Este trabalho foi financiado pelo NIH R01EY020560-01 e por um WM Keck jovem estudioso no Prêmio de Pesquisa Médica. Os autores gostariam de agradecer a Joseph Bedont por sua ajuda durante a imagens dos preparativos da retina e injeções.

1. Preparação plasmídeo para eletroporação A concentração de DNA necessária para eletroporação é 5μg/μl. Isso normalmente requer os plasmídeos desejava ser amplificados em um Maxi-prep (Qiagen) ou método equivalente seguido de uma purificação e concentração do DNA com a quantidade de trabalho. Os passos seguintes descrevem a preparação de DNA com a quantidade de trabalho. <ol><li> Alíquota de 100 mg de DNA (de Maxi prep ou equivalente) e diluir o volume de 100 mL para a facilidade de manipulação. </li><li> Adicionar fenol, a quantidade de fenol deve ser calculado para obter um rácio de aproximadamente 60% de DNA / volume (DNA mg: volume total), ou seja: 100 mg DNA (em 100 mL) com 67 mL de fenol (100 mg: 167 mL). Misturar bem, não pipeta cima e para baixo, pois isso pode causar corte excessivo do DNA. </li><li> Girar o DNA por 5 minutos a 14000 RPM à temperatura ambiente. </li><li> Recolher o sobrenadante e adicionar clorofórmio usando o mesmo DNA: a relação volume total no passo 1.2; mix como descrito no passo 1.2 e girar a 14.000 RPM por 5 minutos em temperatura ambiente. </li><li> Recolher o sobrenadante, adicionar 10% de volume sobrenadante de 3 M acetato de sódio à solução de DNA, misture delicadamente e adicionar 2,5 X o volume sobrenadante de etanol a 100%. Misture por inversão. DNA deve precipitar para fora da solução durante a mistura. </li><li> Girar o DNA a 4 ° C por 10 minutos a 14.000 RPM. </li><li> Enxágüe com 350 mL de etanol 70%, giram em 14.000 RPM por 5 minutos a 4 ° C. </li><li> O ar seco do sedimento, em seguida, dissolver o DNA em 1 X PBS (grau Biologia celular) para 5μg/μL. Não overdry a amostra, pois isso fará com que seja muito difícil de se dissolver em PBS. </li><li> Adicionar corante verde rápido (10% de ações) para a solução de DNA, a concentração final do corante é de 0,1%, para agir como um traçador de injeção. </li></ol> 2. Injeção sub-retiniana de DNA As seguintes etapas são realizadas com o auxílio de um estereomicroscópio. Uma vez praticado o processo de abertura dos olhos, a incisão, e injeção leva menos de 1,5 minutos que não é tempo suficiente para um filhote de cachorro adequadamente anestesiados para se recuperar. Usando uma agulha de calibre 30 afiada, abra cuidadosamente o olho, cortando ao longo do epitélio juncional fundidos (Fig. 1C). Não aplique força excessiva, pois isso pode resultar em corte do olho subjacente. Evitar o corte além do alcance da junção das pálpebras, pois isso irá resultar em hemorragia que pode obscurecer a injeção. <ol><li> Anestesiar os ratos recém-nascidos no gelo por alguns minutos (Fig. 1A), não enterrar filhotes no gelo, pois isso pode resultar em mortalidade. O período de tempo no gelo é variável de cachorro para cachorro, normalmente 5 minutos é suficiente, mas os ratos devem ser cuidadosamente monitorizados como indivíduos podem responder muito rapidamente ou pode exigir mais tempo de exposição para garantir anestesia adequada. Realizar uma pitada de pata com hemostats para verificar se há reflexo de retirada. </li><li> A fim de facilitar a injeção de DNA para o espaço sub-retiniano no olho deve primeiro ser aberto. Swab o olho a ser injetado com um 70% álcool isopropílico prep (Tyco Healthcare) e identificar o epitélio juncional, onde fundiu as duas pálpebras se unem (Figura 1B). </li><li> Usando uma agulha de calibre 30 afiada, abra cuidadosamente o olho, cortando ao longo do epitélio juncional fundidos (Fig. 1C). Não aplique força excessiva, pois isso pode resultar em corte do olho subjacente. Evitar o corte além do alcance da junção das pálpebras, pois isso irá resultar em hemorragia que pode obscurecer a injeção. </li><li> Para facilitar a penetração do olho pela agulha de injeção blunt terminou use a ponta de uma agulha de 30 guage fazer uma pequena incisão na esclera perto da junção com a córnea (Fig. 1E). Não penetram muito profundamente, pois isso pode resultar em um furo da lente. </li><li> Desenhe 0,3 ml de solução de DNA em uma agulha de injeção calibre 33 blunt acabou usando os gradientes de seringa para medir o volume individualmente para cada injecção (exterior da agulha 0,52 milímetros de diâmetro, diâmetro interno 0,13 mm; Exmire micro; Ito corp). Insira a agulha a incisão até que a resistência da parede escleral oposto é sentida. Ter cuidado para evitar penetrar na lente, pois a agulha é passada através da câmara vítrea (Fig. 2B). </li><li> Lentamente injetar 0,3 ml de solução de DNA para o espaço sub-retiniano com o dedo indicador ou o polegar para pressionar o êmbolo da seringa. O experimentador deve ter cuidado para controlar a velocidade de depressão êmbolo de modo que a taxa na qual a solução de DNA é injetado no espaço sub-retiniano não ultrapassar a velocidade com que a solução de DNA se espalha no espaço sub-retiniano (Fig. 2C). A solução DNA é viscoso por isso é importante que a agulha não é pressionado com muita força contra a parede escleral oposto, pois isso pode resultar no DNA não sendo injetado ou não espalhar uniformemente. A injeção de sucesso resultará em um mesmopropagação da solução de DNA em uma porção do espaço sub-retiniano. Regiões da retina, com e sem base marcador verde deve ser evidente ao girar o animal injetado. </li></ol> 3. Eletroporação <ol><li> Eletroporação é realizada usando um eletrodo de 10 milímetros de diâmetro pinça (Modelo # 522; Instruments BTX). Mergulhe o eletrodo pinça em PBS, a fim de maximizar a condutividade elétrica do eletrodo para o animal e colocar a cabeça do cachorro injetado entre os eletrodos com o olho injetado adjacente ao eletrodo de pólo positivo eo olho não injetados adjacente ao pólo negativo eletrodo (Fig. 3B). </li><li> Aplique cinco pulsos quadrados utilizando um gerador de pulsos: cada pulso é de 80 volts e 50 milissegundos de duração com um intervalo de 950 milissegundos entre os pulsos. </li><li> Os filhotes electroporated agora deve ser aquecido até se recuperar da anestesia gelo. Isto pode ser feito colocando os filhotes sob uma lâmpada de aquecimento ou em cima de um aquecedor de slides. Se estiver usando uma lâmina quente garantir que uma almofada apropriada é colocado entre a superfície do metal e do filhote se recuperando. Após a recuperação retornar os filhotes electroporated à sua mãe. </li></ol> 4. Preparação de olhos para análise <ol><li> O tempo