Este trabalho foi financiado pelo Departamento de Defesa dos EUA (BC075554 a BG e BC061403 para DK), National Institutes of Health EUA (U54GM064346 para JVR; CA100324 ao JC, JES e JW; CA77522 para JES, U54CA126511 ao JC e BG). Agradecemos a D. Entenberg para ajudar com microscopia, M. Rottenkolber para ajudar na fabricação de caixa de imagem e J. Pollard (Albert Einstein College of Medicine) para o anticorpo F4/80.

1. Geração de tumores fluorescentes usando a injeção de células tumorais mamárias no teclado de gordura: <ol><li> Crescer uma linhagem de células expressando Dendra2 proteínas (como um marcador citoplasmático) para 40-80% confluência. </li><li> Enxaguar pratos, pelo menos, 3 vezes com PBS w / o Ca 2 + ou Mg 2 +. </li><li> Adicionar 3 ml de tripsina por 10 centímetros prato e incubar a 37 ° C até que a maioria das células separar e em seguida, bateu o prato contra uma superfície plana para agitá-lo. </li><li> Lave bem todas as células fora do prato, e use um raspador (policial de borracha) para coletar matriz também. Adicione a 5 ml de PBS. Tomar uma alíquota para contar durante a centrifugação. </li><li> Centrifugar a 800 g por 5 min. </li><li> Aspirar e ressuspender em PBS a uma concentração de 5 - 10 ml 6 / 10x. Loja em gelo até injetada (injetar dentro de 30 min). </li><li> Coloque uma gaiola contendo 4-5 semanas de idade do sexo feminino imunológico camundongos deficientes (por exemplo, SCID) dentro de uma capa estéril. </li><li> Pulverizar a área ao redor do mamilo (abdominal) 4 com etanol 70%. </li><li> Injetar 0,1 ml em almofada de gordura mamária. Se um assistente pode ser encontrado, uma pessoa pode manter o mouse no lugar enquanto o outro insere a agulha dentro do pad mamárias gordura. Se você está injetando por si mesmo, coloque o mouse sob anestesia luz usando isoflurano. </li><li> Uma vez que o tumor cresceu para 5-7 mm, a janela de imagem mamária (MIW) deve ser inserido. Nota: Como alternativa, para algumas aplicações, o MIW pode ser inserido na parte superior do pad mamárias saudáveis ​​de gordura e as células podem ser injetadas em seguida. Essa abordagem permite imagens de células transfectadas transitoriamente em um ambiente fisiológico. </li></ol> 2. Fabricação manual da janela de imagem mamária (MIW): <ol><li> MIWs (Figura 1A) são feitos de plástico de grau de tecidos para garantir biocompatibilidade. Para a construção manual, usamos 5 ou 10 pratos cm. </li><li> Coloque luvas de látex por diante. </li><li> Aquecer um prato de cultura de tecidos e creat uma superfície curva, empurrando um objeto arredondado duro contra o prato aquecido (usamos um de 1 polegada bit dremmel para isso). </li><li> Recorte o centro do prato usando uma lâmina aquecida. </li><li> Use uma pequena, em forma de cone bit dremmel para fazer um buraco no centro da cúpula em forma de base de plástico (6-7mm de diâmetro). </li><li> Faça as bordas da base de plástico completamente lisa lixando com a dremmel e ainda arquivá-lo. </li><li> Arquivo na parte superior da base de plástico fazendo uma superfície plana para a lamela de vidro. O diâmetro do arquivado superfície plana e deve ser 9-10mm. </li><li> Cole a 8 milímetros de vidro circular lamela (número 1) na superfície achatada usando o superglue (cianoacrilato). </li><li> Aguarde a cola secar (15 minutos). </li><li> Use uma agulha aquecida 26G para fazer oito furos sutura punção do lado de fora (onde o vidro é) para o interior da base. Buracos devem ser distribuídas uniformemente ao redor da lamela, 0,5-1mm de distância da borda da lamínula. </li><li> Alargar os furos com uma agulha de sutura 5-0. </li><li> Perfurando buracos na base de plástico fará a superfície interna irregular. O uso de papel de areia, fazer esta superfície completamente lisa. </li><li> Alterar as luvas e escova de pequenas partículas de plástico do MIW usando uma escova pequena. </li><li> Lave o MIW com água deionizada. </li><li> Lave o MIW utilizando etanol 70%. Usar um Q-dica para limpar o vidro de modo que é completamente transparente. Se houver manchas nebuloso presente desde o vapor de cola, cuidadosamente usar acetona com um Q-Tip. </li><li> Esterilizar o MIW pela exposição aos raios UV por 3 h em cada lado. </li></ol> Semi-Manual de fabricação da janela de imagem mamária (MIW): , A fim de fabricar a base de plástico, estamos usando atualmente moldes de silicone de borracha de fundição criado usando hand-made MIWs. O molde é composto de duas partes de borracha de silicone que fazem uma réplica exata de frente e verso do original quando preenchidos com resina de poliéster e logo em seguida se uniram. A resina de poliéster líquido é misturado 09:10 e resulta em uma estrutura dura quando completamente curado em 48h. O plástico é UV protegidas e de arquivo, sem quebrar