АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Настоящий протокол содержит подробное описание эффективного выделения внеклеточных пузырьков мочи с использованием функционализированных магнитных шариков. Кроме того, он включает в себя последующие анализы, включая вестерн-блоттинг, протеомику и фосфопротеомику.

Аннотация

Внеклеточные везикулы (ВВ) из биожидкостей в последнее время привлекли значительное внимание в области жидкостной биопсии. Высвобождаемые почти каждым типом клеток, они обеспечивают моментальный снимок клеток-хозяев в режиме реального времени и содержат множество молекулярной информации, включая белки, в частности, с посттрансляционными модификациями (PTM), такими как фосфорилирование, как основной игрок клеточных функций, а также возникновения и прогрессирования заболевания. Тем не менее, изоляция электромобилей от биожидкостей остается сложной задачей из-за низкого выхода и примесей от существующих методов изоляции электромобилей, что затрудняет последующий анализ грузов электромобилей, таких как фосфопротеины электромобилей. В этой статье мы опишем быстрый и эффективный метод выделения ВВ, основанный на функционализированных магнитных шариках для выделения ВВ из биожидкостей, таких как моча человека, а также анализ последующей протеомики и фосфопротеомики после выделения ВВ. Протокол обеспечил высокую рекуперацию ВВ в моче и чувствительные профили протеома и фосфопротеома ВВ. Кроме того, здесь рассматриваются универсальность этого протокола и соответствующие технические соображения.

Введение

Внеклеточные везикулы (ВВ) представляют собой мембранные наночастицы, секретируемые всеми типами клеток и присутствующие в биожидкостях, таких как кровь, моча, слюна и т. д.1,2,3,4. ВВ несут груз разнообразных биологически активных молекул, которые отражают физиологическое и патологическое состояние клеток-хозяев и, следовательно, функционируют как решающие факторы в прогрессировании заболевания 4,5,6. Более того, обширные исследования установили, что маркеры заболевания, основанные на ВВ, могут быть идентифицированы до появления симптомов или физиологического обнаружения опухолей 5,6,7.

Фосфорилирование действует как ключевой механизм клеточной сигнализации и регуляции. Таким образом, фосфопротеины являются ценным источником для обнаружения биомаркеров, поскольку аберрантные события фосфорилирования связаны с нарушением регуляции клеточных сигнальных путей и развитием метастатических заболеваний, таких как рак 8,9,10. Несмотря на то, что профилирование динамики фосфорилирования позволяет идентифицировать специфичные для заболевания сигнатуры фосфопротеинов в качестве потенциальных биомаркеров, низкая распространенность и динамический характер фосфопротеинов создают серьезные проблемы при разработке фосфопротеинов в качестве биомаркеров11,12. Примечательно, что малораспространенные фосфопротеины, инкапсулированные в ВВ, защищены от внешнего ферментативного расщепления во внеклеточной среде8. Следовательно, ВВ и фосфопротеины, полученные из ВВ, являются идеальным источником для обнаружения биомаркеров при выявлении рака и других заболеваний на ранних стадиях.

Несмотря на то, что анализ фосфорилирования белков в ВВ является ценным ресурсом для понимания сигнализации рака и диагностики заболевания на ранних стадиях, отсутствие эффективных методов выделения ВВ представляет собой серьезное препятствие. Изоляция EV обычно достигается с помощью дифференциального ультрацентрифугирования (DUC)13. Однако этот метод занимает много времени и не подходит для клинических исследований из-за низкой пропускной способности и плохой воспроизводимости13,14. Альтернативные подходы к выделению ВВ, такие как полимер-индуцированное осаждение15, ограничены низкой специфичностью из-за совместного осаждения белков, не относящихся к ВВ. Подходы, основанные на аффинити, включая аффинный захват на основе антител16 и аффинную фильтрацию17, обеспечивают повышенную специфичность, но ограничены относительно низкой скоростью восстановления из-за малого объема.

