JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Дисфункция левого желудочка представляет собой последний общий путь для множества сердечных заболеваний. Здесь мы представляем подробный протокол трансторакальной стресс-эхокардиографии с добутамином для комплексной оценки функции левого желудочка у мышей с моделями сердечных заболеваний, а также для фенотипирования сердца.

Аннотация

Дисфункция левого желудочка (ЛЖ) прокладывает окончательный путь для множества сердечных заболеваний. С помощью неинвазивной высокочастотной трансторакальной стресс-эхокардиографии с добутамином у людей стал возможен редукционистский исследовательский подход для выявления тонких изменений в сердечной функции. В данной работе мы предоставляем протокол использования этого метода на мышах, чтобы облегчить расширенный анализ архитектуры и функции ЛЖ в физиологии и патологии, что позволяет наблюдать за изменениями в моделях сердечных заболеваний, скрытых в сердцах без стресса. Это исследование может быть выполнено на одном и том же животном и позволяет проводить как базальные, так и фармакологически стресс-индуцированные измерения. Мы подробно описываем критерии для надлежащей анестезии, анализа ЛЖ на основе визуализации, учета внутри- и межнаблюдательной вариабельности, а также получения положительного инотропного ответа, который может быть достигнут у мышей после внутрибрюшинного введения добутамина в условиях, близких к физиологическим. Чтобы резюмировать характеристики физиологии и болезней человека на моделях мелких животных, мы выделяем критические подводные камни в оценке, например, выраженный эффект Боудича у мышей. Для дальнейшего достижения трансляционных целей мы сравниваем эффекты, вызванные стрессом, у людей и мышей. При использовании в трансляционных исследованиях необходимо обращать внимание на физиологические различия между мышами и человеком. Экспериментальная строгость диктует, что некоторые параметры, оцененные у пациентов, можно использовать только с осторожностью из-за ограничений пространственного и временного разрешения в мышиных моделях.

Введение

Отличительной чертой многих сердечных заболеваний у человека является систолическое и/или диастолическое функциональное нарушение левого желудочка (ЛЖ). Для выявления структурных аномалий, диагностики и лечения систолической сердечной недостаточности, а также оценки диастолической функции у пациентов с симптомами сердечной недостаточности эхокардиография используется в качестве основного метода оценки.

Поскольку симптомы неспецифичны и более трети пациентов с клиническим синдромом сердечной недостаточности могут не страдать от самой сердечной недостаточности, важно найти объективный эхокардиографический коррелят для клинической картины пациента. Кроме того, некоторые симптомы, которые являются оккультными в состоянии покоя или статике, могут возникать в условиях активности или стресса. У пациентов с ишемической болезнью сердца уже незначительные изменения коронарной перфузии могут привести к аномалиям движения регионарной стенки. Тем не менее, эти тонкие изменения не могут быть оценены с помощью обычной эхокардиографии, поскольку изменения сердечного заболевания могут быть скрыты в сердцах без стресса. Для более глубокого понимания кардиологической физиопатологии стресс-эхокардиография обеспечивает динамическую оценку структуры и функции миокарда в условиях физической нагрузки или фармакологического стресса, что позволяет сопоставить симптомыс кардиологическими данными. Также у мелких животных этот метод представляет собой неинвазивное надежное средство in-vivo 3,4,5. Как и у человека, стрессовая реакция миокарда может быть вызвана фармакологическими агентами у мышей и крыс. Добутамин является часто используемым препаратом, и стресс-эхокардиография с добутамином широко применяется у людей 6,7, но только иногда используется на моделях мелких животных для оценки сердечной стрессовой реакции 8,9,10,11. Добутамин представляет собой синтетический катехоламин с преимущественно β1-агонистическим эффектом, приводящим к положительной инотропии и хронотропии сердца. Для достижения правильного перевода с человека на мышь, технологию и концептуальную основу эхокардиографии необходимо учитывать технические ограничения, связанные, например, с маленьким размером и учащенным сердцебиением у мыши. Целевая частота сердечных сокращений человека при стресс-эхокардиографии с добутамином составляет [(возраст 220 лет) x 0,85], что приводит к увеличению средней частоты сердечных сокращений примерно на 150 ± 10% у здоровых добровольцев12,13. Для мышей такая формула отсутствует. Показано, что фракция выброса (ФВ) увеличивается при проведении стресс-эхокардиографии у человека на 5-20%12,14. ФВ у мышей, в зависимости от частоты сердечных сокращений, составляет от 58 ± 11% (< 450 уд/мин) до 71 ± 11% (≥ 450 уд/мин) и изменяется почти на 20% при более высокой частоте сердечныхсокращений. Основным механизмом у мышей по увеличению сердечного выброса является увеличение частоты сердечных сокращений. Частично ответственным за этот механизм является эффект Боудича или феномен лестницы, частотно-зависимый кальций-инотропный сердечный ответ, который более выражен у мышей, чем у людей15,16. Кроме того, (стрессовая) эхокардиография лежит в основе внутри- и межнаблюдательной вариабельности. Поэтому необходима высокостандартизированная процедура17,18.

