Os autores não têm qualquer reconhecimentos.

todos os procedimentos com animais, incluindo o método e a duração da anestesia, bem como os cuidados pós-operatórios, foram discutidos com um veterinário e aprovados pelos cuidados institucionais do Animal e uso Comité (IACUC) na instituição afiliada. Neste manuscrito, todos os procedimentos foram realizados com 8 para camundongos machos de 15 semanas C57BL/6 e o protocolo segue as diretrizes de cuidado animal, aprovadas pelo IACUC da Universidade do Colorado.
 1. preparação da tubulação Nota: para incutir o inóculo, uma agulha anexado para o tubo de polietileno (PE) ( figura 1A) e um de pequeno calibre (&#60; 24 G) angiocatheter pode ser usado ( a Figura 1). O uso de um angiocatheter não exige nenhuma preparação diferente de esterilização com 70% de etanol (EtOH). O inóculo é a substância que é instilado/injetado/depositado no tracto urinário. Isso pode ser uma solução que contém bactérias, vírus ou uma substância química. Isto é preparado antes do tempo e pelo protocolo de pesquisa. Por exemplo, se o estudo visa avaliar os efeitos da Escherichia coli infecção no trato urinário inferior, o pesquisador precisará preparar o inóculo contendo bactérias, que podem ser inoculadas/instilado no trato urinário inferior.
<ol><li>Preparação da agulha anexada à tubagem de PE é simples e consiste no seguinte: escolha o tamanho da tubulação do PE baseada o órgão-alvo e a idade de um animal. Para um animal mais jovem do que 12 semanas, usar tubos de PE-10 (diâmetro externo é de 0,024 polegadas e diâmetro interior é 0,011 polegadas). Tubagem de PE-10 é sugerida para ser aplicáveis para (1) a semeadura primária de inóculo na próstata anterior (AP) e vesículas seminais (SV), ou (2) a semeadura primária de inóculo na bexiga de um animal mais jovem do que 12 semanas de idade. Tubos de PE com um diâmetro maior do tamanho 50 PE (diâmetro exterior até 0,038 polegadas e diâmetro até 0,023 polegadas interno) pode ser usado para a semeadura primária de inóculo na bexiga dos animais mais velhos até.</li>
	<li>Cortar aproximadamente 2,5 polegadas de tubo PE.</li>
	<li>Selecione uma agulha que vai caber o diâmetro PE selecionado para ser usado. Uma agulha 27G pode caber no lúmen do tubo de PE-10, e uma agulha 22g se encaixa o lúmen do tubo de PE-50.
	<ol><li>Prepare a agulha antes da inserção para o tubo de PE, esfregando a ponta afiada da agulha sobre uma pedra de óleo comercialmente disponíveis ( figura 1A -B) para torná-lo maçante ou use um blunt comercialmente disponível agulha.</li>
	</ol></li> <li>Introduzir a agulha ( Figura 1) o lúmen do tubo de PE. Evite danos para o lúmen ou a entrada em um falso lúmen, assegurando o agulha permanece no centro do lúmen. ( Figura 1 -E). Se os tubos de PE é danificado durante a inserção da agulha maçante, corte a extremidade danificada e reiniciar o processo.</li>
	<li>Coloque os tubos de PE conectados a agulha em 70% de EtOH para esterilização até seu uso para o procedimento. Resplendor a 70% EtOH através do tubo da agulha-PE para esterilizar o lúmen e assegurar lá não é nenhum escapamento da tubagem PE de danos durante o processo de inserção da agulha. Se houver vazamento, descartado o tubo de agulha-PE. 
	Nota: A ponta do tubo de PE precisa ser suave antes da cateterização. Para evitar problemas com a introdução do tubo de PE na uretra, recomenda-se cortar a ponta do tubo de PE imediatamente antes da cateterização ( Figura 1F). O comprimento mínimo sugerido da tubulação do PE é de 1,5 polegadas, que inclui a parte ao redor da agulha.</li>
</ol> 2. Procedimento de cateterização <ol><li>antes da indução da anestesia, esvaziar a bexiga de mouse.
	<ol><li>Aplique uma pressão suave e massagem no abdômen inferior do mouse. Estas manobras normalmente levam a micção espontânea. A bexiga cheia pode resultar na diluição ou vazamento imediato qualquer inóculo inculcado. 
		Nota: Uma opção adicional para garantir uma bexiga vazia em um rato é privar o animal de água pelo menos 1 hora antes do início do procedimento transuretral instilação. Privação de água deve ser aprovada pela instituição como parte do protocolo animal.</li>
	</ol></li> <li>Usar uma máquina de anestesia com isoflurano fluxo (2%) para induzir anestesia.
	<ol><li>Uma vez que o animal é anestesiado, coloque-o sobre um cobertor quente e cubra-o com uma almofada azul com seu nariz dentro de um cone de nariz para a manutenção da anestesia contínua.</li>
		<li>Confirmar que o animal está sob anestesia, verificando o reflexo pedal (pitada de dedo do pé).</li>
	</ol></li> <li>Uma vez que o reflexo do pedal está ausente, proceder de retrair o prepúcio.
	<ol><li>Imprensa região pubiana com o polegar e o dedo indicador de uma mão ( figuras 2A e 2B) e puxe para fora o pénis de glândulas usando o dedo polegar e indicador do outro (de mão a Figura 2). Quando isso é feito corretamente, o prepúcio, glande e corpo do pênis permanecem expostas. ( Figura 2D e Figura 2F). Não use pinça para retirar o pênis de glândulas como isto irá resultar em danos ao tecido.</li>
	</ol></li> <li>Lubrifique a ponta do cateter e a glande com lubrificante cirúrgico estéril antes da inserção do cateter. Isto irá facilitar a inserção do tubo de PE. 
	Nota: Embaladas individualmente praças de lubrificante cirúrgico, em vez de um tubo grande, são recomendadas para cada uso manter condições estéreis.</li>
	<li>Pressione cuidadosamente a ponta do pênis usando fórceps maçante e apertar suavemente a glande para causar o meato uretral abrir.</li>
	<li>Segurar a seringa com a agulha PE-tubulação ou com conexão PE tubulação própria e inserir os tubos de PE através do meato uretral. 
	Nota: Um aperto de tripé da seringa com agulha-anexado PE-tubulação ou o PE tubos si mesma usando o polegar, dedos indicador e médio é recomendado para estabilidade. 
	Nota: O caminho do cateterismo deve ser curvado devido a curvatura natural da uretra rodeada pela glande e corpo do pênis no rato adulto masculino, como mostrado na Figura 3A e Figura 3B. A tubagem de PE catheterized pode encontrar resistência durante o cateterismo, portanto, é recomendável ajustar o ângulo inclinando o tubo de cima ou para baixo para ajuda avanço da tubulação do PE na sequência o órgão-alvo. Se necessário, os tubos de PE podem ser girado ligeiramente para ajudar a manobrar através de várias curvas da uretra. Quando há muita resistência, o tubo deve ser puxado para trás e em seguida, avançar novamente com pressão mínima. Puxando o PE-tubo para fora completamente e usar mais lubrificação pode ser útil.</li>
	<li>Executar a instilação do inóculo, uma vez que o PE-tubo alcançou o órgão desejado, empurrando o êmbolo de agulha para incutir o volume desejado do inóculo (volume de 5-200 µ l é sugerido).
	<ol><li>Para instilação do inóculo para a bexiga urinária, avançar o tubo de PE até aproximadamente 0,75 polegadas de tubo de PE está inserida ( Figura 3A). 
		Nota: para instilação do inóculo no AP e SV, geralmente, thtubulação e inserido encontra resistência quando atingir o ponto de abertura para a próstata anterior. Ajustando o ângulo inclinando o tubo de cima ou para baixo, os tubos de PE vão avançar ainda mais até que aproximadamente 1 polegada de tubo PE foi inserido ( Figura 3B).</li>
	</ol></li></ol> 3. Na Vivo Imagem do trato urinário inferior e rins Nota: O propósito da imagem latente na vivo neste manuscrito é: (1) para confirmar a localização espacial do inóculo; e (2) avaliar a incidência de refluxo do inóculo para o rins. Para este efeito, pode ser usado qualquer um rato anestesiado ou sacrificado.
<ol><li>Para visualizar o trato urinário inferior de um rato adulto masculino, realizar laparotomia de linha média abdominal inferior para expor a bexiga, próstata e vesículas seminais.
	<ol><li>Faça uma incisão na pele na linha média do osso púbico até um pouco abaixo do processo xifoide, usando tesouras.</li>