Для решения проблем, связанных с изучением динамики фосфопротеинов в ВВ, наша группа разработала метод полного восстановления и очистки внеклеточных везикул (EVtrap), основанный на химическом сродстве для захвата ВВ на функционализированных магнитных шариках18. Предыдущие результаты показали, что этот метод изоляции ВВ на основе магнитных шариков очень эффективен при выделении ВВ из широкого спектра образцов биожидкости и способен достичь гораздо более высокого выхода ВВ при минимизации загрязнения по сравнению с DUC и другими существующими методами изоляции18,19. Мы успешно использовали EVtrap и метод обогащения фосфопептидами на основе титана, разработанный нашей группой20, для профилирования фосфопротеома ВВ, полученных из различных биожидкостей, и для обнаружения потенциальных фосфопротеиновых биомаркеров для различных заболеваний 19,21,22.

Здесь мы представляем протокол на основе EVtrap для изоляции циркулирующих электромобилей. Протокол фокусируется на ВВ мочевыводящих путей. Мы также демонстрируем характеристику изолированных ВВ с помощью вестерн-блоттинга. Затем мы подробно описываем подготовку образцов и сбор данных с помощью масс-спектрометрии (МС) как для протеомики, так и для фосфопротеомного анализа. Этот протокол обеспечивает эффективный и воспроизводимый рабочий процесс для профилирования протеома и фосфопротеома ВВ мочи, что будет способствовать дальнейшим исследованиям ВВ и их клиническому применению23.

протокол

Все образцы мочи были взяты у здоровых людей после получения информированного согласия. Эксперименты соответствовали всем этическим стандартам, касающимся образцов на людях, и соответствовали руководящим принципам Программы защиты исследований на людях Университета Пердью.

1. Отбор проб

  1. Центрифуга 12 мл образца мочи в конической центрифужной пробирке объемом 15 мл в течение 10 мин при 2 500 x g, 4 °C для удаления клеточного мусора и крупных апоптотических тел.
  2. Перелейте 10 мл надосадочной жидкости в новую пробирку объемом 15 мл и приступайте к изоляции ВВ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Здесь протокол можно приостановить, а образцы можно хранить при температуре -80 °C и размораживать при 37 °C после использования.

2. Изоляция EV с использованием подхода EVtrap

  1. Добавьте в образец 0,5 мл загрузочного буфера (соотношение 1:10 по объему) и 100 мкл суспензии EVtrap (соотношение 1:50 по объему) в соответствии с инструкциями производителя.
  2. Инкубируют образец путем сквозного вращения в течение 30 мин при комнатной температуре.
  3. Гранулируйте образец, поместив коническую пробирку объемом 15 мл на штатив магнитного сепаратора. Удалите надосадочную жидкость.
  4. Повторно суспендируйте гранулы в 1 мл промывочного буфера и перенесите суспензию в микроцентрифужную пробирку объемом 1,5 мл. Осторожно пипеткой, чтобы снова взвесить шарики, связанные с EV.
  5. Поместите пробирку на штатив магнитного сепаратора для микроцентрифуг объемом 1,5 мл и аспирируйте надосадочную жидкость. Используйте пипетку P200 для полного аспирации надосадочной жидкости и избегайте аспирации шариков.
  6. Промойте бусины 1 мл буфера для стирки. Добавьте буфер сразу после аспирации надосадочной жидкости, чтобы предотвратить высыхание шариков.
  7. Промойте шарики 2 раза 1 мл фосфатно-солевого буфера (PBS) при комнатной температуре.
  8. Инкубируют гранулы со 100 мкл свежеприготовленного 100 мМ триэтиламина в течение 10 мин при комнатной температуре и собирают элюированный раствор, содержащий ЭВ, с помощью штатива магнитного сепаратора для микроцентрифуг объемом 1,5 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для приготовления 1 мл 100 мМ триэтиламина разведите 14 мкл раствора триэтиламина в воде.
  9. Повторите шаг 2.8 и смешайте элюированные растворы. Высушите элюат с помощью вакуумной центрифуги-концентратора при температуре 4 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эксперимент можно приостановить здесь. Высушенные образцы EV можно хранить при температуре -80 °C в течение нескольких месяцев без неблагоприятного влияния на последующие этапы или результаты.

