원하는 이미징 깊이 [그림 5]에 맞게.</li>
	<li>XY 포커스 탭에 여러 지점이 경우 캡처 창에서 멀티 목록 옵션을 선택 합니다. 그렇지 않은 경우에 현재 위치를 선택 합니다.</li>
	<li>클릭 이미지를 얻으려고 캡처 창의 맨 아래에서 시작 합니다.</li>
</ol>

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</ol>

저자는 공개 없다.

복잡 한 조직에서 다른 세포 유형 특정 도메인으로 구성합니다. 최근 기술 이러한 큰 조직 구조1,2,3내에서 개별 셀 라벨에 이용 되어 있다. 여기 마찬가지로 단일 세포 상호 작용 및 복잡 한 조직 내의 세포 인구 상호 작용을 시각화를 활용할 수 있는 두 가지 방법을 설명 합니다. Photoconversion 기술의 장점은 분명히 셀 라벨 과학자는 공간 제어입니다. 능력을 더 작은 노출은 현미경으로 큰 이미지 창에서 영역 지역으로 단일 세포 또는 단일 셀의 다른 세포와는 다르게 표시 될 수 있습니다 작은 이미지입니다. 지금 여러 photoconvertible 단백질이 더 광범위 하 게 기술7을 만드는 사회에 도입 되었습니다. Photoconvert 단백질을 세포 내에서 능력, 과학자는이 기술 또는 셀 마이그레이션, 세포 분화 및 신경 회로 분석 조사에 유사한 접근 활용 하.
특정 레이저 매개 변수 및 소프트웨어 연구소에 있지만,이 문서에서는 신경 절 내의 단일 셀을 구별에 Eos photoconvertable 단백질을 사용 하는 보편적인 능력을 보여줍니다. 불행히도, 대부분 유전적 규제 영역을 형광 단백질 중추 내 널리 익스프레스 초기 발달 단계에서 사용할 수 있는입니다. 이러한 셀 비슷한 뿌리 풀에서 생성 되 있기 때문에 마커 식별 그 조상 상태9이 높습니다. 따라서 이러한 이전 발달 단계 동안 큰 중추 내의 단일 셀의 상호 작용을 시각화 하기가 어렵습니다. 여기에 표시 하는 방법을 신경 절 내에서 개별 셀을 레이블 수 및 따라서 중추 개발에 대 한 과학적인 질문을 해 부 하는 데 사용 될 수 있는 하나의 기법을 나타냅니다.
그러나,이 photoconversion 기술은 중추 개발의 연구에 국한 되지 않습니다. 예를 들어 중생의 연구, 사전 부상 조건의 photoconversion 부상 다음 절의 반응 내에서 특정 세포가 어떻게 결정을 활용할 수 있습니다. 이 연구는 신경 절에서 특정 셀의 뿌리와 같은 잠재력을 명료 하 게 도울 수 있다. 마찬가지로, 특정 종양 세포의 photoconversion 및 추적 시간이 지남에 따라 그 세포의 복잡 한 종양 내의 단일 셀의 속성을 공개 수 있습니다. 단일 셀 photoconversion의이 응용 프로그램은 따라서 생물 지역 사회에 의미 있는 발견을 기술의 잠재력을 확장 합니다.
이 방법은 척수의 영역 내의 셀 라벨 또한 선택적으로 수 있습니다. 개발, 세포는 자주 성숙한 위치11,14에서 차별화 된 세포를 생산 하기 위해 전조 지역에서 마이그레이션할. Cre 장기 운명을 매핑은 그런 과정을 해 부를 효율적으로 이용 되어. Cre 기법, 공간 해상도 Cre 전사15드라이브 게놈 규제 지역으로 제한 됩니다. Photoconversion와 함께이 공간 해상도 photoconversion 발생 시간과 시간적 해상도 선택할 수 있는 능력과 함께 얻을 수 있습니다. 따라서, 짧은 기간 운명-매핑,이 photoconversion 기술은 Cre 운명-매핑을 통해 많은 이점이 있다. 그러나, 샘플 UV 빛을 쉽게 얻을 수 없다 어디에서 처럼 그대로 마우스에이 photoconversion 접근 가능성이 크다15일. 또한, Cre 운명-매핑 영구적으로 단백질의 photoconverted 버전 방출 하 고 새로운 비전향된 단백질 세포에 의해 생산 되는 레이블이 photoconversion 보다 더 장기 운명 매핑 허용 셀 라벨. 그럼에도 불구 하 고, 과학적인 질문에 따라 photoconversion 세포 인구의 운명-매핑을 위한 유용한 도구가 될 수 있습니다.
Photoconversion의 응용 프로그램의 두 가지 예제를 제공 하지만 수많은 연구의 효능을 증명 하고있다. 필요한 공간 정밀도 따라 photoconversion UV 광원에 대 한 액세스를 수행할 수 있습니다. 욕망은 단일 레이블을 경우 셀 또는 2 광자 공초점 현미경 같은 이미징 고급 필요할 수 있습니다. 그럼에도 불구 하 고, 그대로 조직 내의 다른 셀에서 명백 하 게 레이블이 지정 된 셀의 공간 및 시간 영역을 선택 하는 능력이 했다 photoconversion UV 유도 된 생물학 질문을 해 부 수 있는 강력한 기술을.

