This article was supported by Award Number R01GM087227 from the National Institute of General Medical Sciences, the Norman Ackerman Advanced Research Program, and the Robert A. Welch foundation (Grant A-1769).

1. SPPS: CK (TMR) TATG (fTAT) Síntese Nota: dfTAT é produzida em duas etapas: a síntese do monómero fTAT por síntese de péptidos em fase sólida, seguido por dimerização de dissulfureto para formar dfTAT ligação. <ol><li> Ondas 500 mg de resina MBHA-Amida Rink em dimetilformamida (DMF) em 50 ml de uma embarcação SPPS padrão durante 1 h. </li><li> Realizar Fmoc desprotecção através da incubação da resina protegido com Fmoc numa solução de piperidina a 20% (20% de piperidina em DMF, 10 ml (0,30 mmol). Levar a cabo passos de desprotecção duas vezes (1 x 5 minutos e 1 x 15 min), com um passo de lavagem utilizando DMF (o passo de lavagem inclui a lavagem da resina várias vezes com um volume total de aproximadamente 150 ml de DMF e a remoção do solvente por filtração sob vácuo) em entre reacções. </li><li> Sintetizar CK (TMR) RKKRRQRRRG (fTAT) na resina MBHA rink amida. Usar o seguinte aminoácidos protegidos com Fmoc: Fmoc-Lys (Mtt) -OH (apenas no terminal N), Fmoc-Lys (Boc) -OH, Fmoc-Gly-OH, Fmoc-Arg (Pbf) -OH, Fmoc- Gln (Trt) -OH, Fmoc-Cys e (Trt) -OH. Efectua-se a reacção utilizando N 2 (20 psi) a agitar a reacção. Executar todas as reacções no RT. <ol><li> Levar a cabo cada uma das reacções de acoplamento de aminoácidos, durante 4 h. Para cada acoplamento, utilizar o aminoácido protegido com Fmoc (1,2 mmol), N, N, N &#39;, N&#39; -Tetramethyl- O- (1H-benzotriazol-1-il) urónio hexafluorofosfato (HBTU) (0,44 g, 1,1 mmol ), e diisopropiletilamina (DIEA) (0,51 ml, 3,0 mmol) dissolvido em DMF. A seguir ao acoplamento de 4 h, lavar a resina com DMF e realizar o passo de desprotecção de Fmoc como descrito no passo 1.2. </li><li> Repita até a cadeia peptídica linear de fTAT (cadeia peptídica linear: CKRKKRRQRRRG não TMR) foi sintetizado. </li><li> Em seguida, lave resina, cuidadosamente, com primeiro DMF e seguindo que com diclorometano (DCM). Lavar a resina várias vezes com um volume total de aproximadamente 150 ml de DMF ou DCM e remover o solvente por filtração sob vácuo. </li><li> VCSE MALDI-TOF para confirmar que o péptido obtido tem o peso molecular correcto. <ol><li> Adicione uma mistura matriz por adição de 1 mg de matriz a uma solução composta por 50 ul de TFA a 0,01% em solução de água e 50 ul de acetonitrilo. </li><li> Para confirmar massa cadeia de péptido linear, utilizar ácido α-ciano-4-hidroxicinâmico. Executar uma HPLC analítica do péptido bruto e recolher 50 ul a partir do topo do pico puro. </li><li> Para preparar a amostra para a chapa na placa de MALDI: Adicionar 8 ul de péptido a 2 ul de solução de matriz e o lugar sobre a placa de MALDI para o ar seco ou numa coluna C de calor de placas 37 °. Nota: A arginina é conhecido por ser um ácido difícil par SPPS amino. Acoplamento bem sucedido é estabelecida através da realização de um teste de Kaiser 14 (por exemplo, teste, teste da ninidrina). Este ensaio permite a detecção de aminas livres que ainda possam estar desacoplado na resina. No caso de uma coloração azul detectado (indicativo da presença de aminas livres), de acoplamento sPTE são repetidos. </li></ol></li></ol></li><li> Para CK (-NH-TMR) TATG (fTAT), clivar o grupo protector para o grupo Mtt -amino de Lys na CK (-NH-MTT) TATG com uma solução composta por 1% de ácido trifluoroacético (TFA) e triisopropilsilano 2% (TIS) em DCM. <ol><li> Como a remoção do grupo protector de MTT iria resultar no aparecimento de uma cor amarela, incubar a resina com 20 ml da solução acima durante 5 min, repetir este processo até não se observar a cor amarela. Lava-se a resina com DCM e DMF no meio. Além disso, uma vez TIS é um necrófago que limpam o MTT, uma vez que nenhuma cor amarela aparece na solução na presença de MTT. </li><li> Adicionar uma solução adicional com 1% de TFA em DCM (sem TIS) à resina para assegurar que nenhum mais MTT é removido e a solução permanece límpida. </li></ol></li><li> Dissolver as três componentes: carboxitetrametilrodamina (TMR), HBTU, e DIEA (4, 3,9 e 10 equivalência em relação à quantidade de resina (em mg)) em DMF e adicione essa misturapara a resina e realizar a reacção de O / N usando N2 seco para proporcionar agitação. </li><li> Após desprotecção de Fmoc-aminoácido e de conjugação, lavar a resina com DCM e deixar secar. Por clivagem completa do péptido da resina, adicionar uma solução contendo 92,5% de TFA, 2,5% de H2O, 2,5%, TIS, e 2,5% de etanoditiol (EDT) (volume total = 4 ml) para a peptidil-resina durante 3 horas à temperatura ambiente para alcançar a desprotecção global e a clivagem a partir da resina. <ol><li> Precipitar o produto peptídeo bruto usando éter etílico anidro frio (Et2O) por drenagem da solução a partir do passo 1.6 em 40 mL de Et2O, esta rodada para baixo a 4 ° C e 4000 g durante 20 - 25 min. Repetir esta etapa para permitir a lavagem do precipitado com anidro frio Et2O </li><li> Ressuspender os precipitados em água (5 ml ou até precipitado é completamente dissolvido) e liofilizar. Em seguida ressuspender os produtos obtidos em 0,1% de TFA aquoso / acetonitrilo. </li></ol></li> &lt;li&gt; Realizar a análise por HPLC com uma coluna analítica C18 (5 uM, 4 x 150 mm) para analisar cada péptido. Usar uma taxa de fluxo de 1 mL / min, e detecção a 214 nm e 550 nm. </li><li> Realizar HPLC semi-preparativa numa coluna C18 de 10 x 250 mm para a purificação de péptidos. Utilize uma taxa de fluxo de 4 ml / min, e detecção a 214 nm e 550 nm. Para todas as corridas, utilizar gradientes lineares de 0,1% de TFA aquoso (solvente A) e 90% de acetonitrilo, 9,9% de água, e 0,1% de TFA (solvente B). </li><li> Confirmar a identidade correta dos peptídeos por MALDI-TOF de acordo com o protocolo do fabricante: fTAT, massa esperada: 2,041.17, massa observada: 2.040,66. DEAC-K9, massa