de colheita e análise dos retinas electroporated é realizada sem prejuízo dos objectivos da experiência. Expressão GFP pode ser grosseiramente visualizado 3 dias após a eletroporação. Para cryoembedding e secção proceder da seguinte forma. </li><li> Sacrificam animais electroporated no timepoint desejado. Disect o olho electroporated e corrigir em paraformaldeído 4% a 4 ° C por 50 minutos. </li><li> Remova cuidadosamente a retina do olho por micro-dissecção afastado da esclera, córnea, cristalino, coróide e epitélio pigmentar da retina. O retinas dissecadas pode ser analisada sob fluorescência para determinar a eficiência bruta de eletroporação. Transferir o retinas a solução de sacarose 30% durante a noite a 4 ° C. </li><li> Congelar retinas em outubro crio-incorporação de mídia (Sakura Finetek EUA) e armazenar a -80 ° C. Retinas agora pode ser seccionado em um cryotome e capturado em lâminas de vidro. </li></ol> 5. Resultados representativos: Exemplos de P0 retinas neonatal electroporated com uma expressão pCAG-EGFP plasmídeo são apresentados em 3 dias após eletroporação (P3) e 14 dias após a eletroporação (P14) na figura 4. A área do tecido da retina electroporated é variável de experimento para experimento, dependendo da extensão do dano tecidual incorridos durante a injeção e uniformidade da dispersão da solução de DNA para o espaço sub-retiniano. Tipicamente 90-100% de retinas electroporated contará com células que têm incorporado com sucesso e expressou o plasmídeo introduzido. No entanto, quando factoring na morfologia dos tecidos e eficiência eletroporação apenas 40-60% de retinas electroporated serão adequados para análise comparativa. Formação de roseta e descolamento de retina no local da penetração da agulha é quase sempre observada e esta região não deve ser usado para análise. DNA de sucesso se estendeu durante a microinjeção resultados no tecido de forma eficiente electroporated lateral ao local da penetração da agulha livre de rosetas e desprendimento. Gliose também é uma preocupação importante experimental e quase sempre ocorre no local de penetração da agulha. No entanto, como com a formação de roseta e descolamento de retina, gliose normalmente não é significativa no tecido lateralmente electroporated. Marcadores imunohistoquímicos, tais como proteína glial fibrilar ácida (GFAP) pode ser utilizado para determinar se os níveis de gliose reativa em regiões analisadas caem dentro de limites aceitáveis. Retinas seccionados demonstrando que a morfologia da retina electroporated permanece intacta e que os rótulos expressão EGFP células individuais electroporated são apresentados. Exemplos três dias após um eletroporação P0 (Fig. 4A-C) e 14 dias após o eletroporação P0 (Fig. 4D-F) são apresentados. Em retinas P3 a maioria das células electroporated estão localizados na camada neuroblastic (NBL) da retina, e não demonstram características morfológicas distintas de qualquer das células diferenciadas neural ou glial da retina (Fig. 4B, C). Por células P14 electroporated pode ser encontrado na camada nuclear externa (ONL) ea camada nuclear interna (INL) da retina. Além disso, a várias células rotuladas agora exibem características morfológicas características de neurônios diferenciados incluindo interneurônios do INL, fotorreceptores, células gliais e Müller (Fig. 4E, F). <img src="/files/ftp_upload/2847/2847fig1.jpg" alt="Figura 1"/> Figura 1. Anestesia de um rato (P0) recém-nascidos das crias e abertura de olhos para injeção sub-retiniana de solução de DNA. A) filhote Neonatal colocadouma cama de gelo picado para anestesiados. Olho a ser injetado é colocado para baixo contra o gelo. B) A localização do epitélio juncional fundidas (B, seta) das pálpebras a ser cortado para a abertura dos olhos. C) corte das pálpebras ao longo do epitélio juncional fundido (C, seta) para expor o olho. D) O olho aberto na sequência de corte na junção fundida. E) É feita uma incisão no olho embaixo na esclera abaixo da córnea para facilitar a inserção fácil da seringa blunt terminou micro-injeção. Barra de escala, B, C, D, E: 4mm. <img src="/files/ftp_upload/2847/2847fig2.jpg" alt="Figura 2"/> Figura 2. Inserção da blunt terminou injeção de micro-seringa e injeção de solução de DNA plasmidial para o espaço sub-retiniano. A) dos desenhos esquemáticos mostrando a inserção correta da seringa de injeção no olho micro e liquidação da ponta da seringa para dentro do espaço sub-retiniano. Injeção da solução de DNA na câmara vítrea, a passagem da seringa através do olho no soquete, ou injeção para a lente irá resultar em experiências fracassadas com poucas ou nenhumas células electroporated. B) Penetração da seringa para a incisão feita na parede escleral e liquidação da ponta da seringa para dentro do espaço sub-retiniano. C) Injeção de DNA a solução para o espaço sub-retiniano. Barras de escala, B, C: 4mm. Abreviaturas da seguinte forma: R retina, L-lente, V-vítrea, SRS-subretiniana espaço, BES-blunt terminou seringa. <img src="/files/ftp_upload/2847/2847fig3.jpg" alt="Figura 3"/> Figura 3. Orientação do eletrodo de pinça para o mouse para eletroporação. A) dos desenhos esquemáticos mostrando a orientação das pás positivos e negativos do eletrodo de pinça em relação ao olho electroporated. Verde representa a localização do DNA injetado no espaço sub-retiniano. Setas tracejadas representam o movimento eletroforético de DNA carregados negativamente injetadas em direção ao eletrodo positivo. Eletroforese de DNA ocorre a partir do espaço sub-retiniano adjacente ao eletrodo negativo para a retina, que é orientada para o eletrodo positivo. B) O paddle positivo da pinça é colocada ao lado do DNA microinjeção olho ea remar negativo é colocado ao lado do olho não-injetada. C) imagem de alta ampliação da colocação do eletrodo de pinça com o mouse neonatal. Linhas tracejadas representam a direção do movimento eletroforético de DNA para o eletrodo positivo. Barra de escala, C: 5mm. <img src="/files/ftp_upload/2847/2847fig4.jpg" alt="Figura 4"/> Figura 4. Neonatal do mouse retinas (P0) electroporated com pCAG-EGFP e analisadas no dia pós-natal 3 (P3) e dia pós-natal 14 (P14). AC) imagens Confocal de uma retina P3 seccionado electroporated com pCAG-EGFP em P0. A maioria das células electroporated sentar-se na camada da retina neuroblastic (NBL). (DF) imagens Confocal de uma retina P14 seccionado electroporated com pCAG-EGFP em P0. Electroporated células podem ser identificados na camada nuclear externa (ONL) ea camada nuclear interna (INL) da retina. Bares escala, AF: 50 mm.