여러 가지 셀 구축 하 고 복잡 한 동물 및 식물 조직 유지 작용. 이 세포는 종종 삽입 하 고 조직의 고정을 필요로 하는 높은 해상도 현미경 없이 단일 세포 수준에서 이웃에서 구별 하기 어려운. 그러나, 이해 하 고 어떻게 이러한 조직 형태는 유지, 고 병 될, 그것 되었습니다 어떻게 단일 조직 내의 세포 조사 필수 상호 작용 하는 시간이 지남에. 이상적으로, 이러한 실험 정착의 요구 사항 없이 비 침략 적 방식으로 조직 내의 단일 셀의 라벨 필요 합니다. 과학자는 지금이 작업1,2,,34를 달성 하기 위해 수많은 기술을 개발 했다.
발견과 해파리의 녹색 형광 단백질 (GFP)의 구현1조직 환경 개별 셀의 라벨에 대 한 허용 한 흥미로운 접근 했다. 셀-특정 발기인을 사용 하 여, 유전자는1을 표시 하는 셀의 하위 집합을 선택 가능 하다.입니다. 또는, GFP의 바이러스 성 유도 식 GFP3,4의 사용자가 선택한 식에 대 한 이용하실 수 있습니다. 꽤 유용 하지만 GFP의 유전자 중재 표현; 조직에 있는 셀의 하위 집합 내에서 사용자가 선택한 식을 허용 하지 않습니다. 바이러스 성 표현의 GFP, 유리, 수 그리고 침략. 조직 내에서 더 부족 하 게 고유한 형광 단백질을 표현 하는 Brainbow 같은 영리한 기술과 GFP 파생 상품의 출현, 그것은 단일 셀 복잡 한 조직2, 에 그들의 사이에서 상호 작용을 시각화 수 되고있다 그러나 5., 이러한 접근 무작위 방식에서 셀 라벨. 원하는 실험 단일 셀의 시각화 또는 실험에 의해 정의 된 셀의 인구는 경우, 그들은 따라서 제한 됩니다. 이러한 실험 구분, 단일 셀 방식에서에 조작 될 수 있다 유전자 표현 형광 단백질을 것 그것은 다른 형광 비 형광 세포에서.
이 목표를 달성 하 고 단일 셀 복잡 한 살아있는 조직 내에서 세포 생물학을 시각화, 과학계에서는 고유한 형광 단백질6,,78의 단일 셀 photoconversion을 사용 합니다. 빨간 형광 상태로 자외선에 노출 되 면 녹색에서 전환 하는 photoconvertible 단백질 (즉, eos, 단풍나무, 등)의 표현을 제어 유전자를 사용 하 여 (488 nm) 빛, 우리는 붙일 레이블에서 한 단일 셀을 구분할 수 있습니다 이웃6,,78. 이 방법은 관심의 회절 제한 지역에 레이저 스택에서 빛을 직접 수 있는 우리의 confocal 현미경에 부착 된 기구를 이용 한다. 이 기술 우리 중 단일 셀 또는 사용자 정의 방식으로9,,1011에 더 큰 인구 레이블을 수 있습니다. 기술은 바이러스 GFP의 단일 세포 주사에 비해 최소한 침략 적 이다. 개념의 증거로 서 우리는 우리가 신경 절 말 초 신 경계 및 척수9,10의 복 부 쪽에 위치한 셀 같은 photoconvert 큰 인구 내의 photoconvert 단일 셀 수 보여 11,12. 우리 다음 그들의 운동 및 분화 발전 과정에 대 한 통찰력을 얻기 위해 이러한 photoconverted 세포 인구 24 h 나중을 시각화할 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>&lt;font class=&quot;font5&quot;&gt;Tg(&lt;em&gt;sox10:eos&lt;/em&gt;)&lt;/font&gt;&lt;font class=&quot;font0&quot;&gt; zebrafish animals&lt;/font&gt;</td><td></td><td></td><td>Fish were obtained and crossed from the fish facility at the University of Notre Dame</td></tr><tr><td>100 X 15 mm petri dish</td><td>VWR</td><td>25384-302</td><td></td></tr><tr><td>Embryo medium</td><td></td><td></td><td>Embryo medium is made weekly and provided by the fish facility at the University of Notre Dame containing 5L RO water, 30uL methylene blue, and 200mL salt stock.</td></tr><tr><td>0.8% Low Melting Point Agarose</td><td>dot scientific inc</td><td>9012-36-6</td><td></td></tr><tr><td>35 X 10 mm glass-coverslip bottom petri dish</td><td>Ted Pella Inc.</td><td>14021-20</td><td></td></tr><tr><td>Needle dissecting probe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.002% 3-aminobenzoic acid ester (Tricaine)</td><td>Fluka analytical</td><td>A5040-250G</td><td></td></tr><tr><td>Fluorescent Dissecting Microscope with GFP filters</td><td>Zeiss Axiozoom</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Confocal microscope with lasers to excite GFP and RFP filter sets</td><td>3i spinning disk confocal</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UV light source (laser) for photoconversion</td><td>405 nm laser</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Slidebook software</td><td>3i</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Methylene blue</td><td>Kordon</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