esperada: 1,412.97, observou massa: 1,415.59. Usar uma matriz α- ácido ciano-4-hidroxicinâmico para a MALDI-TOF. </li></ol> 2. reacção de oxidação: Geração dfTAT <ol><li> Arejar salina tamponada com fosfato (PBS) pH 7,4, durante 1 hora (a menos de 5 ml para a reacção abaixo). </li><li> Dissolver fTAT (0,3 mg, 1,5 x 10 -4 mmol) em aerATED PBS pH 7,4 (5 ml). Certifique-se de que o pH é entre 7,0 - 7,5, após a adição do péptido. Se não adiciona-se hidróxido de sódio (1 M, em incrementos pequenos 1 - 5 ul) para levar o pH para trás até 7,4. </li><li> Nota: O oxigénio dissolvido em PBS age para oxidar os grupos tiol em fTAT e formar uma ligação dissulfureto. </li><li> Nutar a reacção S / N para permitir que ele reaja até à conclusão (rendimento 100% com base na análise por HPLC). Purifica-se o produto usando HPLC de fase reversa e análise por espectrometria de massa (MALDI-TOF) tal como no passo 1.9. Massa esperada: 4,080.34, observou massa: 4,084.21. </li><li> Liofilizar puro dfTAT (0,71 x10 -4 mmol) e ressuspender em 200 mL de água (concentração pura dfTAT = 356,3 M). </li></ol> 3. Medindo dfTAT Concentração <ol><li> Ressuspender numa alíquota da dfTAT purificada (tipicamente 1 ul, dependendo da quantidade de péptido purificado) em 149 ul de uma solução 50 mM de TCEP. </li><li> Nota: Nesta etapa dfTAT é reduzido ao seu monomer homólogo fTAT para eliminar a absorção de têmpera que ocorre devido à proximidade do fluoróforo TMR em dfTAT (ε o coeficiente de extinção de TMR em dfTAT é reduzido em comparação com o ε da TMR em redução fTAT). </li><li> Deixar a amostra reagir durante aproximadamente 20 min (HPLC analítica pode ser usado para confirmar a formação de fTAT). </li><li> Adicionar toda a solução para a cuvete de quartzo e medir a absorvância a 556 nm. </li><li> Usando a lei de Beer (A = εcl: ε = 91.500 M-1 cm-1) para calcular a concentração de fTAT, determinar a concentração de dfTAT, e dividir [fTAT] por dois. </li></ol> 4. Experimentos administração celular <ol><li> Semente as células (HeLa, HDF, etc.) Em um prato de cada confluência de 80 - 90% (por exemplo, de 8 poços ou 24 poços prato). Cultivar células em um meio apropriado (por exemplo, DMEM suplementado com FBS a 10% e Pen / Strep) até 80 - 90% de confluência em uma temperatura de 37 ° Catmosfera humidificada contendo 5% de CO 2. </li><li> Lavam-se as células três vezes (3x) com PBS (através da adição de 200 ul de PBS e, em seguida, removendo-o três vezes). </li><li> Adicione uma concentração de trabalho de 5 uM dfTAT por diluição de um stock de dfTAT (em água) em NRL-15 media (por um prato 8 bem o volume total deve ser de 200 uL). Uma concentração de 5 uM dfTAT leva a entrega eficaz (nível elevado de entrega citosólico em mais de 90% das células presentes num prato) na maioria dos tipos celulares testados até à data (Figura 3). No entanto, concentrações mais altas ou mais baixas podem ser mais adequadas para os tipos de células com uma propensão elevada ou baixa para a penetração. NOTA sobre Media: NRL-15 é usado para a entrega de dfTAT uma vez que não contêm cisteína que poderia reduzir a ligação di-sulfito em dfTAT. No entanto, os nossos dados indicam que tanto normal G-15 (com cisteína) e DMEM podem ser utilizados como os meios de entrega. G-15 contém o aminoácido cisteína mas reduzindo presumab cisteínaly oxida na mídia para formar cistina (DMEM é formulado com cistina). Por conseguinte, permanece intacta dfTAT nestes meios de entrega e funciona com a mesma eficiência que o obtido com nrL15. </li><li> Incubar as células com dfTAT (5 ^ M) com ou sem carga (por exemplo., EGFP (10 uM)) e manter a 37 ° C durante 1 h (tempo de incubação pode ser reduzido, mas dfTAT tipicamente requer cerca de 30 a 45 min para induzir fuga de endossomal ). </li><li> Lavar as células com heparina (1 mg / ml) em L-15 (3 lavagens são recomendados) para remover dfTAT ligado à membrana plasmática das células. </li><li> Incubar as células com células-impermeável corante nuclear, por exemplo., Sytox azul, Sytox verde (2 uM em NRL-15), para determinar se a membrana do plasma de células está comprometida (células mortas serão coradas enquanto que as células vivas não vai) de acordo com a o protocolo do fabricante. </li><li> Células de imagem utilizando um microscópio de fluorescência (imersão em óleo de 100X ou objetiva 20X). DfTAT imagem utilizando um filtro de RFP (Ex =560 ± 20 nm / Em = 630 ± 35 nm). Nota: a entrega bem sucedida leva a uma fluorescência difusa dfTAT de toda a célula (avaliação da entrega da proteína ou do péptido de interesse vai depender da aplicação). A coloração dos nucléolos por fTAT (o produto reduzido a partir da entrada de dfTAT citosólica) pode ser utilizada como uma indicação de que a fluorescência é detectada intracelular. fTAT irá degradar dentro de poucas horas. Neste ponto, a fluorescência dos fragmentos de degradação aparece como ponteada. Isso não deve ser confundido com a distribuição pontuada que também é visto se dfTAT permanece sem sucesso preso dentro endosomes (isso pode acontecer se dfTAT está presente em muito baixo de uma concentração). </li></ol> 5. Controling Concentração de MOI Proferido <ol><li> Identificar a concentração de &quot;entrega ideal&quot; necessária para conseguir uma libertação eficaz do citosólica dfTAT no tipo de células utilizado. Realizar a microscopia de fluorescência de células incubadas com increasinconcentrações g de dfTAT. A concentração óptima dfTAT é definida como a concentração mínima que leva para limpar citosólica &quot;difusa&quot; TMR fluorescência em aproximadamente 100% das células em cultura. </li><li> Variar a concentração de MOI utilizado no protocolo de co-incubação, mantendo constante a concentração de dfTAT (por exemplo, usando entrega concentração óptima de dfTAT). Alterando o tempo de incubação para menos do que 1 hora pode também ser uma opção para variar a quantidade de MOI entregue. </li></ol>

<ol>
	<li>Didenko, V. V., Ngo, H., Baskin, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polyethyleneimine+as+a+transmembrane+carrier+of+fluorescently+labeled+proteins+and+antibodies.">Polyethyleneimine as a transmembrane carrier of fluorescently labeled proteins and antibodies.</a> Anal Biochem. 344, 168-173 (2005).</li><li>Takeuchi, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+and+Rapid+Cytosolic+Delivery+Using+Cell-Penetrating+Peptides+Mediated+by+Pyrenebutyrate.">Direct and Rapid Cytosolic Delivery Using Cell-Penetrating Peptides Mediated by Pyrenebutyrate.</a> ACS Chem Biol. 1, 299-303 (2006).</li><li>Morris, M. C., Depollier, J., Mery, J., Heitz, F., Divita, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+peptide+carrier+for+the+delivery+of+biologically+active+proteins+into+mammalian+cells.">A peptide carrier for the delivery of biologically active proteins into mammalian cells.</a> Nat Biotech. 19, 1173-1176 (2001).</li><li>Zhang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reprogramming+of+somatic+cells+via+TAT-mediated+protein+transduction+of+recombinant+factors.">Reprogramming of somatic cells via TAT-mediated protein transduction of recombinant factors.</a> Biomaterials. 33, 5047-5055 (2012).</li><li>Torchilin, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+delivery+of+protein+and+peptide+therapeutics.">Intracellular delivery of protein and peptide therapeutics.</a> Drug Discov Today: Technol. 5, e95-e103 (2005).</li><li>Chakravarty, P., Qian, W., El-Sayed, M. A., Prausnitz, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+molecules+into+cells+using+carbon+nanoparticles+activated+by+femtosecond+laser+pulses.">Delivery of molecules into cells using carbon nanoparticles activated by femtosecond laser pulses.</a> Nature nanotechnol. 5, 607-611 (2010).</li><li>Kaczmarczyk, S. J., Sitaraman, K., Young, H. A., Hughes, S. H., Chatterjee, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+delivery+using+engineered+virus-like+particles.">Protein delivery using engineered virus-like particles.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108, 16998-17003 (2011).</li><li>Pan, C., Lu, B., Chen, H., Bishop, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reprogramming+human+fibroblasts+using+HIV-1+TAT+recombinant+proteins+OCT4,+SOX2,+KLF4+and+c-MYC.">Reprogramming human fibroblasts using HIV-1 TAT recombinant proteins OCT4, SOX2, KLF4 and c-MYC.</a> Mol Biol Rep. 37, 2117-2124 (2010).</li><li>Fittipaldi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+Membrane+Lipid+Rafts+Mediate+Caveolar+Endocytosis+of+HIV-1+Tat+Fusion+Proteins.">Cell Membrane Lipid Rafts Mediate Caveolar Endocytosis of HIV-1 Tat Fusion Proteins.</a> J Biol Chem. 278, 34141-34149 (2003).</li><li>Lee, Y. J., Erazo-Oliveras, A., Pellois, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+macromolecules+into+live+cells+by+simple+co-incubation+with+a+peptide.">Delivery of macromolecules into live cells by simple co-incubation with a peptide.</a> Chembiochem. 11, 325-330 (2010).</li><li>Angeles-Boza, A. M., Erazo-Oliveras, A., Lee, Y. J., Pellois, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+endosomolytic+reagents+by+branching+of+cell-penetrating+peptides:+tools+for+the+delivery+of+bioactive+compounds+to+live+cells+in+cis+or+trans.">Generation of endosomolytic reagents by branching of cell-penetrating peptides: tools for the delivery of bioactive compounds to live cells in cis or trans.</a> Bioconjugate chem. 21, 2164-2167 (2010).</li><li>Walev, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+proteins+into+living+cells+by+reversible+membrane+permeabilization+with+streptolysin-O.">Delivery of proteins into living cells by reversible membrane permeabilization with streptolysin-O.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 3185-3190 (2001).</li><li>Erazo-Oliveras, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+delivery+into+live+cells+by+incubation+with+an+endosomolytic+agent.">Protein delivery into live cells by incubation with an endosomolytic agent.</a> Nat methods. 11, 861-867 (2014).</li><li>Kaiser, E., Colescott, R. L., Bossinger, C. D., Cook, P. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Color+test+for+detection+of+free+terminal+amino+groups+in+the+solid-phase+synthesis+of+peptides.">Color test for detection of free terminal amino groups in the solid-phase synthesis of peptides.</a> Anal Biochem. 34, 595-598 (1970).</li><li>Muthukrishnan, N., Johnson, G. A., Lim, J., Simanek, E. E., Pellois, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TAT-mediated+photochemical+internalization+results+in+cell+killing+by+causing+the+release+of+calcium+into+the+cytosol+of+cells.">TAT-mediated photochemical internalization results in cell killing by causing the release of calcium into the cytosol of cells.</a> Biochim biophys acta. 1820, 1734-1743 (2012).</li><li>Lautwein, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+B+lymphoblastoid+cells+contain+distinct+patterns+of+cathepsin+activity+in+endocytic+compartments+and+regulate+MHC+class+II+transport+in+a+cathepsin+S-independent+manner.">Human B lymphoblastoid cells contain distinct patterns of cathepsin activity in endocytic compartments and regulate MHC class II transport in a cathepsin S-independent manner.</a> J Leukoc Biol. 75, 844-855 (2004).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

As células utilizadas para entrega dfTAT não deve ser excessivamente confluente (&gt; 90% de confluência) pois isso pode afetar a eficiência de entrega. As células devem também ser saudável: células mortas na cultura podem libertar fragmentos apoptóticos com as quais pode interagir dfTAT (por exemplo, ADN de núcleos degradados). Este por sua vez, pode interferir com a eficiência de entrega e a qualidade de imagem. As células devem ser lavadas cuidadosamente para remover FBS antes de adicionar dfTAT....

A administração de proteínas, péptidos ou pequenas moléculas celulares impermeável em células vivas é muitas vezes desejável em muitas aplicações biológicas ou biotecnológicos (imagiologia celular, ensaios funcionais, de reprogramação celular, etc.) 1-4. Muitas abordagens de entrega já foram relatados, incluindo microinjecção, electroporação, ou a utilização de agentes veiculares (por exemplo., Péptidos de penetração de células, tais como tat, lípidos) 5-7. Cada técnica tipicamente tem prós e contras específicos que podem fazer essas abordagens adequadas para certas aplicações, mas não para outros. Problemas comuns envolvem a eficiência de entrega pobres e / ou falta de controle de quanto material é fornecido 8,9, toxicidade ou impacto fisiológico deletério 10,11, a falta de controle temporal, entrega em algumas células, mas não em toda a população (por exemplo., microinjecção) 12, e complexo de conjugação química ou formulação esquemas 11. s = &quot;jove_content&quot;&gt; Recentemente, temos desenvolvido uma estratégia de entrega de romance que contorna essas limitações. Esta estratégia baseia-se em um peptídeo chamado dfTAT (dímero TAT fluorescente) 13. dfTAT é derivado a partir do bem conhecido péptido célula-penetrante (CPP) TAT. dfTAT contém duas cópias dissulfureto ligado de TAT marcado com o fluoróforo tetrametilrodamina. Apesar de suas semelhanças, TAT e dfTAT diferem significativamente em atividade. TAT é tipicamente internalizado nas células por endocitose. Este CPP permanece no entanto principalmente preso dentro endosomes (isto geralmente levam a uma distribuição pontuada do peptídeo no interior das células, quando examinado por microscopia de fluorescência). Como TAT, dfTAT é eficientemente endocitose pelas células. No entanto, dfTAT não fica preso dentro endosomes. Em vez disso, ela medeia endossomal vazamento de uma maneira que é extremamente eficiente. A actividade de dfTAT endosomolytic pode então ser explorada para entregar macromoléculas através de um ensaio de incubação simples. ntent &quot;&gt; O entendimento actual do processo de entrega é como se segue. dfTAT induz macropinocitose. Como resultado, as células incubadas com dfTAT tomar-se as proteínas solúveis, péptidos ou pequenas moléculas (moléculas de interesse, MOI) presentes nos meios de comunicação por fluido-fase endocitose (ver Figura 1). As interacções entre dfTAT e MOI não são necessários, desde que o tráfego de entidades, em conjunto dentro da via endocítica. Como dfTAT atinge um certo limite dentro do lúmen de organelos endocíticas, que expressa a sua actividade vazamento endossomal (os detalhes moleculares continuam a ser completamente caracterizados). O conteúdo do lúmen dos organelos gotejantes, e, por conseguinte, a MOI, é então libertado para dentro das células. Esta abordagem é, por conseguinte, muito conveniente como não há de conjugação ou formulação regimes com MOI são requeridas. Além disso, porque dfTAT é não modificar directamente uma MOI, que também não deve interferir com a função MOIs uma vez entrega intracelular é alcançada. Além disso, a concentração dedfTAT usados ​​entrega é independente da do MOI na mídia. Por exemplo, a concentração dfTAT pode ser mantida constante entre diferentes experiências para garantir a eficiência reprodutíveis no vazamento endossomal. Em contraste, a concentração de MOI em meios pode ser gradualmente mudada para atingir os níveis desejados de MOI entregue no citosol. A alta eficiência de fuga endossomal conseguido com dfTAT é notavelmente inócuo para muitas das células testados até à data. Esta é uma surpresa porque são organelos endocíticas componente importante das células e seria de esperar que o vazamento dramática mediada por dfTAT seria acompanhada por respostas celulares nocivos. No entanto, as células tratadas proliferam na mesma taxa como células não tratadas e não exibem qualquer alteração significativa no seu transcriptoma. Além disso, a entrega pode ser repetido dentro de minutos, com uma eficiência de entrega reprodutíveis, o que indica que as células podem tolerar ou recuperar do processo de entrega, sem perdera sua capacidade para a endocitose ou vazamento endossomal. Respostas celulares sutis, podem ocorrer durante o parto dfTAT e os detalhes moleculares de que essas respostas possam ser ainda precisam ser exploradas. No entanto, através da combinação de alta eficiência, conveniência de protocolos, e falta de toxicidade, esta abordagem de entrega deve provar imediatamente útil em muitas aplicações baseadas em células. Os protocolos aqui apresentadas visam tornar esta tecnologia acessível para a comunidade de pesquisa.

<table><tbody><tr><td>Heparin&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>CAS 9041-08-1</td><td></td></tr><tr><td>SYTOX Blue</td><td>Invitrogen</td><td>S11348</td><td></td></tr><tr><td>SYTOX Green</td><td>Invitrogen</td><td>S7020</td><td></td></tr><tr><td>nrL15 L-15 (&amp;ndash;) cysteine</td><td>Hyclone</td><td></td><td>Special order</td></tr><tr><td>Fmoc-protected Amino acids</td><td>Novabiochem</td><td></td><td></td></tr><tr><td>dfTAT</td><td></td><td></td><td>Samples will be provided upon request (contact: pellois@tamu.edu)</td></tr><tr><td>Biosafety Cabinet</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Inverted epifluorescence microscope</td><td>Olympus</td><td>model IXB1</td><td>equipped with a heating stage maintained at 37 &amp;deg;C and with a Rolera-MGI Plus back-illuminated electron-multiplying charge-coupled device (EMCCD) camera (Qimaging).&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>37 &amp;deg;C humidified, 5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; incubator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Peptide synthesizer or vessel to preform manual peptide synthesis</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

delivery of proteins, peptides or cell-impermeable small molecules into live cells by incubation with the endosomolytic reagent dftat

Estratégias de entrega macromoleculares tipicamente utilizar a via endocítica como uma via de entrada celular. No entanto, endossomal aprisionamento limita severamente a eficiência com a qual macromoléculas penetrar no espaço citosólico de células. Recentemente, nós contornado este problema ao identificar o reagente dfTAT, um dímero de ligações dissulfureto da TAT péptido marcado com o fluoróforo tetrametilrodamina. Geramos um dímero marcado por fluorescência do péptido TAT prototípico de penetração celular (CPP), dfTAT, que penetra as células vivas e atinge o espaço citosólico de células em particular com uma alta eficiência. Entrega citosólica de dfTAT é conseguida em várias linhas de células, incluindo células primárias. Além disso, a entrega não tem impacto sobre a viabilidade das células visivelmente, a proliferação ou a expressão do gene. dfTAT pode entregar pequenas moléculas, péptidos, anticorpos, enzimas biologicamente activas e um factor de transcrição. Neste relatório, nós descrevemos os protocolos envolvidos na dfTAT síntese e administração celular. O manuscrito descreve como controlar a quantidade da proteína entregue ao espaço citosólico de células, variando a quantidade de proteína administrada extracelularmente. Finalmente, são discutidas as atuais limitações desta nova tecnologia e etapas envolvidas na validação de entrega. Os protocolos descritos devem ser extremamente útil para ensaios baseados em células bem como para a manipulação ex vivo e reprogramação das células.

Para avaliar a diferença entre fTAT e dfTAT, células HeLa são incubadas durante 1 hora com cada um dos péptidos para determinar a diferença na sua localização celular. A internalização dos dois CPP foi avaliada por meio de microscopia de fluorescência. A Figura 2 mostra que fTAT (20 uM) localiza em uma distribuição pontuada. Esta distribuição é consistente com o restante péptido retido no interior de endossomas. Em contraste, o sinal de fluorescência de dfTAT (5 uM) exibe uma distribui?...

Watch this Scientific Journal Video about Delivery of Proteins, Peptides or Cell-impermeable Small Molecules into Live Cells by Incubation with the Endosomolytic Reagent dfTAT at JoVE.com

Delivery of Proteins, Peptides or Cell-impermeable Small Molecules into Live Cells by Incubation with the Endosomolytic Reagent dfTAT

We describe how to deliver proteins and cell-impermeable small molecules into cultured mammalian cells by a simple co-incubation protocol with a reagent that causes endocytic organelles to become leaky.

Entrega de proteínas, peptídeos ou célula-impermeável Pequenas moléculas em células vivas por incubação com o Endosomolytic Reagente dfTAT

Macromolecular delivery strategies typically utilize the endocytic pathway as a route of cellular entry. However, endosomal entrapment severely limits the ...

delivery-proteins-peptides-or-cell-impermeable-small-molecules-into

Research

JoVE Journal

Bioengineering

10.2K visualizações.  Texas A&M University. We describe how to deliver proteins and cell-impermeable small molecules into cultured mammalian cells by a simple co-incubation protocol with a reagent that causes endocytic organelles to become leaky. 

Vídeo: Delivery of Proteins, Peptides or Cell-impermeable Small Molecules into Live Cells by Incubation with the Endosomolytic Reagent dfTAT

Production of Disulfide-stabilized Transmembrane Peptide Complexes for Structural Studies

Physical interactions among the lipid-embedded alpha-helical domains of membrane proteins play a crucial role in folding and assembly of membrane protein complexes and in dynamic processes such as transmembrane (TM) signaling and regulation of cell-surface protein levels. Understanding the structural features driving the association of particular sequences requires sophisticated biophysical and biochemical analyses of TM peptide complexes. However, the extreme hydrophobicity of TM domains makes them very difficult to manipulate using standard peptide chemistry techniques, and production of suitable study material often proves prohibitively challenging. Identifying conditions under which peptides can adopt stable helical conformations and form complexes spontaneously adds a further level of difficulty. Here we present a procedure for the production of homo- or hetero-dimeric TM peptide complexes from materials that are expressed in E. coli, thus allowing incorporation of stable isotope labels for nuclear magnetic resonance (NMR) or non-natural amino acids for other applications relatively inexpensively. The key innovation in this method is that TM complexes are produced and purified as covalently associated (disulfide-crosslinked) assemblies that can form stable, stoichiometric and homogeneous structures when reconstituted into detergent, lipid or other membrane-mimetic materials. We also present carefully optimized procedures for expression and purification that are equally applicable whether producing single TM domains or crosslinked complexes and provide advice for adapting these methods to new TM sequences.

Biophysical and biochemical studies of interactions among membrane-embedded protein domains face many technical challenges, the first of which is obtaining appropriate study material. This article describes a protocol for producing and purifying disulfide-stabilized transmembrane peptide complexes that are suitable for structural analysis by solution nuclear magnetic resonance (NMR) and other analytical applications.

Complexos de produção de transmembrana Disulfide-estabilizados Peptídicos para estudos estruturais

Physical  interactions among the lipid-embedded alpha-helical domains of membrane  proteins play a crucial role in folding and assembly of membrane ...

Química

Cell Squeezing as a Robust, Microfluidic Intracellular Delivery Platform

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This technology has shown potential in addressing previously challenging applications; including, delivery to primary immune cells, cell reprogramming, carbon nanotube, and quantum dot delivery. This vector-free microfluidic platform relies on mechanical disruption of the cell membrane to facilitate cytosolic delivery of the target material. Herein, we describe the detailed method of use for these microfluidic devices including, device assembly, cell preparation, and system operation. This delivery approach requires a brief optimization of device type and operating conditions for previously unreported applications. The provided instructions are generalizable to most cell types and delivery materials as this system does not require specialized buffers or chemical modification/conjugation steps. This work also provides recommendations on how to improve device performance and trouble-shoot potential issues related to clogging, low delivery efficiencies, and cell viability.

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This protocol provides detailed steps on how to use the system for a broad range of applications.

Espremendo celular como uma plataforma de entrega intracelular Robust Microfluidic

Rapid mechanical deformation of cells has emerged as a promising, vector-free method for intracellular delivery of macromolecules and nanomaterials. This ...

Bioengenharia

Detergent-assisted Reconstitution of Recombinant Drosophila Atlastin into Liposomes for Lipid-mixing Assays

Membrane fusion is a crucial process in the eukaryotic cell. Specialized proteins are necessary to catalyze fusion. Atlastins are endoplasmic reticulum (ER) resident proteins implicated in homotypic fusion of the ER. We detail here a method for purifying a glutathione S-transferase (GST) and poly-histidine tagged Drosophila atlastin by two rounds of affinity chromatography. Studying fusion reactions in vitro requires purified fusion proteins to be inserted into a lipid bilayer. Liposomes are ideal model membranes, as lipid composition and size may be adjusted. To this end, we describe a reconstitution method by detergent removal for Drosophila atlastin into preformed liposomes. While several reconstitution methods are available, reconstitution by detergent removal has several advantages that make it suitable for atlastins and other similar proteins. The advantage of this method includes a high reconstitution yield and correct orientation of the reconstituted protein. This method can be extended to other membrane proteins and for other applications that require proteoliposomes. Additionally, we describe a FRET based lipid mixing assay of proteoliposomes used as a measurement of membrane fusion.

Detergent-assisted Reconstitution of Recombinant Drosophila Atlastin into Liposomes for Lipid-mixing Assays

Biological membrane fusion is catalyzed by specialized fusion proteins. Measuring the fusogenic properties of proteins can be achieved by lipid mixing assays. We present a method for purifying recombinant Drosophila atlastin, a protein that mediates homotypic fusion of the ER, reconstituting it to preformed liposomes, and testing for fusion capacity.

Reconstituição detergente-assistida da Drosophila atlastin recombinante em lipossomas para ensaios de mistura de lipídios

Membrane fusion is a crucial process in the eukaryotic cell. Specialized proteins are necessary to catalyze fusion. Atlastins are endoplasmic reticulum ...

Bioquímica

Electroporation of Functional Bacterial Effectors into Mammalian Cells

The study of protein interactions in the context of living cells can generate critical information about localization, dynamics, and interacting partners. This information is particularly valuable in the context of host-pathogen interactions. Many pathogen proteins function within host cells in a variety of way such as, enabling evasion of the host immune system and survival within the intracellular environment. To study these pathogen-protein host-cell interactions, several approaches are commonly used, including: in vivo infection with a strain expressing a tagged or mutant protein, or introduction of pathogen genes via transfection or transduction. Each of these approaches has advantages and disadvantages. We sought a means to directly introduce exogenous proteins into cells. Electroporation is commonly used to introduce nucleic acids into cells, but has been more rarely applied to proteins although the biophysical basis is exactly the same. A standard electroporator was used to introduce affinity-tagged bacterial effectors into mammalian cells. Human epithelial and mouse macrophage cells were cultured by traditional methods, detached, and placed in 0.4 cm gap electroporation cuvettes with an exogenous bacterial pathogen protein of interest (e.g. Salmonella Typhimurium GtgE). After electroporation (0.3 kV) and a short (4 hr) recovery period, intracellular protein was verified by fluorescently labeling the protein via its affinity tag and examining spatial and temporal distribution by confocal microscopy. The electroporated protein was also shown to be functional inside the cell and capable of correct subcellular trafficking and protein-protein interaction. While the exogenous proteins tended to accumulate on the surface of the cells, the electroporated samples had large increases in intracellular effector concentration relative to incubation alone. The protocol is simple and fast enough to be done in a parallel fashion, allowing for high-throughput characterization of pathogen proteins in host cells including subcellular targeting and function of virulence proteins.

Electroporation was used to insert purified bacterial virulence effector proteins directly into living eukaryotic cells. Protein localization was monitored by confocal immunofluorescence microscopy. This method allows for studies on trafficking, function, and protein-protein interactions using active exogenous proteins, avoiding the need for heterologous expression in eukaryotic cells.

A electroporação de efectores bacterianos funcionais em células de mamíferos

The study of protein interactions in the context of living cells can generate critical information about localization, dynamics, and interacting partners. ...

Imunologia e Infecção

Engineering Cell-permeable Protein

The protein transduction technique enables the direct delivery of biologically active material into mammalian cells [for review see 1,2]. For this one can make use of the translocating ability of so-called cell penetrating peptides (CPPs), also designated as protein transduction domains (PTDs). The TAT-CPP derived from the human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) Tat (trans-activator of transcription) protein has been widely used. The positively charged TAT promotes cell permeability thereby overcoming the barriers of the cellular membrane by endocytosis or/and direct membrane penetration2. In combination with a nuclear localization signal (NLS) fusion proteins are able to enter the nucleus exhibiting functionality. Our video presentation demonstrates, as an exemplification for the engineering of cell-permeable proteins, the construction, production and application of a cell-permeable version of the DNA-modifying enzyme Cre.
Cre is a site-specific recombinase that is able to recognize and recombine 34 base pair loxP sites in mammalian cells in vitro and in vivo. Therefore the Cre/loxP system is widely used to conditionally induce mutations in the genome of living cells3,4. The delivery of active Cre recombinase to cells, however, represents a limitation.
We describe the pSESAME vector system, which allows a direct insertion of the gene-of-interest and provides a platform to rapidly clone different domains and tags used within the vector in a convenient and standardized manner. Rearranging of the different tags has been shown to modify the biochemical properties of the fusion proteins providing a possibility to achieve higher yield and better solubility. We demonstrate how to express and purify recombinant cell-permeant proteins in and from E. coli. The functionality of the recombinant Cre protein is finally validated in cell culture by assessing its intracellular recombinase activity.

Protein transduction enables the direct delivery of biologically active proteins into cells. In contrast to conventional methods such as DNA transfection or viral transduction this non-invasive paradigm allows highly efficient cellular manipulation in a titratable manner circumventing cellular toxicity and the risk of oncogenic transformation by permanent genetic modification.

Engenharia de Proteínas Cell-permeáveis

The protein transduction technique enables the direct delivery of biologically active material into mammalian cells [for review see 1,2]. For this one can ...

Biologia

Measuring Peptide Translocation into Large Unilamellar Vesicles

There is an active interest in peptides that readily cross cell membranes without the assistance of cell membrane receptors1. Many of these are referred to as cell-penetrating peptides, which are frequently noted for their potential as drug delivery vectors1-3. Moreover, there is increasing interest in antimicrobial peptides that operate via non-membrane lytic mechanisms4,5, particularly those that cross bacterial membranes without causing cell lysis and kill cells by interfering with intracellular processes6,7. In fact, authors have increasingly pointed out the relationship between cell-penetrating and antimicrobial peptides1,8. A firm understanding of the process of membrane translocation and the relationship between peptide structure and its ability to translocate requires effective, reproducible assays for translocation. Several groups have proposed methods to measure translocation into large unilamellar lipid vesicles (LUVs)9-13. LUVs serve as useful models for bacterial and eukaryotic cell membranes and are frequently used in peptide fluorescent studies14,15. Here, we describe our application of the method first developed by Matsuzaki and co-workers to consider antimicrobial peptides, such as magainin and buforin II16,17. In addition to providing our protocol for this method, we also present a straightforward approach to data analysis that quantifies translocation ability using this assay. The advantages of this translocation assay compared to others are that it has the potential to provide information about the rate of membrane translocation and does not require the addition of a fluorescent label, which can alter peptide properties18, to tryptophan-containing peptides. Briefly, translocation ability into lipid vesicles is measured as a function of the Foster Resonance Energy Transfer (FRET) between native tryptophan residues and dansyl phosphatidylethanolamine when proteins are associated with the external LUV membrane (Figure 1). Cell-penetrating peptides are cleaved as they encounter uninhibited trypsin encapsulated with the LUVs, leading to disassociation from the LUV membrane and a drop in FRET signal. The drop in FRET signal observed for a translocating peptide is significantly greater than that observed for the same peptide when the LUVs contain both trypsin and trypsin inhibitor, or when a peptide that does not spontaneously cross lipid membranes is exposed to trypsin-containing LUVs. This change in fluorescence provides a direct quantification of peptide translocation over time.

This protocol details a method for the quantitative measure of peptide translocation into large unilamellar lipid vesicles. This method also provides information about the rate of membrane translocation and can be used to identify peptides that efficiently and spontaneously cross lipid bilayers.

Medição Translocação Peptide em grandes vesículas Unilamelares

There is an active interest in peptides that readily cross cell membranes without the assistance of cell membrane receptors1.  Many of these are referred ...

Direct Protein Delivery to Mammalian Cells Using Cell-permeable Cys2-His2 Zinc-finger Domains

Due to their modularity and ability to be reprogrammed to recognize a wide range of DNA sequences, Cys2-His2 zinc-finger DNA-binding domains have emerged as useful tools for targeted genome engineering. Like many other DNA-binding proteins, zinc-fingers also possess the innate ability to cross cell membranes. We recently demonstrated that this intrinsic cell-permeability could be leveraged for intracellular protein delivery. Genetic fusion of zinc-finger motifs leads to efficient transport of protein and enzyme cargo into a broad range of mammalian cell types. Unlike other protein transduction technologies, delivery via zinc-finger domains does not inhibit enzyme activity and leads to high levels of cytosolic delivery. Here a detailed step-by-step protocol is presented for the implementation of zinc-finger technology for protein delivery into mammalian cells. Key steps for achieving high levels of intracellular zinc-finger-mediated delivery are highlighted and strategies for maximizing the performance of this system are discussed.

Direct Protein Delivery to Mammalian Cells Using Cell-permeable Cys2-His2 Zinc-finger Domains

Zinc-finger domains are intrinsically cell-permeable and capable of mediating protein delivery into a broad range of mammalian cell types. Here, a detailed step-by-step protocol for implementing zinc-finger technology for intracellular protein delivery is presented.

Entrega Protein direto para células de mamíferos utilizando células-permeável Cys<sub&gt; 2</sub&gt; -His<sub&gt; 2</sub&gt; Domínios zinc-finger

Due to their modularity and ability to be reprogrammed to recognize a wide range of DNA sequences, Cys2-His2 zinc-finger DNA-binding domains have emerged ...

Imaging FITC-dextran as a Reporter for Regulated Exocytosis

Regulated exocytosis is a process by which cargo, which is stored in secretory granules (SGs), is released in response to a secretory trigger. Regulated exocytosis is fundamental for intercellular communication and is a key mechanism for the secretion of neurotransmitters, hormones, inflammatory mediators, and other compounds, by a variety of cells. At least three distinct mechanisms are known for regulated exocytosis: full exocytosis, where a single SG fully fuses with the plasma membrane, kiss-and-run exocytosis, where a single SG transiently fuses with the plasma membrane, and compound exocytosis, where several SGs fuse with each other, prior to or after SG fusion with the plasma membrane. The type of regulated exocytosis undertaken by a cell is often dictated by the type of secretory trigger. However, in many cells, a single secretory trigger can activate multiple modes of regulated exocytosis simultaneously. Despite their abundance and importance across cell types and species, the mechanisms that determine the different modes of secretion are largely unresolved. One of the main challenges in investigating the different modes of regulated exocytosis, is the difficulty in distinguishing between them as well as exploring them separately. Here we describe the use of fluorescein isothiocyanate (FITC)-dextran as an exocytosis reporter, and live cell imaging, to differentiate between the different pathways of regulated exocytosis, focusing on compound exocytosis, based on the robustness and duration of the exocytic events.

Here we detail a method for live cell imaging of regulated exocytosis. This method utilizes FITC-dextran, which accumulates in lysosome-related organelles, as a reporter. This simple method also allows distinguishing between different modes of regulated exocytosis in cells that are difficult to manipulate genetically.

Imagem latente FITC-dextrano como repórter por exocitose regulada

Regulated exocytosis is a process by which cargo, which is stored in secretory granules (SGs), is released in response to a secretory trigger. Regulated ...

Bead Loading Proteins and Nucleic Acids into Adherent Human Cells

Many live-cell imaging experiments use exogenous particles (e.g., peptides, antibodies, beads) to label or function within cells. However, introducing proteins into a cell across its membrane is difficult. The limited selection of current methods struggles with low efficiency, requires expensive and technically demanding equipment, or functions within narrow parameters. Here, we describe a relatively simple and cost-effective technique for loading DNA, RNA, and proteins into live human cells. Bead loading induces a temporary mechanical disruption to the cell membrane, allowing macromolecules to enter adherent, live mammalian cells. At less than 0.01 USD per experiment, bead loading is the least expensive cell loading method available. Moreover, bead loading does not substantially stress cells or impact their viability or proliferation. This manuscript describes the steps of the bead loading procedure, adaptations, variations, and technical limitations. This methodology is especially suited for live-cell imaging but provides a practical solution for other applications requiring the introduction of proteins, beads, RNA, or plasmids into living, adherent mammalian cells.

Bead loading introduces proteins, plasmids, and particles into adherent mammalian cells. This cell loading technique is inexpensive, rapid, and does not substantially affect cell health. It is best suited for live-cell imaging.

Proteínas de carregamento de contas e ácidos nucleicos em células humanas aderentes

Many live-cell imaging experiments use exogenous particles (e.g., peptides, antibodies, beads) to label or function within cells. However, introducing ...

Live Fluorescence, Inverse Imaging of Cell Ruffling, and Macropinocytosis

Macropinocytosis is a highly conserved but still incompletely understood process that is essential for the uptake and ingestion of fluid, fluid-phase nutrients and other material in cells. The dramatic extension of cell surface ruffles, their closure to form macropinosomes, and the maturation of internalized macropinosomes are key events in this pathway that can be difficult to capture using conventional confocal imaging based on tracking a bolus of fluorescent cargo. Fluorescent dextrans are commonly used experimentally as fluid phase markers for macropinosomes and for other endocytic pathways. A method the lab has adopted to optimize the imaging of dextran uptake involves using live imaging of cells bathed in high concentrations of fluorescent dextran in the medium, with the unlabeled cells appearing in relief (as black). The cell ruffles are highlighted to visualize ruffle closure, and internalized macropinosomes appear as fluorescent vacuoles in the cell interior. This method is optimal for visualizing macropinosome features and allows for easy segmentation and quantification. This paper describes dual-labeling of pathways with different sized dextrans and the co-expression of lipid probes and fluorescent membrane proteins to demark macropinosomes and other endosomes. The detection of internalized dextran at an ultrastructural level using correlative light and electron microscopy (CLEM) is also demonstrated. These cell processes can be imaged using multiple live imaging modalities, including in 3D. Taken together, these approaches optimize macropinosome imaging for many different settings and experimental systems.

<meta charset="utf8"></head><body>Fluorescência ao vivo, imagem inversa de frisação celular e macropinocitose

This protocol demonstrates dextran imaging in live cells using continuous uptake and inverse images to optimize visualization of ruffling, macropinosome maturation, and analysis of dextran and other cell labelings.

Fluorescência ao vivo, imagem inversa de frisação celular e macropinocitose

Macropinocytosis is a highly conserved but still incompletely understood process that is essential for the uptake and ingestion of fluid, fluid-phase ...