Здесь мы представляем подробную процедуру стресс-эхокардиографии добутамина для получения стандартизированных изображений для выявления тонких изменений в сердечной функции у мышей в моделях здоровья и болезни. Ключевыми компонентами являются адекватная анестезия, адекватный мониторинг сердечного ритма и возможные подводные камни в стресс-индуцированной визуализации у мышей. Ключевыми параметрами являются оценка систолической и диастолической функции, в том числе с учетом ФВЛЖ. Поскольку мыши устойчивы к сердечной дисфункции, вызванной последующей нагрузкой17, этот протокол может добавить ценную информацию для использования в моделях клапанных пороков сердца.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

протокол

Все методы и процедуры выполнялись в соответствии со всеми соответствующими нормами («Европейская конвенция о защите позвоночных животных, используемых в экспериментальных и других научных целях» (Директива 2010/63/ЕС), а уход за животными осуществлялся в соответствии с институциональными руководящими принципами. Данные от людей были проанализированы в соответствии со всеми институциональными, национальными и международными рекомендациями по благополучию человека и были одобрены Местным комитетом по этике (20-9218-BO). Все эксперименты проводились с самцами C57BL/6JRj в возрасте 12 недель.

1. Подготовка материалов и оборудования

ПРИМЕЧАНИЕ: На рисунке 1 показан пример рабочего места для ультразвукового управления мелкими животными.

  1. Убедитесь, что вы работаете в тихой контролируемой среде с регулируемым светом.
  2. Предварительно нагрейте гель для ультразвука, например, с помощью подогревателя геля. Дайте гелю нагреться до 37 °C. Это может занять некоторое время.
  3. Очистите все инструменты, включая платформу, дезинфицирующей салфеткой.
  4. Включите и предварительно нагрейте платформу до 37 °C.
  5. Включите ультразвуковой аппарат. Введите идентификатор животного и идентификатор протокола, а также другую необходимую информацию. Используйте высокочастотный ультразвуковой преобразователь с центральной частотой передачи 30 МГц для мышей с массой тела около 30 г.
  6. Убедитесь, что вы работаете с активной системой отвода газов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При использовании фильтра с активированным углем для адсорбции изофлурана в выдыхаемом потоке, обязательно проверьте вес и замените фильтр при достижении указанного максимального увеличения веса.
  7. При необходимости заполните вапорайзер достаточным количеством изофлурана.
    ВНИМАНИЕ: Не вдыхайте летучие анестетики.
  8. Приготовьте рабочий раствор добутамина в концентрации 2,5 мкг/мкл либо путем разведения готового к применению раствора для инъекций, либо путем растворения порошка добутамина гидрохлорида в 0,9% физиологическом растворе в соответствии с инструкцией производителя. Раствор стабилен не менее 24 ч при хранении при комнатной температуре.