single-cell photoconversion in living intact zebrafish

동물 및 식물 조직 세포의 명료한 인구로 구성 됩니다. 이러한 셀 구축 하 고 조직 유지 시간에 따라 상호 작용 하 고 질병 중단 하는 경우 발생할 수 있습니다. 과학자 들은 셀의 하위 집합에 형광 단백질을 표현 하 여 특성과 그대로 조직 내 이러한 세포의 자연 역학 조사를 영리한 기술을 개발 했습니다. 그러나, 실험 시간에 단일 셀 또는 셀 인구 방식에 때로는 조직 내의 셀의 선택 된 시각화 더 필요합니다. 하이 고 셀의 인구 내의 단일 셀을 시각화, 과학자는 형광 단백질의 단일 셀 photoconversion를 활용 하 고. 이 기법을 보여, 우리 여기 어떻게 보여 UV 빛을 지시는 그대로의 Eos 표현 셀 zebrafish 생활. 우리는 다음 그들이 어떻게 조직에 변경 확인 하 photoconverted Eos+ 셀 24 h 나중 이미지. 우리는 두 가지 기술을 설명: 셀 photoconversion 및 photoconversions의 세포의 인구. 이 기술은 세포 세포 상호 작용, 세포 운명 및 차별화, 그리고 셀 마이그레이션, 그건 수많은 생물학 질문에 적용 하는 기술 시각화를 사용할 수 있습니다.