ou tornar-se amarela ao longo do tempo. Após a base está curada, 2,8-2,16 passos são feitos da mesma forma que para MIWs manualmente-made. 3. Inserção do MIW: <ol><li> A área ao redor do mamilo 4 ª deve ter um pequeno (5-7 mm de diâmetro) tumor vários dias / semanas após a injeção das células tumorais, dependendo do tipo celular (Figura 1B). Quanto tempo se passou após a injeção de células que expressam proteínas Dendra2 photoswitchable ou outras proteínas fluorescentes depende da linha celular utilizada. O tumor não deve ser visivelmente necrotic, e deve ter uma pele intacta com o cabelo em cima do tumor. Camundongos com tumores necróticos devem ser sacrificados. </li><li> Prepare o espaço estéril para a cirurgia de fixar um pedaço de pano estéril dentro de uma capa estéril. Coloque um pedaço de g estérilauze no meio, e estabelecer uma MIWs poucos e instrumentos esterilizados em torno dele: usamos pequena tesoura standard, tesoura primavera, pinças microdissecting, fórceps microdissecting, porta-agulhas. Manter estéreis Q-dicas, uma garrafa de álcool 70% e luvas estéreis no canto da capa. </li><li> O mouse está anestesiado na capa estéreis, utilizando injeção IP de Avertin 2,5% (20 l / g) em HBSS ou, alternativamente 10 ketamina mg / kg + 10 mg / g de xilazina (em contato com o Instituto Animal Care para aprovações e ordenação). Nota: A solução deve ser preparada Avertin bi-semanal, esterilizado por filtração através de um filtro de 0,22 mM e armazenado como 500 mL em alíquotas de 4 ° C (no escuro). </li><li> Depilação, raspar a área acima do tumor usando um barbeador de pequenos animais. </li><li> Remover o resto do cabelo usando Nair creme de depilação (disponível em qualquer farmácia). Limpar a pele utilizando etanol mergulhado Q-dicas. </li><li> Transferência do animal para a gaze esterilizada e aplicar pomada oftálmica nos olhos para mantê-los a partir de secagem e infecção. </li><li> Esterilizar a pele com betadine e limpa com álcool 70%. </li><li> Transferência do animal em um pano cirúrgica estéril dentro do capô estéril. </li><li> Puxe a pele imediatamente medial ao mamilo usando uma pinça e corte incisão ~ 2 milímetros na pele. </li><li> Separar os pad mamárias de gordura subjacente da pele com uma tesoura de dissecção e uma pinça. A pele e esticar buraco durante esta etapa de separação para um tamanho que irá acomodar a inserção do MIW. </li><li> Se acidentalmente um navio é atingido durante sugery, use um estéril Q-dicas para remover qualquer vestígio de sangue que é produzido / para parar o sangramento se torne excessivo. </li><li> Insira o MIW tal que não é a pele em cima da base MIW e sutura no local usando fio não absorvível e reverter o corte da agulha. </li><li> Use tecido adesivo ou cianoacrilato para preencher os buracos e proteger a sutura MIW para a pele. </li><li> Adicionar SMX-TMP mix de antibióticos: (Sulfametoxazol 0,6 mg / ml, Trimetoprima 0,12 mg / ml) para a garrafa de água gaiola por 3 dias antes e depois da cirurgia. </li><li> O animal permanece sob anestesia por 1-4h após a injeção Avertin IP. Desde a cirurgia normalmente leva ~ 45min, é importante para ajudar o animal recuperar mais tarde: </li><li> Coloque uma almofada de aquecimento mão (37 ° C) (disponível em farmácias) na parte inferior da gaiola e cubra-a com gaze. </li><li> Manter o animal em cima da almofada até que fique em seu estômago e começa a andar. </li><li> Se o animal estiver inconsciente por mais de 3h, injetar 0,3 ml de HBSS via intraperitoneal para a reidratação. </li><li> O animal é permitido para se recuperar ao longo dos próximos dias 3-4 antes da sessão primeira imagem ocorre. </li></ol> 4. Construção de imagens Box A caixa de imagem garante que o MIW está sentado plano, logo acima da objetiva do microscópio. Além disso, facilita o controle de temperatura e fluxo de ar através de anestesia constante de isoflurano. A caixa é feita de acrílico e colados usando solda de plástico. Está equipado para a fase microscópio específico e, portanto, a forma de seu fundo varia de acordo com o microscópio utilizado (Figura 2 mostra o esquema da caixa montado Leica estágio do microscópio SP5). Dimensões da caixa em centímetros são l = 11,4 cm, w = 7,6 cm, h = 4,4 cm (Figura 2A). A parte inferior da caixa consiste de uma placa oca, 12.7x8.4 cm de tamanho, o que se encaixa dentro do estágio do microscópio Leica SP5, e duas de correr &quot;portas&quot;, 5,7 X 5,7 cm_each, que formam uma abertura circular (d = 2,22 centímetros ) quando fechado. O MIW se encaixa nessa abertura. A parte frontal contém o orifício de entrada para a entrega da anestesia, enquanto uma das partes laterais contém um orifício de saída que leva ao vácuo. Note-se que o condensador eo suporte de slides precisam ser removidas antes da colocação caixa de imagem. 