​figure-protocol-2357
Рисунок 1: Рабочее место для ультразвукового исследования сердца мелких животных. Эргономичная настройка незаменима при стресс-эхокардиографии мелких животных, так как время обследования должно оставаться коротким. Рабочее место состоит из ультразвукового аппарата, наркозной системы для мелких животных с подачей кислорода и активным отводом газа, подогреваемой эхокардиографической платформы со встроенной ЭКГ и возможностями движения с помощью микроманипуляторов в составе интегрированной рельсовой системы, а также блока физиологического мониторинга. Полезными вспомогательными средствами являются подогреватель геля к теплому гелю для ультразвука и тепловая лампа. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

2. Подготовка мыши к визуализации и индукции анестезии

  1. Заполните индукционную камеру 3%-4% v/v изофлурана в газовой смеси, обогащенной кислородом (с концентрацией 1 л/мин 100%O2).
  2. Взвесьте мышь. Аккуратно возьмите мышь за хвост и перенесите ее в индукционную камеру. Убедитесь, что животное усыплено в течение нескольких секунд, внимательно наблюдая за движениями животного.
  3. При необходимости изменить подачу газа к носовому конусу, подключенному к анестезиологической системе (1,0-1,5 об.% изофлурана с 1 л/мин 100 %О2 для поддержания стабильной седации). Извлеките мышь из индукционной камеры и осторожно поместите ее на предварительно нагретую платформу. Убедитесь, что лапы лежат на датчиках ЭКГ, встроенных в платформу.
  4. Чтобы предотвратить высыхание склеры, нанесите мазевой гель на оба глаза.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Измерение напряжений займет много времени.
  5. Нанесите очень небольшое количество электродного крема на датчики ЭКГ. Аккуратно закрепите животное скотчем на всех четырех конечностях. Используйте небольшую часть клейкой ленты, чтобы зафиксировать положение головы животного в носовом конусе. ЭКГ используется для записи частоты сердечных сокращений во время получения изображения. Настройте систему физиологической визуализации для получения стабильного и четкого сигнала ЭКГ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Слишком большое количество электродного крема может привести к ухудшению качества сигнала ЭКГ.
  6. Чтобы защитить животное от стресса во время процедуры, проверьте достаточную глубину седации, поддерживая диапазон частоты сердечных сокращений на уровне 400-450 уд/мин. Частота сердечных сокращений определяется с помощью ЭКГ. Допустимо отклонение в 50 уд/мин в пределах диапазона.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Движения животного могут указывать на слишком узкий уровень седативного эффекта. Анестезия не должна приводить к кардиоугнетению мыши. Седация может быть скорректирована для получения вышеупомянутой целевой частоты сердечных сокращений.
  7. С помощью смазки аккуратно введите ректальный термометр для непрерывного контроля температуры тела. Поддерживайте температуру в физиологическом диапазоне (обычно от 36,5 °C до 37,5 °C в зависимости от штамма мыши и экспериментальной установки). В лаборатории ультразвукового исследования сердца животных без контроля окружающей среды можно рассмотреть возможность использования инфракрасного освещения.
  8. Используйте химический крем для депиляции, чтобы удалить волосы на теле с груди. Используйте чистое влажное бумажное полотенце, чтобы протереть грудь. Обязательно удалите все оставшиеся компоненты крема (рисунок 2А).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Электрическую машинку для стрижки можно использовать и перед депиляцией. Теперь животное подготовлено к визуализации. Поскольку очень важно сократить время визуализации, вся подготовка перед визуализацией должна занимать менее 3 минут.

figure-protocol-6338
Рисунок 2: Положение животного и датчика. (A) Мышь прикреплена к нагреваемой платформе всеми четырьмя конечностями, закрепленными на серебряных электродах ЭКГ. Для измерения температуры тела вставляется ректальный термометр. Рыло аккуратно вводится в носовой конус наркозной системы. (B) Ориентация зонда для парастернального обзора по длинной оси (PSLAX); Смотрите шаг 3.2. (C) ориентация зонда для парастернального обзора короткой оси (PSSAX); Смотрите шаг 3.3. (D) Ориентация зонда для апикального четырехкамерного обзора (4CH); Смотрите шаг 3.4. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