<ol>
	<li>Neumann, E., Rosenheck, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Permeability+changes+induced+by+electric+impulses+in+vesicular+membranes.">Permeability changes induced by electric impulses in vesicular membranes.</a> J. Membr. Biol. 10, 279-290 (1972).</li><li>Turnbull, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Letter:+Letter:+An+alternate+explanation+for+the+permeability+changes+induced+by+electrical+impulses+in+vesicular+membranes.">Letter: Letter: An alternate explanation for the permeability changes induced by electrical impulses in vesicular membranes.</a> J. Membr. Biol. 14, 193-196 (1973).</li><li>Zimmermann, U., Schulz, J., Pilwat, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcellular+ion+flow+in+Escherichia+coli+B+and+electrical+sizing+of+bacterias.">Transcellular ion flow in Escherichia coli B and electrical sizing of bacterias.</a> Biophys. J. 13, 1005-1013 (1973).</li><li>Kinosita, K., Tsong, T. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage-induced+pore+formation+and+hemolysis+of+human+erythrocytes.">Voltage-induced pore formation and hemolysis of human erythrocytes.</a> Biochim. Biophys. Acta. 471, 227-242 (1977).</li><li>Neumann, E., Schaefer-Ridder, M., Wang, Y., Hofschneider, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+transfer+into+mouse+lyoma+cells+by+electroporation+in+high+electric+fields.">Gene transfer into mouse lyoma cells by electroporation in high electric fields.</a> EMBO J. 1, 841-845 (1982).</li><li>Swartz, M., Eberhart, J., Mastick, G. S., Krull, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sparking+new+frontiers:+using+in+vivo+electroporation+for+genetic+manipulations.">Sparking new frontiers: using in vivo electroporation for genetic manipulations.</a> Dev. Biol. 233, 13-21 (2001).</li><li>Matsuda, T., Cepko, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroporation+and+RNA+interference+in+the+rodent+retina+in+vivo+and+in+vitro.">Electroporation and RNA interference in the rodent retina in vivo and in vitro.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 101, 16-22 (2004).</li><li>Matsuda, T., Cepko, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controlled+expression+of+transgenes+introduced+by+in+vivo+electroporation.">Controlled expression of transgenes introduced by in vivo electroporation.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104, 1027-1032 (2007).</li><li>Onishi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pias3-dependent+SUMOylation+directs+rod+photoreceptor+development.">Pias3-dependent SUMOylation directs rod photoreceptor development.</a> Neuron. 61, 234-246 (2009).</li><li>Onishi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+orphan+nuclear+hormone+receptor+ERRbeta+controls+rod+photoreceptor+survival.">The orphan nuclear hormone receptor ERRbeta controls rod photoreceptor survival.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107, 11579-11584 (2010).</li><li>Kim, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Core+Paired-Type+and+POU+Homeodomain-Containing+Transcription+Factor+Program+Drives+Retinal+Bipolar+Cell+Gene+Expression.">A Core Paired-Type and POU Homeodomain-Containing Transcription Factor Program Drives Retinal Bipolar Cell Gene Expression.</a> J. Neurosci. 28, 7748-7764 (2008).</li></ol>

Não há conflitos de interesse declarados.