		<li>Elevar a pele de tecido celular subcutâneo.</li>
		<li>Identificar o avascular linea alba localizado na linha média e incise isto para entrar na cavidade peritoneal onde todos os órgãos estão localizados.</li>
		<li>Confirmar a localização espacial pela visualização de corante azul ou outro agente de rastreamento adequado.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
	<li>Lee, S., Yang, G., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostatic+inflammation+induces+urinary+frequency+in+adult+mice.">Prostatic inflammation induces urinary frequency in adult mice.</a> PLoS One. 10 (2), e0116827 (2015).</li><li>Wong, L., Hutson, P. R., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prostatic+inflammation+induces+fibrosis+in+a+mouse+model+of+chronic+bacterial+infection.">Prostatic inflammation induces fibrosis in a mouse model of chronic bacterial infection.</a> PLoS One. 9 (6), e100770 (2014).</li><li>Elkahwaji, J. E., Zhong, W., Hopkins, W. J., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+bacterial+infection+and+inflammation+incite+reactive+hyperplasia+in+a+mouse+model+of+chronic+prostatitis.">Chronic bacterial infection and inflammation incite reactive hyperplasia in a mouse model of chronic prostatitis.</a> Prostate. 67 (1), 14-21 (2007).</li><li>Boehm, B. J., Colopy, S. A., Jerde, T. J., Loftus, C. J., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+bacterial+inflammation+of+the+mouse+prostate.">Acute bacterial inflammation of the mouse prostate.</a> Prostate. 72 (3), 307-317 (2012).</li><li>Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+of+inflammation+of+the+lower+urinary+tract.">Models of inflammation of the lower urinary tract.</a> Neurourol Urodyn. 30 (5), 673-682 (2011).</li><li>Thai, K. H., Thathireddy, A., Hsieh, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transurethral+induction+of+mouse+urinary+tract+infection.">Transurethral induction of mouse urinary tract infection.</a> J Vis Exp. (42), (2010).</li><li>Bjorling, D. E., Wang, Z. Y., Boldon, K., Bushman, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+cystitis+is+accompanied+by+increased+peripheral+thermal+sensitivity+in+mice.">Bacterial cystitis is accompanied by increased peripheral thermal sensitivity in mice.</a> J Urol. 179 (2), 759-763 (2008).</li><li>Hopkins, W. J., Gendron-Fitzpatrick, A., Balish, E., Uehling, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+course+and+host+responses+to+Escherichia+coli+urinary+tract+infection+in+genetically+distinct+mouse+strains.">Time course and host responses to Escherichia coli urinary tract infection in genetically distinct mouse strains.</a> Infect Immun. 66 (6), 2798-2802 (1998).</li><li>Dinis, P., Charrua, A., Avelino, A., Cruz, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravesical+resiniferatoxin+decreases+spinal+c-fos+expression+and+increases+bladder+volume+to+reflex+micturition+in+rats+with+chronic+inflamed+urinary+bladders.">Intravesical resiniferatoxin decreases spinal c-fos expression and increases bladder volume to reflex micturition in rats with chronic inflamed urinary bladders.</a> BJU Int. 94 (1), 153-157 (2004).</li><li>Cayan, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Botulinum+toxin+type+A+may+improve+bladder+function+in+a+rat+chemical+cystitis+model.">Botulinum toxin type A may improve bladder function in a rat chemical cystitis model.</a> Urol Res. 30 (6), 399-404 (2003).</li><li>Jerde, T. J., Bjorling, D. E., Steinberg, H., Warner, T., Saban, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+mouse+bladder+inflammatory+response+to+E.+coli+lipopolysaccharide.">Determination of mouse bladder inflammatory response to E. coli lipopolysaccharide.</a> Urol Res. 28 (4), 269-273 (2000).</li><li>Saban, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=LPS-sensory+peptide+communication+in+experimental+cystitis.">LPS-sensory peptide communication in experimental cystitis.</a> Am J Physiol Renal Physiol. 282 (2), F202-F210 (2002).</li><li>Schilling, J. D., Mulvey, M. A., Vincent, C. D., Lorenz, R. G., Hultgren, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bacterial+invasion+augments+epithelial+cytokine+responses+to+Escherichia+coli+through+a+lipopolysaccharide-dependent+mechanism.">Bacterial invasion augments epithelial cytokine responses to Escherichia coli through a lipopolysaccharide-dependent mechanism.</a> J Immunol. 166 (2), 1148-1155 (2001).</li><li>Saban, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discriminators+of+mouse+bladder+response+to+intravesical+Bacillus+Calmette-Guerin+(BCG).">Discriminators of mouse bladder response to intravesical Bacillus Calmette-Guerin (BCG).</a> BMC Immunol. 8, 6 (2007).</li><li>Bjorling, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+acrolein-induced+cystitis+in+mice.">Acute acrolein-induced cystitis in mice.</a> BJU Int. 99 (6), 1523-1529 (2007).</li><li>Sadler, K. E., Stratton, J. M., Kolber, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Urinary+bladder+distention+evoked+visceromotor+responses+as+a+model+for+bladder+pain+in+mice.">Urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice.</a> J Vis Exp. (86), (2014).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Este manuscrito descreve detalhadamente um método de instilação transuretral no rato adulto masculino. Diferencial área de semeadura primária pode ser alcançada por meio de tubos de PE de diâmetros diferentes. PE-50 é recomendado para alcançar com êxito o lúmen da bexiga urinária, enquanto um diâmetro superior que PE-10 é usado para alcançar o AP e SV (Figura 3A-B). A escolha do tamanho do órgão-alvo para inoculação e tubo de PE, além de outros fatores, tais como o volume de inóculo inculcado, também desempenham um papel na localização final e distribuição da solução. Nossos experimentos demonstram que instilação transuretral de 100 µ l de azul tingir usando qualquer PE-10 ou PE-50 não aciona o refluxo instantâneo da tintura para os rins. No entanto, o refluxo da urina para os rins pode acontecer durante o período pós instilação e pode resultar em infecção renal, como foi mostrado anteriormente em ratos fêmeas adultas8. Portanto, a avaliação histológica dos rins é altamente recomendada para confirmar a ausência de contaminação indirecta dos rins de instillations transuretral.
Existem várias etapas-chave importantes para realizar uma bem sucedida transuretral instilação do inóculo. Primeiro, a tubulação do PE deve ser de comprimento suficiente — pelo menos de 2,5 polegadas. Isto permitiria ajustes adicionais do comprimento do tubo, se necessário, durante o processo de preparação da tubulação, ou após o processo de instilação transuretral. Várias tentativas e falhas durante a etapa 9 do presente protocolo podem causar um bloqueio do fim do tubo de PE inserido por fluidos corporais. Nesta situação, a ponta do tubo de PE deve ser cortada para ter uma dica clara para as tentativas subsequentes. Uma vez cortada a ponta do tubo de PE, o lubrificante cirúrgico deve ser reaplicado. Em segundo lugar, uma aderência adequada da seringa ou PE tubulação própria aumenta a taxa de sucesso. Em terceiro lugar, deve ser inserido um comprimento suficiente da tubulação do PE e do prepúcio, glande e corpo do pênis devem ser rigidamente alinhados sem aperto de mão durante o processo de cateterismo. Caso contrário, o refluxo do inóculo pode acontecer quando o êmbolo da seringa é empurrado.
Melhores resultados para o procedimento transuretral instilação podem ser resultado de prática acompanhada, evitando danos ao órgão uretra e alvo durante o procedimento. Resultados de desempenho podem ser validados usando corantes coloridos ou corantes fluorescentes como o procedimento para confirmar a localização primária do inóculo e sinais de refluxo para os rins.