3. Базовая визуализация сердечно-сосудистой системы

ПРИМЕЧАНИЕ: Изображения могут быть получены с использованием двух основных положений преобразователя (парастернальное и апикальное ультразвуковое окно) (Рисунок 2) и, по крайней мере, трех ультразвуковых модальностей (режим B(правильность), режим M(otion) и режим Допплера (цветной допплер и допплер импульсной волны (PW)) (Рисунок 3, Рисунок 4, Рисунок 5). Для ознакомления с основами визуализации обратитесь к ранее опубликованным статьям16,18. Очень важно получить четкие изображения для сравнения с более поздними полученными изображениями напряжений.

  1. Нанесите предварительно подогретый ультразвуковой гель без пузырьков на грудь.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ненагреваемый ультразвуковой гель приведет к быстрой потере температуры тела, что повлияет на частоту сердечных сокращений.
  2. Выполните представление по длинному краю света в парастернале (PSLAX).
    ПРИМЕЧАНИЕ: PSLAX выполняется для визуализации LV в ее длинной оси. С его помощью, например, можно получить размеры корня аорты и проксимального отдела аорты, а также длину ЛЖ.
    1. Повернув голову в сторону от исследователя, наклоните стол примерно на 10-20° влево и на 5-10° вперед, чтобы отодвинуть сердце как можно дальше. Расположите датчик пассинально на одной линии с длинной осью сердца маркером (выемкой), направленным в сторону правого плеча животного (рис. 2B).
    2. Используйте микроманипуляторы для настройки оптимального обзора. Используйте элементы управления на панели управления изображением для оптимизации изображения. Получите по крайней мере одно изображение в 2D B-режиме и одно изображение в M-режиме на уровне среднего желудочка.
    3. Приобретите любые дополнительные изображения, если это необходимо для конкретного вопроса. Получите не менее 100 кадров и не менее 3(-6) полных сердечных циклов.
  3. Выполните парастернальный вид по короткой оси (PSSAX).
    ПРИМЕЧАНИЕ: PSSAX выполняется для визуализации LV по его короткой оси. С этой точки зрения, например, можно рассчитать конечный систолический объем левого желудочка (LVESV), конечный диастолический объем левого желудочка (LVEDV), ударный объем (SV) и сердечный выброс (CO).
    1. Поверните датчик на 90° по часовой стрелке, не изменяя угол наклона (маркер теперь указывает на левое плечо животного) (Рисунок 2C). Получите по крайней мере одно изображение в B-режиме в базальном, среднежелудочковом (уровне папиллярных мышц) и апикальном обзоре.
    2. Чтобы определить самый базальный и самый апикальный вид, прокрутите вдоль длинной оси к наиболее удаленным точкам, где еще виден полный сердечный цикл камеры ЛЖ. Делайте снимки на среднежелудочковом уровне примерно в промежуточном положении на уровне папиллярных мышц.
    3. Получите по крайней мере одно изображение в М-режиме в среднежелудочковой проекции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Некоторые ультразвуковые аппараты предоставляют предустановки для различных видов; Рекомендуется проверить наличие адекватной предустановки перед получением изображений.
  4. Выполнение апикального четырехкамерного (4CH) вида.
    ПРИМЕЧАНИЕ: 4CH важен, потому что его можно в первую очередь использовать для оценки митрального клапана с помощью допплерографии PW.
    1. Наклоните платформу, чтобы животное находилось в модифицированном по Тренделенбургу положении головой вниз. Наклоните преобразователь к голове мыши так, чтобы маркер был направлен к левому боку животного (Рисунок 2D).
    2. Получите по крайней мере одно изображение в режиме B, а также цветное допплеровское и допплеровское изображение митрального и трикуспидального клапанов. В зависимости от экспериментального вопроса, нанесите тканевый допплер в виде 4CH.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Самый простой способ достичь апикального положения 4CH - это наклонить стол с точки зрения PSAX и наклонить датчик. Будьте осторожны, не оказывайте слишком большого давления на грудную клетку, так как это может помешать измерениям, например, диастолической функции.