Eletroporação in vivo representa um método rápido e eficiente para a transformação de células da retina com plasmídeos de expressão de DNA. Este método permite que o pesquisador para realizar estudos de ganho de função por ectopicamente introdução de um gene de interesse sob o controle de um promotor ubiquitously expressas ou para realizar estudos de perda de função usando construções shRNA alvo genes de interesse. Além disso, cosmídeos múltiplas podem ser electroporated simultaneamente, pe...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nome do reagente </th><th> Companhia </th><th> Número Catálogo </th><th> Comentários </th></tr><tr><td> Tampão saturada de fenol </td><td> Invitrogen </td><td> 15513-039 </td><td> N / A </td></tr><tr><td> Clorofórmio </td><td> JT Baker </td><td> 9180-03 </td><td> N / A </td></tr><tr><td> Acetato de sódio </td><td> JT Baker </td><td> 3470-05 </td><td> 3 M de ações </td></tr><tr><td> Fast Green FCF </td><td> Fisher Biotech </td><td> BP123-10 </td><td> Estoque de 10% </td></tr><tr><td> Álcool isopropílico prep </td><td> Tyco Healthcare </td><td> 6918 </td><td> N / A </td></tr><tr><td> 30 guage agulha </td><td> Terumo Medical Corp </td><td> SG2-3013 </td><td> N / A </td></tr><tr><td> Exmire microsseringa </td><td> Ito Corporação </td><td> MS * E05 </td><td> N / A </td></tr><tr><td> Tweezertrode (eletrodo pinça) </td><td> BTX Instrumento, Genetronics Inc. </td><td> 522 </td><td> N / A </td></tr><tr><td> Electro Praça Porator (electroporator) </td><td> BTX Instrumento, Genetronics Inc. </td><td> ECM 830 </td><td> N / A </td></tr><tr><td> Composto outubro </td><td> Sakura Finetek EUA </td><td> 4583 </td><td> N / A </td></tr></tbody></table>

in vivo electroporation of developing mouse retina

A caracterização funcional de genes expressos durante o desenvolvimento da retina de mamíferos ainda é um desafio significativo. Gene targeting para gerar perda constitutivo ou condicional de nocautes função permanece custo e mão de obra intensiva, bem como demorado. Adicionando a estes desafios, retina expressa genes podem ter um papel essencial fora da retina levando a confunde involuntária ao usar uma abordagem nocaute. Além disso, a capacidade de ectopicamente expressar um gene em um ganho de experiência função pode ser extremamente valiosa quando se tenta identificar um papel na especificação célula destino e / ou diferenciação terminal. Nós apresentamos um método para a incorporação rápida e eficiente de plasmídeos de DNA na retina do rato neonatal por eletroporação. A aplicação de impulsos elétricos curtos resultados acima de um determinado campo de força em um aumento transitório da permeabilidade da membrana plasmática, facilitando a transferência de material através da membrana 1,2,3,4. Trabalho inovador demonstrou que eletroporação poderia ser utilizada como um método de transferência de genes em células de mamíferos, induzindo a formação de poros da membrana plasmática hidrofílica permitindo a passagem de DNA altamente carregada através da bicamada lipídica 5. Desenvolvimento técnico contínuo resultou na viabilidade da eletroporação como um método para transferência de genes in vivo nos tecidos dos camundongos múltiplos, incluindo a retina, o método pelo qual é aqui descrito 6, 7, 8, 9, 10. Solução de DNA é injetado no espaço sub-retiniano assim que o DNA é colocado entre o epitélio pigmentado da retina e retina do mouse (P0) neonatal e pulsos elétricos são aplicadas usando um eletrodo de pinça. A colocação lateral dos olhos no mouse permite a fácil orientação do eletrodo de pinça para o alinhamento do pólo negativo necessário pole-DNA-retina-positivos. Incorporação extensiva e expressão de genes transferidos podem ser identificados por dia pós-natal 2 (P2). Devido à falta de migração lateral significativo de células da retina, regiões electroporated e não electroporated são gerados. Não electroporated regiões podem servir como controles internos histológico se for o caso. Eletroporação da retina pode ser usado para expressar um gene sob um promotor onipresente, como o CAG, ou para perturbar a função do gene usando construções shRNA ou Cre-recombinase. Expressão mais específica pode ser conseguida através da concepção de construções com os promotores de célula específica do gene. Visualização de células electroporated é conseguido usando construções bicistronic expressando GFP ou por co-electroporating uma expressão de GFP construir. Além disso, constrói múltiplas podem ser electroporated para o estudo dos efeitos do gene combinatorial ou ganho simultânea e perda de função de genes diferentes. Eletroporação da retina também podem ser utilizados para a análise genômica de cis-regulatórias elementos, gerando construções de expressão apropriada e mutantes exclusão. Tais experiências podem ser usados ​​para identificar regiões cis-regulatórias suficiente ou necessária para a expressão gênica de células específicas 11. Experiências potenciais são limitados apenas pela disponibilidade de construir.