5. Box imagem Use <ol><li> Colocar o animal sob anestesia com isoflurano e aplicar pomada oftálmica nos olhos. </li><li> Anexar o isoflurano escape do aparelho de anestesia para a frente da caixa de imagem, do lado de fora do orifício de entrada (Figura 2B). </li><li> Anexar um segundo tubo para o orifício de saída da caixa de imagem. Este tubo deve ser conectado ao filtro de gás e depois para o vácuo. </li><li> Abra a tampa da caixa e abrir as portas caixa e colocar o animal, MIW lado voltado para o fundo, e as portas deslizantes na caixa. </li><li> Segure a caixa e ajuste as portas inferior de modo que a base é mantida MIW e imobilizado entre eles. A base MIW deve estar no mesmo nível que as portas caixa de imagem, enquanto a lamela MIW deve ser apenas alguns milímetros abaixo deste nível. Certifique-se que o posicionamento do MIW entre o fundo portas de correr garante que as lamelas (parte de vidro da MIW) está flat, em paralelo com as portas de fundo da caixa. Isto irá assegurar foco adequado. </li><li> Inferior a objetiva do microscópio, para permitir espaço para a colocação da caixa nosuperior do palco microscópio. </li><li> Coloque a caixa sobre o estágio do microscópio, e ajustar o estágio para que a lamela MIW está acima do objetivo. </li><li> Foco o objetivo e começar de imagem. </li><li> Durante o uso de isoflurano, o animal deve ser monitorado por inspeção visual da freqüência respiratória. Isto pode ser feito visualmente, ou através do monitoramento da freqüência de artefatos de respiração que aparecem durante o exame de coleta (estes podem interferir com a aquisição de dados). O MouseOx sistema de oximetria de pulso (Starr vida Sciences Corp) tem sido utilizado com sucesso. Dessa forma, os dados podem ser coletados continuamente, sem acender as luzes na sala para verificar o animal. Nota: Depois de cada sessão de imagens, recuperação de animais deve ser facilitada envolvendo uma almofada de aquecimento pequena mão em gaze ou kimwipes e colocá-lo sob o animal na jaula. Nota: Se uma objetiva de imersão é usado para a imagem através do MIW, o meio de imersão (glicerol, óleo, água) deve ser removido da janela de imagem. O MIW devem ser inspecionados por qualquer rachaduras ou outros danos que possam ter ocorrido durante o exame. Isto é crítico para a coleta de dados durante as sessões de imagens múltiplas. </li></ol> 6. Photoswitching e imagem de Dendra2 marcado com células O procedimento é descrito para o microscópio confocal SP5 Leica; a potência do laser no plano focal, os objectivos e opções disponíveis variam de software ao utilizar outros microscópios confocal ou imagem multifotônica configurar e, portanto, o protocolo descrito a seguir deve ser usado como um guia para otimizar a experiência no seu microscópio. <ol><li> Ao observar o tumor através da ocular (10x) com o filtro de fluorescência verde, localizar os vasos sanguíneos principais que são visivelmente fluindo e deitado no mesmo plano focal. </li><li> Posição de uma das embarcações no centro do campo e mudar para a detecção PMT. </li><li> Estabelecer a recolha de imagens seqüenciais para dois canais. Um dos canais utiliza linha de laser 488nm (10% de energia), e coleta de dispersão da matriz extracelular (480-495nm) e de emissão a partir do formulário verde do Dendra2 (505-540 nm). O segundo canal usa a linha de laser 543nm (90% de energia) e coleta de emissão a partir do formulário de Dendra2 vermelho (555-600nm). Coletar imagens em 3D pré-photoswitching. </li><li> Use o ROI opção de digitalização para photoswitch uma população escolhida de células usando a linha de laser de 405nm (30% de potência, scans 20-40). Colete de emissão do formulário de vermelho da proteína para monitorar a mudança. </li><li> Usando a mesma rotina seqüencial como no 6.3, coletar pós-mudança das imagens 3D. </li><li> Se photoswitching mais de uma região do tumor, recomenda-se para tirar fotos através do oculares usando uma câmera digital, em ambos os canais verde e vermelho (Figura 3A, B). Isso vai ajudar na orientação durante as sessões de imagem subseqüentes. Nota: Além disso, os vasos sanguíneos podem ser temporariamente rotulados com cauda veia-injeção de dextran fluorescentes (Cascade azul ou Alexa Fluor 647, ambos 10kDa). Poucas horas após a injeção, dextranos vai deixar os vasos sanguíneos e permanentemente rótulo dos macrófagos. </li></ol> Resultados representativos: Figura 3C mostra uma região retangular photoswitched (vermelho) orientada ortogonalmente em relação ao vaso sanguíneo (ausência de fluorescência). Não photoswitched células são verdes, enquanto a dispersão da matriz extracelular é roxo. Imagem é uma projeção de intensidade máxima de quatro imagens ao longo do eixo Z (20-50 profundidade mm).