4. Визуализация стресса с добутамином

ПРИМЕЧАНИЕ: Как только целевая частота сердечных сокращений достигнута, следует получить стандартизированные изображения, если целевая частота сердечных сокращений стабильна. Обычно для этого требуется более одного переключения между PSLAX и PSSAX. Поскольку для переключения между PSLAX и PSSAX требуется всего лишь поворот на 90°, виды можно легко визуализировать.

  1. Проведите стресс-тестирование добутамина на одном и том же животном под одной и той же анестезией для обеспечения сопоставимости. Следите за тем, чтобы начальная частота сердечных сокращений оставалась стабильной в диапазоне 400-450 уд/мин. Запишите показания ЭКГ и сохраните их вместе с полученными изображениями и на них. Убедитесь, что сигнал ЭКГ четкий. В противном случае попытайтесь повторно наложить тейп на все четыре конечности до тех пор, пока не отобразится четкий сигнал ЭКГ.
  2. Снова выполните просмотр PSLAX (изображения в B-режиме и M-режиме). Сохраните изображения в качестве "базового" изображения. Обязательно сохраняйте и учитывайте также начальную частоту сердечных сокращений.
  3. Предварительно наполните шприц и введите 5 мкг/г добутамина внутрибрюшинно с помощью иглы 27 г и шприца объемом 1 мл. Внимательно следите за частотой сердечных сокращений. Записывайте эхокардиографические изображения до тех пор, пока не будет достигнута целевая частота сердечных сокращений, и используйте увеличение частоты сердечных сокращений для последующего анализа. Устойчивое значительное увеличение частоты сердечных сокращений, вызванное добутамином, достигается после увеличения на 15-30% примерно через 1 мин, в зависимости от дозы добутамина.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Всегда используйте одноразовые стерильные иглы для инъекций для каждого животного, чтобы предотвратить инфекции. Чувствительность к добутамину и (суб)максимальная нагрузка могут варьироваться в зависимости от штамма мыши и могут зависеть от экспериментальной установки и должны быть определены в предварительных экспериментах. Рекомендуется корректировать дозу добутамина в соответствии с экспериментальной установкой.
    ВНИМАНИЕ: Следуйте рекомендациям учреждения по использованию острых и потенциально инфекционных предметов. Всегда выбрасывайте иглу в одобренный контейнер для медицинских отходов!
  4. Как только целевая частота сердечных сокращений будет достигнута и останется стабильной в течение примерно 30 с, получите изображения PSLAX в B-режиме и M-режиме, как описано в шаге 3.
  5. Снова поверните преобразователь по часовой стрелке, чтобы получить изображение PSSAX, как описано в шаге 3. Здесь получите B-режимные изображения базального, среднежелудочкового (уровень папиллярных мышц) и апикального уровня, а также M-модные изображения среднежелудочкового (уровень папиллярных мышц). Будьте уверены, что целевой пульс остается стабильным. В противном случае вернитесь в положение PSLAX и начните визуализацию заново.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку частота сердечных сокращений снижается без непрерывной инфузии добутамина12 (не рассматривается в этой статье), изображения должны быть получены в течение двух минут. Изображения PSLAX и PSSAX необходимы для большинства соответствующих измерений, вызванных напряжением (см. раздел «Репрезентативные результаты»).
  6. Теперь снова выполните апикальный вид 4CH (как описано в шаге 3.4.). С помощью допплера PW измерьте интересующие вас схемы потока (как описано в шаге 3.4.2.). В ненапряженных условиях с помощью допплера PW измеряются две характеристические волны, одна из которых представляет пассивное наполнение желудочка (волна E), а другая — активное наполнение после сокращения предсердий (волна A(trial)). С увеличением частоты сердечных сокращений эти волны имеют тенденцию сливаться и могут не поддаваться четкому измерению при стрессе, вызванном добутамином.