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In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

Um método para a incorporação de DNA plasmidial em células da retina de camundongos com o propósito de realizar qualquer ganho ou perda de função de estudos<em&gt; In vivo</em&gt; É apresentado. Este método capitaliza sobre o aumento transitório da permeabilidade da membrana plasmática celular induzida pela aplicação de um campo elétrico externo.

Em Eletroporação vivo de Retina do rato em desenvolvimento

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

in-vivo-electroporation-of-developing-mouse-retina

Research

JoVE Journal

Neuroscience

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

20.7K visualizações.  Johns Hopkins School of Medicine. Um método para a incorporação de DNA plasmidial em células da retina de camundongos com o propósito de realizar qualquer ganho ou perda de função de estudos In vivo É apresentado. Este método capitaliza sobre o aumento transitório da permeabilidade da membrana plasmática celular induzida pela aplicação de um campo elétrico externo.

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Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural connectivity form during development. In mice, retinofugal projections are arranged in a topographic manner and form eye-specific layers in the Lateral Geniculate Nucleus (dLGN) of the thalamus and the Superior Colliculus (SC). The development of these precise patterns of retinofugal projections has typically been studied by labeling populations of RGCs with fluorescent dyes and tracers, such as horseradish peroxidase1-4. However, these methods are too coarse to provide insight into developmental changes in individual RGC axonal arbor morphology that are the basis of retinotopic map formation. They also do not allow for the genetic manipulation of RGCs.
Recently, electroporation has become an effective method for providing precise spatial and temporal control for delivery of charged molecules into the retina5-11. Current retinal electroporation protocols do not allow for genetic manipulation and tracing of retinofugal projections of a single or small cluster of RGCs in postnatal mice. It has been argued that postnatal in vivo electroporation is not a viable method for transfecting RGCs since the labeling efficiency is extremely low and hence requires targeting at embryonic ages when RGC progenitors are undergoing differentiation and proliferation6. 
In this video we describe an in vivo electroporation protocol for targeted delivery of genes, shRNA, and fluorescent dextrans to murine RGCs postnatally. This technique provides a cost effective, fast and relatively easy platform for efficient screening of candidate genes involved in several aspects of neural development including axon retraction, branching, lamination, regeneration and synapse formation at various stages of circuit development. In summary we describe here a valuable tool which will provide further insights into the molecular mechanisms underlying sensory map development.

Transfection of Mouse Retinal Ganglion Cells by in vivo Electroporation

We demonstrate an in vivo electroporation protocol for transfecting single or small clusters of retinal ganglion cells (RGCs) and other retinal cell types in postnatal mice over a wide range of ages. The ability to label and genetically manipulate postnatal RGCs in vivo is a powerful tool for developmental studies.

Transfecção de células de camundongo por Ganglionares da Retina In vivo Eletroporação

The targeting and refinement of RGC projections to the midbrain is a popular and powerful model system for studying how precise patterns of neural ...

Neurociência

Quantifying the Activity of cis-Regulatory Elements in the Mouse Retina by Explant Electroporation

Transcription factors within cellular gene networks control the spatiotemporal pattern and levels of expression of their target genes by binding to cis-regulatory elements (CREs), short (&tilde;300-600 bp) stretches of genomic DNA which can lie upstream, downstream, or within the introns of the genes they control. CREs (i.e., enhancers/promoters) typically consist of multiple clustered binding sites for both transcriptional activators and repressors1-3. They serve as logical integrators of transcriptional input giving a unitary output in the form of spatiotemporally precise and quantitatively exact promoter activity. Most studies of mammalian cis-regulation to date have relied on mouse transgenesis as a means of assaying the enhancer function of CREs4-5. This technique is time-consuming, costly and, on account of insertion site effects, largely non-quantitative. On the other hand, quantitative assays for mammalian CRE function have been developed in tissue culture systems (e.g., dual luciferase assays), but the in vivo relevance of these results is often uncertain. 
Electroporation offers an excellent alternative to traditional mouse transgenesis in that it permits both spatiotemporal and quantitative assessment of cis-regulatory activity in living mammalian tissue. This technique has been particularly useful in the analysis of cis-regulation in the central nervous system, especially in the cerebral cortex and the retina6-8. While mouse retinal electroporation, both in vivo and ex vivo, has been developed and extensively described by Matsuda and Cepko6-7,9, we have recently developed a simple approach to quantify the activity of photoreceptor-specific CREs in electroporated mouse retinas10. Given that the amount of DNA that is introduced into the retina by electroporation can vary from experiment to experiment, it is necessary to include a co-electroporated 'loading control' in all experiments. In this respect, the technique is very similar to the dual luciferase assay used to quantify promoter activity in cultured cells. 
When assaying photoreceptor cis-regulatory activity, electroporation is usually performed in newborn mice (postnatal day 0, P0) which is the time of peak rod production11-12. Once retinal cell types become post-mitotic, electroporation is much less efficient. Given the high rate of rod birth in newborn mice and the fact that rods constitute more than 70% of the cells in the adult mouse retina, the majority of cells that are electroporated at P0 are rods. For this reason, rod photoreceptors are the easiest retinal cell type to study via electroporation. The technique we describe here is primarily useful for quantifying the activity of photoreceptor CREs.