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	<li>Farina, K. L., Wyckoff, J. B., Rivera, J., Lee, H., Segall, J. E., Condeelis, J. S., Jones, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+motility+of+tumor+cells+visualized+in+living+intact+primary+tumors+using+green+fluorescent+protein.">Cell motility of tumor cells visualized in living intact primary tumors using green fluorescent protein.</a> Cancer Res. 58, 2528-2532 (1998).</li><li>Naumov, G. N., Wilson, S. M., MacDonald, I., Schmidt, E. E., Morris, V. L., Groom, A. C., Hoffman, R. M., Chambers, A. 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		<div>
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		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>PBS w/o Ca, Mg</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gibco</td>
<td>14190-144</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Trypsin</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gibco</td>
<td>25300</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>HBSS</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gibco</td>
<td>14025</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>DMEM media (MDA-MB-231 cells)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gibco</td>
<td>11965</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Isoflurane(Aerrane)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Baxter</td>
<td># NDC 10019-773-40</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>SCID mouse</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>NCI</td>
<td>N/A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Culture dishes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Falcon</td>
<td>353003</td>
<td>Custom Order</td>
</tr>
<tr>
<td>Circular coverslip 8 mm</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Scientific, Inc.</td>
<td>8CIR-1-FIS</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

dendra2 photoswitching through the mammary imaging window

Na última década, microscopia, intravital de tumores de mama em camundongos e ratos com uma única célula de resolução<sup&gt; 04/01</sup&gt; Resultou em importantes insights sobre os mecanismos de comportamento metastático, como invasão, migração e intravasation de células tumorais<sup&gt; 5, 6</sup&gt;, A angiogênese<sup&gt; 3</sup&gt; E resposta imune de células<sup&gt; 09/07</sup&gt;. Recentemente, reportaram a técnica de imagem ortotópico carcinomas mamários através de múltiplas sessões de imagem intravital em ratos vivos<sup&gt; 10</sup&gt;. Para isso, temos desenvolvido uma janela de imagem mamária (MIW) e parâmetros de imagem otimizado para Dendra2<sup&gt; 11</sup&gt; Photoswitching e imagem<em&gt; In vivo</em&gt;. Aqui, descrevemos o protocolo para a fabricação de MIW, inserção do MIW em cima de um tumor e imagem das células Dendra2 marcado tumor utilizando uma caixa de imagem personalizado construído. Este protocolo pode ser usado para a imagem do comportamento metastático das células tumorais em microambientes distintos em tumores e permite a imagem a longo prazo dos vasos sanguíneos, células tumorais e células hospedeiras.

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Dendra2 Photoswitching through the Mammary Imaging Window

Photoswitching intravital e acompanhamento de Dendra2 marcado células tumorais através da janela de imagem mamária é uma técnica que nos permite a imagem do comportamento metastático das células tumorais em microambientes tumorais escolhido em detrimento de uma escala temporal de dias.