5. Заключительные шаги

  1. Примерно через 5 минут, когда частота сердечных сокращений снова начнет снижаться, убедитесь, что все виды сняты.
  2. Аккуратно удалите гель для ультразвука с груди с помощью чистого влажного бумажного полотенца. Аккуратно снимите фиксацию ленты. Особое внимание уделите ленте, фиксирующей голову животного, чтобы избежать выдергивания усов.
  3. Выключите анестезию. Если вы используете активный выхлоп газа, обязательно продолжайте откачивать газ. Поместите животное на бумажное полотенце в отдельную отапливаемую клетку в период пробуждения. Внимательно наблюдайте за животным. Его нельзя оставлять без присмотра до тех пор, пока он не придет в сознание, достаточное для поддержания лежачего положения на грудине. Когда животное проснутся и полностью придет в себя, пересадите его в клетку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за неокончательного характера этой методики, животное может оставаться в рамках эксперимента в соответствии со всеми соответствующими правилами.

6. Оценка в автономном режиме

  1. Передайте данные изображения в программное обеспечение для автономного анализа на рабочей станции для выполнения детальной оценки сердечной функции. Обратите особое внимание на разницу между ненапряженной и напряженной функцией сердца. Частота сердечных сокращений всегда должна быть записана и представлена.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку анализ программного обеспечения различается в зависимости от программного обеспечения, он не рассматривается в данном протоколе. Пожалуйста, обратитесь к инструкциям производителя.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Результаты

Физиологическое ненапряженное эхокардиографическое изображение, полученное при PSLAX, показано на рисунке 3. При диастоле стенки желудочков выглядят равномерно (рисунок 3А) и утолщаются до определенной степени (

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Обсуждение

Стресс-индуцированная оценка сердечной функции широко используется у людей в клинических условиях с использованием нагрузочного тестирования или фармакологического нагрузочного тестирования 6,7. Поскольку эхокардиография мышей сра?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы отмечают следующие источники финансирования: Немецкое научно-исследовательское общество (младший ученый-клиницист UMEA Штефан Сеттельмайер; RA 969/12-1, Тиенуш Рассаф; HE 6317/2-1, Ulrike Hendgen-Cotta), Else-Kroener-Fresenius-Stiftung (2014_A216, Tienush Rassaf).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Activated Charcoal FilterUNO BV180000140http://www.unobv.com/Rest%20Gas%20Filters.html
Aquasonic 100 Ultrasound Transmission GelParker Laboratories001-02https://www.parkerlabs.com/aquasonic-100.asp
Chemical Hair removal lotionGeneral Supply-
Cotton SwapsGeneral Supply-
ddH2OGeneral Supply-
DobutamineCarinopharm71685.00.00https://www.carinopharm.de/stammsortiment/#103
Flowmeter for laboratory animal anesthesiaUNO BVSF3http://www.unobv.com/Flowmeters.html
Gas Exhaust UnitUNO BV-http://www.unobv.com/Gas%20Exhaust%20Unit.html
Heating LampPhilips-
Induction BoxUNO BV-http://www.unobv.com/Induction%20box.html
Medical Sharps ContainerBD305626https://legacy.bd.com/europe/safety/de/products/sharps/
MX400 ultrasound transducer (20-46 Mhz)VisualSonicsMX400https://www.visualsonics.com/product/transducers/mx-series-transducers
Octenisept disinfectantSchuelke173711https://www.schuelke.com/de-de/produkte/octenisept.php
Omnican F syringe with needle 1mlB. Braun9161502Shttps://www.bbraun.de/de/products/b60/omnican-f.html
Paper TowelsGeneral Supply-
Signacreme Electrode CreamParker Laboratories017-05https://www.parkerlabs.com/Signacreme.asp
Standard Gauze PadsBeeSana Meditrade4852728https://www.meditrade.de/de/wundversorgung/verbandstoffe/beesana-mullkompresse/
Thermasonic Gel WarmerParker Laboratories82-03-20 CEhttps://www.parkerlabs.com/thermasonic_apta_sbp.asp
Transpore Tape3M1527NP-0https://www.3mdeutschland.de/3M/de_DE/unternehmen-de/produkte/~/3M-Transpore-Fixierpflaster/
Vaporizer Sigma DeltaUNO BV-http://www.unobv.com/Vaporizers.html
Vevo 3100 high-frequency preclinical ultrasound imaging systemVisualSonicsVevo3100https://www.visualsonics.com/product/imaging-systems/vevo-3100 * required software package: Cardiovascular package; B-mode, M-mode, pulsed-wave doppler mode
Vevo Imaging Station with integrated rail system, heated platform and physiological monitoring unitVisualSonics-https://www.visualsonics.com/product/accessories/imaging-stations
VevoLab Analysis SoftwareVisualSonicsVers. 3.2.5https://www.visualsonics.com/product/software/vevo-lab *required software package: Vevo Strain, LV analysis