Photoconversion 형광 단백질의 조직6내에서 개별 셀을 사용할 수 있습니다. 이 보여, Tg(sox10:eos) 물고기9 sox10의 규제 시퀀스에서 photoconvertible 단백질 Eos 표현 하 사용 되었다. 48 Tg(sox10:eos) 동물 hpf 했다 처음 탑재, 그리고 다음 발생 했을 수 있는 일반적인 photoconversion 감지 하 군데. Eos Eos photoconverted 형광 신호 작은 비전향된 형광 신호는 다음 시각화 (그림 10). 동물은 일반적인 photoconversion는 최소 보장 하기 위해 어둠 속에서 유지 했다. 그럼, 관심 영역 confocal 현미경 설정을 사용 하 여 자외선에 노출 되었다. 확인 하려면 단일 셀 UV 노출의 결과로 photoconverted 했다, 우리는 photoconverted 지역에 걸친 영역의 z 스택을 했다. 성공적인 photoconversion와 일치, 관심 영역 밖에 Eos 변환 비의 작은 탐지와 photoconverted Eos 관심 영역 내에서 분명히 존재 했다. 결과 이미지는 이웃 (그림 10)에서 확실히 표시 됩니다 신경 절 내에서 단일 셀을 보여줍니다.
이 photoconversion 기법의 유틸리티 설명, 세포의 인구 자외선에 노출 되었다. 이 패러다임에서는 pre-photoconversion 이미지 찍은 하 고 유엔 photoconverted Eos 신호가 존재 했다. 다음으로, 척수의 복 부 측 선 (그림 11)을 사용 하 여 자외선에 노출 되었다. 게시물 photoconversion 이미지 찍은 성공적인 photoconversion를 확인 하 고 관심을 우리가 그린 라인의 위치에 복 부 척수 세포에서 Eos 했다 photoconverted 시각 (그림 11). 비-photoconverted Eos 신호 다른 모든 영역에서 표시 했다. 이 기술을 확장 하 우리 했다 동일한 이미지는 photoconversion 후 24 시간. 이 이미지에서 photoconverted Eos+ 세포 등 쪽과 복 부 위치 (그림 12)에서 척수 지역에 걸쳐 흩어져 보였다. 이러한 데이터는 복 부 척추 세포 등 위치 이전에 설명한10이전 가설과 일치 하는. 함께이 두 가지 기술을 보여 Eos의 그 photoconversion 단일 셀 또는 셀 사용자 정의 패션에 조직 지역 내에서 인구를 시각화 하기 위해 이용 될 수 있다. 이 셀 마이그레이션, 통신, 역학 등 세포 특성의 더 나은 이해에 기여 했다.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig1.jpg"> 그림 1 : 캡처하고 Windows 초점. 캡처 및 초점 창과 연구소 특정 "물고기 ablate 전체 칩" 드롭 다운 탭의 위치를 묘사 하는 소프트웨어의 스크린샷. 빨간 상자를 참조 하십시오. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig2.jpg"> 그림 2 : c488 레이저 매개 변수. C488 레이저에 대 한 특정 매개 변수를 보여주는 캡처 창의 스크린샷. 노출은 300 양 레이저 힘은 5 이다. 강화는 75. 빨간 상자를 참조 하십시오. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig3.jpg"> 그림 3 : Photoconversion 레이저 매개 변수. 특정 레이저 설정 개요 초점 창에서 photomanipulation 탭의 스크린샷 photoconversion 필요 합니다. Laserstack 파워는 2입니다. 두 번 클릭 크기는 4입니다. 래스터 블록 크기는 1입니다. 빨간 상자를 참조 하십시오. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig4.jpg"> 그림 4 : 고급 Photoconversion 레이저 매개 변수. 캡처 창에서 고급 레이저 설정의 스크린샷. Photomanipulation 탭 캡처 환경 설정 창에 열립니다. 두 번 반복 2로 설정 됩니다. 빨간 상자를 참조 하십시오. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig5.jpg"> 그림 5 : 사전 변환 매개 변수를 이미징. 초점 및 캡처 윈도우의 스크린샷입니다. 사전 변환 영상에 필요한 캡처 창 특정 매개 변수를 강조 표시 합니다. 캡처 설정이 이다 "물고기 이미지입니다." 3D 상자 아래 캡처 유형을 확인 합니다. 3D 캡처 설정 지정 범위는 35, 비행기의 수는 36, 스텝 크기는 1 이며 오프셋은-15. "현재 위치" 및 "전류 주위 범위" 상자도 선택 됩니다. 빨간 상자를 참조 하십시오. (왼쪽) 캡처 창에서 하나 또는 여러 개의 포인트를 선택 하는 방법 및 초점 창 (오른쪽)에 개별 포인트를 선택 하는 방법을 보여 주며. 녹색 상자를 참조 하십시오. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig5large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig6.jpg"> 그림 6 : Photoconversion 창을 열고. 스크린샷 timelapse 캡처 유형을 묘사 이전에 설정한 매개 변수에 따라 선택 됩니다. 빨간 상자를 참조 하십시오. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig6large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig7.jpg"> 그림 7 : 설정에서 Photoconversion. 원 도구 (위) 및 캡처 제어 창이 나타나면 (오른쪽)의 위치를 보여주는 스크린샷. 빨간 상자를 참조 하십시오. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig7large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig8.jpg"> 그림 8 : 단일 셀 Photoconversion. 원 photoconversion 도구는 오른쪽 클릭의 사용을 묘사 하는 스크린샷 드롭 다운 메뉴. "졸라 모든 지역" 변환 작업은 오른쪽 클릭 드롭 다운 메뉴에서 합니다. 빨간 상자를 참조 하십시오. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig8large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig9.jpg"> 그림 9 : 포스트-Photoconversion c561Laser 매개 변수. C561 레이저에 대 한 특정 매개 변수를 보여주는 캡처 창의 스크린샷. 노출은 500 양 레이저 파워는 10 이다. 강화는 75. 빨간 상자를 참조 하십시오. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig9large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig10v2.jpg"> 그림 10 : 단일 셀 Photoconversion. (A). photoconversion 전에 말 초 신 경계에서 48 hpf 보여주는 지 루트 중추에서 Tg(sox10:eos) zebrafish의 회로도 confocal z 계획. 파선은 DRG 척수 항목의 대략적인 위치를 나타냅니다. (B). photoconversion 중 말 초 신 경계에서 48 hpf 보여주는 지 루트 중추에서 Tg(sox10:eos) zebrafish의 회로도 confocal z 계획. 파선은 DRG 척수 항목을 나타냅니다. 노란색 원 변환 사이트 나타내고 조명 볼트 나타냅니다 자외선 가벼운 노출. (C). 48 hpf 보여주는 지 루트 신경 절 말 초 신 경계 게시물-photoconversion에서에서 Tg(sox10:eos) zebrafish의 회로도 confocal z 계획. 파선은 DRG 척수 항목을 나타냅니다. CNS는 중추 신 경계에 대 한 약어 그리고 PNS는 말 초 신 경계 (A-C)에 대 한 약어입니다. 눈금 막대는 10을 um 같습니다. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57024/57024fig10v2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭 하십시오.</a>
<img alt="Figure 11" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig11.jpg"> 그림 11 : 큰 척수 영역에 Photoconversion 절차. (A). 48 hpf 보여주는 OPCs photoconversion 전에 척수의 복 부 지역에 지 루트 중추에서 Tg(sox10:eos) zebrafish의 회로도 confocal z 계획. 파선 척수의 등 쪽 영역을 나타냅니다. (B). 48 hpf 보여주는 OPCs와 photoconversion 중 척수의 복 부 지역에 지 루트 중추에서 Tg(sox10:eos) zebrafish의 회로도 confocal z 계획. 노란 실선 photoconversion에 대 한 선택된 영역을 나타냅니다. 파선 척수의 등 쪽 영역을 나타냅니다. (C). 48 hpf 보여주는 OPCs photoconversion 후 척수의 복 부 지역에 지 루트 중추에서 Tg(sox10:eos) zebrafish의 회로도 confocal z 계획. 파선 척수의 등 쪽 영역을 나타냅니다. 눈금 막대는 10을 um 같습니다.
<img alt="Figure 12" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57024/57024fig12.jpg"> 그림 12 : 휴대 전화 추적 및 시각화 게시물-photoconversion. (A). 48 hpf 보여주는 OPCs photoconversion 후 척수의 복 부 지역에 지 루트 중추에서 척수 zebrafish Tg(sox10:eos) 의 도식. 번개는 UV 빛 변환을 나타냅니다. (B). Tg(sox10:eos) zebrafish 척수 photoconversion 후 48 hpf 보여주는 OPCs 지 루트 중추는 척수의 복 부 지역에서에서 시작의 Confocal z 계획. 번개는 UV 빛 변환을 나타냅니다. 눈금 막대는 10을 um 같습니다.