3. Характеристика ВВ методом вестерн-блоттинга

  1. Ресуспендировать 5% высушенного образца EV (эквивалентно 0,5 мл образца мочи) в 20 мкл 1x буфера образца додецилсульфата лития (LDS) с 10 мМ дитиотрейтолом (DTT).
    ПРИМЕЧАНИЕ: ВВ из 0,5 мл мочи достаточно для обнаружения сигнала CD9 (маркер EV24) при вестерн-блоттинге.
  2. Прокипятите образец в течение 5 мин при температуре 95 °C. Нагружают образец на полиакриламидный гель и проводят электрофорез и иммуноблоттинг по стандартным протоколам25.
  3. После переноса белков на мембрану из поливинилиденфторида с низкой флуоресценцией (ПВДФ) блокируют мембрану 1%-ным бычьим сывороточным альбумином (БСА) в трис-буферном физиологическом твин-20 (TBST) в течение 1 ч при комнатной температуре. Для приготовления 1 л буфера TBST добавляют 19 мМ Tris base, 137 мМ NaCl и 1 мл Tween-20; отрегулируйте рН до 7,4 с помощью HCl.
  4. Инкубируют мембрану с антителами кролика к CD9 в соотношении 1:5 000 в 1% БСА в ТБСТ при 4 °C в течение ночи или в течение 2 ч при комнатной температуре.
  5. Промойте мембрану 3 раза по 5 минут каждый с TBST. Инкубируют мембрану с антикроличьими IgG, HRP-связанными вторичными антителами в соотношении 1:5000 в 1% БСА в ТБСТ в течение 1 ч при комнатной температуре.
  6. Промойте мембрану 3 раза по 5 минут каждый с TBST. Добавьте коммерчески полученные подложки с улучшенной хемилюминесценцией (ECL) (соотношение 1:1) на мембрану и детектируйте сигналы на хемилюминесцентной системе визуализации.