A abordagem de instilação transuretral tem sido usada em estudos anteriores como um dos métodos para criar modelos de roedores de bexiga patologias1,2,3,4 e pode ser usada para avaliar a eficácia dos tratamentos entregues localmente em camundongos. Embora modelos animais totalmente não podem recapitular a patologias humanas, identificação dos mecanismos subjacentes em estudos com animais fornece um melhor entendimento dos transtornos LUT humanos tais como a síndrome de dor cistite intersticial/bexiga, neurogênica cistite, doença auto-imune e cistite inflamação prostática5.
O procedimento de instilação transuretral realizado em um rato macho adulto é tecnicamente mais difíceis de instilação intravesical em um rato adulto feminino6. Anatomia da uretra masculina junto com seu pequeno diâmetro naturalmente curvada dificultar tecnicamente realizar a inserção de um cateter transuretral. Portanto, instruções pormenorizadas para a indução transuretral de rato de infecção do trato urinário6 e LUT inflamação7,8,9,10,11 , 12 , 13 , 14 , 15 via cateter inserido na bexiga foram descritas anteriormente para ratos fêmeas somente. Este manuscrito visa fornecer uma descrição passo a passo da técnica para transuretral instilação de substâncias nos ratos masculinos, incluindo os clipes de vídeo, imagens e ilustrações. Instilação transuretral procedimentos em um rato adulto masculino podem ser realizados com variável inocula semelhante à anteriormente descrita no rato fêmea7 e fundiu-se com técnicas adicionais tais como gravações de Eletromiografia de respostas visceromotor (VMR)16.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>BD INTRAMEDIC Polyethylene Tubing/ PE 10</td>
			<td>BD Medical</td>
			<td>63019-004</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD INTRAMEDIC Polyethylene Tubing/ PE 50</td>
			<td>BD Medical</td>
			<td>63019-048</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Insyte-N Autoguard/ Angiocath</td>
			<td>BD Medical</td>
			<td>311411</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol (EtOH)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2818500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Needle Only 22 Gauge (G) 1 inch</td>
			<td>Becton Dickson</td>
			<td>205155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD Needle Only 27 Gauge (G) 1/2 inch</td>
			<td>Becton Dickson</td>
			<td>305129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer stub, 22 G X 0.5 in / Blunt Needle</td>
			<td>Instech</td>
			<td>LS22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Luer stub, 27 G X 0.5 in / Blunt Needle</td>
			<td>Instech</td>
			<td>LS27</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6&#34; Long x 2&#34; Wide x 1&#34; Thick, Aluminum Oxide Sharpening Stone / Oil Stone</td>
			<td>Norton</td>
			<td>40204034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical Lubricant Sterile Bacteriostatic Folilpac</td>
			<td>Surgilube</td>
			<td>281020543</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Fluriso</td>
			<td>13985-528-60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Low-Flow Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>SS-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Forceps, Curved</td>
			<td>vwr</td>
			<td>82027-392</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BD 1 ml Syringe</td>
			<td>BD Medical</td>
			<td>309626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>India Ink Solution., 0.2% in PBS buffer</td>
			<td>Alfa Aesar</td>
			<td>J61007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8~12 weeks old male C57B/6 Mice</td>
			<td>Jackson Lab</td>
			<td>#000664</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transurethral instillation procedure in adult male mouse

Transuretral instilação pode ser usada para entregar soluções diferentes com ingredientes ativos (por exemplo, drogas, produtos químicos, bactérias e vírus) localmente em bexiga urinária para induzir a modelos animais de patologias de bexiga ou avaliar o eficácia dos tratamentos intravesicais. Mais roedores modelos de patologias inferiores do trato urinário (LUT) são induzidos em ratos fêmeas devido à facilidade de instilação intravesical das substâncias através da uretra feminina. No entanto, devido a diferenças anatômicas entre o feminino e masculino LUT, transuretral instilação em um rato masculino foi considerada um procedimento muito desafiador, e não foi previamente descrito. Neste manuscrito, nós fornecemos uma descrição detalhada de como preparar tubos de polietileno (PE) para posterior inserção na uretra de um rato masculino. Além disso, discutimos os tipos ideais de tubos de PE para ser usada dependendo do local desejado da inoculação. Além disso, descrevemos como preparar um animal para uma bem sucedida instilação transuretral evitar danos à uretra e assegurar a entrega da solução para o local desejado para o ponto por ponto. O procedimento é iniciado por retrair o prepúcio e glande para expor a abertura do meato uretral. Em seguida, a glande são agarrados pela contundente fórceps não-esmagamento para estabilizar o pênis e os tubos de PE. A tubagem de PE primeiro é inserida no meato uretral paralelo ao organismo animal e, em seguida, seu ângulo é ajustado pela inclinação do cateter para manobrá-lo para acompanhar a curvatura natural da uretra. Esta técnica pode ser usada para modelos murino induzidos de patologias de bexiga e/ou avaliar a eficácia dos tratamentos intravesical em ratos masculinos.