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Single-cell Photoconversion in Living Intact Zebrafish

여기, 우리가 어떻게 셀 photoconversion 형광 단백질, Eos, 살아있는 동물을 표현 하는 특정 영역에 자외선 노출을 통해 이루어집니다 보여 프로토콜 제시.

생활 그대로 Zebrafish에 단일 셀 Photoconversion

Animal and plant tissue is composed of distinct populations of cells. These cells interact over time to build and maintain the tissue and can cause ...

single-cell-photoconversion-in-living-intact-zebrafish

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

6.0K 조회수.  University of Notre Dame. 여기, 우리가 어떻게 셀 photoconversion 형광 단백질, Eos, 살아있는 동물을 표현 하는 특정 영역에 자외선 노출을 통해 이루어집니다 보여 프로토콜 제시.

비디오: Single-cell Photoconversion in Living Intact Zebrafish

Imaging Subcellular Structures in the Living Zebrafish Embryo

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such imaging experiments in higher vertebrates such as mammals generally requires surgical access to the system under study. The optical accessibility of embryonic and larval zebrafish allows such invasive procedures to be circumvented and permits imaging in the intact organism. Indeed the zebrafish is now a well-established model to visualize dynamic cellular behaviors using in vivo microscopy in a wide range of developmental contexts from proliferation to migration and differentiation. A more recent development is the increasing use of zebrafish to study subcellular events including mitochondrial trafficking and centrosome dynamics. The relative ease with which these subcellular structures can be genetically labeled by fluorescent proteins and the use of light microscopy techniques to image them is transforming the zebrafish into an in vivo model of cell biology. Here we describe methods to generate genetic constructs that fluorescently label organelles, highlighting mitochondria and centrosomes as specific examples. We use the bipartite Gal4-UAS system in multiple configurations to restrict expression to specific cell-types and provide protocols to generate transiently expressing and stable transgenic fish. Finally, we provide guidelines for choosing light microscopy methods that are most suitable for imaging subcellular dynamics.

Imaging the dynamic behavior of organelles and other subcellular structures in vivo can shed light on their function in physiological and disease conditions. Here, we present methods for genetically tagging two organelles, centrosomes and mitochondria, and imaging their dynamics in living zebrafish embryos using wide-field and confocal microscopy.

살아있는 Zebrafish의 배아에서 세포 이하 구조를 이미징

In vivo imaging provides unprecedented access to the dynamic behavior of cellular and subcellular structures in their natural context. Performing such ...

연구

발생학

Tracking Cells in GFP-transgenic Zebrafish Using the Photoconvertible PSmOrange System

The rapid development of transparent zebrafish embryos (Danio rerio) in combination with fluorescent labelings of cells and tissues allows visualizing developmental processes as they happen in the living animal. Cells of interest can be labeled by using a tissue specific promoter to drive the expression of a fluorescent protein (FP) for the generation of transgenic lines. Using fluorescent photoconvertible proteins for this purpose additionally allows to precisely follow defined structures within the expression domain. Illuminating the protein in the region of interest, changes its emission spectrum and highlights a particular cell or cell cluster leaving other transgenic cells in their original color. A major limitation is the lack of known promoters for a large number of tissues in the zebrafish. Conversely, gene- and enhancer trap screens have generated enormous transgenic resources discretely labeling literally all embryonic structures mostly with GFP or to a lesser extend red or yellow FPs. An approach to follow defined structures in such transgenic backgrounds would be to additionally introduce a ubiquitous photoconvertible protein, which could be converted in the cell(s) of interest. However, the photoconvertible proteins available involve a green and/or less frequently a red emission state1 and can therefore often not be used to track cells in the FP-background of existing transgenic lines. To circumvent this problem, we have established the PSmOrange system for the zebrafish2,3. Simple microinjection of synthetic mRNA encoding a nuclear form of this protein labels all cell nuclei with orange/red fluorescence. Upon targeted photoconversion of the protein, it switches its emission spectrum to far red. The quantum efficiency and stability of the protein makes PSmOrange a superb cell-tracking tool for zebrafish and possibly other teleost species.

We established the photoconvertible PSmOrange system as a powerful, straight-forward and cost inexpensive tool for in vivo cell tracking in GFP transgenic backgrounds. This protocol describes its application in the zebrafish model system.

Photoconvertible PSmOrange 시스템을 사용하여 GFP 유전자 변형 Zebrafish의 세포를 추적

The rapid development of transparent zebrafish embryos (Danio rerio) in combination with fluorescent labelings of cells and tissues allows visualizing ...

Live Imaging of the Zebrafish Embryonic Brain by Confocal Microscopy

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the developing zebrafish brain (Gutzman et al, 2008). Such analysis affords a new understanding of the underlying cell biology required for development of the 3D structure of the vertebrate brain, and significantly increases our ability to study neural tube morphogenesis. The embryonic zebrafish brain is shaped beginning at 18 hours post fertilization (hpf) as the ventricles within the neuroepithelium inflate. By 24 hpf, the initial steps of neural tube morphogenesis are complete. Using the method described here, embryos at the one cell stage are injected with mRNA encoding membrane-targeted green fluorescent protein (memGFP). After injection and incubation, the embryo, now between 18 and 24 hpf, is mounted, inverted, in agarose and imaged by confocal microscopy. Notably, the zebrafish embryo is transparent making it an ideal system for fluorescent imaging. While our analyses have focused on the midbrain-hindbrain boundary and the hindbrain, this method could be extended for analysis of any region in the zebrafish to a depth of 
80-100 &mu;m.

In this video, we demonstrate a method by which to analyze the developing vertebrate brain in live zebrafish embryos at single cell resolution by confocal microscopy. This includes the method by which we inject the single-cell zebrafish embryo and subsequently mount and image the developing brain.

공촛점 현미경으로 Zebrafish 배아 뇌 영상 라이브

In this video, we demonstrate the method our lab has developed to analyze the cell shape changes and rearrangements required to bend and fold the ...

생물학

Following Endocardial Tissue Movements via Cell Photoconversion in the Zebrafish Embryo

During embryogenesis, cells undergo dynamic changes in cell behavior, and deciphering the cellular logic behind these changes is a fundamental goal in the field of developmental biology. The discovery and development of photoconvertible proteins have greatly aided our understanding of these dynamic changes by providing a method to optically highlight cells and tissues. However, while photoconversion, time-lapse microscopy, and subsequent image analysis have proven to be very successful in uncovering cellular dynamics in organs such as the brain or the eye, this approach is generally not used in the developing heart due to challenges posed by the rapid movement of the heart during the cardiac cycle. This protocol consists of two parts. The first part describes a method for photoconverting and subsequently tracking endocardial cells (EdCs) during zebrafish atrioventricular canal (AVC) and atrioventricular heart valve development. The method involves temporally stopping the heart with a drug in order for accurate photoconversion to take place. Hearts are allowed to resume beating upon removal of the drug and embryonic development continues normally until the heart is stopped again for high-resolution imaging of photoconverted EdCs at a later developmental time point. The second part of the protocol describes an image analysis method to quantify the length of a photoconverted or non-photoconverted region in the AVC in young embryos by mapping the fluorescent signal from the three-dimensional structure onto a two-dimensional map. Together, the two parts of the protocol allows one to examine the origin and behavior of cells that make up the zebrafish AVC and atrioventricular heart valve, and can potentially be applied for studying mutants, morphants, or embryos that have been treated with reagents that disrupt AVC and/or valve development.

This protocol describes a method for the photoconversion of Kaede fluorescent protein in endocardial cells of the living zebrafish embryo that enables the tracking of endocardial cells during atrioventricular canal and atrioventricular heart valve development.

Zebrafish 태아에 있는 세포 Photoconversion 통해 다음 Endocardial 조직 움직임

During embryogenesis, cells undergo dynamic changes in cell behavior, and deciphering the cellular logic behind these changes is a fundamental goal in the ...

Visualization of Cellular Electrical Activity in Zebrafish Early Embryos and Tumors

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling processes of excitable neuronal and muscular cells and many other biological processes, such as embryonic developmental patterning. However, there is a need for in vivo electrical activity monitoring in vertebrate embryogenesis. The advances of genetically encoded fluorescent voltage indicators (GEVIs) have made it possible to provide a solution for this challenge. Here, we describe how to create a transgenic voltage indicator zebrafish using the established voltage indicator, ASAP1 (Accelerated Sensor of Action Potentials 1), as an example. The Tol2 kit and a ubiquitous zebrafish promoter, ubi, were chosen in this study. We also explain&#160;the processes of Gateway site-specific cloning, Tol2 transposon-based zebrafish transgenesis, and the imaging process for early-stage fish embryos and fish tumors using regular epifluorescent microscopes. Using this fish line, we found that there are cellular electric voltage changes during zebrafish embryogenesis, and fish larval movement. Furthermore, it was observed that in a few zebrafish malignant peripheral nerve sheath tumors, the tumor cells were generally polarized compared to the surrounding normal tissues.

Here, we show the process of creating a cellular electric voltage reporter zebrafish line to visualize embryonic development, movement, and fish tumor cells in vivo.

Zebrafish 초기 배아에 종양 세포 전기 활동의 시각화

Bioelectricity, endogenous electrical signaling mediated by ion channels and pumps located on the cell membrane, plays important roles in signaling ...

Two-Photon-Based Photoactivation in Live Zebrafish Embryos

Photoactivation of target compounds in a living organism has proven a valuable approach to investigate various biological processes such as embryonic development, cellular signaling and adult physiology. In this respect, the use of multi-photon microscopy enables quantitative photoactivation of a given light responsive agent in deep tissues at a single cell resolution. As zebrafish embryos are optically transparent, their development can be monitored in vivo. These traits make the zebrafish a perfect model organism for controlling the activity of a variety of chemical agents and proteins by focused light. Here we describe the use of two-photon microscopy to induce the activation of chemically caged fluorescein, which in turn allows us to follow cell's destiny in live zebrafish embryos. We use embryos expressing a live genetic landmark (GFP) to locate and precisely target any cells of interest. This procedure can be similarly used for precise light induced activation of proteins, hormones, small molecules and other caged compounds.

Multiphoton microscopy allows control of low energy photons with deep optical penetration and reduced phototoxicity. We describe the use of this technology for live cell labeling in zebrafish embryos. This protocol can be readily adapted for photo-induction of various light-responsive molecules.

라이브 Zebrafish 태아에서 두 광자 기반 Photoactivati​​on

Photoactivation of target compounds in a living organism has proven a valuable approach to investigate various biological processes such as embryonic ...

Multicolor Time-lapse Imaging of Transgenic Zebrafish: Visualizing Retinal Stem Cells Activated by Targeted Neuronal Cell Ablation

High-resolution time-lapse imaging of living zebrafish larvae can be utilized to visualize how biological processes unfold (for review see 1). Compound transgenic fish which express different fluorescent reporters in neighboring cell types provide a means of following cellular interactions 2 and/or tissue-level responses to experimental manipulations over time. In this video, we demonstrate methods that can be used for imaging multiple transgenically labeled cell types serially in individual fish over time courses that can span from minutes to several days. The techniques described are applicable to any study seeking to correlate the "behavior" of neighboring cells types over time, including: 1) serial 'catch and release' methods for imaging a large number of fish over successive days, 2) simplified approaches for separating fluorophores with overlapping excitation/emission profiles (e.g., GFP and YFP), 3) use of hypopigmented mutant lines to extend the time window available for high-resolution imaging into late larval stages of development, 4) use of membrane targeted fluorescent reporters to reveal fine morphological detail of individual cells as well as cellular details in larger populations of cells, and 5) a previously described method for chemically-induced ablation of transgenically targeted cell types; i.e., nitroreductase (NTR) mediated conversion of prodrug substrates, such as metronidazole (MTZ), to cytotoxic derivatives 3,5.
As an example of these approaches, we will visualize the ablation and regeneration of a subtype of retinal bipolar neuron within individual fish over several days. Simultaneously we will monitor several other retinal cell types, including neighboring non-targeted bipolar cells and potential degeneration-stimulated retinal stem cells (i.e., M&#971;ller glia). This strategy is being applied in our lab to characterize cell- and tissue-level (e.g., stem cell niche) responses to the selective loss and regeneration of targeted neuronal cell types.

In this video, techniques for multicolor confocal time-lapse imaging and targeted cell ablation are provided. Time-lapse imaging is used to monitor the behavior of multiple cell types of interest in vivo. Targeted cell ablation facilitates the study neural circuit function and cell-specific neuronal regeneration paradigms.

트렌스 제닉 Zebrafish의 여러 가지 빛깔의 시간 저속 영상 : 타겟의 연결을 세포 절제에 의해 활성화 떠올리 망막 줄기 세포

High-resolution time-lapse imaging of living zebrafish larvae can be utilized to visualize how biological processes unfold (for review see 1). Compound ...

Single Cell Fate Mapping in Zebrafish

The ability to differentially label single cells has important implications in developmental biology. For instance, determining how hematopoietic, lymphatic, and blood vessel lineages arise in developing embryos requires fate mapping and lineage tracing of undifferentiated precursor cells. Recently, photoactivatable proteins which include: Eos1, 2, PAmCherry3, Kaede4-7, pKindling8, and KikGR9, 10 have received wide interest as cell tracing probes. The fluorescence spectrum of these photosensitive proteins can be easily converted with UV excitation, allowing a population of cells to be distinguished from adjacent ones. However, the photoefficiency of the activated protein may limit long-term cell tracking11. As an alternative to photoactivatable proteins, caged fluorescein-dextran has been widely used in embryo model systems7, 12-14. Traditionally, to uncage fluorescein-dextran, UV excitation from a fluorescence lamp house or a single photon UV laser has been used; however, such sources limit the spatial resolution of photoactivation. Here we report a protocol to fate map, lineage trace, and detect single labeled cells. Single cells in embryos injected with caged fluorescein-dextran are photoactivated with near-infrared laser pulses produced from a titanium sapphire femtosecond laser. This laser is customary in all two-photon confocal microscopes such as the LSM 510 META NLO microscope used in this paper. Since biological tissue is transparent to near-infrared irradiation15, the laser pulses can be focused deep within the embryo without uncaging cells above or below the selected focal plane. Therefore, non-linear two-photon absorption is induced only at the geometric focus to uncage fluorescein-dextran in a single cell. To detect the cell containing uncaged fluorescein-dextran, we describe a simple immunohistochemistry protocol16 to rapidly visualize the activated cell. The activation and detection protocol presented in this paper is versatile and can be applied to any model system. 
Note: The reagents used in this protocol can be found in the table appended at the end of the article.

A method is described to photoactivate single cells containing a caged fluorescent protein using two-photon absorption from a Ti:Sapphire femtosecond laser oscillator. To fate map the photoactivated cell, immunohistochemistry is used. This technique can be applied to any cell type.

Zebrafish의 단세포 운명 매핑

The ability to differentially label single cells has important implications in developmental biology. For instance, determining how hematopoietic, ...