Dendra2 Photoswitching através da janela de imagem mamária

In the last decade, intravital microscopy of breast tumors in mice and rats at single-cell resolution1-4  has resulted in important insights into ...

dendra2-photoswitching-through-the-mammary-imaging-window

Research

JoVE Journal

Biology

11.6K visualizações.  Albert Einstein College of Medicine - Yeshiva University. Photoswitching intravital e acompanhamento de Dendra2 marcado células tumorais através da janela de imagem mamária é uma técnica que nos permite a imagem do comportamento metastático das células tumorais em microambientes tumorais escolhido em detrimento de uma escala temporal de dias.

Vídeo: Dendra2 Photoswitching through the Mammary Imaging Window

A Method for 2-Photon Imaging of Blood Flow in the Neocortex through a Cranial Window

The ability to image the cerebral vasculature (from large vessels to capillaries) and record blood flow dynamics in the intact brain of living rodents is a powerful technique. Using in vivo 2-photon microscopy through a cranial window it is possible to image fluorescent dyes injected intravenously. This permits one to image the cortical vasculature and also to obtain measurements of blood flow. This technique was originally developed by David Kleinfeld and Winfried Denk. The method can be used to study blood flow dynamics during or after cerebral ischemia, in neurodegenerative disorders, in brain tumors, or in normal brain physiology. For example, it has been used to study how stroke causes shifts in blood flow direction and changes in red blood cell velocity or flux in and around the infarct. Here we demonstrate how to use 2-photon microscopy to image blood flow dynamics in the neocortex of living mice using fluorescent dyes injected into the tail vein.

Cortical blood flow dynamics can be studied in vivo by imaging fluorescent dextran dyes injected into the tail vein of rodents with 2-photon microscopy. This video shows how to image blood flow dynamics in neocortex of mice through a glass-covered cranial window preparation.

Um método para 2-Photon Imagens de Fluxo de Sangue no neocórtex através de uma janela Cranial

The ability to image the cerebral vasculature (from large vessels to capillaries) and record blood flow dynamics in the intact brain of living rodents is ...

Biologia

In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum

4T1 mouse mammary tumor cells can be implanted sub-cutaneously in nu/nu mice to form palpable tumors in 15 to 20 days. This xenograft tumor model system is valuable for the pre-clinical in vivo evaluation of putative antitumor compounds.
The 4T1 cell line has been engineered to constitutively express the firefly luciferase gene (luc2). When mice carrying 4T1-luc2 tumors are injected with Luciferin the tumors emit a visual light signal that can be monitored using a sensitive optical imaging system like the IVIS Spectrum. The photon flux from the tumor is proportional to the number of light emitting cells and the signal can be measured to monitor tumor growth and development. IVIS is calibrated to enable absolute quantitation of the bioluminescent signal and longitudinal studies can be performed over many months and over several orders of signal magnitude without compromising the quantitative result.
Tumor growth can be monitored for several days by bioluminescence before the tumor size becomes palpable or measurable by traditional physical means. This rapid monitoring can provide insight into early events in tumor development or lead to shorter experimental procedures.
Tumor cell death and necrosis due to hypoxia or drug treatment is indicated early by a reduction in the bioluminescent signal. This cell death might not be accompanied by a reduction in tumor size as measured by physical means. The ability to see early events in tumor necrosis has significant impact on the selection and development of therapeutic agents.
Quantitative imaging of tumor growth using IVIS provides precise quantitation and accelerates the experimental process to generate results.

In vivo Bioluminescent Imaging of Mammary Tumors Using IVIS Spectrum

Mammary tumor cells expressing luciferase are implanted subcutaneously in mice and visualized using optical imaging to monitor tumor growth and development non-invasively in a longitudinal study.

In vivo Bioluminescent imagem de tumores mamários Usando Spectrum IVIS

4T1 mouse mammary tumor cells can be implanted sub-cutaneously in nu/nu mice to form palpable tumors in 15 to 20 days. This xenograft tumor model system ...

Mouse Mammary Epithelial Cells form Mammospheres During Lactogenic Differentiation

A phenotypic measure commonly used to determine the degree of lactogenic differentiation in mouse mammary epithelial cell cultures is the formation of dome shaped cell structures referred to as mammospheres 1. The HC11 cell line has been employed as a model system for the study of regulation of mammary lactogenic differentiation both in vitro and in vivo 2. The HC11 cells differentiate and synthesize milk proteins in response to treatment with lactogenic hormones. Following the growth of HC11 mouse mammary epithelial cells to confluence, lactogenic differentiation was induced by the addition of a combination of lactogenic hormones including dexamethasone, insulin, and prolactin, referred to as DIP. The HC11 cells induced to differentiate were photographed at times up to 120 hours post induction of differentiation and the number of mammospheres that appeared in each culture was enumerated. The size of the individual mammospheres correlates with the degree of differentiation and this is depicted in the images of the differentiating cells.

HC11 lactogenic differentiation can be characterized by the formation of domed structures referred to as mammospheres. The structures can be enumerated by phase contrast microscopy to aid in quantifying lactogenic differentiation.

Rato células epiteliais mamárias forma Mammospheres durante a diferenciação lactogênica

A phenotypic measure commonly used to determine the degree of lactogenic differentiation in mouse mammary epithelial cell cultures is the formation of ...

Mammary Epithelial Transplant Procedure

This article describes and compares the fat pad clearance procedure developed by DeOme KB et al.1 and the sparing procedure developed by Brill B et al.2, followed by the mammary epithelial transplant procedure. The mammary transplant procedure is widely used by mammary biologists because it takes advantage of the fact that significant development of the mammary epithelium doesn't occur until after puberty. At 3 weeks of age, growth of the mammary epithelial tree is confined to the vicinity of the nipple and the fat pad is largely devoid of mammary epithelium, but by 7 weeks of age the epithelial ductal tree extends throughout the entire fat pad. Therefore, if this small portion of the fat pad containing epithelium, the region between the nipple and the lymph node, is removed at 3 weeks of age, the endogenous epithelium will never populate the mammary fat pad and the fat pad is described as "cleared". At this time, mammary epithelium from another source can be transplanted in the cleared fat pad where it has the potential to extend mammary ductal trees through out the fat pad. This procedure has been utilized in many experimental models including the examination of tumor phenotype in transgenic mammary epithelial tissue without the confounding effects of genotype on the entire animal3, in the identification of mammary stem cells by transplanting cells in limited dilution4,5, determining if hyperplastic nodules proceed to mammary tumors6, and to assess the effect of prior hormone exposure on the behavior of the mammary epithelium7,8.
Three week old host mice are anesthetized, cleaned and restrained on a surgical stage. A mid-sagittal incision is made through the skin, but not the peritoneum, extending from the pubis to the sternum. Oblique cuts are made through the skin from the mid-sagittal incision across the pelvis toward each leg. The skin is pulled away from the peritoneum to expose the 4th inguinal mammary gland. The fat pad is cleared by removing the fat pad tissue anterior to the lymph node. Epithelium fragments or epithelial cells are transplanted into the remaining cleared fat pad and the mouse is closed.

This article demonstrates the procedure developed by DeOme KB et al. (1959) and the sparing procedure developed by Brill B et al. (2008) for clearing the 4th inguinal mammary fat pad of a pubescent mouse in preparation for transplantation of mammary fragments, mammary epithelial cells, or mammary tumor cells.

Procedimento de transplante do epitélio mamário

This article describes and compares the fat pad clearance procedure developed by DeOme KB et al.1 and the sparing procedure developed by Brill B et al.2, ...

Intraductal Injection for Localized Drug Delivery to the Mouse Mammary Gland

Herein we describe a protocol to deliver various reagents to the mouse mammary gland via intraductal injections. Localized drug delivery and knock-down of genes within the mammary epithelium has been difficult to achieve due to the lack of appropriate targeting molecules that are independent of developmental stages such as pregnancy and lactation. Herein, we describe a technique for localized delivery of reagents to the mammary gland at any stage in adulthood via intraductal injection into the nipples of mice. The injections can be performed on live mice, under anesthesia, and allow for a non-invasive and localized drug delivery to the mammary gland. Furthermore, the injections can be repeated over several months without damaging the nipple. Vital dyes such as Evans Blue are very helpful to learn the technique. Upon intraductal injection of the blue dye, the entire ductal tree becomes visible to the eye. Furthermore, fluorescently labeled reagents also allow for visualization and distribution within the mammary gland. This technique is adaptable for a variety of compounds including siRNA, chemotherapeutic agents, and small molecules.

A protocol for the non-invasive intraductal delivery of aqueous reagents to the mouse mammary gland is described. The method takes advantage of localized injection into the nipples of mammary glands targeting mammary ducts specifically. This technique is adaptable for a variety of compounds including siRNA, chemotherapeutic agents and small molecules.

Injeção Intraductal para localizada Drug Delivery ao Rato glândula mamária

Herein we describe a protocol to deliver various reagents to the mouse mammary gland via intraductal injections. Localized drug delivery and knock-down of ...

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled analysis of cell and developmental biology from a variety of methodological angles. Live imaging is an emerging method for observing dynamic cell processes, such as cell division or cell motility. Having isolated mutations in uncharacterized putative cell cycle proteins it became essential to observe mitosis in situ using live imaging. Most live imaging studies in Drosophila have focused on the embryonic stages that are accessible to manipulation and observation because of their small size and optical clarity. However, in these stages the cell cycle is unusual in that it lacks one or both of the gap phases. By contrast, cells of the pupal wing of Drosophila have a typical cell cycle and undergo a period of rapid mitosis spanning about 20 hr of pupal development. It is easy to identify and isolate pupae of the appropriate stage to catch mitosis in situ. Mounting intact pupae provided the best combination of tractability and durability during imaging, allowing experiments to run for several hours with minimal impact on cell and animal viability. The method allows observation of features as small as, or smaller than, fly chromosomes. Adjustment of microscope settings and the details of mounting, allowed extension of the preparation to visualize membrane dynamics of adjacent cells and fluorescently labeled proteins such as tubulin. This method works for all tested fluorescent proteins and can capture submicron scale features over a variety of time scales. While limited to the outer 20 &#181;m of the pupa with a conventional confocal microscope, this approach to observing protein and cellular dynamics in pupal tissues in vivo may be generally useful in the study of cell and developmental biology in these tissues.

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

This paper demonstrates the use of a fast scanning confocal microscope to image cell behavior directly through the puparium. By leaving the pupal case intact, this method allows observation and measurement of dynamic cell processes at a stage of Drosophila development that is difficult to study directly.

Imagem Através do Pupal Caso de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled ...

Bovine Mammary Gland Biopsy Techniques

Bovine mammary gland biopsies allow researchers to collect tissue samples to study cell biology including gene expression, histological analysis, signaling pathways, and protein translation. This article describes two techniques for biopsy of the bovine mammary gland (MG). Three healthy Holstein dairy cows were the subjects. Before biopsies, cows were milked and subsequently restrained in a cattle chute. An analgesic (flunixin meglumine, 1.1 to 2.2 mg/kg of body weight) was administered via jugular intravenous [IV] injection 15-20 min prior to biopsy. For standing sedation, xylazine hydrochloride (0.01-0.05 mg/kg of body weight) was injected via the coccygeal vessels 5-10 min before the procedure. Once adequately sedated, the biopsy site was aseptically prepared and locally anaesthetized with 6 mL of 2% lidocaine hydrochloride via subcutaneous injection. Using aseptic technique, a 2 to 3 cm vertical incision was made using a number 10 scalpel. Core and needle biopsy tools were used. The core biopsy tool was attached to a cordless drill and inserted into the MG tissue through the incision using a clock-wise drill action. The needle biopsy tool was manually inserted into the incision site. Immediately after the procedure, an assistant applied pressure on the incision site for 20 to 25 min using a sterile towel to achieve hemostasis. Stainless steel surgical staples were used to oppose the skin incision. The staples were removed 10 days post-procedure. The main advantages of core and needle biopsies is that both approaches are minimally invasive procedures that can be safely performed in healthy cows. Milk yield following the biopsy was unaffected. These procedures require a short recovery time and result in fewer risks of complications. Specific limitations may include bleeding after the biopsy and infection on the biopsy site. Applications of these techniques include tissue collection for clinical diagnosis and research purposes, such as primary cell culture.

This article presents a bovine mammary gland biopsy using core and needle biopsy tools. Harvested tissue can be used for cell culture or to assess mammary physiology and metabolism including gene expression, protein expression, protein modifications, immunohistochemistry, and metabolite concentrations.

Técnicas de biópsia da glândula mamária bovina

Bovine mammary gland biopsies allow researchers to collect tissue samples to study cell biology including gene expression, histological analysis, ...

In Vivo Quantification of Protein Turnover in Aging C. Elegans using Photoconvertible Dendra2

Proteins are synthesized and degraded constantly within a cell to maintain homeostasis. Being able to monitor the degradation of a protein of interest is key to understanding not only its life cycle, but also to uncover imbalances in the proteostasis network. This method shows how to track the degradation of the disease-causing protein huntingtin. Two versions of huntingtin fused to Dendra2 are expressed in the C. elegans nervous system: a physiological version or one with an expanded and pathogenic stretch of glutamines. Dendra2 is a photoconvertible fluorescent protein; upon a short ultraviolet (UV) irradiation pulse, Dendra2 switches its excitation/emission spectra from green to red. Similar to a pulse-chase experiment, the turnover of the converted red-Dendra2 can be monitored and quantified, regardless of the interference from newly synthesized green-Dendra2. Using confocal-based microscopy and due to the optical transparency of C. elegans, it is possible to monitor and quantify the degradation of huntingtin-Dendra2 in a living, aging organism. Neuronal huntingtin-Dendra2 is partially degraded soon after conversion and cleared further over time. The systems controlling degradation are deficient in the presence of mutant huntingtin and are further impaired with aging. Neuronal subtypes within the same nervous system exhibit different turnover capacities for huntingtin-Dendra2. Overall, monitoring any protein of interest fused to Dendra2 can provide important information not only on its degradation and the players of the proteostasis network involved, but also on its location, trafficking, and transport.

In Vivo Quantification of Protein Turnover in Aging C. Elegans using Photoconvertible Dendra2

Presented here is a protocol to monitor degradation of the protein huntingtin fused to the photoconvertible fluorophore Dendra2.

In Vivo Quantificação do Volume de Negócios de Proteínas no Envelhecimento C. Elegans usando Dendra2 Fotoconvertível

Proteins are synthesized and degraded constantly within a cell to maintain homeostasis. Being able to monitor the degradation of a protein of interest is ...

Longitudinal Intravital Microscopy Using a Mammary Imaging Window with Replaceable Lid

The branched structure of the mammary gland is highly dynamic and undergoes several phases of growth and remodeling after birth. Intravital microscopy in combination with skin flap surgery or implantation of imaging windows has been used to study the dynamics of the healthy mammary gland at different developmental stages. Most mammary imaging technologies are limited to a time frame of hours to days, whereas the majority of mammary gland remodeling processes occur in time frames of days to weeks. To study mammary gland remodeling, methods that allow optical access to the tissue of interest for extended time frames are required. Here, an improved version of the titanium mammary imaging window with a replaceable lid (R.MIW) is described that allows high-resolution imaging of the mammary gland with a cellular resolution for up to several weeks. Importantly, the R.MIW provides tissue access over the entire duration of the intravital imaging experiment and could therefore be used for local tissue manipulation, labeling, drug administration, or image-guided microdissection. Taken together, the R.MIW enables high-resolution characterization of the cellular dynamics during mammary gland development, homeostasis, and disease.

This protocol describes a novel mammary imaging window with a replaceable lid (R.MIW). Intravital microscopy after implantation of the R.MIW allows for longitudinal and multi-day imaging of the healthy and diseased mammary gland with a cellular resolution during the different developmental stages.

Microscopia intravital longitudinal usando uma janela de imagem mamária com tampa substituível

The branched structure of the mammary gland is highly dynamic and undergoes several phases of growth and remodeling after birth. Intravital microscopy in ...

Intravital Subcellular Microscopy of the Mammary Gland

The mammary gland constitutes a model par excellence for investigating epithelial functions, including tissue remodeling, cell polarity, and secretory mechanisms. During pregnancy, the gland expands from a primitive ductal tree embedded in a fat pad to a highly branched alveolar network primed for the formation and secretion of colostrum and milk. Post-partum, the gland supplies all the nutrients required for neonatal survival, including membrane-coated lipid droplets (LDs), proteins, carbohydrates, ions, and water. Various milk components, including lactose, casein micelles, and skim-milk proteins, are synthesized within the alveolar cells and secreted from vesicles by exocytosis at the apical surface. LDs are transported from sites of synthesis in the rough endoplasmic reticulum to the cell apex, coated with cellular membranes, and secreted by a unique apocrine mechanism. Other preformed constituents, including antibodies and hormones, are transported from the serosal side of the epithelium into milk by transcytosis. These processes are amenable to intravital microscopy because the mammary gland is a skin gland and, therefore, directly accessible to experimental manipulation. In this paper, a facile procedure is described to investigate the kinetics of LD secretion in situ, in real-time, in live anesthetized mice. Boron-dipyrromethene (BODIPY)665/676&#160;or monodansylpentane are used to label the neutral lipid fraction of transgenic mice, which either express soluble EGFP (enhanced green fluorescent protein) in the cytoplasm, or a membrane-targeted peptide fused to either EGFP or tdTomato. The membrane-tagged fusion proteins serve as markers of cell surfaces, and the lipid dyes resolve LDs &#8805; 0.7 &#181;m. Time-lapse images can be recorded by standard laser scanning confocal microscopy down to a depth of 15-25 &#181;m or by multiphoton microscopy for imaging deeper in the tissue. The mammary gland may be bathed with pharmacological agents or fluorescent dyes throughout the surgery, providing a platform for acute experimental manipulations as required.

<meta charset="utf8"></head><body>Microscopia Subcelular Intravital da Glândula Mamária

The present protocol describes a facile technique for the intravital imaging of the lactating mouse mammary gland by laser scanning confocal and multiphoton microscopy.

Microscopia Subcelular Intravital da Glândula Mamária

The mammary gland constitutes a model par excellence for investigating epithelial functions, including tissue remodeling, cell polarity, and secretory ...