Quantifying the Activity of cis-Regulatory Elements in the Mouse Retina by Explant Electroporation

This protocol describes a simple and inexpensive way to quantify the activity of cis-regulatory elements (i.e., enhancer/promoters) in living mouse retinas via explant electroporation. DNA preparation, retinal dissection, electroporation, retinal explant culture, and post-fixation analysis and quantification are described.

Quantificar a atividade de Cis Elements-Regulação na retina do rato por Eletroporação Remoção

Transcription factors within cellular gene networks control the spatiotemporal pattern and levels of expression of their target genes by binding to ...

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance molecules, local gene transfer or knock- out is required. Gene targeting knock-in or knock-out into local regions is possible to perform with combination with a specific CRE line, which is laborious, costly, and time consuming. Therefore, a simple transfection method, an in utero electroporation technique, which can be performed with short time, will be handy to test the possible function of candidate genes prior to the generation of transgenic animals 1,2. In addition to this, in utero electroporation targets areas of the brain where no specific CRE line exists, and will limit embryonic lethality 3,4. Here, we present a method of in utero electroporation combining two different types of electrodes for simple and convenient gene transfer into target areas of the developing brain. First, a unique holding method of embryos using an optic fiber optic light cable will make small embryos (from E9.5) visible for targeted DNA solution injection into ventricles and needle type electrodes insertion to the targeted brain area 5,6. The patterning of the brain such as cortical area occur at early embryonic stage, therefore, these early electroporation from E9.5 make a big contribution to understand entire area patterning event. Second, the precise shape of a capillary prevents uterine damage by making holes by insertion of the capillary. Furthermore, the precise shape of the needle electrodes are created with tungsten and platinum wire and sharpened using sand paper and insulated with nail polish 7, a method which is described in great detail in this protocol. This unique technique allows transfection of plasmid DNA into restricted areas of the brain and will enable small embryos to be electroporated. This will help to, open a new window for many scientists who are working on cell differentiation, cell migration, axon guidance in very early embryonic stage. Moreover, this technique will allow scientists to transfect plasmid DNA into deep parts of the developing brain such as thalamus and hypothalamus, where not many region-specific CRE lines exist for gain of function (GOF) or loss of function (LOF) analyses.

Mouse in Utero Electroporation: Controlled Spatiotemporal Gene Transfection

A gene transfer method into the developing mouse brain is described by using a unique surgical method and special shape of electrodes. This unique technique allows transfection of plasmid DNA temporally and spatially, which will aid many neuroscientists in studying brain development.

Mouse No Utero Eletroporação: Transfecção Gênica Controlled Spatiotemporal

In order to understand the function of genes expressed in specific region of the developing brain, including signaling molecules and axon guidance ...

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and the organ of Corti in the coiled cochlea. The cristae and maculae contain vestibular hair cells that transduce mechanical stimuli to subserve the special sense of balance, while auditory hair cells in the organ of Corti are the primary transducers for hearing 1. Cell fate specification in these sensory epithelia and morphogenesis of the semicircular canals and cochlea take place during the second week of gestation in the mouse and are largely completed before birth 2,3. Developmental studies of the mouse inner ear are routinely conducted by harvesting transgenic embryos at different embryonic or postnatal stages to gain insight into the molecular basis of cellular and/or morphological phenotypes 4,5. We hypothesize that gene transfer to the developing mouse inner ear in utero in the context of gain- and loss-of-function studies represents a complimentary approach to traditional mouse transgenesis for the interrogation of the genetic mechanisms underlying mammalian inner ear development6.
The experimental paradigm to conduct gene misexpression studies in the developing mouse inner ear demonstrated here resolves into three general steps: 1) ventral laparotomy; 2) transuterine microinjection; and 3) in vivo electroporation. Ventral laparotomy is a mouse survival surgical technique that permits externalization of the uterus to gain experimental access to the implanted embryos7. Transuterine microinjection is the use of beveled, glass capillary micropipettes to introduce expression plasmid into the lumen of the otic vesicle or otocyst. In vivo electroporation is the application of square wave, direct current pulses to drive expression plasmid into progenitor cells8-10. 
We previously described this electroporation-based gene transfer technique and included detailed notes on each step of the protocol11. Mouse experimental embryological techniques can be difficult to learn from prose and still images alone. In the present work, we demonstrate the 3 steps in the gene transfer procedure. Most critically, we deploy digital video microscopy to show precisely how to: 1) identify embryo orientation in utero; 2) reorient embryos for targeting injections to the otocyst; 3) microinject DNA mixed with tracer dye solution into the otocyst at embryonic days 11.5 and 12.5; 4) electroporate the injected otocyst; and 5) label electroporated embryos for postnatal selection at birth. We provide representative examples of successfully transfected inner ears; a pictorial guide to the most common causes of otocyst mistargeting; discuss how to avoid common methodological errors; and present guidelines for writing an in utero gene transfer animal care protocol.

Gene Transfer to the Developing Mouse Inner Ear by In Vivo Electroporation

The mouse inner ear is a placode-derived sensory organ whose developmental program is elaborated during gestation. We define an in utero gene transfer technique consisting of three steps: mouse ventral laparotomy, transuterine microinjection, and in vivo electroporation. We use digital video microscopy to demonstrate the critical experimental embryological techniques.

Transferência de genes para a orelha do camundongo Desenvolvimento Inner por<em&gt; In Vivo</em&gt; Eletroporação

The mammalian inner ear has 6 distinct sensory epithelia: 3 cristae in the ampullae of the semicircular canals; maculae in the utricle and saccule; and ...

Ex vivo Culturing of Whole, Developing Drosophila Brains

We describe a method for ex vivo culturing of whole Drosophila brains. This can be used as a counterpoint to chronic genetic manipulations for investigating the cell biology and development of central brain structures by allowing acute pharmacological interventions and live imaging of cellular processes. As an example of the technique, prior work from our lab1 has shown that a previously unrecognized subcellular compartment lies between the axonal and somatodendritic compartments of axons of the Drosophila central brain. The development of this compartment, referred to as the axon initial segment (AIS)2, was shown genetically to depend on the neuron-specific cyclin-dependent kinase, Cdk5. We show here that ex vivo treatment of wild-type Drosophila larval brains with the Cdk5-specific pharmacological inhibitors roscovitine and olomoucine3 causes acute changes in actin organization, and in localization of the cell-surface protein Fasciclin 2, that mimic the changes seen in mutants that lack Cdk5 activity genetically.
A second example of the ex vivo culture technique is provided for remodeling of the connections of embryonic mushroom body (MB) gamma neurons during metamorphosis from larva to adult. The mushroom body is the center of olfactory learning and memory in the fly4, and these gamma neurons prune their axonal and dendritic branches during pupal development and then re-extend branches at a later timepoint to establish the adult innervation pattern5. Pruning of these neurons of the MB has been shown to occur via local degeneration of neurite branches6, by a mechanism that is triggered by ecdysone, a steroid hormone, acting at the ecdysone receptor B17, and that is dependent on the activity of the ubiquitin-proteasome system6. Our method of ex vivo culturing can be used to interrogate further the mechanism of developmental remodeling. We found that in the ex vivo culture setting, gamma neurons of the MB recapitulated the process of developmental pruning with a time course similar to that in vivo. It was essential, however, to wait until 1.5 hours after puparium formation before explanting the tissue in order for the cells to commit irreversibly to metamorphosis; dissection of animals at the onset of pupariation led to little or no metamorphosis in culture. Thus, with appropriate modification, the ex vivo culture approach can be applied to study dynamic as well as steady state aspects of central brain biology.

Ex vivo Culturing of Whole, Developing Drosophila Brains

This article describes a method by which one can mimic in vivo development of the Drosophila mushroom body in an ex vivo culture system.

A cultura Ex vivo de todo, o desenvolvimento cerebral de Drosophila

We describe a method for ex vivo culturing of whole Drosophila brains. This can be used as a counterpoint to chronic genetic manipulations for ...

Genetic Manipulation of the Mouse Developing Hypothalamus through In utero Electroporation

Genetic modification of specific regions of the developing mammalian brain is a very powerful experimental approach. However, generating novel mouse mutants is often frustratingly slow. It has been shown that access to the mouse brain developing in utero with reasonable post-operatory survival is possible. Still, results with this procedure have been reported almost exclusively for the most superficial and easily accessible part of the developing brain, i.e. the cortex. The thalamus, a narrower and more medial region, has proven more difficult to target. Transfection into deeper nuclei, especially those of the hypothalamus, is perhaps the most challenging and therefore very few results have been reported. Here we demonstrate a procedure to target the entire hypothalamic neuroepithelium or part of it (hypothalamic regions) for transfection through electroporation. The keys to our approach are longer narcosis times, injection in the third ventricle, and appropriate kind and positioning of the electrodes. Additionally, we show results of targeting and subsequent histological analysis of the most recessed hypothalamic nucleus, the mammillary body.

Genetic Manipulation of the Mouse Developing Hypothalamus through In utero Electroporation

Despite the functional and medical importance of the hypothalamus, in utero genetic manipulation of its development has rarely been attempted. We show a detailed procedure for in utero electroporation into the mouse hypothalamus and show representative results of total and partial (regional) hypothalamic transfection.

Manipulação genética do rato em desenvolvimento Hipotálamo através<em&gt; In utero</em&gt; Eletroporação

Genetic  modification of specific regions of the developing mammalian brain is a very  powerful experimental approach. However, generating novel mouse ...

Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo

Angiogenesis is the complex process of new blood vessel formation defined by the sprouting of new blood vessels from a pre-existing vessel network. Angiogenesis plays a key role not only in normal development of organs and tissues, but also in many diseases in which blood vessel formation is dysregulated, such as cancer, blindness and ischemic diseases. In adult life, blood vessels are generally quiescent so angiogenesis is an important target for novel drug development to try and regulate new vessel formation specifically in disease. In order to better understand angiogenesis and to develop appropriate strategies to regulate it, models are required that accurately reflect the different biological steps that are involved. The mouse neonatal retina provides an excellent model of angiogenesis because arteries, veins and capillaries develop to form a vascular plexus during the first week after birth. This model also has the advantage of having a two-dimensional (2D) structure making analysis straightforward compared with the complex 3D anatomy of other vascular networks. By analyzing the retinal vascular plexus at different times after birth, it is possible to observe the various stages of angiogenesis under the microscope. This article demonstrates a straightforward procedure for analyzing the vasculature of a mouse retina using fluorescent staining with isolectin and vascular specific antibodies.

Whole Mount Immunofluorescent Staining of the Neonatal Mouse Retina to Investigate Angiogenesis In vivo

The neonatal murine retina provides a well characterized physiological model of angiogenesis, which permits investigations of the roles of different genes or drugs that modulate angiogenesis in an in vivo context. Immunofluorescent staining to accurately visualize the vascular plexus is pivotal to the success of these types of studies.

Whole Mount coloração de imunofluorescência do Rato Retina Neonatal para investigar angiogênese<em&gt; In vivo</em

Angiogenesis  is the complex process of new blood vessel formation defined by the sprouting  of new blood vessels from a pre-existing vessel network. ...

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to neuroblasts able to move along the rostral migratory stream (RMS) towards the olfactory bulb (OB). This long-distance migration is required for the subsequent maturation of newborn neurons in the OB, but the molecular mechanisms regulating this process are still unclear. Investigating the signaling pathways controlling neuroblast motility may not only help understand a fundamental step in neurogenesis, but also have therapeutic regenerative potential, given the ability of these neuroblasts to target brain sites affected by injury, stroke, or degeneration.
In this manuscript we describe a detailed protocol for in vivo postnatal electroporation and subsequent time-lapse imaging of neuroblast migration in the mouse RMS. Postnatal electroporation can efficiently transfect SVZ progenitor cells, which in turn generate neuroblasts migrating along the RMS. Using confocal spinning disk time-lapse microscopy on acute brain slice cultures, neuroblast migration can be monitored in an environment closely resembling the in vivo condition. Moreover, neuroblast motility can be tracked and quantitatively analyzed. As an example, we describe how to use in vivo postnatal electroporation of a GFP-expressing plasmid to label and visualize neuroblasts migrating along the RMS. Electroporation of shRNA or CRE recombinase-expressing plasmids in conditional knockout mice employing the LoxP system can also be used to target genes of interest. Pharmacological manipulation of acute brain slice cultures can be performed to investigate the role of different signaling molecules in neuroblast migration. By coupling in vivo electroporation with time-lapse imaging, we hope to understand the molecular mechanisms controlling neuroblast motility and contribute to the development of novel approaches to promote brain repair.

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

Neuroblast migration is a fundamental event in postnatal neurogenesis. We describe a protocol for efficient labeling of neuroblasts by in vivo postnatal electroporation and subsequent visualization of their migration using time-lapse imaging of acute brain slices. We include a description for the quantitative analysis of neuroblast dynamics by video tracking.

In vivo Eletroporação pós-natal e tempo-lapso de neuroblasto Migração na aguda fatias do cérebro do rato

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to ...

Live Imaging of Mitosis in the Developing Mouse Embryonic Cortex

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the developing cerebral cortex, abnormal mitosis of neural progenitors can cause defects in brain size and function. Hence, there is a critical need for tools to understand the mechanisms of neural progenitor mitosis. Cortical development in rodents is an outstanding model for studying this process. Neural progenitor mitosis is commonly examined in fixed brain sections. This protocol will describe in detail an approach for live imaging of mitosis in ex vivo embryonic brain slices. We will describe the critical steps for this procedure, which include: brain extraction, brain embedding, vibratome sectioning of brain slices, staining and culturing of slices, and time-lapse imaging. We will then demonstrate and describe in detail how to perform post-acquisition analysis of mitosis. We include representative results from this assay using the vital dye Syto11, transgenic mice (histone H2B-EGFP and centrin-EGFP), and in utero electroporation (mCherry-&#945;-tubulin). We will discuss how this procedure can be best optimized and how it can be modified for study of genetic regulation of mitosis. Live imaging of mitosis in brain slices is a flexible approach to assess the impact of age, anatomy, and genetic perturbation in a controlled environment, and to generate a large amount of data with high temporal and spatial resolution. Hence this protocol will complement existing tools for analysis of neural progenitor mitosis.

Neural progenitor mitosis is a critical parameter of neurogenesis. Much of our understanding of neural progenitor mitosis is based on analysis of fixed tissue. Live imaging in embryonic brain slices is a versatile technique to assess mitosis with high temporal and spatial resolution in a controlled environment.

Imagens ao vivo da mitose no desenvolvimento Cortex embrionárias de camundongos

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the ...

Assessment of Vascular Regeneration in the CNS Using the Mouse Retina

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). It is increasingly being recognized that several neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#8217;s, multiple sclerosis, and amyotrophic lateral sclerosis present elements of vascular compromise. In addition, the most prominent causes of blindness in pediatric and working age populations (retinopathy of prematurity and diabetic retinopathy, respectively) are characterized by vascular degeneration and failure of physiological vascular regrowth. The aim of this technical paper is to provide a detailed protocol to study CNS vascular regeneration in the retina. The method can be employed to elucidate molecular mechanisms that lead to failure of vascular growth after ischemic injury. In addition, potential therapeutic modalities to accelerate and restore healthy vascular plexuses can be explored. Findings obtained using the described approach may provide therapeutic avenues for ischemic retinopathies such as that of diabetes or prematurity and possibly benefit other vascular disorders of the CNS.

The rodent retina has long been recognized as an accessible window to the brain. In this technical paper we provide a protocol that employs the mouse model of oxygen-induced retinopathy to study the mechanisms that lead to failure of vascular regeneration within the central nervous system after ischemic injury. The described system can also be harnessed to explore strategies to promote regrowth of functional blood vessels within the retina and CNS.

Assessment of Vascular regeneração no SNC Usando o rato Retina

The rodent retina is perhaps the most accessible mammalian system in which to investigate neurovascular interplay within the central nervous system (CNS). ...

Em Eletroporação vivo de Retina do rato em desenvolvimento

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