Ссылки

  1. Oh, J. Echocardiography in heart failure: Beyond diagnosis. European Journal of Echocardiography. 8 (1), 4-14 (2007).
  2. Lancellotti, P., et al. The clinical use of stress echocardiography in non-ischaemic heart disease: Recommendations from the european association of cardiovascular imaging and the american society of echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (2), 101-138 (2017).
  3. Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Bras, L. E., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).
  4. Zacchigna, S., et al. Toward standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC Working Group on myocardial function. Cardiovascular Research. , 110(2020).
  5. Hendgen-Cotta, U. B., et al. A novel physiological role for cardiac myoglobin in lipid metabolism. Scientific Reports. 7, 43219(2017).
  6. Al-Lamee, R. K., et al. Dobutamine stress echocardiography ischemia as a predictor of the placebo-controlled efficacy of percutaneous coronary intervention in stable coronary artery disease: The stress echocardiography-stratified analysis of ORBITA. Circulation. 140 (24), 1971-1980 (2019).
  7. Cadeddu Dessalvi, C., Deidda, M., Farci, S., Longu, G., Mercuro, G. Early ischemia identification employing 2D speckle tracking selective layers analysis during dobutamine stress echocardiography. Echocardiography. 36 (12), 2202-2208 (2019).
  8. Li, Z., et al. Reduced myocardial reserve in young x-linked muscular dystrophy mice diagnosed by two-dimensional strain analysis combined with stress echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (8), 815-827 (2017).
  9. Puhl, S. L., Weeks, K. L., Ranieri, A., Avkiran, M. Assessing structural and functional responses of murine hearts to acute and sustained beta-adrenergic stimulation in vivo. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 79, 60-71 (2016).
  10. Ferferieva, V., et al. Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements. European Heart Journal Cardiovascular Imaging. 14 (8), 765-773 (2013).
  11. Wiesmann, F., et al. Dobutamine-stress magnetic resonance microimaging in mice : acute changes of cardiac geometry and function in normal and failing murine hearts. Circulation Research. 88 (6), 563-569 (2001).
  12. Pellikka, P. A., et al. Guidelines for performance, interpretation, and application of stress echocardiography in ischemic heart disease: From the American Society of Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 33 (1), 1-41 (2020).
  13. Ahonen, J., et al. Pharmacokinetic-pharmacodynamic relationship of dobutamine and heart rate, stroke volume and cardiac output in healthy volunteers. Clinical Drug Investigation. 28 (2), 121-127 (2008).
  14. Nath Das, R. Determinants of cardiac ejection fraction for the patients with dobutamine stress echocardiography. Epidemiology. 07 (03), (2017).
  15. Balcazar, D., et al. SERCA is critical to control the Bowditch effect in the heart. Scientific Reports. 8 (1), 12447(2018).
  16. Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. Cardiac catheterization in mice to measure the pressure volume relationship: Investigating the Bowditch Effect. Journal of Visualized Experiments. (100), e52618(2015).
  17. Casaclang-Verzosa, G., Enriquez-Sarano, M., Villaraga, H. R., Miller, J. D. Echocardiographic approaches and protocols for comprehensive phenotypic characterization of valvular heart disease in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54110(2017).
  18. Respress, J. L., Wehrens, X. H. Transthoracic echocardiography in mice. Journal of Visualized Experiments. (39), e1738(2010).
  19. Rea, D., et al. Strain analysis in the assessment of a mouse model of cardiotoxicity due to chemotherapy: Sample for preclinical research. In Vivo. 30 (3), 279-290 (2016).
  20. Beyhoff, N., et al. Application of speckle-tracking echocardiography in an experimental model of isolated subendocardial damage. Journal of the American Society of Echocardiography. 30 (12), 1239-1250 (2017).
  21. Pappritz, K., et al. Speckle-tracking echocardiography combined with imaging mass spectrometry assesses region-dependent alterations. Scientific Reports. 10 (1), 3629(2020).
  22. Krahwinkel, W., et al. Dobutamine stress echocardiography. European Heart Journal. 18, suppl_D 9-15 (1997).
  23. Michel, L., et al. Real-time pressure-volume analysis of acute myocardial infarction in mice. Journal of Visualized Experiments. (137), e57621(2018).
  24. Baumgartner, H., et al. ESC/EACTS Guidelines for the management of valvular heart disease. European Heart Journal. 38 (36), 2739-2791 (2017).
  25. Knuuti, J., et al. 2019 ESC Guidelines for the diagnosis and management of chronic coronary syndromes. European Heart Journal. 41 (3), 407-477 (2020).
  26. Schoensiegel, F., et al. High throughput echocardiography in conscious mice: Training and primary screens. European Journal of Ultrasound. 32, Suppl 1 124-129 (2011).
  27. Gao, S., Ho, D., Vatner, D. E., Vatner, S. F. Echocardiography in Mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1, 71-83 (2011).
  28. Scherrer-Crosbie, M., Thibault, H. B. Echocardiography in translational research: of mice and men. Journal of the American Society of Echocardiography. 21 (10), 1083-1092 (2008).
  29. Tanaka, N., et al. Transthoracic echocardiography in models of cardiac disease in the mouse. Circulation. 94 (5), 1109-1117 (1996).
  30. Roth, D. M., et al. Cardiac-directed adenylyl cyclase expression improves heart function in murine cardiomyopathy. Circulation. 99 (24), 3099-3102 (1999).
  31. Castle, P. E., et al. Anatomical location, sex, and age influence murine arterial circumferential cyclic strain before and during dobutamine infusion. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 49 (1), 69-80 (2019).
  32. Ren, S., et al. Implantation of an isoproterenol mini-pump to induce heart failure in mice. Journal of Visualized Experiments. (152), e59646(2019).
  33. Carillion, A., Biais, M., Riou, B., Amour, J. Comparison of Dobutamine with Isoproterenol in echocardiographic evaluation of cardiac β-adrenergic response in rats: 4AP8-9. European Journal of Anaesthesiology. 29, (2012).
  34. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal Cardiovascular Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  35. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 812-838 (2018).
  36. Pieske, B., et al. How to diagnose heart failure with preserved ejection fraction: the HFA-PEFF diagnostic algorithm: a consensus recommendation from the Heart Failure Association (HFA) of the European Society of Cardiology (ESC). European Heart Journal. 40 (40), 3297-3317 (2019).
  37. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  38. Rammos, C., et al. Impact of dietary nitrate on age-related diastolic dysfunction. European Journal of Heart Failure. 18 (6), 599-610 (2016).
  39. Koshizuka, R., et al. Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model. Journal of the American Society of Echocardiography. 26 (3), 316-323 (2013).
  40. Bunting, K. V., et al. A practical guide to assess the reproducibility of echocardiographic measurements. Journal of the American Society of Echocardiography. 32 (12), 1505-1515 (2019).
  41. Grune, J., et al. Accurate assessment of LV function using the first automated 2D-border detection algorithm for small animals - evaluation and application to models of LV dysfunction. Cardiovascular Ultrasound. 17 (1), 7(2019).
  42. Lau, E. M. T., et al. Dobutamine stress echocardiography for the assessment of pressure-flow relationships of the pulmonary circulation. Chest. 146 (4), 959-966 (2014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены