Os autores gostariam de reconhecer as fontes de financiamento, incluindo a AHA (13GRNT16990019 para WT) e NHLBI (HL097246 e HL119371 para WT).

1. Silanização e biomolécula funcionalização de slide ou Policarbonato Membrana Nota: Muitos dos produtos químicos e soluções no âmbito deste protocolo têm altas taxas de evaporação (etanol (EtOH), acetona, etc.). Outros passos implicam tempos de incubação longos para taxas de evaporação baixas. Parafina filme é recomendado para selar recipientes. Cuidado: Muitos dos produtos químicos (tais como: ácido sulfúrico, acetona, (3-aminopropil) trietoxissilano, glutaraldeído, EtOH) são considerados perigosos, ou volátil. Consultar ficha de segurança (FDS) de cada material para armazenamento, manuseio e descarte antes do uso. <ol><li> Coloque nova lâmina de vidro medindo 75 mm por 50 mm até 1 mm, em limpo, lâmina de vidro coloração prato sem que respeita à orientação, garantindo imersão completa. Use o recipiente para as etapas 1.1-1.12. Nota: Para a co-cultura, incluem policarbonato (PC) com membrana de 0,4 micron de tamanho de poro, cortado no tamanho de 75 mm por 50 mm, para todas as Ste subsequenteps para a funcionalização PC e semeadura CE. </li><li> Imergir corrediça em ácido sulfúrico (20%), O / N. Atenção: Consulte o MSDS para ácido sulfúrico antes da utilização. </li><li> Lavar corrediça por imersão em água desionizada (DI), durante 5 minutos, três vezes, cada vez que a mudança DI. </li><li> Mergulhe de slides em acetona durante 30 min. Atenção: Consulte o MSDS para acetona antes da utilização. </li><li> Imergir corrediça em 6% (3-aminopropil) trietoxissilano solução / acetona O / N. Atenção: Consulte o MSDS para (3-aminopropil) trietoxissilano e acetona antes da utilização. </li><li> Imergir corrediça em acetona durante 5 minutos, três vezes, cada vez que a mudança de acetona. Atenção: Consulte o MSDS para acetona antes da utilização. </li><li> Lavar corrediça por imersão em DI durante 5 minutos, três vezes, cada vez que a mudança DI. </li><li> Mergulhe slide na solução de glutaraldeído / DI de 1,5% para 60 min. Atenção: Consulte o MSDS para o glutaraldeído antes do uso. </li><li> Lavar corrediça por imersão em DI durante 5 min, duas vezes, de cada vez mudar DI. </li><li> Lugar de slidess em 70% de etanol (EtOH) durante 30 min em estéril, câmara de fluxo laminar. </li><li> Remover EtOH e permitir resíduo restante evaporar. Imergir as lâminas em DI estéril e drenagem, a fim de hidratar os slides. Nota: As lâminas ou membrana de PC pode ser selado no suporte da lâmina de vidro e armazenada a 4 ° C até uma semana. Após a utilização de cultura de células, repita os passos 1.10 e 1.11. </li><li> Retirar a lâmina do suporte para slide e colocá-lo em um 100 mm em 100 mm placa de Petri quadrado na capela de fluxo laminar. Nota: Este recipiente vai ser usado para todas as etapas restantes. <ol><li> Prepare slide ou PC para a semeadura de células endoteliais para a experiência monocultura. <ol><li> Revestir a corrediça funcionalizado ou PC (passo 1.11) com 1 ml de solução de fibronectina (25 ug / ml), de um lado, que cobre a área aproximada exposto à câmara de cultura de células. </li><li> Incubar as lâminas ou de PC numa incubadora esterilizada fixada em 37 ° C durante 1-2 horas. </li><li> Após a incubação, aspirar a solução remanescente utilizando uma ABLss pipeta aspirador ligado a um vácuo. Nota: As lâminas podem agora ser armazenados O / N a 4 ° C para uso futuro. </li></ol></li><li> Siga 1.12.2 etapas somente para a preparação de co-cultura CE / SMC. Prepare e sementes célula muscular (SMC) cultura suave para co-cultura experimento. <ol><li> Junta de silicone lugar na parte superior da corrediça (passo 1.11), com as dimensões de 75 mm de diâmetro exterior por 50 mm, diâmetro interior de 50 mm por 30 mm, espessura de 0,5 mm, e perfurações que se alinham com vácuo câmara de fluxo. </li><li> Prepare 1 mL de SMC em 10% de FBS / DMEM suspensão. Neutralizar 1 ml de solução de 2 mg / ml de colagénio tipo I, com 7% de NaHCO3 e solução de NaOH 0,1 M a pH de 7,4, e misturar com o SMC, com a suspensão de células final de densidade de 2 X 10 6 células / ml. </li><li> Espalhe solução SMC dentro da junta e incubar a 37 ° C e 5% de CO 2 durante 30 min. </li><li> Após a incubação, cobrir a lâmina com 25 mL de soro 0,1% de bovino fetal (FBS) misturado em Dulbecco ModificadoEagle Médium (DMEM) durante 72 h. </li></ol></li></ol></li><li> Células endoteliais Cultura (ECS) na membrana de vidro deslizante / policarbonato. <ol><li> Semente 1 ml CEs em 10% de FBS / DMEM, com a concentração inicial de 6,0 x 10 5 células / ml, em superfícies de fibronectina de lâmina de vidro ou membrana de policarbonato. </li><li> Incubar as células em uma incubadora a 37 ° C, 5% de CO 2, e 10% de FBS durante 120 min. </li><li> Tampa desliza contendo células com FBS a 10% adicional / DMEM, e no lugar na incubadora a 37 ° C, 5% de CO 2 O / N, até 70% -80% confluente. </li></ol></li></ol> 2. A determinação da viscosidade do fluido e Volumétrica Vazão Nota: viscosímetros rotativos são equipamentos sensíveis, e o manual do usuário viscometer deve ser consultado antes de calibrar, zerando, ou realizar medições. <ol><li> Determinar cisalhamento de fluido desejado (τ) de literatura da vasculatura alvo do experimento. </li><li> MEASURe 1% de FBS / DMEM viscosidade (μ), usando um viscosímetro rotacional. </li><li> Determinar necessário caudal volumétrico (Q) a partir da equação de Poiseuille: <img alt="Equação 1" src="/files/ftp_upload/53224/53224eq1.jpg" /> , onde τ = cisalhamento de fluido, μ = viscosidade, Q = vol. caudal, largura w = câmara, e h = altura da câmara). </li><li> Definir a taxa de bomba derivado no passo 2.3 fluir, e usar para todas as etapas subseqüentes. </li></ol> 3. Determinação do índice de pulsatilidade Nota: Todas as portas de ligação dentro do sistema deve ser ligado com o anel de bloqueio farpa-a-apropriadamente dimensionado, ou ligações luer-para-feminino farpa. Ligar a tubagem de PVC pode então ser ligado a boquilha, e o circuito completado. <ol><li> Ligue o circuito de fluxo, como na Figura 2, com a câmara (Figura 3) e medidor de fluxo ultra-sónica de amortecimento na direcção correcta do fluxo. Nota: medidor de fluxo ultra-som é uma peça sensível do equipamento, eo manual do usuário deve ser consultado antes do uso. </li><li> Preencha circuito de fluxo e reservatório com água DI, assegurando tubo de saída do reservatório (a bomba) está submerso dentro do volume do reservatório. Visualize forma de onda de fluxo utilizando um medidor de vazão. </li><li> Válvula de liberação de ar livre, na câmara de amortecimento para alterar a proporção do volume de fluido / ar. Fechar a válvula de liberação de ar em diferentes intervalos de nível de fluido e calcular o índice de pulsatilidade (PI = (V Max - V Min) / V Média) usando pico da forma de onda de fluxo (V Max), calha (V min), ea média (V Média). Valores de PI recordes no notebook. </li><li> Mark resultante nível de fluido e PI na câmara de amortecimento, usando um feltro com ponta, caneta de tinta permanente para uso futuro. Determinar os níveis desejados de PI patologia literatura 11. </li><li> Tubo de silicone formação- Opcional, o método mais avançado de controle de pulsatilidade <ol><li> Misture a base de elastómero de silicone e o agente de cura em diferentes proporções (por exemplo, um baixorazão E-para-agente de reticulação a partir de 10: 1 a 36: 1.) para módulos elásticos orientadas variaram, conforme ilustrado anteriormente 2 </li><li> Fabricar tubos de silicone por repetidas processo de imersão-cura, imergindo brevemente cânula de aço (14 g) à mistura de pré-polímero de silicone com uma proporção predeterminada de base-para-agente de reticulação. </li><li> Coloque a cânula revestida de pré-polímero num forno regulado para 60 ° C durante 4 horas para curar o revestimento de polímero sobre a cânula, a mudança da direcção no meio do processo de cura. </li><li> Repetir o processo de imersão com a mesma mistura de elastómero de silicone e coloque novamente no forno durante 4 horas adicionais, o que resulta em ~ 0,3 mm de espessura tubos. </li><li> Remover o tubo de silicone ultrafina da cânula de aço inoxidável. </li><li> Ligue os tubos de fluxo de circuito em vez de câmara de amortecimento, e teste de PI para cada como em 3.3. </li></ol></li></ol> 4. Esterilização Bomba <ol><li> Imergir a câmara de fluxo (Figura 2), tubos de PVC, e juntas de 10% de peróxido de hidrogénio (H 2 O 2). Lavar com DI estéril antes da etapa 4. </li><li> Coloque a bomba de sangue em uma prateleira incubadora de reposição. Nota: prateleiras incubadora deve ser de aço inoxidável, e ser capaz de suportar o peso de todo o circuito de fluxo. </li><li> Encher o reservatório de circuito de fluxo e com 10% de H 2 O 2, assegurando tubo de saída do reservatório (a bomba) está submerso dentro do volume de reservatório. Circular H2O 2 por bombeamento através do circuito, durante 20 minutos na câmara de fluxo laminar com luz UV em. </li><li> Aspire todo o H 2 O 2 a partir de tubos, e lavar com PBS estéril por bombagem através do circuito de fluxo. </li></ol> 5. Conjunto de câmara de Fluxo Nota: A câmara de fluxo é constituído de um acrílico, feito à medida placa, com orifícios de vácuo e orifícios de entrada e de saída de fluxo (ver Figura 2). Conjunto de câmara consiste em colocar a câmara de escoamento e juntas na parte superior de lâminas de cultura, próperly alinhados, e é descrito abaixo. <ol><li> Aqueça 1% FBS / DMEM num banho de água a 37 ° C e preparar câmara de fluxo. <ol><li> Tome slides CE fora dos meios de comunicação (a partir do passo 1.13) e local junta na parte superior com o lado célula para cima. </li><li> (Opcional) Leve membrana PC sem mídia (do passo 1.13) e local junta na parte superior com o lado célula para cima. Coloque co-cultura de slides com semeado SMC (passo 1.12.2) por baixo da membrana PC. </li></ol></li><li> Alinhar canal de vácuo da câmara de fluxo com os orifícios no vedante (Figura 2). </li><li> Anexar tubo de vácuo para portas de vácuo (Figura 2) garantindo que não haja vazamentos de mídia a vácuo. </li><li> Local folha de policarbonato debaixo lâmina de vidro e o conjunto da câmara de fluxo de braçadeira com grampos de mola, uma em cada lado da câmara de fluxo (Figuras 2 e 5). </li><li> Coloque o sistema de fluxo, numa incubadora a 37 ° C e 5% de CO 2, e encher o circuito com meios de bombagem por reservatório enchido com baixo pulsatilidade.Manter este fluxo durante 4 horas para pré-condicionamento células. </li><li> Ajustar o volume de fluido na câmara de amortecimento para o nível PI marcado e cultura para o tempo desejado. </li></ol>

<ol>
	<li>Scott-Drechsel, D., Su, Z., Hunter, K., Li, M., Shandas, R., Tan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+flow+co-culture+system+for+studying+mechanobiology+effects+of+pulse+flow+waves.">A new flow co-culture system for studying mechanobiology effects of pulse flow waves.</a> Cytotechnology. 64 (6), 649-666 (2012).</li><li>Tan, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stiffening-Induced+High+Pulsatility+Flow+Activates+Endothelial+Inflammation+via+a+TLR2/NF-&#954;B+Pathway.">Stiffening-Induced High Pulsatility Flow Activates Endothelial Inflammation via a TLR2/NF-&#954;B Pathway.</a> PLoS ONE. 9 (7), e102195 (2014).</li><li>Wexler, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coronary+Artery+Calcification:+Pathophysiology,+Epidemiology,+Imaging+Methods,+and+Clinical+Implications+A+Statement+for+Health+Professionals+From+the+American+Heart+Association.">Coronary Artery Calcification: Pathophysiology, Epidemiology, Imaging Methods, and Clinical Implications A Statement for Health Professionals From the American Heart Association.</a> Circulation. 94 (5), 1175-1192 (1996).</li><li>Lan, T. -. H., Huang, X. -. Q., Tan, H. -. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+fibrosis+in+atherosclerosis.">Vascular fibrosis in atherosclerosis.</a> Cardiovasc Pathol. 22 (5), 401-407 (2013).</li><li>Lee, C. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Promoting+endothelial+recovery+and+reducing+neointimal+hyperplasia+using+sequential-like+release+of+acetylsalicylic+acid+and+paclitaxel-loaded+biodegradable+stents.">Promoting endothelial recovery and reducing neointimal hyperplasia using sequential-like release of acetylsalicylic acid and paclitaxel-loaded biodegradable stents.</a> Int J Nanomedicine. 9, 4117-4133 (2014).</li><li>Intengan, H. D., Schiffrin, E. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascular+Remodeling+in+Hypertension+Roles+of+Apoptosis+Inflammation,+and+Fibrosis.">Vascular Remodeling in Hypertension Roles of Apoptosis Inflammation, and Fibrosis.</a> Hypertension. 38 (3), 581-587 (2001).</li><li>Greil, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+carotid+artery+flow+velocities+after+stent+implantation:+a+fluid+dynamics+study+with+laser+Doppler+anemometry.">Changes in carotid artery flow velocities after stent implantation: a fluid dynamics study with laser Doppler anemometry.</a> J Endovasc Ther. 10 (2), 275-284 (2003).</li><li>Egorova, A. D., van der Heiden, K., Poelmann, R. E., Hierck, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+cilia+as+biomechanical+sensors+in+regulating+endothelial+function.">Primary cilia as biomechanical sensors in regulating endothelial function.</a> Differentiation. 83 (2), S56-S61 (2012).</li><li>Liu, S. Q., Goldman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+blood+shear+stress+in+the+regulation+of+vascular+smooth+muscle+cell+migration.">Role of blood shear stress in the regulation of vascular smooth muscle cell migration.</a> IEEE T Bio-Med Eng. 48 (4), 474-483 (2001).</li><li>Scott, D., Tan, Y., Shandas, R., Stenmark, K. R., Tan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+pulsatility+flow+stimulates+smooth+muscle+cell+hypertrophy+and+contractile+protein+expression.">High pulsatility flow stimulates smooth muscle cell hypertrophy and contractile protein expression.</a> AJP: Lung C. 304 (1), L70-L81 (2013).</li><li>Panaritis, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulsatility+Index+of+Temporal+and+Renal+Arteries+as+an+Early+Finding+of+Arteriopathy+in+Diabetic+Patients..">Pulsatility Index of Temporal and Renal Arteries as an Early Finding of Arteriopathy in Diabetic Patients..</a> Ann Vasc Surg. 19 (1), 80-83 (2005).</li><li>Miao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+Flow+Patterns+on+the+Localization+and+Expression+of+VE-Cadherin+at+Vascular+Endothelial+Cell+Junctions:+In+vivo+and+in+vitro+Investigations.">Effects of Flow Patterns on the Localization and Expression of VE-Cadherin at Vascular Endothelial Cell Junctions: In vivo and in vitro Investigations.</a> J Vasc Res. 42 (1), 77-89 (2005).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Este protocolo descreve um método de reprodução de fluxo pulsátil in vitro, e pode ser o primeiro passo fundamental para determinar a contribuição de condições de fluxo para patologias de doenças. Estudos anteriores, usando este protocolo ter encontrado condições de fluxo de contribuir para a resposta inflamatória vascular. 1, 10 Além disso, este protocolo destina-se a laboratórios experientes. Como tal, nem em profundidade mecânica dos fluidos, nem análise bioquímica é aqui descrit...

Taxas de morbidade para doenças cardiovasculares são a maior da América, com muitos resultante da vasculatura insalubre. As artérias saudáveis ​​consistem em tecido elástico, com a superfície luminal macia revestida com uma monocamada de células endoteliais (CE). Fluxo arterial pode ser modelado como uma função de onda oscilante com taxa média de fluxo positivo. O índice de pulsatilidade (PI) é o quociente de oscilação magnitude ea média de fluxo (PI = (Max. - Min.) / Média), 1 e foi modelado in vitro com a elasticidade dos vasos variável 2 Arterial elasticidade é importante no armazenamento do fluxo. energia a partir de contracções do coração, dilatando sob pressão sistólica, e desempenha um papel importante na modulação PI do fluxo sanguíneo. Porque o coração mantém um consistente, pulsátil, fluxo volumétrico, a expansão arterial aumenta a área de corte transversal, o reforço da estabilidade do fluxo, reduzindo a velocidade do fluxo, tensão de cisalhamento e PI. Freqüentemente, as artérias saudáveis ​​apresentam alterações a elasticidadeou de conformidade, exibindo enrijecimento de remodelação vascular, tecido cicatricial ou calcificação 3, 4. Além disso, outros distúrbios vasculares, tais como a hiperplasia neointimal (NIH), aneurisma 5 e 6 e hipertensão vascular fibrose 4, pode contrair o diâmetro dos vasos. No entanto, o tratamento medicamentoso atual e tratamento de doenças vasculares dispositivo muitas vezes negligenciar a importância da dinâmica de conformidade da parede do vaso ou do fluxo sanguíneo na doença vascular que é muitas vezes complicada por alterações na morfologia navio e propriedades. Nem a angioplastia com balão, nem implante de stent responder a complicação da parede elasticidade 7. Portanto, in vitro modelagem de fluxos de sangue resultante de doença arterial e tratamentos é importante na investigação de doenças e patologias futuro eficácia do tratamento. Aqui, nós descrevemos um método de replicar o fluxo sanguíneo fisiológico e patológico concebido para determinar a resposta de células na doença vascular Patholgias. O fluxo do fluido faz com que a tensão de cisalhamento na parede do vaso, que é um sinal mecânico importante na saúde dos vasos, que afecta todas as células no interior da vasculatura. Vários sensores mecânicos sobre o endotélio vascular de cisalhamento de fluidos, foram identificados, incluindo cílio primário mostrado em estudos recentes para endotelial mechanosensing 8. A atividade das células endoteliais e morfologia são afetadas pela velocidade de fluxo, direção e pulsatilidade. Além disso, células do músculo liso (SMC) migração pode ser afectada por Mecano-sinais de baixa velocidade de fluxo através do fluido intersticial 9, e pode também ser através da sinalização parácrina a partir de células endoteliais através da sua resposta ao fluxo e mecano-transdução de sinais de fluxo através de citocina liberar 10. A &quot;dose&quot; dependência de cisalhamento média, PI, e sinalização parácrina também podem ser interdependentes. Para este fim, a determinação da resposta vascular à célula de cisalhamento de fluidos com &quot;dosagem&quot; variada em cultura em monocamadaou co-cultura in vitro poderiam fornecer insights mecanicistas em remodelação vascular e melhorar a doença e previsão de tratamento. O sistema de fluxo utilizado neste experimento consiste em uma bomba de sangue, um fluxo de amortecimento reservatório de ar a montante, um medidor de vazão a jusante apenas utilizado durante a configuração experimental, uma cultura de células a jusante, de placas paralelas câmara de fluxo, e media reservatório. Controle de variáveis ​​de fluxo vascular, tais como vazão média, batidas por minuto, e PI pode ser alcançada através do controlo do caudal, frequência de pulso, e introdução de pressão de amortecimento. Bombas de sangue pulsátil estão disponíveis com deslocamento variável acidente vascular cerebral, acidente vascular cerebral na freqüência controlada, directamente relacionadas com a taxa média de fluxo volumétrico, e frequência de pulso. Introdução de um reservatório de ar no interior do circuito de escoamento permite amortecimento de pressão, reduzindo a oscilação do fluxo de magnitude. Media é um fluido incompressível, enquanto o ar dentro da câmara de amortecimento é compressível, permitindo que o excesso de pressão a partir da onda de fluxo para serabsorvida pela compressão de ar. O ar à relação da mídia permite o controle sobre a forma como ocorre muito amortecimento. Um costume cultura de célula de fluxo câmara de 75 mm de comprimento por 50 mm de largura foi criado a partir de acrílico. Fluxo entra através da porta de entrada, e expande-se através do colector de entrada, fornecendo um fluxo consistente entre os elementos da câmara de escoamento. Fluxo e estruturas semelhantes estão presentes na saída da câmara. As células são semeadas em lâminas de funcionalizados, e subsequentemente ligados à câmara de fluxo. Isto permite uma grande população, facilmente recuperados após o estudo. Experiências de co-cultura pode utilizar uma membrana porosa de policarbonato para eliminar o contacto célula-a-célula entre as culturas, permitindo o transporte de citocina / fluxo. Este sistema foi anteriormente usado para modelar um elevado caudal de PI e o seu efeito sobre a cultura monocamada endotelial e CE / SMC co-cultura 1, 10, para investigar a resposta celular à doença patologicamente elevada PI. Ao descrever o protocolo usado para modelar estes fluxo concondições, esperamos ajudar os outros para cálculo da contribuição de sinal para a célula de fluxo de resposta.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Acetone</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>34850</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfuric Acid</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>320501</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(3-Aminopropyl)trethoxysilane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>440140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glutaraldehyde Solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G5882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>459844</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Slide (70mm x 50mm)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CLS294775X50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polycarbonate Membrane</td>
			<td>Millipore Corp.</td>
			<td>HTTP09030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone Gasket</td>
			<td>Grace Bio-Labs</td>
			<td>RD 475464</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fibronectin (25 &#956;g/mL)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>F1141</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Collagen Type-I</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C3867</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaHCO3</td>
			<td>Fluka</td>
			<td>36486</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5881</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Damping Chamber</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>This chamber is custom made, and may be requested using the engineering drawing of Figure 3.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood Pump</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>529552</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-Vinyl Carbonate Tubing</td>
			<td>US Plastic</td>
			<td>65066, 65063, 65062</td>
			<td>Various sizes may be required</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer Connections</td>
			<td>Nordson Medical</td>
			<td>Various</td>
			<td>Various sizes will be required, and a number of parts should be purchased for replacement use.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Culture Chamber</td>
			<td>Machined in-house</td>
			<td>Custom</td>
			<td>Acrylic may be purchased in sheets and machined for intended use. The engineering drawing shown in Figure 2 may be used to recreate this chamber</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Square Petri Dish</td>
			<td>Cole-Parmer</td>
			<td>EW-14007-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass Slide Holder</td>
			<td>Capitol Scientific</td>
			<td>WHE-900303</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Mediatech, Inc.</td>
			<td>35-010-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium</td>
			<td>Mediatech, Inc.</td>
			<td>10-013-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow Meter</td>
			<td>Sonotec, GmbH</td>
			<td>Sonoflow co.55/060</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sylgard Elastomer Kit</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>761036-5EA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>14 G Steel Cannula</td>
			<td>General Laboratory Supply</td>
			<td>S8365-1</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

in vitro model of physiological and pathological blood flow with application to investigations of vascular cell remodeling

A doença vascular é uma causa comum de morte nos Estados Unidos. Aqui, apresentamos um método para examinar a contribuição da dinâmica de fluxo em direção patologias doença vascular. Artérias saudáveis ​​apresentam frequentemente enrijecimento da parede, cicatrizes, ou estenose parcial que pode afetar as taxas de fluxo de fluido, e a magnitude do fluxo pulsátil, ou índice de pulsatilidade. Replicação de várias condições de fluxo é o resultado de uma pressão de ajuste de fluxo a jusante da câmara de uma bomba de sangue de amortecimento. A introdução de ar dentro de um sistema fechado permite que o fluxo de um meio compressível para amortecer a pressão pulsátil da bomba, e, por conseguinte, variar o índice de pulsatilidade. O método descrito aqui é simplesmente reproduzidas, com entrada altamente controlável, e os resultados facilmente mensuráveis. Algumas limitações são recriação da forma de onda de pulso fisiológico complexo, o que só é aproximado pelo sistema. As células endoteliais, células musculares lisas, fibroblastos e são afectados pelo fluxo de sangue thrOugh da artéria. A componente dinâmica de fluxo de sangue é determinada através da saída da parede arterial e complacência cardíaca. Vascular célula mecano-transdução de dinâmica de fluxo pode desencadear a liberação de citocinas e cross-talk entre tipos celulares dentro da artéria. Co-cultura de células vasculares é uma interacção mais preciso célula-célula imagem de reflexão sobre a parede do vaso sanguíneo e a resposta vascular à sinalização mecânica. Contribuição de dinâmica de fluxo, incluindo a resposta celular aos componentes dinâmicos e médios (ou equilíbrio) de fluxo, é, por conseguinte, uma métrica importante na determinação da patologia da doença e da eficácia do tratamento. Através da introdução de um modelo de co-cultura in vitro e pressão de amortecimento a jusante da bomba de sangue que produz o débito cardíaco simulado, diversas patologias de doença arterial podem ser investigadas.

Manutenção de condições de fluxo é dependente de uma montagem correcta do circuito de fluxo (Figura 1). Tubulação de diâmetro é uma selecção importante na montagem, com diâmetros maiores diminuem a resistência do fluxo de queda de pressão e subsequente antes e depois da câmara de cultura. Para garantir a velocidade de pressão e fluxo pretendido, montar o sistema com medidor de fluxo antes de experimento com tubulação pretendido. Alinhamento de canal de vácuo câmara de cultura <strong...

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In Vitro Model of Physiological and Pathological Blood Flow with Application to Investigations of Vascular Cell Remodeling

Este protocolo replica o fluxo sanguíneo fisiológico ou patológico in vitro para auxiliar na determinação da resposta celular em patologias de doenças. Com a introdução de uma pressão da câmara a jusante de uma bomba de sangue de amortecimento, o fluxo de sangue em toda a vasculatura pode ser recapitulada e que incide sobre uma monocamada de endotélio vascular ou de uma co-cultura mimética.

In Vitro Modelo de fisiológicos e patológicos fluxo de sangue com aplicativos para Investigações de Reformas celular Vascular

Vascular disease is a common cause of death within the United States. Herein, we present a method to examine the contribution of flow dynamics towards ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

In Vitro Model of Physiological and Pathological Blood Flow with Application to Investigations of Vascular Cell Remodeling

9.5K visualizações.  University of Colorado at Boulder.  Este protocolo replica o fluxo sanguíneo fisiológico ou patológico in vitro para auxiliar na determinação da resposta celular em patologias de doenças. Com a introdução de uma pressão da câmara a jusante de uma bomba de sangue de amortecimento, o fluxo de sangue em toda a vasculatura pode ser recapitulada e que incide sobre uma monocamada de endotélio vascular ou de uma co-cultura mimética. 

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Improved Method for the Preparation of a Human Cell-based, Contact Model of the Blood-Brain Barrier

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has been implied in the etiology of many brain pathologies, creating a need for development of human in vitro BBB models to assist in clinically-relevant research. Among the numerous BBB models thus far described, a static (without flow), contact BBB model, where astrocytes and brain endothelial cells (BECs) are cocultured on the opposite sides of a porous membrane, emerged as a simplified yet authentic system to simulate the BBB with high throughput screening capacity. Nevertheless the generation of such model presents few technical challenges. Here, we describe a protocol for preparation of a contact human BBB model utilizing a novel combination of primary human BECs and immortalized human astrocytes. Specifically, we detail an innovative method for cell-seeding on inverted inserts as well as specify insert staining techniques and exemplify how we use our model for BBB-related research.

Establishment of human models of the blood-brain barrier (BBB) can benefit research into brain conditions associated with BBB failure. We describe here an improved technique for preparation of a contact BBB model, which permits coculturing of human astrocytes and brain endothelial cells on the opposite sides of a porous membrane.

Melhoria da Metodologia para a Elaboração de um baseado em celular, Contact Modelo Humano da barreira hemato-encefálica

The blood-brain barrier (BBB) comprises impermeable but adaptable brain capillaries which tightly control the brain environment. Failure of the BBB has ...

Bioengenharia

A Novel Three-dimensional Flow Chamber Device to Study Chemokine-directed Extravasation of Cells Circulating under Physiological Flow Conditions

Extravasation of circulating cells from the bloodstream plays a central role in many physiological and pathophysiological processes, including stem cell homing and tumor metastasis. The three-dimensional flow chamber device (hereafter the 3D device) is a novel in vitro technology that recreates physiological shear stress and allows each step of the cell extravasation cascade to be quantified. The 3D device consists of an upper compartment in which the cells of interest circulate under shear stress, and a lower compartment of static wells that contain the chemoattractants of interest. The two compartments are separated by porous inserts coated with a monolayer of endothelial cells (EC). An optional second insert with microenvironmental cells of interest can be placed immediately beneath the EC layer. A gas exchange unit allows the optimal CO2 tension to be maintained and provides an access point to add or withdraw cells or compounds during the experiment. The test cells circulate in the upper compartment at the desired shear stress (flow rate) controlled by a peristaltic pump. At the end of the experiment, the circulating and migrated cells are collected for further analyses. The 3D device can be used to examine cell rolling on and adhesion to EC under shear stress, transmigration in response to chemokine gradients, resistance to shear stress, cluster formation, and cell survival. In addition, the optional second insert allows the effects of crosstalk between EC and microenvironmental cells to be examined. The translational applications of the 3D device include testing of drug candidates that target cell migration and predicting the in vivo behavior of cells after intravenous injection. Thus, the novel 3D device is a versatile and inexpensive tool to study the molecular mechanisms that mediate cellular extravasation.

The three-dimensional flow chamber device is a novel in vitro technology for the quantitative and step-wise evaluation of the extravasation cascade of cells circulating under conditions of physiological shear stress. The device therefore fills a critical need for basic, preclinical, and clinical studies of cell migration.

Um dispositivo de câmara de fluxo tridimensional Novel para estudar Chemokine dirigido extravasamento de células circulantes fisiológicos sob condições de fluxo

Extravasation of circulating cells from the bloodstream plays a central role in many physiological and pathophysiological processes, including stem cell ...

Shock Wave Application to Cell Cultures

Shock waves nowadays are well known for their regenerative effects. Basic research findings showed that shock waves do cause a biological stimulus to target cells or tissue without any subsequent damage. Therefore, in vitro experiments are of increasing interest. Various methods of applying shock waves onto cell cultures have been described. In general, all existing models focus on how to best apply shock waves onto cells.
However, this question remains: What happens to the waves after passing the cell culture? The difference of the acoustic impedance of the cell culture medium and the ambient air is that high, that more than 99% of shock waves get reflected! We therefore developed a model that mainly consists of a Plexiglas built container that allows the waves to propagate in water after passing the cell culture. This avoids cavitation effects as well as reflection of the waves that would otherwise disturb upcoming ones. With this model we are able to mimic in vivo conditions and thereby gain more and more knowledge about how the physical stimulus of shock waves gets translated into a biological cell signal (&#8220;mechanotransduction&#34;).

Shock waves nowadays are well known for their regenerative effects. Therefore in vitro experiments are of increasing interest. We therefore developed a model for in vitro shock wave trials (IVSWT) that enables us to mimic in vivo conditions thereby avoiding distracting physical effects.

Choque aplicação de ondas de culturas de células

Shock waves nowadays are well known for their regenerative effects. Basic research findings showed that shock waves do cause a biological stimulus to ...

Tissue Engineering of Tumor Stromal Microenvironment with Application to Cancer Cell Invasion

3D organotypic cultures of epithelial cells on a matrix embedded with mesenchymal cells are widely used to study epithelial cell differentiation and invasion. Rat tail type I collagen and/or matrix derived from Engelbreth-Holm-Swarm mouse sarcoma cells have been traditionally employed as the substrates to model the matrix or stromal microenvironment into which mesenchymal cells (usually fibroblasts) are populated. Although experiments using such matrices are very informative, it can be argued that due to an overriding presence of a single protein (such as in type I Collagen) or a high content of basement membrane components and growth factors (such as in matrix derived from mouse sarcoma cells), these substrates do not best reflect the contribution to matrix composition made by the stromal cells themselves. To study native matrices produced by primary dermal fibroblasts isolated from patients with a tumor prone, genetic blistering disorder (recessive dystrophic epidermolysis bullosa), we have adapted an existing native matrix protocol to study tumor cell invasion. Fibroblasts are induced to produce their own matrix over a prolonged period in culture. This native matrix is then detached from the culture dish and epithelial cells are seeded onto it before the entire coculture is raised to the air-liquid interface. Cellular differentiation and/or invasion can then be assessed over time. This technique provides the ability to assess epithelial-mesenchymal cell interactions in a 3D setting without the need for a synthetic or foreign matrix with the only disadvantage being the prolonged period of time required to produce the native matrix. Here we describe the application of this technique to assess the ability of a single molecule expressed by fibroblasts, type VII collagen, to inhibit tumor cell invasion.

Tissue engineered fibroblast-derived native matrix is an emerging tool to generate a stromal substrate which supports epithelial cell proliferation and differentiation. Here a protocol applying this methodology to assess the impact of different stromal cell types on tumor cell biology is presented.

Engenharia de Tecidos de tumor estromal Microenvironment com Aplicação a invasão Cancer Cell

3D organotypic cultures of epithelial cells on a matrix embedded with mesenchymal cells are widely used to study epithelial cell differentiation and ...

In vitro Cell Culture Model for Toxic Inhaled Chemical Testing

Cell cultures are indispensable to develop and study efficacy of therapeutic agents, prior to their use in animal models. We have the unique ability to model well differentiated human airway epithelium and heart muscle cells. This could be an invaluable tool to study the deleterious effects of toxic inhaled chemicals, such as chlorine, that can normally interact with the cell surfaces, and form various byproducts upon reacting with water, and limiting their effects in submerged cultures. Our model using well differentiated human airway epithelial cell cultures at air-liqiuid interface circumvents this limitation as well as provides an opportunity to evaluate critical mechanisms of toxicity of potential poisonous inhaled chemicals. We describe enhanced loss of membrane integrity, caspase release and death upon toxic inhaled chemical such as chlorine exposure. In this article, we propose methods to model chlorine exposure in mammalian heart and airway epithelial cells in culture and simple tests to evaluate its effect on these cell types.

In vitro Cell Culture Model for Toxic Inhaled Chemical Testing

This protocol is designed to demonstrate exposure method of cell cultures to inhaled toxic chemicals. Exposure of differentiated air-liquid&#160;interface (ALI) cultures of airway epithelial cells provides a unique model of airway exposure to toxic gases such as chlorine. In this manuscript we describe effect of chlorine exposure on air-liquid&#160;interface cultures of epithelial cells and submerged culture of cardiomyocytes. In vitro exposure systems allow important mechanistic studies to evaluate pathways that could then be utilized to develop novel therapeutic agents.

A cultura in vitro modelo celular para Toxic Chemical Testing Inhaled

Cell cultures are indispensable to develop and study efficacy of therapeutic agents, prior to their use in animal models. We have the unique ability to ...

Using Cell-substrate Impedance and Live Cell Imaging to Measure Real-time Changes in Cellular Adhesion and De-adhesion Induced by Matrix Modification

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and other matrix-modifying oxidants/enzymes released during inflammation) are implicated in triggering pathological changes in cellular function, phenotype and viability in a number of diseases. Here, we describe how cell-substrate impedance and live cell imaging approaches can be readily employed to accurately quantify real-time changes in cell adhesion and de-adhesion induced by matrix modification (using endothelial cells and myeloperoxidase as a pathophysiological matrix-modifying stimulus) with high temporal resolution and in a non-invasive manner. The xCELLigence cell-substrate impedance system continuously quantifies the area of cell-matrix adhesion by measuring the electrical impedance at the cell-substrate interface in cells grown on gold microelectrode arrays. Image analysis of time-lapse differential interference contrast movies quantifies changes in the projected area of individual cells over time, representing changes in the area of cell-matrix contact. Both techniques accurately quantify rapid changes to cellular adhesion and de-adhesion processes. Cell-substrate impedance on microelectrode biosensor arrays provides a platform for robust, high-throughput measurements. Live cell imaging analyses provide additional detail regarding the nature and dynamics of the morphological changes quantified by cell-substrate impedance measurements. These complementary approaches provide valuable new insights into how myeloperoxidase-catalyzed oxidative modification of subcellular extracellular matrix components triggers rapid changes in cell adhesion, morphology and signaling in endothelial cells. These approaches are also applicable for studying cellular adhesion dynamics in response to other matrix-modifying stimuli and in related adherent cells (e.g., epithelial cells).

Here, we present a protocol to continuously quantify cell adhesion and de-adhesion processes with high temporal resolution in a non-invasive manner by cell-substrate impedance and live cell imaging analyses. These approaches reveal the dynamics of cell adhesion/de-adhesion processes triggered by matrix modification and their temporal relationship to adhesion-dependent signaling events.

Usando impedância Cell-substrato e imagens de células vivas para medir as mudanças em tempo real no celular Adesão e De-adesão Induzidas por Matrix Modificação

Cell-matrix adhesion plays a key role in controlling cell morphology and signaling. Stimuli that disrupt cell-matrix adhesion (e.g., myeloperoxidase and ...

Eye Irritation Test (EIT) for Hazard Identification of Eye Irritating Chemicals using Reconstructed Human Cornea-like Epithelial (RhCE) Tissue Model

To comply with the Seventh Amendment to the EU Cosmetics Directive and EU REACH legislation, validated non-animal alternative methods for reliable and accurate assessment of ocular toxicity in man are needed. To address this need, we have developed an eye irritation test (EIT) which utilizes a three dimensional reconstructed human cornea-like epithelial (RhCE) tissue model that is based on normal human cells. The EIT is able to separate ocular&#160;irritants and corrosives (GHS Categories 1 and 2 combined) and those that do not require labeling (GHS No Category). The test utilizes two separate protocols, one designed for liquid chemicals and a second, similar protocol for solid test articles. The EIT prediction model uses a single exposure period (30 min for liquids, 6 hr for solids) and a single tissue viability cut-off (60.0% as determined by the MTT assay). Based on the results for 83 chemicals (44 liquids and 39 solids) EIT achieved 95.5/68.2/ and 81.8% sensitivity/specificity and accuracy (SS&#38;A) for liquids, 100.0/68.4/ and 84.6% SS&#38;A for solids, and 97.6/68.3/ and 83.1% for overall SS&#38;A. The EIT will contribute significantly to classifying the ocular irritation potential of a wide range of liquid and solid chemicals without the use of animals to meet regulatory testing requirements. The EpiOcular EIT method was implemented in 2015 into the OECD Test Guidelines as TG 492.

Eye Irritation Test EIT for Hazard Identification of Eye Irritating Chemicals using Reconstructed Human Cornea-like Epithelial RhCE Tissue Model

We have developed an eye irritation test which utilizes a three dimensional reconstructed human cornea-like epithelial (RhCE) tissue model. The test is able to discriminate between ocular irritant and corrosive materials (GHS Categories 1 and 2 combined) and those that do not require labeling (GHS No Category).

Irritação dos olhos Test (EIT) para identificação de perigos de olho irritantes químicos usando reconstruída Humano Córnea-like epitelial (RHCE) Modelo Tissue

To comply with the Seventh Amendment to the EU Cosmetics Directive and EU REACH legislation, validated non-animal alternative methods for reliable and ...

Microfluidic Flow Chambers Using Reconstituted Blood to Model Hemostasis and Platelet Transfusion In Vitro

Blood platelets prepared for transfusion gradually lose hemostatic function during storage. Platelet function can be investigated using a variety of (indirect) in vitro experiments, but none of these is as comprehensive as microfluidic flow chambers. In this protocol, the reconstitution of thrombocytopenic fresh blood with stored blood bank platelets is used to simulate platelet transfusion. Next, the reconstituted sample is perfused in microfluidic flow chambers which mimic hemostasis on exposed subendothelial matrix proteins. Effects of blood donation, transport, component separation, storage and pathogen inactivation can be measured in paired experimental designs. This allows reliable comparison of the impact every manipulation in blood component preparation has on hemostasis. Our results demonstrate the impact of temperature cycling, shear rates, platelet concentration and storage duration on platelet function. In conclusion, this protocol analyzes the function of blood bank platelets and this ultimately aids in optimization of the processing chain including phlebotomy, transport, component preparation, storage and transfusion.

Microfluidic Flow Chambers Using Reconstituted Blood to Model Hemostasis and Platelet Transfusion In Vitro

Platelet transfusion and hemostasis was modeled using blood reconstitution and microfluidic flow chambers to investigate the function of blood banking platelets. The data demonstrate the consequences of platelet storage lesion on hemostasis, in vitro.

Microfluídico Fluxo Chambers utilizando sangue reconstituído ao Modelo Hemostasia e transfusão de plaquetas<em&gt; In Vitro</em

Blood platelets prepared for transfusion gradually lose hemostatic function during storage. Platelet function can be investigated using a variety of ...

A Microfluidic Flow Chamber Model for Platelet Transfusion and Hemostasis Measures Platelet Deposition and Fibrin Formation in Real-time

Microfluidic models of hemostasis assess platelet function under conditions of hydrodynamic shear, but in the presence of anticoagulants, this analysis is restricted to platelet deposition only. The intricate relationship between Ca2+-dependent coagulation and platelet function requires careful and controlled recalcification of blood prior to analysis. Our setup uses a Y-shaped mixing channel, which supplies concentrated Ca2+/Mg2+ buffer to flowing blood just prior to perfusion, enabling rapid recalcification without sample stasis. A ten-fold difference in flow velocity between both reservoirs minimizes dilution. The recalcified blood is then perfused in a collagen-coated analysis chamber, and differential labeling permits real-time imaging of both platelet and fibrin deposition using fluorescence video microscopy. The system uses only commercially available tools, increasing the chances of standardization. Reconstitution of thrombocytopenic blood with platelets from banked concentrates furthermore models platelet transfusion, proving its use in this research domain. Exemplary data demonstrated that coagulation onset and fibrin deposition were linearly dependent on the platelet concentration, confirming the relationship between primary and secondary hemostasis in our model. In a timeframe of 16 perfusion min, contact activation did not take place, despite recalcification to normal Ca2+ and Mg2+ levels. When coagulation factor XIIa was inhibited by corn trypsin inhibitor, this time frame was even longer, indicating a considerable dynamic range in which the changes in the procoagulant nature of the platelets can be assessed. Co-immobilization of tissue factor with collagen significantly reduced the time to onset of coagulation, but not its rate. The option to study the tissue factor and/or the contact pathway increases the versatility and utility of the assay.

This paper describes an experimental model of hemostasis that simultaneously measures platelet function and coagulation. Platelet and fibrin fluorescence is measured in real-time, and platelet adhesion rate, coagulation rate, and onset of coagulation are determined. The model is used to determine platelet procoagulant properties under flow in concentrates for transfusion.

Um Modelo de Câmara Microfluidic Fluxo de transfusão de plaquetas e Hemostasia Medidas deposição de plaquetas e formação de fibrina em tempo real

Microfluidic models of hemostasis assess platelet function under conditions of hydrodynamic shear, but in the presence of anticoagulants, this analysis is ...

An In Vitro Organ Culture Model of the Murine Intervertebral Disc

Intervertebral disc (IVD) degeneration is a significant contributor to low back pain. The IVD is a fibrocartilaginous joint that serves to transmit and dampen loads in the spine. The IVD consists of a proteoglycan-rich nucleus pulposus (NP) and a collagen-rich annulus fibrosis (AF) sandwiched by cartilaginous end-plates. Together with the adjacent vertebrae, the vertebrae-IVD structure forms a functional spine unit (FSU). These microstructures contain unique cell types as well as unique extracellular matrices. Whole organ culture of the FSU preserves the native extracellular matrix, cell differentiation phenotypes, and cellular-matrix interactions. Thus, organ culture techniques are particularly useful for investigating the complex biological mechanisms of the IVD. Here, we describe a high-throughput approach for culturing whole lumbar mouse FSUs that provides an ideal platform for studying disease mechanisms and therapies for the IVD. Furthermore, we describe several applications that utilize this organ culture method to conduct further studies including contrast-enhanced microCT imaging and three-dimensional high-resolution finite element modeling of the IVD.

An In Vitro Organ Culture Model of the Murine Intervertebral Disc

Whole organ culture of the intervertebral disc (IVD) preserves the native extracellular matrix, cell phenotypes, and cellular-matrix interactions. Here we describe an IVD culture system using mouse lumbar and caudal IVDs in their functional spinal units and several applications utilizing this system.

A<em&gt; In Vitro</em&gt; Modelo Cultura Órgão da Murino Intervertebral Disc

Intervertebral disc (IVD) degeneration is a significant contributor to low back pain. The IVD is a fibrocartilaginous joint that serves to transmit and ...