Instilação transuretral de corante azul através de tubos de PE 50 resultou em instilação do corante para a bexiga urinária (Figura 4A) e através de tubos de PE 10 na colorização da SV e AP (Figura 4B), respectivamente. Para avaliar se a instilação transuretral realizada provoca um refluxo instantâneo do inóculo para os rins ou não, o rim e ureter foram observadas seguido por instilação de 100 µ l do corante azul e tintura fluorescente (Figura 4A-B). Nenhum do procedimento instilação usando dois diferentes tamanhos de tubos de PE e dois corantes diferentes resultou em colorização dos ureteres ou rins.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig1.jpg"> 
Figura 1: Preparação para inserção em polietileno (PE) tubo 50 de agulha 22 G. A agulha afiada (A) é moída contra uma pedra de óleo (B) para aliviar as bordas afiadas (C). Uma vez que a agulha é maçante, a agulha é inserida no lúmen da tubulação do PE (D) e avançada sobre a agulha com a pinça fina (E). A tubulação é, em seguida, corte a cerca de 1,5 polegadas (F). 24G angiocath (G) também pode ser usado. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56663/56663fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig2.jpg"> 
Figura 2: O prepúcio masculino do mouse cobre a glande e meato uretral (A), com leve tração do prepúcio, a glande pode ser exposto (B), e com ligeira tração da glande (C), o prepúcio inteiro pode ser retraído (D), assim permitindo fácil acesso para o meato uretral e uretra. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56663/56663fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig3.jpg"> 
Figura 3: Ilustrações de órgãos de trato urinário inferiores; bexiga urinária, próstata e vesícula seminal (SV), mostrando a instilação transuretral usando tubos PE 50 (A) e tubos de PE 10 (B) para semeadura primária da bexiga e próstata SV/anterior, respectivamente. <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56663/56663fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56663/56663fig4.jpg"> 
Figura 4: Imagens dos órgãos do trato urinário superior e inferior; rins, bexiga, próstata e vesícula seminal (SV), após a instilação transuretral usando tubos PE 50 (A) e tubos de PE 10 (B). <a href="//ecsource.jove.com/files/ftp_upload/56663/56663fig4large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse at JoVE.com

Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse

Instilação transuretral é um procedimento desafiador e não tem sido bem descrita na literatura. O objetivo deste manuscrito é descrever uma técnica transuretral inserção de um cateter para entrega intravesical de líquidos com substâncias activas para a bexiga urinária e/ou próstata em ratos machos adultos.

Procedimento de instilação transuretral no rato adulto masculino

Transurethral instillation can be used to deliver different solutions with active ingredients (e.g., drugs, chemicals, bacteria, and viruses) locally into ...

transurethral-instillation-procedure-in-adult-male-mouse

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

15.4K visualizações.  University of Colorado School of Medicine. Instilação transuretral é um procedimento desafiador e não tem sido bem descrita na literatura. O objetivo deste manuscrito é descrever uma técnica transuretral inserção de um cateter para entrega intravesical de líquidos com substâncias activas para a bexiga urinária e/ou próstata em ratos machos adultos.

Vídeo: Transurethral Instillation Procedure in Adult Male Mouse

Transurethral Induction of Mouse Urinary Tract Infection

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on Luria-Bertani (LB) agar at 37&deg;C in ambient air. UPEC strains grow as yellowish-white translucent colonies on LB agar. Following confirmation of appropriate colony morphology, single colonies are then picked to be cultured in broth. LB broth can be used for most uropathogenic bacterial strains. Two serial, overnight LB broth cultures can be employed to enhance expression of type I pili, a well-defined virulence factor for uropathogenic bacteria. Broth cultures are diluted to the desired concentration in phosphate buffered saline (PBS). Eight to 12 week old female mice are placed under isoflurane anesthesia and transurethrally inoculated with bacteria using polyethylene tubing-covered 30 gauge syringes. Typical inocula, which must be empirically determined for each bacterial/mouse strain combination, are 106 to 108 cfu per mouse in 10 to 50 microliters of PBS. After the desired infection period (one day to several weeks), urine samples and the bladder and both kidneys are harvested. Each organ is minced, placed in PBS, and homogenized in a Blue Bullet homogenizer. Urine and tissue homogenates are serially diluted in PBS and cultured on appropriate agar. The following day, colony forming units are counted.

This video will demonstrate methods to transurethrally induce mouse urinary tract infections and quantify the extent of resulting infections.

Indução transuretral de rato infecção urinária

Uropathogenic bacterial strains of interest are grown on agar. Generally, uropathogenic E. coli (UPEC) and other strains can be grown overnight on ...

Imunologia e Infecção

Retroviral Transduction of T-cell Receptors in Mouse T-cells

T-cell receptors (TCRs) play a central role in the immune system. TCRs on T-cell surfaces can specifically recognize peptide antigens presented by antigen presenting cells (APCs)1. This recognition leads to the activation of T-cells and a series of functional outcomes (e.g. cytokine production, killing of the target cells). Understanding the functional role of TCRs is critical to harness the power of the immune system to treat a variety of immunology related diseases (e.g. cancer or autoimmunity).
It is convenient to study TCRs in mouse models, which can be accomplished in several ways. Making TCR transgenic mouse models is costly and time-consuming and currently there are only a limited number of them available2-4. Alternatively, mice with antigen-specific T-cells can be generated by bone marrow chimera. This method also takes several weeks and requires expertise5. Retroviral transduction of TCRs into in vitro activated mouse T-cells is a quick and relatively easy method to obtain T-cells of desired peptide-MHC specificity. Antigen-specific T-cells can be generated in one week and used in any downstream applications. Studying transduced T-cells also has direct application to human immunotherapy, as adoptive transfer of human T-cells transduced with antigen-specific TCRs is an emerging strategy for cancer treatment6.
Here we present a protocol to retrovirally transduce TCRs into in vitro activated mouse T-cells. Both human and mouse TCR genes can be used. Retroviruses carrying specific TCR genes are generated and used to infect mouse T-cells activated with anti-CD3 and anti-CD28 antibodies. After in vitro expansion, transduced T-cells are analyzed by flow cytometry.

We present a protocol to produce antigen-specific mouse T-cells using retroviral transduction

Transdução retroviral de receptor de células T no rato células T

T-cell receptors (TCRs) play a central role in the immune system. TCRs on T-cell surfaces can specifically recognize peptide antigens presented by antigen ...

Non-surgical Intratracheal Instillation of Mice with Analysis of Lungs and Lung Draining Lymph Nodes by Flow Cytometry

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, in particular, are known to migrate to the lung draining lymph nodes (LDLNs) where they present inhaled antigens to T cells initiating an 
appropriate immune response to a variety of immunogens1,2. To model interactions between the lungs and airborne antigens in mice, antigens can be 
administered intranasally1,3,4, intratracheally5 or as aerosols6. Delivery by each route involves distinct technical skills and limitations that need to be 
considered before designing an experiment. For example, intranasal and aerosolized exposure delivers antigens to both the lungs and the upper respiratory 
tract. Hence antigens can access the nasal associated lymphoid tissue (NALT)7, potentially complicating interpretation of the results. In addition, swallowing, 
sneezing and the breathing rate of the mouse may also lead to inconsistencies in the doses delivered. Although the involvement of the upper respiratory tract may 
be preferred for some studies, it can complicate experiments focusing on events specifically initiated in the lungs. In this setting, the intratracheal (i.t) 
route is preferable as it delivers test materials directly into the lungs and bypasses the NALT. Many i.t injection protocols involve either blind intubation of the 
trachea through the oral cavity or surgical exposure of the trachea to access the lungs. Herein, we describe a simple, consistent, non-surgical method for i.t 
instillation. The opening of the trachea is visualized using a laryngoscope and a bent gavage needle is then inserted directly into the trachea to deliver the 
innoculum. We also describe procedures for harvesting and processing of LDLNs and lungs for analysis of antigen trafficking by flow cytometry.

We illustrate non-surgical delivery of test materials into the lungs of anesthetized mice via the trachea. This method permits lung exposure to bacterial and viral pathogens, cytokines, antibodies, beads, chemicals, or dyes. We further describe harvesting and processing of lungs and lung draining lymph nodes (LDLNs) for flow cytometry.

Não-cirúrgico instilação endotraqueal de camundongos com Análise de Pulmões e Drenagem Linfática Nodes Lung por citometria de fluxo

Phagocytic cells such as alveolar macrophages and lung dendritic cells (LDCs) continuously sample antigens from the alveolar spaces in the 
lungs. LDCs, ...

Culturing Microglia from the Neonatal and Adult Central Nervous System

Microglia are the resident macrophage-like cells of the central nervous system (CNS) and, as such, have critically important roles in physiological and pathological processes such as CNS maturation in development, multiple sclerosis, and spinal cord injury. Microglia can be activated and recruited to action by neuronal injury or stimulation, such as axonal damage seen in MS or ischemic brain trauma resulting from stroke. These immunocompetent members of the CNS are also thought to have roles in synaptic plasticity under non-pathological conditions. We employ protocols for culturing microglia from the neonatal and adult tissues that are aimed to maximize the viable cell numbers while minimizing confounding variables, such as the presence of other CNS cell types and cell culture debris. We utilize large and easily discernable CNS components (e.g. cortex, spinal cord segments), which makes the entire process feasible and reproducible. The use of adult cells is a suitable alternative to the use of neonatal brain microglia, as many pathologies studied mainly affect the postnatal spinal cord. These culture systems are also useful for directly testing the effect of compounds that may either inhibit or promote microglial activation. Since microglial activation can shape the outcomes of disease in the adult CNS, there is a need for in vitro systems in which neonatal and adult microglia can be cultured and studied.

We outline methods for the efficient and quick isolation/culture of viable microglia from the neonatal cerebral cortex and adult spinal cord. The dissection and plating of cortical microglia can be accomplished within 90 minutes, with the subsequent microglial harvest taking place ~ 10 days following the initial dissection.

Microglia cultura do Sistema Nervoso Central Neonatal e Adulto

Microglia are the resident macrophage-like cells of the central nervous system (CNS) and, as such, have critically important roles in physiological and ...

Complete Thymectomy in Adult Rats with Non-invasive Endotracheal Intubation

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and pneumothorax from pleural disruption can result in a significant mortality rate. This protocol is a simple method of rat thymectomy that utilizes a mini-sternotomy and endotracheal intubation. Intubation is accomplished with a non-invasive and easily reproducible method and allows for positive pressure ventilation to prevent pneumothorax and a controlled airway that allows sufficient time for careful thymus dissection to minimize pleural disruption. A 1.5 cm sternal incision decreases contact with mediastinal vessels and pleura, while still providing full visualization of the thymus. Following exposure of the mediastinum, the thymus is removed by blunt dissection under magnification. The pleural space is then sealed by suture closure of the pre-tracheal muscles followed by the application of surgical glue. The thorax is then closed by suture closure of the sternum, followed by suture closure of the skin. All thymectomies were complete as evidenced by immunohistochemical (IHC) staining of mediastinal tissue, and absence of na&#239;ve T-cells by flow cytometry, and the procedure had a 96% survival rate. This method is suitable when complete thymectomy with minimal complications is desired for further immunological studies in athymic adult rats.

Rodent thymectomy is a valuable technique in immunological research. Here, a protocol for complete thymectomy in adult rats using a mini-sternotomy along with non-invasive intubation and positive pressure ventilation to minimize perioperative morbidity and mortality is described.

Timectomia completo em ratos adultos com não-invasiva entubação endotraqueal

Thymectomy in neonatal rodents is an established and reliable procedure for immunological studies. However, in adult rats, complications of hemorrhage and ...

Urinary Tract Infection in a Small Animal Model: Transurethral Catheterization of Male and Female Mice

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, which accurately reflect disease establishment and progression, permit dissection of host-pathogen interactions and generation of immunity to infection. In mice, intravesical instillation of uropathogenic E. coli, the causative agent in more than 85% of community acquired UTI, recapitulates many of the stages of infection observed in humans. Until recently, however, UTI could only be modeled in female animals. This limitation has hindered the study of sex-related differences in UTI, as well as other bladder pathologies, such as cancer. Here, we describe a method to instill male mice that allows direct comparison between female and male animals and provide a detailed protocol to assess bladder tissue by flow cytometry as a means to better understand host responses to infection. Together, these approaches will aid in the identification of host factors that contribute to sex biases observed in UTI and other bladder-associated diseases.

The established model of transurethral catheterization of mice allows the study of bladder pathologies, including urinary tract infection, but can only be performed in females. A new model of male transurethral instillation, presented here, will enable research in an area marked by strong clinical and epidemiological differences between the sexes.

Infecção do trato urinário em um modelo Animal de pequeno porte: transuretral cateterismo de ratos machos e fêmeas

Urinary tract infections (UTI) are extremely common worldwide, incurring significant morbidity and healthcare-associated expenses. Small animal models, ...

Quantifying Vibrio cholerae Colonization and Diarrhea in the Adult Zebrafish Model

Vibrio cholerae is best known as the infectious agent that causes the human disease cholera. Outside the human host, V. cholerae primarily exists in the aquatic environment, where it interacts with a variety of higher aquatic species. Vertebrate fish are known to be an environmental host and are a potential V. cholerae reservoir in nature. Both V. cholerae and the teleost fish species Danio rerio, commonly known as zebrafish, originate from the Indian subcontinent, suggesting a long-standing interaction in aquatic environments. Zebrafish are an ideal model organism for studying many aspects of biology, including infectious diseases. Zebrafish can be easily and rapidly colonized by V. cholerae after exposure in water. Intestinal colonization by V. cholerae leads to the production of diarrhea and the excretion of replicated V. cholerae. These excreted bacteria can then go on to colonize new fish hosts. Here, we demonstrate how to assess V. cholerae-intestinal colonization in zebrafish and how to quantify V. cholerae-induced zebrafish diarrhea. The colonization model should be useful to researchers who are studying whether genes of interest may be important for host colonization and/or for environmental survival. The quantification of zebrafish diarrhea should be useful to researchers studying any intestinal pathogen who are interested in exploring zebrafish as a model system.

Quantifying Vibrio cholerae Colonization and Diarrhea in the Adult Zebrafish Model

Zebrafish are a natural Vibrio cholerae host and can be used to recapitulate and study the entire infectious cycle from colonization to transmission. Here, we demonstrate how to assess V. cholerae colonization levels and quantify diarrhea in zebrafish.

Quantificar a colonização de Vibrio cholerae e diarreia no adulto modelo de Zebrafish

Vibrio cholerae is best known as the infectious agent that causes the human disease cholera. Outside the human host, V. cholerae primarily exists in the ...

Modeling Tuberculosis in Mycobacterium marinum Infected Adult Zebrafish

Mycobacterium tuberculosis is currently the deadliest human pathogen causing 1.7 million deaths and 10.4 million infections every year. Exposure to this bacterium causes a wide disease spectrum in humans ranging from a sterilized infection to an actively progressing deadly disease. The most common form is the latent tuberculosis, which is asymptomatic, but has the potential to reactivate into a fulminant disease. Adult zebrafish and its natural pathogen Mycobacterium marinum have recently proven to be an applicable model to study the wide disease spectrum of tuberculosis. Importantly, spontaneous latency and reactivation as well as adaptive immune responses in the context of mycobacterial infection can be studied in this model. In this article, we describe methods for the experimental infection of adult zebrafish, the collection of internal organs for the extraction of nucleic acids for the measurement of mycobacterial loads and host immune responses by quantitative PCR. The in-house-developed, M. marinum-specific qPCR assay is more sensitive than the traditional plating methods as it also detects DNA from non-dividing, dormant or recently dead mycobacteria. As both DNA and RNA are extracted from the same individual, it is possible to study the relationships between the diseased state, and the host and pathogen gene-expression. The adult zebrafish model for tuberculosis thus presents itself as a highly applicable, non-mammalian in vivo system to study host-pathogen interactions.

Modeling Tuberculosis in Mycobacterium marinum Infected Adult Zebrafish

Here, we present a protocol to model human tuberculosis in an adult zebrafish using its natural pathogen Mycobacterium marinum. Extracted DNA and RNA from the internal organs of infected zebrafish can be used to reveal the total mycobacterial loads in the fish and the host&#39;s immune responses with qPCR.

Modelagem de tuberculose no Zebrafish adulto infectado de Mycobacterium marinum

Mycobacterium tuberculosis is currently the deadliest human pathogen causing 1.7 million deaths and 10.4 million infections every year. Exposure to this ...

A Model of Self-limited Acute Lung Injury by Unilateral Intra-bronchial Acid Instillation

Selective intra-bronchial instillation of hydrochloric acid (HCl) to the murine left mainstem bronchus causes acute tissue injury with histopathologic findings similar to human acute respiratory distress syndrome (ARDS). The resulting alveolar edema, alveolar-capillary barrier damage, and leukocyte infiltration predominantly affect the left lung, preserving the right lung as an uninjured control and allowing animals to survive. This model of self-limited acute lung injury enables investigation of tissue resolution mechanisms, such as macrophage efferocytosis of apoptotic neutrophils and restitution of alveolar-capillary barrier integrity. This model has helped identify important roles for resolution agonists, including specialized pro-resolving mediators (SPMs), providing a foundation for the development of new therapeutic approaches for patients with ARDS.

Selective intra-bronchial acid instillation to the left lung in mice results in unilateral and self-limited acute lung injury that models human acute respiratory distress syndrome (ARDS) induced by gastric acid aspiration.

Um modelo de lesão pulmonar aguda autolimitada por instilação unilateral de ácido intra-brônquico

Selective intra-bronchial instillation of hydrochloric acid (HCl) to the murine left mainstem bronchus causes acute tissue injury with histopathologic ...

Immunofluorescence Staining Using IBA1 and TMEM119 for Microglial Density, Morphology and Peripheral Myeloid Cell Infiltration Analysis in Mouse Brain

This is a protocol for the dual visualization of microglia and infiltrating macrophages in mouse brain tissue. TMEM119 (which labels microglia selectively), when combined with IBA1 (which provides an exceptional visualization of their morphology), allows investigation of changes in density, distribution, and morphology. Quantifying these parameters is important in providing insights into the roles exerted by microglia, the resident macrophages of the brain. Under normal physiological conditions, microglia are regularly distributed in a mosaic-like pattern and present a small soma with ramified processes. Nevertheless, as a response to environmental factors (i.e., trauma, infection, disease, or injury), microglial density, distribution, and morphology are altered in various manners, depending on the insult. Additionally, the described double-staining method allows visualization of infiltrating macrophages in the brain based on their expression of IBA1 and without colocalization with TMEM119. This approach thus allows discrimination between microglia and infiltrating macrophages, which is required to provide functional insights into their distinct involvement in brain homeostasis across various contexts of health and disease. This protocol integrates the latest findings in neuroimmunology that pertain to the identification of selective markers. It also serves as a useful tool for both experienced neuroimmunologists and researchers seeking to integrate neuroimmunology into projects.

This protocol describes a step-by-step workflow for immunofluorescent costaining of IBA1 and TMEM119, in addition to analysis of microglial density, distribution, and morphology, as well as peripheral myeloid cell infiltration in mouse brain tissue.

Imunofluorescência Manchausando IBA1 e TMEM119 para densidade microglial, morfologia e análise periférica de infiltração de células mieloides no cérebro do rato