4. Пробоподготовка для протеомного и фосфопротеомного анализа

  1. Приготовьте свежий лизисный буфер, содержащий 12 мМ дезоксихолата натрия (SDC), 12 мМ лауроилсаркозината натрия (SLS), 100 мМ бикарбонатного буфера триэтиламмония (TEAB), 10 мМ трис-(2-карбоксиэтил)фосфина (TCEP), 40 мМ хлорацетамида (CAA) и 1x коктейли ингибитора фосфатазы.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Исходные решения перечислены в описании таблицы материалов. Лизисный буфер готовят путем добавления исходных растворов для достижения желаемых концентраций в зависимости от требуемого объема.
  2. Высушенный образец EV растворяют в 100 мкл лизисного буфера и нагревают образец в течение 10 мин при 95 °C при встряхивании при 1 100 об/мин.
  3. После охлаждения образца до комнатной температуры разбавьте его в пять раз, добавив 400 мкл 50 мМ TEAB.
  4. Измерьте концентрацию белка с помощью набора для анализа BCA в соответствии с инструкциями производителя. Используйте буфер для лизиса, разбавленный в пять раз 50 мМ TEAB в качестве заготовки.
  5. Добавьте смесь трипсина/Lys-C в соотношении фермент/белок 1:50 и инкубируйте образец при 37 °C в течение ночи при встряхивании при 1100 об/мин.
  6. Добавьте 50 мкл 10% трифторуксусной кислоты (ТЖК) для подкисления образца.
  7. Добавьте к образцам 600 мкл этилацетата и перемешайте смесь в течение 2 мин.
  8. Центрифугируют образец в течение 3 мин при 20 000 x g и удаляют верхний слой (органический слой). Не нарушайте интерфейс во время аспирации.
  9. Повторите шаги 4.7-4.8. Высушите водную фазу с помощью вакуумной центрифуги-концентратора.
  10. Ресуспендируйте высушенный образец в 200 мкл 0,1% ТЖК для подкисления пептидов и обессолийте образец с помощью насадки для обессоливания C18 в соответствии с инструкциями производителя. Кондиционируйте наконечник 200 мкл 0,1% ТЖК в 80% ацетонитриле, а затем 2 раза 200 мкл 0,1% ТФК. Загрузите образец подкисленного пептида в наконечник, а затем промойте наконечник 3 раза 200 мкл 0,1% TFA. Элюируют пептиды с помощью 200 мкл 0,1% ТЖК в 80% ацетонитриле.
  11. Высушите элюат с помощью вакуумной центрифуги-концентратора. Высушите 2% образца пептида (эквивалентно 0,2 мл образца мочи) отдельно для анализа протеомики. Остальную часть (98%) образца используют для фосфопротеомного анализа.
  12. Обогащают фосфопептиды из образца с помощью набора для обогащения фосфопептидами в соответствии с инструкцией производителя. Выполните действия, описанные ниже для обогащения.
    1. Суспендант высушенного образца в 200 мкл загрузочного буфера. Добавьте 50 мкл гранул к образцу и энергично встряхивайте в течение 20 минут при комнатной температуре. Загрузите образец с шариками на фритированный наконечник и центрифугируйте в течение 1 мин при 100 x g.
    2. Промойте наконечник 200 мкл загрузочного буфера, затем промывочного буфера 1, затем промывочного буфера 2. Выполните все три этапа стирки, центрифугируя один раз в течение 2 минут при 20 x g и один раз в течение 1 минуты при 100 x g.
    3. Поместите наконечник с бусинами в новую пробирку, чтобы собрать элюированные фосфопептиды. Добавьте 50 мкл элюирующего буфера к наконечнику и центрифугируйте один раз в течение 2 минут при 20 x g. Добавьте еще 50 мкл элюирующего буфера к наконечнику и центрифугируйте один раз в течение 2 минут при 20 x g. Центрифугируйте в последний раз в течение 1 мин при 100 x g.
  13. Высушите элюированные фосфопептиды с помощью вакуумного центрифужного концентратора.

5. Анализ ЖХ-МС/МС

ПРИМЕЧАНИЕ: Можно использовать различные системы/настройки LC-MS/MS и методы сбора данных, такие как сбор данных (DDA).

  1. Высушенные образцы протеома/фосфопротеома повторно суспендировать в 0,1% муравьиной кислоте (растворитель А) и загрузить образцы в соответствии с инструкциями производителя.
  2. Вводят образцы в захваченную ионную подвижность с помощью системы жидкостной хроматографии (ЖХ) и используют предустановленный стандартизированный метод Whisper 40 образцов в день. Пептиды разделяют на колонке C18 диаметром 15 см (внутренний диаметр 75 мкм, размер частиц 1,9 мкм), как указано в таблице материалов.
  3. Для протеомного анализа данные собирают с помощью метода параллельного накопления-последовательной фрагментации в сочетании с методом сбора данных, не зависящим от данных (dia-PASEF) с диапазоном масс на рампу от 300 до 1200 м/з и от 0,6 до 1,50 1/K0 с временем цикла 1,38 с.
  4. Для анализа фосфопротеомики данные собирают методом dia-PASEF с диапазоном масс на рампу от 400 до 1550 м/з и 0,6-1,50 1/K0 с временем цикла 1,38 с.
  5. Загружайте необработанные файлы в программное обеспечение для протеомики и выполняйте извлечение, идентификацию и количественное определение сигналов с помощью независимого от библиотеки рабочего процесса сбора данных.
    1. Для настройки поиска используйте базу данных Homo sapiens , специфические типы пищеварения с ферментами трипсин/Р, 7 минимальную длину пептида, 52 максимальную длину пептида, два пропущенных расщепления, карбамидометил в цистеине в качестве фиксированной модификации, N-член ацетильного белка, окисление в метионине и фосфорилирование в серине, треонине и тирозине (для анализа фосфопротеомики) в качестве вариабельных модификаций и 5 в качестве максимальных вариабельных модификаций. Установите FDR в группе PSM, пептидов и белков на 0,01.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе использовалось программное обеспечение Spectronaut. Также широко используется другое программное обеспечение для поиска данных DIA, такое как DIA-NN и PEAKS. Если данные были получены в режиме DDA, применимо такое программное обеспечение, как MaxQuant и Proteome Discoverer.

Результаты

Этот протокол демонстрирует комплексный рабочий процесс от изоляции ВВ до последующего анализа протеомики и фосфопротеомики (рис. 1). Тройные образцы мочи подвергали выделению ВВ. Изолированные ВВ были охарактеризованы вестерн-блоттингом и впоследствии обработаны для...

Обсуждение

Эффективная изоляция ВВ является необходимой предпосылкой для обнаружения малораспространенных белков и фосфопротеинов в ВВ. Несмотря на разработку многочисленных методов для удовлетворения этой потребности, большинство из них по-прежнему страдают от ограничений, таких как плохое ?...

Раскрытие информации

Авторы заявляют о конкурирующем финансовом интересе. Антон Илюк (Anton Iliuk) и В. Энди Тао (W. Andy Tao) являются соучредителями компании Tymora Analytical Operations, которая разработала гранулы EVtrap и коммерциализировала набор для обогащения фосфопептидов PolyMAC.

Благодарности

Эта работа была частично профинансирована грантами NIH 3RF1AG064250 и R44CA239845.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
1.5 mL microcentrifuge tubeLife Science ProductsM-1700C-LB
1.5 mL tube magnetic separator rackSergi Lab Supplies1005
15 mL conical centrifuge tubeCorning 352097
15 mL tube magnetic separator rackSergi Lab Supplies1002
Anti-rabbit IgG, HRP-linked AntibodyCell Signaling Technology7074P2
Benchtop incubated shakerBioerDIS-87999-3367802Bioer Thermocell Mixing Block MB-101
CD9 (D3H4P) Rabbit mAbCell Signaling Technology13403S
ChloroacetamideSigma -AldrichC0267-100GUsed for alkylation of reduced sulfide groups. Freshly prepare 400 mM in water as stock solution.
Ethyl acetate Fisher Scientific E145-4Precipitates detergents
Evosep One EvosepLiquid chromatography system
EvotipsEvosepEV2013Sample loading for Evosep One system 
EVtrapTymora AnalyticalFunctionalized magnetic beads, loading buffer, and washing buffer 
Immobilon-FL PVDF MembraneSigma -AldrichIPFL00010Blotting membrane 
NuPAGE 4-12% Bis-Tris GelInvitrogenNP0322BOXInvitrogen NuPAGE 4 to 12%, Bis-Tris, 1.0 mm, Mini Protein Gel, 12-well
NuPAGE LDS Sample Buffer (4X)InvitrogenNP0007
PBSThermoFisher10010023
Pepsep C18 15 x 75 x 1.9Bruker 1893473Separation column 
Phosphatase Inhibitor Cocktail 2Sigma -AldrichP5726-5ML100X, Phosphotase inhibitor.
Phosphatase Inhibitor Cocktail 3Sigma -AldrichP0044-1ML100X,  Phosphotase inhibitor. 
Pierce BCA Protein Assay KitThermoFisher23225
Pierce ECL Western Blotting SubstrateThermoFisher32106HRP substrate 
PolyMAC phosphopeptide enrichment kitTymora AnalyticalPolymer-based metal ion affinity capture (PolyMAC) for phosphopeptide enrichment
Sodium deoxycholate Sigma -AldrichD6750-10GDetergent for lysis buffer. Prepare 120 mM in water as stock solution.
Sodium lauroyl sarcosinate Sigma -AldrichL9150-50GDetergent for lysis buffer. Prepare 120 mM in water as stock solution.
timsTOF HTBrukerTrapped ion-mobility time-of-flight mass spectrometry
TopTip C-18 (10-200 μL) tips GlygenTT2C18.96Desalting method
TriethylamineSigma -Aldrich471283-100MLFor EV elution. 
Triethylammonium bicabonate bufferSigma -AldrichT7408-100ML1 M
Trifluoroacetic acidSigma -Aldrich302031-100ML
Tris-(2-carboxyethyl)phosphine hydrochlorideSigma -AldrichC4706Used for reducion of disulfide bonds. Prepare 200 mM in water as stock solution. Aliquot the stock solution into small volume and store it in at-20°C (avoid multiple freeze-thaw cycles).
Trypsin/Lys-C MIXThermoFisherPIA41007

Ссылки

  1. Abels, E. R., Breakefield, X. O. Introduction to extracellular vesicles: Biogenesis, RNA cargo selection, content, release, and uptake. Cell Mol Neurobiol. 36 (3), 301-312 (2016).
  2. Maacha, S., et al. Extracellular vesicles-mediated intercellular communication: roles in the tumor microenvironment and anti-cancer drug resistance. Mol Cancer. 18 (1), 55 (2019).
  3. van Niel, G., D’Angelo, G., Raposo, G. Shedding light on the cell biology of extracellular vesicles. Nat Rev Mol Cell Biol. 19 (4), 213-228 (2018).
  4. Becker, A., et al. extracellular vesicles in cancer: cell-to-cell mediators of metastasis. Cancer Cell. 30 (6), 836-848 (2016).
  5. Bebelman, M. P., Smit, M. J., Pegtel, D. M., Baglio, S. R. Biogenesis and function of extracellular vesicles in cancer. Pharmacol Ther. 188, 1-11 (2018).
  6. Urabe, F., et al. Extracellular vesicles as biomarkers and therapeutic targets for cancer. Am J Physiol Cell Physiol. 318 (1), C29-C39 (2020).
  7. Chang, W. H., Cerione, R. A., Antonyak, M. A. Extracellular Vesicles and Their Roles in Cancer Progression. Methods Mol Biol. 2174, 143-170 (2021).
  8. Chen, I. H., et al. Phosphoproteins in extracellular vesicles as candidate markers for breast cancer. Proc Natl Acad Sci U S A. 114 (12), 3175-3180 (2017).
  9. Harsha, H. C., Pandey, A. Phosphoproteomics in cancer. Mol Oncol. 4 (6), 482-495 (2010).
  10. Singh, V., et al. Phosphorylation: Implications in Cancer. Protein J. 36 (1), 1-6 (2017).
  11. Delom, F., Chevet, E. Phosphoprotein analysis: from proteins to proteomes. Proteome Sci. 4, 15 (2006).
  12. Thingholm, T. E., Jensen, O. N., Larsen, M. R. Analytical strategies for phosphoproteomics. Proteomics. 9 (6), 1451-1468 (2009).
  13. Taylor, D. D., Shah, S. Methods of isolating extracellular vesicles impact down-stream analyses of their cargoes. Methods. 87, 3-10 (2015).
  14. Witwer, K. W., et al. Standardization of sample collection, isolation and analysis methods in extracellular vesicle research. J Extracell Vesicles. 2, (2013).
  15. Zeringer, E., et al. Methods for the extraction and RNA profiling of exosomes. World J Methodol. 3 (1), 11-18 (2013).
  16. Mathivanan, S., et al. Proteomics analysis of A33 immunoaffinity-purified exosomes released from the human colon tumor cell line LIM1215 reveals a tissue-specific protein signature. Mol Cell Proteomics. 9 (2), 197-208 (2010).
  17. Enderle, D., et al. Characterization of RNA from exosomes and other extracellular vesicles isolated by a novel spin column-based method. PLoS ONE. 10 (8), e0136133 (2015).
  18. Wu, X., Li, L., Iliuk, A., Tao, W. A. Highly Efficient Phosphoproteome Capture and Analysis from Urinary Extracellular Vesicles. J Proteome Res. 17 (9), 3308-3316 (2018).
  19. Iliuk, A., et al. Plasma-derived extracellular vesicle phosphoproteomics through chemical affinity purification. J Proteome Res. 19 (7), 2563-2574 (2020).
  20. Iliuk, A. B., Martin, V. A., Alicie, B. M., Geahlen, R. L., Tao, W. A. In-depth analyses of kinase-dependent tyrosine phosphoproteomes based on metal ion-functionalized soluble nanopolymers. Mol Cell Proteomics. 9 (10), 2162-2172 (2010).
  21. Hadisurya, M., et al. Quantitative proteomics and phosphoproteomics of urinary extracellular vesicles define diagnostic and prognostic biosignatures for Parkinson’s Disease. Commun Med. 3 (1), 64 (2023).
  22. Hadisurya, M., et al. Data-independent acquisition phosphoproteomics of urinary extracellular vesicles enables renal cell carcinoma grade differentiation. Mol Cell Proteomics. 22 (5), 100536 (2023).
  23. Wu, X., Liu, Y. K., Iliuk, A. B., Tao, W. A. Mass spectrometry-based phosphoproteomics in clinical applications. Trends Analyt Chem. 163, 117066 (2023).
  24. Mathieu, M., et al. Specificities of exosome versus small ectosome secretion revealed by live intracellular tracking of CD63 and CD9. Nat Commun. 12 (1), 4389 (2021).
  25. Mahmood, T., Yang, P. C. Western blot: technique, theory, and trouble shooting. N Am J Med Sci. 4 (9), 429-434 (2012).
  26. Keerthikumar, S., et al. ExoCarta: A web-based compendium of exosomal cargo. J Mol Biol. 428 (4), 688-692 (2016).
  27. Théry, C., Amigorena, S., Raposo, G., Clayton, A. Isolation and characterization of exosomes from cell culture supernatants and biological fluids. Curr Protoc Cell Biol. 3 (22), (2006).
  28. Livshits, M. A., et al. Isolation of exosomes by differential centrifugation: Theoretical analysis of a commonly used protocol. Sci Rep. 5, 17319 (2015).
  29. Konoshenko, M. Y., Lekchnov, E. A., Vlassov, A. V., Laktionov, P. P. Isolation of extracellular vesicles: general methodologies and latest trends. BioMed Res Int. 2018, (2018).
  30. Webber, J., Clayton, A. How pure are your vesicles. J Extracell Vesicles. 2, (2013).
  31. Erdjument-Bromage, H., Huang, F. K., Neubert, T. A. Sample preparation for relative quantitation of proteins using tandem mass tags (TMT) and mass spectrometry (MS). Methods Mol Biol. 1741, 135-149 (2018).
  32. Charles Jacob, H. K., et al. Identification of novel early pancreatic cancer biomarkers KIF5B and SFRP2 from “first contact” interactions in the tumor microenvironment. J Exp Clinl Cancer Res. 41 (1), 258 (2022).
  33. Nunez Lopez, Y. O., et al. Extracellular vesicle proteomics and phosphoproteomics identify pathways for increased risk in patients hospitalized with COVID-19 and type 2 diabetes mellitus. Diabetes Res Clin Pract. 197, 110565 (2023).
  34. Hinzman, C. P., et al. A multi-omics approach identifies pancreatic cancer cell extracellular vesicles as mediators of the unfolded protein response in normal pancreatic epithelial cells. J Extracell Vesicles. 11 (6), e12232 (2022).
  35. Kornilov, R., et al. Efficient ultrafiltration-based protocol to deplete extracellular vesicles from fetal bovine serum. J Extracell Vesicles. 7 (1), 1422674 (2018).
  36. Willms, E., et al. Cells release subpopulations of exosomes with distinct molecular and biological properties. Sci Rep. 6, 22519 (2016).
  37. Searle, B. C., et al. Generating high quality libraries for DIA MS with empirically corrected peptide predictions. Nat Commun. 11 (1), 1548 (2020).
  38. Skowronek, P., et al. Rapid and in-depth coverage of the (Phospho-)proteome with deep libraries and optimal window design for dia-PASEF. Mol Cell Proteomics. 21 (9), 100279 (2022).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены