Modelando Tumores Cerebrais In Vivo Usando a Liberação Eletroporada de DNA Plasmidial Representando Assinaturas de Mutação de Pacientes

Resumo

A utilização de um modelo de tumor autóctone imunocompetente conduzido por mutações comuns de pacientes para testes pré-clínicos é fundamental para testes imunoterapêuticos. Este protocolo descreve um método para gerar modelos de tumor cerebral em camundongos usando a entrega baseada em eletroporação de DNA plasmidial que representa mutações comuns em pacientes, fornecendo assim um modelo de camundongo preciso, reprodutível e consistente.

Resumo

Os modelos tumorais são fundamentais para o teste pré-clínico de tumores cerebrais em termos de exploração de novos tratamentos mais eficazes. Com interesse significativo em imunoterapia, é ainda mais crítico ter um modelo de camundongo consistente, clinicamente pertinente e imunocompetente para examinar as populações de células tumorais e imunes no cérebro e sua resposta ao tratamento. Enquanto a maioria dos modelos pré-clínicos utiliza o transplante ortotópico de linhagens de células tumorais estabelecidas, o sistema de modelagem apresentado aqui permite uma representação "personalizada" de mutações tumorais específicas do paciente em um desenvolvimento gradual, mas eficaz, a partir de construções de DNA inseridas em células precursoras neurais (NPCs) em divisão in vivo. As construções de DNA apresentam a análise em mosaico com o método de troca de mediado por dupla recombinase (MADR), permitindo mutagênese somática de cópia única de mutações condutoras. Usando filhotes de camundongos recém-nascidos entre o nascimento e 3 dias de idade, os NPCs são visados aproveitando essas células em divisão que revestem os ventrículos laterais. A microinjeção de plasmídeos de DNA (por exemplo, derivados de MADR, transposons, sgRNA direcionado por CRISPR) nos ventrículos é seguida por eletroporação usando pás que circundam a região rostral da cabeça. Após a estimulação elétrica, o DNA é levado para dentro das células em divisão, com potencial de integração ao genoma. O uso deste método tem sido demonstrado com sucesso no desenvolvimento de tumores cerebrais pediátricos e adultos, incluindo o tumor cerebral maligno mais comum, o glioblastoma. Este artigo discute e demonstra as diferentes etapas do desenvolvimento de um modelo de tumor cerebral utilizando esta técnica, incluindo o procedimento de anestesia de filhotes jovens de camundongos, para microinjeção da mistura de plasmídeos, seguida de eletroporação. Com este modelo autóctone e imunocompetente do rato, os pesquisadores terão a capacidade de expandir as abordagens da modelagem pré-clínica, nos esforços para melhorar e examinar o tratamento eficaz do cancro.

Introdução

Modelos de tumores cerebrais murinos são cruciais para a compreensão dos mecanismos de formação e tratamento de tumores cerebrais. Os modelos atuais tipicamente incluem transplantes subcutâneos ou ortotópicos de linhagens de células tumorais comumente usadas, baseados em um número limitado de mutações condutoras ou modelos de xenoenxertos derivados do paciente, usando camundongos imunodeficientes que dificultam estudos adequados de imunoterapia 1,2,3,4. Além disso, esses resultados pré-clínicos podem levar a falsos positivos, na medida em que tais modelos podem exibir efeitos dramáticos, muitas vezes curativos, em resposta à terapia, mas isso não se traduz na clínica2,5,6,7. Ter a capacidade de produzir rapidamente modelos pré-clínicos de camundongos geneticamente modificados que reflitam mais as assinaturas de mutação do paciente é imperativo para melhorar a validade dos resultados pré-clínicos.

A liberação de plasmídeos de DNA baseada em eletroporação (EP) para induzir mutações tanto na perda de função (LOF) quanto no ganho de função (GOF) permite a geração de tais modelos. Desenvolvemos um método para uma representação ainda mais precisa de mutações do driver GOF chamado análise em mosaico com troca de mediada por dupla recombinase, ou MADR⁸. Esse método permite a expressão de um gene (ou genes) de interesse de forma controlada e locus-específica em células^somáticas8. Em combinação com outras ferramentas moleculares, como repetições palindrômicas curtas agrupadas regularmente interespaçadas (CRISPR), diferentes mutações de pacientes podem ser combinadas para desenvolver modelos de tumor cerebral em camundongos. Esse método tem sido utilizado para diferentes tumores cerebrais pediátricos, incluindo gliomas e ependimomas8, bem como para modelos de tumores cerebrais adultos, como o glioblastoma (GBM).

Embora o método EP de modelagem tumoral não seja tão comum quanto um transplante, o seguinte demonstra até agora a facilidade e a alta reprodutibilidade desse sistema de modelagem. Camundongos mTmG são utilizados para a inserção do DNA do plasmídeo MADR ^8,9. Esse sistema permite a recombinação dos sítios alvo de loxP e Flp recombinase (FRT) localizados no locus Rosa26 para posterior inserção do plasmídeo de DNA do doador (i.e., gene GOF de interesse)^8,9. O protocolo a seguir demonstra a simplicidade deste método após a prática diligente e a capacidade de desenvolver modelos de tumor cerebral de camundongo de maneira autóctone e consistente.

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Protocolo

Todos os procedimentos deste protocolo foram aprovados pelo Comitê Institucional de Cuidados e Uso de Animais do Cedars Sinai Medical Center (IACUC). Camundongos homozigotos mTmG foram criados com camundongos C57BL/6J para obter ninhadas de camundongos mTmG heterozigotos de sexo misto para uso no protocolo a seguir. Os animais foram obtidos de fonte comercial (ver Tabela de Materiais). Os filhotes de camundongos foram eletroporados entre os dias 0 e 3 pós-natais (P0-P3).

1. Arranjo cirúrgico

1. Borrife a mesa cirúrgica com desinfetante químico (por exemplo, Vimoba) e limpe, seguido de etanol a 70%, e limpe novamente.
2. Coloque os seguintes instrumentos/materiais na mesa cirúrgica: pipetas capilares de vidro puxadas (ver referência¹⁰ sobre como puxar pipetas), tesouras pequenas, recipiente de resíduos de materiais perfurocortantes de risco biológico, pontas de pipeta e pipeta de microlitros, 2x pedaços quadrados cortados de filme de parafina, gel de eletrodo, eletrodos, suporte para o microinjetor e mistura de plasmídios de DNA (ver Tabela de Materiais e Arquivo Suplementar 1).
3. Coloque os seguintes acessórios no equipamento na mesa cirúrgica ou no chão, quando indicado: painel de controle do microinjetor, suporte e plugue acoplados à máquina, suporte para segurar o suporte do microinjetor ao lado (auxiliar de solda), pedal do microinjetor (no chão), eletrodos acoplados à máquina e pedal do eletrodo (no chão) (ver Tabela de Materiais).
   OBS: O pedal do eletrodo foi colocado à direita do pedal do microinjetor como lembrete da ordem de uso.
4. Ligue os painéis de controle do microinjetor e do eletrodo.
   1. Verifique se as configurações do microinjetor estão corretas para o experimento: a pressão deve estar entre 220-450 hPa, dependendo de como a mistura plasmidial é absorvida.
   2. Verifique se as configurações no painel de eletrodos estão corretas para o experimento.
      NOTA: Para o experimento atual (e a maioria dos nossos modelos de tumor cerebral), cinco pulsos de 120 V (50 ms; separados por 950 ms) são usados.

2. Preparo pré-cirúrgico

1. Preparar a mistura de plasmídeos no microinjetor.
   1. Recupere uma pipeta capilar de vidro puxada e insira-a no suporte do microinjetor. Certifique-se de que a ponta está rosqueada para manter no lugar.
   2. Segure o suporte do microinjetor em uma mão e a tesoura pequena com a outra; Tenha a ponta da pipeta sobre um pequeno recipiente de risco biológico para materiais perfurocortantes. Com a tesoura fechada, pressione levemente a pipeta capilar de vidro alongada. Corte onde se vê a curva, a aproximadamente 2 mm da abertura. Se o corte parecer bem-sucedido, coloque cuidadosamente ao lado.
   3. Coloque o tubo de mistura de plasmídeos disponível comercialmente sobre a mesa cirúrgica e abra. Tenha a caixa da ponta da pipeta ou outro item atrás do fundo do tubo para mantê-lo estável durante a extração da mistura de plasmídeos. Coloque a pipeta de vidro que está presa à linha do microinjetor plana sobre a mesa e insira suavemente no tubo da mistura de plasmídeos, certificando-se de que a ponta esteja bem na mistura perto do fundo do tubo.
      NOTA: Devido à sucção por gravidade natural, a aspiração da mistura de plasmídeos começará na pipeta de vidro antes de entrar ativamente.
   4. Com a ponta da pipeta de vidro na mistura de plasmídeos, use o painel do microinjetor para aumentar a quantidade que está sendo aspirada. A partir de 0, gire o botão direito e marque na direção negativa em direção a -60 - isso trará a mistura de plasmídeos para a pipeta de vidro. Traga apenas ~1 polegada de mistura de plasmídeos. Volte o botão para 0 e, em seguida, remova a ponta da pipeta da mistura.
      NOTA: Não remova a ponta da pipeta da mistura enquanto estiver na direção negativa, pois isso disparará a mistura para o microinjetor e, possivelmente, para a tubulação.
   5. Teste a quantidade de mistura em uma injeção injetando a mistura em uma tira de filme de parafina. Use o pedal e pressione uma vez para injetar a mistura na película de parafina. Use o pipetador regulado em 1 μL para pegar a mistura no filme de parafina para ver se é exatamente 1 μL.
      NOTA: Se for ligeiramente inferior a 1 μL, a pressão do microinjector pode ser aumentada. Se a pressão estiver se aproximando de 450 hPa e ainda menor que 1 μL, a abertura da pipeta de vidro é muito pequena e precisará ser mais aparada. Sugere-se colocar a mistura de plasmídeos de volta no tubo antes de aparar. Apesar disso, ainda haverá uma mistura residual na tesoura, por isso é imperativo limpar completamente a tesoura depois com DNase para remover qualquer mistura restante. Se a injeção for superior a 1 μL, uma nova pipeta de vidro puxada precisará ser usada e aparada. Quando a quantidade de teste é exatamente 1 μL, a ponta da pipeta de vidro está no tamanho certo.
   6. Repita o passo 2.1.4 para desenhar uma mistura plasmidial adicional para o procedimento, ou cerca de 2-3 polegadas na pipeta de vidro puxada. Certifique-se de que a mistura não vá muito longe no microinjetor, onde não se pode ver o final.
      NOTA: Ao desenhar na mistura de plasmídeos, é fundamental evitar bolhas de ar. Se houver bolhas, é necessário refazer essa etapa, removendo a mistura de plasmídios da pipeta de vidro puxada e começando novamente. Bolhas de ar presentes serão prejudiciais para os seguintes passos ao injetar no ventrículo do filhote.
   7. Com a mistura de plasmídios pronta na pipeta de vidro puxada, coloque a pipeta preparada ao lado no suporte de auxílio de solda e fora do caminho para não tocá-la acidentalmente.
2. Preparar os animais para o experimento.
   1. Prepare um balde de gelo para anestesiar filhotes. Adicione água ao balde de gelo para derreter e ajude a resfriar o suporte anestesiante (por exemplo, tampa da caixa de pipeta).
   2. Coloque a parte superior da caixa sobre o gelo derretido para esfriar.
   3. Retire cuidadosamente o(s) filhote(s) da gaiola e coloque-os na parte superior da caixa resfriada, que permanece no gelo. Coloque outra parte superior frouxamente sobre a parte inferior para ajudar no processo de resfriamento.
   4. Após 2-3 min, verifique os filhotes. Separe os filhotes uns dos outros, permanecendo na posição prona.
      NOTA: Os filhotes se contorcem, mas isso diminuirá à medida que a anestesia fria entrar. A parte superior da caixa pode ser deixada de lado para facilitar a visualização dos filhotes.
   5. Para verificar se há anestesia adequada, aperte a cauda do filhote e procure uma reação. Se houver uma reação, repetir o passo 2.2.4. Se nenhum chiado ou pouco movimento for feito, o filhote está pronto para o procedimento.
      NOTA: Os ratos não devem ser mantidos no gelo por longos períodos de tempo, pois isso afetará sua capacidade de recuperação após o procedimento. Apenas o número de filhotes que podem ser injetados e eletroporados ainda sob anestesia deve ser colocado no gelo de cada vez; números maiores podem ser feitos com experiência.

3. Microinjeção de mistura de DNA plasmidial no ventrículo cerebral

1. Coloque um filhote sobre a mesa na posição ventral.
2. Puxe levemente para trás na parte de trás da cabeça para visualizar as suturas cranianas através da pele. Encontre lambda no crânio. O ventrículo/local de injeção estará a meio caminho entre o lambda e o olho.
   OBS: Lambda é onde as suturas sagital e lambdoide se cruzam. Ver referência¹¹ para a identificação de lambda no crânio de camundongos.
3. Perfure a pele com a ponta da pipeta de vidro em um ângulo perpendicular (a pipeta é reta em direção ao teto). Observe um leve recuo côncavo ao pressionar o crânio e uma resistência inicial. Uma vez perfurada e a ponta da pipeta de vidro perfura o recuo côncavo, o nível de injeção apropriado é atingido.
4. Segure a ponta da pipeta de vidro no lugar e pressione o pedal do microinjetor uma vez para injetar 1 μL da mistura de plasmídeos.
   NOTA: Há duas maneiras de ver claramente que a injeção foi bem-sucedida. Primeiro, peça a outro membro do laboratório que observe a mistura de plasmídeos descer na pipeta de vidro à medida que é injetada. Além disso, se usar verde rápido ou outro corante na mistura de plasmídeos, o corante se espalhará visivelmente no ventrículo sob a pele uma vez injetado e é facilmente visível quando mantido até uma lâmpada cirúrgica.

4. Eletroporação

1. Coloque um pedaço de filme de parafina (um quadrado) sobre a mesa e esprema o gel do eletrodo por cima do filme. Cubra as pás do eletrodo em gel de eletrodo escovando uma quantidade generosa em cada pá. Qualquer excesso de gel que esteja pingando pode ser passado em um papel toalha.
   OBS: Após o primeiro EP, não deixe o gel de cada pá tocar no outro lado. Isso transferirá a carga e, ao aplicar na cabeça do filhote, um som escaldante pode ser ouvido. Isso também acontecerá se o gel na cabeça do filhote de um eletrodo entrar em contato com o gel de outro.
   CUIDADO: Deve-se tomar cuidado para manter os dedos afastados das pás durante a eletroporação.
2. Segure o corpo do filhote em uma das mãos (normalmente a mão não dominante), mantendo os dedos bem atrás da cabeça.
   OBS: Se for destro, é mais fácil segurar o filhote com a mão esquerda e os eletrodos com a direita. Se for canhoto, faça o contrário.
3. Aproximar os eletrodos da cabeça do filhote para garantir que estejam na posição adequada, com o eletrodo positivo na parte externa da cabeça onde o ventrículo está sendo direcionado (por exemplo, se atingir o ventrículo esquerdo, coloque o positivo no lado esquerdo do filhote e o negativo no lado direito do filhote). Ao posicionar os eletrodos, deslize suavemente um dedo (normalmente o polegar) no lado dorsal do corpo/pescoço posterior à cabeça para ajudar a elevar a cabeça para a posição.
4. Verifique a profundidade da anestesia apertando a cauda e proceda com a eletroporação somente se o filhote estiver no plano apropriado de anestesia. Aperte levemente as pás do eletrodo na parte rostral da cabeça do rato, colocando-as sobre os olhos. Pressione o pedal do eletrodo uma vez para iniciar a eletroporação. Esse protocolo utiliza cinco pulsos de 120 V (50 ms, separados por 950 ms); cada pulso será audível.
   1. A cada pulso, gire levemente as pás do eletrodo no sentido anti-horário para que a pá positiva esteja se movendo em direção ao topo da cabeça.
      NOTA: Com a eletroporação adequada, sentir-se-á/verá o corpo do filhote de rato contrair-se a cada pulso.
5. Após o pulso final, retire as pás e coloque ao lado. Mova o filhote para uma toalha de papel limpa e peça a outro membro do laboratório que limpe o gel da cabeça do filhote e coloque sob uma lâmpada de calor em um "barco" de papel toalha.
   NOTA: Certifique-se de que a lâmpada de calor não está muito perto dos filhotes. Certifique-se de ter outro membro do laboratório para ajudar com esta etapa e manter um olho constante sobre os filhotes. Muitas vezes ajuda a segurar os filhotes na mão sob a lâmpada de calor para aumentar o calor para o filhote. Massagear suavemente o abdômen do filhote também pode ajudar na recuperação.
6. Devolva os filhotes para a gaiola de casa assim que seus corpos tiverem uma cor rosada saudável e tiverem uma resposta de chiado a um leve beliscão de cauda.
   NOTA: Antes de colocá-los de volta na gaiola, pegue uma pequena quantidade do material de cama da gaiola caseira e escove levemente os filhotes com ele para o cheiro da gaiola. Coloque os filhotes de volta na gaiola sob o material de cama e retorne para a sala de espera.

5. Etapas pós-cirúrgicas

1. Devolva a mistura de plasmídios não utilizada da pipeta de vidro do microinjetor de volta para o tubo. Se sobrar mistura suficiente, esta poderá ser utilizada em procedimentos futuros. Conservar a -20 °C.
2. Limpe o gel das pás do eletrodo com papel toalha.
3. Devolva todas as peças do equipamento de volta ao seu lugar original.
   NOTA: Se a tesoura foi usada para cortar a ponta da pipeta de vidro após a mistura de plasmídios ter sido retirada, deixe a tesoura para limpar completamente com solução de DNase.
4. Borrife a mesa com um desinfetante químico, depois limpe, seguido de um borrife de etanol a 70% e, em seguida, limpe novamente.

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Resultados

O protocolo descrito acima tem sido usado para desenvolver com sucesso modelos de camundongos com tumores cerebrais pediátricos e adultos, sendo o primeiro publicado em extenso detalhe em Kim et ^al.8. Com técnica adequada e planejamento cuidadoso do desenho do plasmídeo, o sucesso para o desenvolvimento de EP de tumores é tipicamente de 100%. A histologia é a maneira mais rápida e fácil de verificar se há inserção bem-sucedida de plasmídios de DNA quando uma proteína repórter é usada...

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Discussão

A liberação de DNA plasmidial baseada em eletroporação permite o uso in vivo de biologia molecular, semelhante àquela usada em modelos de camundongos geneticamente modificados, mas com a velocidade, localização e eficiência da transdução viral 8,13,14. Com este último, no entanto, vêm preocupações de segurança, bem como respostas imunológicas. Demonstramos em nosso sistema de modelagem usando EP-liberaç...

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Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.1-2.5 µL 1-channel pipette	Eppendorf	3123000012
2 µL pipette tips	Fisher Scientific	02-707-442
20 µL pipette tips	Fisher Scientific	02-707-432
2-20 µL 1-channel pipette	Eppendorf	3123000098
DNAZap PCR DNA Degradation Solutions	Fisher Scientific	AM9890
ECM 830 Square Porator Electroporator	BTX	45-0662
Electrode Gel	Parker Labs	PLI152CSZ
Fast Green Dye	Sigma-Aldrich	F7258-25G
Helping Hands Soldering Aid	Pro'sKit	900-015
Micro Dissecting Scissors, 4.5" Straight Sharp	Roboz	RS-5916
Mouse Strain: C57BL/6J	The Jackson Laboratory	JAX: 000664
Mouse Strain: Gt(ROSA)26Sortm4(ACTB-tdTomato,-EGFP)Luo/J	The Jackson Laboratory	JAX: 007676
Parafilm	Grainger	16Y894
Plasmid: pCag-FlpO-2A-Cre EV	Addgene	129419
Platinum Tweezertrode, 7 mm Diameter	BTX	45-0488
Sharps container, 1-quart	Uline	S-15307
Standard Glass Capillaries, 4 in, 1 mm OD, 0.58 mm ID	World Precision Instruments	1B100F-4	Capillary pipettes need to be pulled - see reference 10 for details.
Vertical Micropipette Puller	Sutter Instruments	P-30	Heat settings: Heat #1 at 880, Heat #2 at 680; pull at 800. See reference 10 for more details on pulling.
Vimoba Tablet Solution	Quip Laboratories	VIMTAB
XenoWorks Digital Microinjector	Sutter Instruments	BRE
XenoWorks Micropipette Holder	Sutter Instruments	BR-MH