A quantificação da Intra-peritoneal Ovarian Cancer Metástase

Resumo

Ovarian cancer metastasis is characterized by numerous diffuse intra-peritoneal lesions, such that accurate visual quantitation of tumor burden is challenging. Herein we describe a method for in situ and ex vivo quantitation of metastatic tumor burden using red fluorescent protein (RFP)-labeled tumor cells and optical imaging.

Resumo

Epithelial ovarian cancer (EOC) is the leading cause of death from gynecologic malignancy in the United States. Mortality is due to diagnosis of 75% of women with late stage disease, when metastasis is already present. EOC is characterized by diffuse and widely disseminated intra-peritoneal metastasis. Cells shed from the primary tumor anchor in the mesothelium that lines the peritoneal cavity as well as in the omentum, resulting in multi-focal metastasis, often in the presence of peritoneal ascites. Efforts in our laboratory are directed at a more detailed understanding of factors that regulate EOC metastatic success. However, quantifying metastatic tumor burden represents a significant technical challenge due to the large number, small size and broad distribution of lesions throughout the peritoneum. Herein we describe a method for analysis of EOC metastasis using cells labeled with red fluorescent protein (RFP) coupled with in vivo multispectral imaging. Following intra-peritoneal injection of RFP-labelled tumor cells, mice are imaged weekly until time of sacrifice. At this time, the peritoneal cavity is surgically exposed and organs are imaged in situ. Dissected organs are then placed on a labeled transparent template and imaged ex vivo. Removal of tissue auto-fluorescence during image processing using multispectral unmixing enables accurate quantitation of relative tumor burden. This method has utility in a variety of applications including therapeutic studies to evaluate compounds that may inhibit metastasis and thereby improve overall survival.

Introdução

Câncer epitelial de ovário (EOC) é a causa mais comum de morte por neoplasia ginecológica, com uma estimativa de 21,290 novos diagnósticos em os EUA em 2015 e uma estimativa de 14,180 mortes ^1. A grande maioria (> 75%) das mulheres são diagnosticadas com a doença de fase final (fase III ou IV), caracterizado por difuso metástases intra-peritoneal e mau prognóstico. A recorrência da doença na cavidade peritoneal na sequência da primeira linha de quimioterapia também é comum e representa uma das principais causas de mortalidade ^2,3. EOC metastasizes por um único mecanismo envolvendo tanto extensão directa do tumor primário para órgãos peritoneais vizinhas, assim como pela dissociação ou derramamento de células da superfície do tumor primário, como células individuais ou agregados multicelulares. As células são vertidos para dentro da cavidade peritoneal, em que eles resistir apoptose induzida por descolamento ^4. Acúmulo de ascite peritoneal é comum, como as células tumorais derramam bloquear a drenagem linfática peritoneal e tumors produzem fatores de crescimento que alteram a permeabilidade vascular. Uma porção de células tumorais vertente anexar à superfície de órgãos e estruturas peritoneais incluindo intestino, fígado, mesentério e omento, após o que ancorar e proliferam para produzir múltiplas lesões secundárias amplamente disseminadas ^3,5. metástase hematogênica é incomum. Assim, a gestão clínica comumente consiste em cirurgia cytoreductive incluindo "debulking óptima", definida como a ressecção de todo o tumor visível (não importa quão pequena). Citorredução completa está associada a um aumento significativo na sobrevivência global ^6,7 e está associada com o desafio da identificação e da remoção de lesões <0,5 cm.

modelos animais pequenos têm demonstrado utilidade na pesquisa do câncer de ovário em melhorar o nosso entendimento da progressão da doença, bem como em identificação de biomarcadores de prognóstico e ensaio de novas quimioterapias ou abordagens de terapia de combinação. À medida que o primáriolocal de incidência de câncer de ovário e metástase é a cavidade peritoneal, modelos ortotópicos de EOC metástase envolvem a análise e caracterização da doença intraperitoneal. Embora tenha havido recentes melhorias na capacidade de células tumorais imagem, mesmo ao nível de uma única célula, ainda existem dificuldades significativas na quantificação da carga de tumor metastático de EOC. Estes desafios surgem devido ao número, tamanho e localização anatômica das lesões metastáticas. Além disso, existe uma necessidade para células de cancro da etiqueta para distingui-las das células hospedeiras normais. Estudos anteriores utilizaram protocolos de rotulagem baseadas em anticorpos ou a transfecção de células de tumor com ^8,9 luciferase. A marcação directa fluorescente de células cancerosas foi relatada pela primeira vez por Chishima e colaboradores em 1997 ^10. Os marcadores fluorescentes não necessitam de adição de substrato exógeno e proporcionar especificidade de células tumorais requintado, proporcionando um meio mais eficaz para controlar metástases de cancro ^11,12 .

Aqui nós descrevemos um método de imagem óptico para análise quantitativa de doença metastática utilizando um modelo de xenoenxerto ortotópico singênico composta de proteína fluorescente vermelha (RFP) tagged ID8 células de câncer de ovário murino ¹³ e camundongos C57 / Bl6 imuno-competente. Nós demonstramos um método novo para a quantificação da carga tumoral em relação combinar imagens in vivo e ex vivo com a remoção de tecido auto-fluorescência. Esta abordagem tem uma utilidade potencial em estudos destinados a avaliar o efeito do específica genética, epigenética ou micro-ambientais modificações e / ou modalidades de tratamento específico nas metástases de órgãos de cancro do ovário.

Protocolo

Todos os estudos in vivo foram aprovados pela Universidade de Notre Dame Animal Care e do Comitê Use e usado feminino camundongos C57 / BL6J.

Cultura de Células 1. Murino cancro do ovário

1. Adicione o meio de cultura ID8 murino ovário de células de cancro da seguinte forma: 1 L de Dulbecco Modified Eagle Médium (DMEM) suplementado com 4% de Soro Bovino Fetal (FBS), 1% de Penicilina / Estreptomicina, 5 ug / ml de insulina, 5 ug / ml de transferrina e 5 ng / ml de selenito de sódio.
2. Transdução ID8 células de câncer de ovário murino ¹³ para expressar Red Fluorescent Protein (RFP), utilizando partículas lentivirais comercialmente adquiridos expressam RFP e um marcador de selecção (blasticidina gene). Note-se que a proteína fluorescente verde pode ser usado, mas fornece um sinal de fluorescência mais fraca.
   1. Imediatamente antes da transdução, as células de cultura a 50 - 70% de confluência e adicionar meio fresco (sem penicilina / estreptomicina) que inclui 1 ml de polibreno (5 ug / ml final,concentração).
   2. Suavemente pipeta RFP-lentivírus (20 mL) gota a gota para o prato e incubar a 37 ^° C durante 72 horas. Remova o meio e incubar com meio fresco durante 24 h. Comece a selecção de células transduzidas por adição de blasticidina para o meio de cultura (5 ug / ml) e monitor para células vermelhas através de microscopia de fluorescência (Figura 1).
3. Cultura das células marcadas com RFP em forma ID8 por sementeira de aproximadamente 10 ⁶ células num prato de cultura de tecidos e visualizando diariamente utilizando um microscópio de luz, até que a monocamada de células é confluente.
4. Quando confluentes, colher as células utilizando tripsina (0,25%, 3 min) e devolver o balão para a incubadora a 37 C até que ^o as células são separadas.
5. Neutraliza-se a tripsina com 6 mL de meio de cultura contendo soro de ID8. Pipeta cima e para baixo contra o fundo do prato, em seguida, transferir para um tubo de 15 ml. Centrifugar a 1200 rpm durante 2 min, em seguida, aspirar o meio utilizando uma glpipeta ass.
6. Lavam-se as células com tampão fosfato salino (PBS) por ressuspensão suave em 6 ml de PBS morno e centrifugação como em 1.5 acima. Re-suspender em PBS para uma concentração final de 5 x 10 ⁶ células / ml. Manter as células quentes (37 ^° C) até injeção.

2. intra-peritoneal injecção de células ID8 e in vivo de imagens

1. Injectar cada ratinho, com 2 ml de solução de ID8-PBS quente para um total de 10 milhões de células por via intra-peritoneal (ip). Permitir que as células tumorais a crescer in vivo, durante cerca de 10 semanas, com imagens ao vivo semanal.
2. Imediatamente após a injecção e cada semana depois disso, pesar os ratos e depois anestesiar cada rato usando isofluorano (taxa de fluxo de 2,5% em 0,5 L / min O ₂ de fluxo). Nota: Os ratinhos foram pesados, e não como uma medida quantitativa da carga tumoral, mas sim uma medida mais geral de ratinho individual progressão física ao longo do estudo. camundongos pesamts foram comparados com os seus próprios valores de peso anteriores.
   1. Anestesiar ratos, colocando em uma câmara de isoflurano. Manter a anestesia constantes durante a digitalização posicionando a cabeça de rato no nariz-cone para a exposição ao isoflurano caudal de 2,5% durante todo o procedimento.
3. Use creme depilatório para remover os pêlos do torso e do abdome de cada rato, como o cabelo preto fará com que a atenuação do sinal de fluorescência. Os ratinhos são banhadas com água morna, após a aplicação do creme depilatório e secou-se com toalhas de papel RT.
4. Enquanto anestesiados, digitalizar todo o corpo de cada rato usando um sistema de imagem óptico de pequenos animais. Verificar todos os ratos em uma coorte em cada ponto de tempo. Use o seguinte dois protocolo passo (Figura 2A):
   1. No Passo 1, para observar as células tumorais marcadas por fluorescência (RFP), executar aquisição multi-espectral para recolher um total de 5 imagens usando filtros de excitação de 440 nm, 460 nm, 480 nm, 520 nm e 540 nm e um filtro de emissão de 600 nm. Utilize os seguintes parâmetros de aquisição: a exposição padrão de 15 segundos, 2 x 2 binning, FOV de 160 mm e f _parada de 1,1.
   2. No Passo 2, para observar o animal inteiro, adquirir uma imagem de reflectância usando um filtro aberto de excitação (luz branca), um filtro de emissão aberta, uma exposição padrão de 0,2 seg com 2 x 2 e arrumação de um FOV de 16 cm. Nota: O tempo de imagem efectivo é de ~ 1 min.

3. Rato Dissecção e Aquisição de Imagem

1. Quando imagens ao vivo mostra a presença de doença intra-peritoneal ou animais acumulação extensiva exposição de ascite (como evidenciado pela distensão abdominal), perda ou ganho de peso corporal superior a 20%, letargia ou outros sinais de aflição, eutanásia cada rato usando CO ₂ anestesia seguida de deslocação cervical.
2. Cortar a pele anteriormente ao longo da linha média ventral do rato, usando dissectio pontasn tesoura, a partir da parte superior das coxas para a parte inferior da caixa torácica. Tome muito cuidado para cortar apenas a camada da pele (Figura 2BI). Delicadamente separar a pele do tecido peritoneal, tendo a certeza de não perfurar a parede peritoneal.
3. Com uma tesoura de dissecação, cortados pontiagudas tanto lateralmente ao longo da parte inferior da caixa torácica e na parte superior das coxas para criar duas abas de pele (Figura 2B II, III).
4. Coloque cada rato em seu lado ventral (cavidade peritoneal voltada para baixo) com as abas de pele abriu e digitalizar cada rato com seus órgãos in situ usando o pequeno sistema de imagem óptico do animal (Figura 3A, B).
   1. Use os mesmos parâmetros de aquisição de imagem, conforme descrito no 2.4.1.-2.4.2.
5. Continuar dissecando o rato através da extracção de órgãos peritoneais individuais, incluindo fígado, omento / pâncreas, estômago, diafragma, intestino delgado, intestino grosso, à esquerda e à direita do peritoneu, ovários, kidneys, mesentério e almofada de gordura.
   1. Observe, enumerar e registrar tumores visíveis em cada órgão. Use uma pinça para medir o diâmetro de cada tumor.
   2. Designar tumores inferior a 2 mm de diâmetro tão pequeno, de entre 2 e 5 mm como meio e superior a 5 mm, como grande.
6. Colocar os órgãos sobre o modelo de varrimento do órgão (Figura 4) que identifica um local pré-determinado para cada órgão. Use PBS para manter os órgãos úmido.
7. Digitalizar cada folha de órgãos que utilizam o pequeno sistema de imagem óptico do animal (Figura 3C, D).
   1. Use os mesmos parâmetros de aquisição de imagem como descrito no passo 2.4.
8. Após a digitalização, órgãos lugar em formol a 10% para permitir o processamento posterior para histologia.

4. Quantificação da carga tumoral em the fluorescência Imagens

1. A fim de reduzir a quantidade de auto-fluorescência em cada varrimento multi-espectral, primeiro unmix os ficheiros utilizando software disponível com o sistema de imagiologia de pequenos animais.
   1. Carregar pela primeira vez a RFP: No arquivo espectral Vivo, seguido pelo Autofluor: No arquivo Vivo Vermelho na janela de Unmixed Imagens e selecione Unmix.
2. Exportar os arquivos .bip como formato de 16 bit .tiff (sem escala).
3. Use software ImageJ (órgãos ex vivo e, em seguida, o corpo inteiro do rato com órgãos in situ).
   1. Use File> Open para abrir os arquivos .tiff 16 bits dos arquivos de modelo de digitalização órgão em ImageJ.
   2. Sob Image> Adjust> Brightness / Contrast, optar por definir o valor mínimo exibido para 0 e o valor máximo exibido para 35.353 e depois sobImagem> tabelas de pesquisa, selecione Red Hot. Nota: Vários modelos animais irá requerer diferentes níveis de brilho, mas é importante para manter o brilho consistente ao longo de um determinado estudo.
   3. Usando a ferramenta Freehand Selection, desenhe uma região de forma livre da seleção interesse (ROI) em torno de cada órgão e usar a ferramenta Measure (CTRL + M) para calcular a área de superfície de cada órgão; gravar a área de superfície de cada órgão em uma planilha.
   4. Com o ROI desenhada em torno de cada órgão, clique direito dentro do ROI e selecione Duplicar para incluir apenas o órgão.
   5. Enquanto olha para o órgão indivíduo, sob Image> Adjust> Threshold, optar por definir o limiar da imagem para um limiar menor nível de + 1200 e um limite de Nível Superior de + 1,700 para selecionar only regiões mais brilhantemente fluorescentes e verificar para seleccionar fundo escuro; selecione OK. Nota: As imagens podem exigir manipulação manual dos controles deslizantes de limiar em ImageJ para que as áreas anteriormente brilhantes são selecionados para a etapa de análise, como mostrado acima. Diferentes modelos de doença irá requerer diferentes constrangimentos de limiar, mas é importante para manter os níveis de limiar consistentes ao longo de um determinado estudo.
   6. Sob Analisar> Analisar Partículas, altere o Tamanho (pixels ^ 2) a 10 Infinito, optar por mostrar: esboços, verificar para selecionar apenas "Mostrar resultados" e clique em OK para medir ambas as áreas e densidades integrados matérias destas regiões brilhantes, tumores considerados.
   7. Grave os valores de área de superfície ea densidade Raw Integrado de cada seleção tumor exibido no tabela de resultados na mesma planilha contendo as áreas de superfície de órgãos.
   8. Sob Analisar> Ferramentas> Calibragem Bar, adicionar uma barra de escala de calibração para as imagens dos órgãos. Nota: Neste exemplo, isso foi feito mudando o local para superior direito, a cor de preenchimento de preto, a cor do rótulo de White, o número de etiquetas a 5, as casas decimais para 0, o tamanho da fonte para 12 e o Zoom fator para 4,0 e permitindo texto em negrito.
   9. Em Arquivo> Salvar como ..., salvar a montagem como um .tiff e .jpeg.
   10. Use File> Open para abrir o arquivo .jpeg dos órgãos e, em seguida, em Inserir> Caixa de Texto , adicionar rótulos de órgãos através da criação de uma caixa de texto abaixo de cada uma das três linhas de órgãos.
   11. Use File> Open para abrir cada uma das ficheiros.tiff 16 bits dos scans de corpo inteiro em ImageJ a ordem do número mouse.
   12. Sob Image> Adjust> Brightness / Contrast, optar por definir o valor mínimo exibido para 0 e o valor máximo exibido para + 35353 e depois em Imagem> tabelas de pesquisa, selecione Red Hot.
   13. Em Arquivo> Salvar como ..., salvar a montagem como um. Tiff e .jpeg.

Análise 5. Os dados

1. Adicionar as áreas de selecção de tumor e as densidades de matérias-integrados, respectivamente, para cada órgão de cada rato e registar a área total do tumor para cada ratinho de órgãos.
2. Normalizar a área gravada e integrat cruaOs valores de densidade ed para o tamanho de cada órgão pela divisão da área total da lesão e valores de densidade integrados matérias totais pela área de superfície do órgão correspondente (Tabela 1).
3. Calcular e representar graficamente a média de ambas as áreas de superfície do tumor normalizados e os valores de densidade em bruto integrados normalizadas (Figura 5A, B).
4. Comparar estes valores médios para as obtidas por contagem visual os tumores que eram visíveis a olho nu durante a inspecção de cada órgão de lesões metastáticas.

Resultados

O mecanismo metastático do câncer de ovário é caracterizada por metástase intra-peritoneal altamente difuso composto por numerosas lesões de tamanhos variados, incluindo múltiplas (<2mm) pequenas lesões. Assim, a utilização de células tumorais marcadas com RFP (Figura 1) e imagiologia óptica fornece um método alternativo para a contagem manual e medição do tamanho da lesão. O desenvolvimento do peso do tumor ao longo do tempo pode ser determinada por p...

Discussão

Em contraste com os estudos que utilizam células de cancro do ovário humano que devem ser realizados em ratinhos imunocomprometidos, o protocolo descrito acima utiliza imunocompetentes ratinhos C57 / Bl6 e células de cancro do ovário murino singeneicas. Enquanto isto permite avaliar o papel potencial de infiltrados imunes em progressão tumoral e metástases, a presença de cabelo escuro na superfície abdominal torna menos sensível imagiologia. Utilização de um depilatório para remover os pêlos antes da imagem...

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
Dulbecco's Modified Eagle Medium	Corning	10-014-CM
Fetal bovine serum	Gibco	10437-028
penicillin/streptomycin
Insulin-transferrin-sodium selenite media supplement	Sigma	I-1884
Bruker Xtreme small animal imaging system	Bruker Corp.
Bruker Multispectral software	Bruker Corp
lentiviral particles with Red fluorescent protein	GenTarget, Inc.	LVP023
trypsin for cell culture	Corning	25-053-CI
PBS	Corning	21-040-CM
depilatory cream (such as Nair Hair Remover Lotion)	purchases from drugstore	n/a
ImageJ software	http://imagej.nih.gov/ij/		free download
dissecting tools (forceps)	Roboz Surgical Instrument	RS 5130
dissecting tools (Scissors)	Roboz Surgical Instrument	RS 5910