Cell Tracking Using Photoconvertible Proteins During Zebrafish Development

Embryogenesis is a dynamic process that is best studied by using techniques that allow the documentation of developmental changes in vivo. The use of genetically-encoded fluorescent proteins has proven a valuable strategy for elucidating dynamic morphogenetic processes as they occur in the intact organism. During the past decade, the development of photoactivatable and photoconvertible fluorescent proteins has opened the possibility to investigate the fate of discrete subpopulations of tagged proteins1. Unlike photoactivatable proteins, photoconvertible fluorescent proteins (PCFPs) are readily tracked and imaged in their native emission state prior to photoconversion, making it easier to identify and select regions by optical inspection. PCFPs, such as Kaede2, KikGR3, Dendra4 and EosFP5, can be shifted from green to red upon exposure to UV or blue light due to a His-Tyr-Gly tripeptide sequence which forms a green chromophore that can be photoconverted to a red one by a light-catalyzed &beta;-elimination and subsequent extension of a &pi;-conjugated system3. PCFPs and their monomeric variants are useful tools for tracking cells6-10 and studying protein dynamics11-14, respectively. During recent years, PCFPs have been expressed in different animal model, such as zebrafish6, chicken7,8 and mouse9,10 for cell fate tracking. Here we report a protocol for cell-specific photoconversion of PCFPs in the living zebrafish embryo and further tracking of photoconverted proteins at later developmental stages. This methodology allows studying, in a tissue-specific manner, cell biological events underlying morphogenesis in the zebrafish animal model.

Here, we present a method for the photoactivated switch of photoconvertible fluorescent proteins (PCFPs) in the living zebrafish embryo and further tracking of photoconverted protein at specific time points during development. This methodology allows monitoring of cell biological events underlying different developmental processes in a live vertebrate organism.

Zebrafish 개발하는 동안 Photoconvertible 단백질을 사용하여 셀 추적

Embryogenesis is a dynamic process that is best studied by using techniques that allow the documentation of developmental changes in vivo. The use of ...

In Vivo Confocal Fluorescence Imaging of Neural Activity Induced by Sensory Stimulation in Partially Restrained Larval Zebrafish

Zebrafish larvae are a promising vertebrate model system for studying the neural mechanisms of behavior. Their translucence and relatively simple neural circuitry facilitate the use of optogenetic techniques in cellular analyses of behavior. Fluorescent indicators of in vivo neural activity, such as GCaMP6s, have been widely used to study the neural activity associated with simple behaviors in larval zebrafish. Here, we present a protocol for detecting sensory-induced activity in semi-restrained zebrafish larvae using the transgenic line Tg(elav3:GCaMP6s). In particular, we use the chemical agent allyl isothiocyanate to induce a robust, reproducible fluorescent response in a brain region at the border of the hindbrain and spinal cord. We discuss the potential uses of GCaMP6s for optical monitoring of neural activity during a range of behavioral paradigms and the limitations of this technique. Our protocol outlines an accessible approach for monitoring dynamic, behavior-related in vivo neural activity in the larval zebrafish brain.

Here, we present a detailed protocol to examine neural activity in brain regions of transgenic zebrafish that express GCaMP calcium indicators using confocal microscopy.

생체 내 부분적으로 구속된 유충 제브라피시에서 감각 자극에 의해 유도된 신경 활동의 공초점 형광 이미징

Zebrafish larvae are a promising vertebrate model system for studying the neural mechanisms of behavior. Their translucence and relatively simple neural ...

생활 그대로 Zebrafish에 단일 셀 Photoconversion

요약

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라이브 Zebrafish 태아에서 두 광자 기반 Photoactivation

트렌스 제닉 Zebrafish의 여러 가지 빛깔의 시간 저속 영상 : 타겟의 연결을 세포 절제에 의해 활성화 떠올리 망막 줄기 세포

Zebrafish의 단세포 운명 매핑

Zebrafish 개발하는 동안 Photoconvertible 단백질을 사용하여 셀 추적

생체 내 부분적으로 구속된 유충 제브라피시에서 감각 자극에 의해 유도된 신경 활동의 공초점 형광 이미징

생활 그대로 Zebrafish에 단일 셀 Photoconversion

요약

더 많은 비디오 탐색

살아있는 Zebrafish의 배아에서 세포 이하 구조를 이미징

Photoconvertible PSmOrange 시스템을 사용하여 GFP 유전자 변형 Zebrafish의 세포를 추적

공촛점 현미경으로 Zebrafish 배아 뇌 영상 라이브

Zebrafish 태아에 있는 세포 Photoconversion 통해 다음 Endocardial 조직 움직임

Zebrafish 초기 배아에 종양 세포 전기 활동의 시각화

라이브 Zebrafish 태아에서 두 광자 기반 Photoactivati​​on

트렌스 제닉 Zebrafish의 여러 가지 빛깔의 시간 저속 영상 : 타겟의 연결을 세포 절제에 의해 활성화 떠올리 망막 줄기 세포

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생체 내 부분적으로 구속된 유충 제브라피시에서 감각 자극에 의해 유도된 신경 활동의 공초점 형광 이미징

라이브 Zebrafish 태아에서 두 광자 기반 Photoactivation