Лимфедема является хроническим заболеванием без лечения. Он поражает треть пациентов, перенесших операцию на подмышечная лимфатическую узлы и облучение при лечении рака молочной железы. Наличие действительной животной модели облегчает понимание механизма и разработку новых стратегий лечения.
Модель лимфедемы мышиного хвоста надежна и воспроизводима с быстрым началом. Он демонстрирует гистологические изменения, согласуемые с лимфедемой человека. Продемонстрировать процедуру будет доктор Ганеш Мохан, докторант из моей лаборатории.
Для начала расположите восьминедельную седированную мышь стернально и подготовьте хвост 70% изопропиловым спиртом. Используйте суппорт для измерения диаметра хвоста с шагом в пять миллиметров, начиная с 20 миллиметров от основания хвоста. Отметьте трехмиллиметровое окружное иссечение на хвосте в 20 миллиметрах от основания.
Под хирургическим микроскопическим увеличением выполните тщательное трехмиллиметровое иссечение кожи полной толщины, оставив все подлежащие сосуды нетронутыми. Сначала проденьте верхний окружной знак через дерму, а затем окружной разрез полной толщины три миллиметра дистально от первого разреза. Сделайте вертикальный разрез полной толщины перпендикуляра, чтобы соединить два разреза, затем используйте зубчатый тонкий звукосниматель, чтобы захватить передний край и рассечь глубоко внутри аваскулярной плоскости к дерме и поверхностную к адвентиции вены с помощью микроножек.
Вводят 0,1 миллилитра 1% изосульфана синего подкожно проксимально проксимально к кончику хвоста. Определите два лимфатических канала, кажущиеся синими из-за инъекции, прилегающей к боковым хвостовым венам. Тщательно пересекать лимфатическую вену, рассекая плоскость между боковой веной и лимфатической прямыми микрохирургическими ножницами.
Пройдите кончиком одного лезвия ножницы между лимфатическим сосудом и боковой веной и закройте лопасти, чтобы трансектировать лимфатический сосуд. Когда закончите, перевязывать рану хвоста стерильным адгезивом четкой адресатурой. Введите индоцианин зеленого 0,1 миллилитра подкожно в дистальный хвост мыши возле кончика.
Приглушите свет в комнате, затем поместите инфракрасную лазерную ангиографию в буферную настройку и выполните живую визуализацию. После введения изосульфана синего в кончик хвоста лимфатические носы проявляли синий цвет. Лимфатическая терапия была нарушена, в то время как соседние боковые вены были сохранены.
Прогрессирующая отек и устойчивая стойкая лимфедема в хвосте мыши после индукции лимфедемы показана здесь. Объем мышиного хвоста, рассчитанный по усеченной конусной формуле, достиг пика на четвертой неделе и остановился до шестой недели, за которым последовало постепенное улучшение, которое поддерживалось до 15-й недели. Лазерная спекл-контрастная визуализация с высоким разрешением была сделана для подтверждения перфузии хвоста мыши в модели хвоста лимфедемы, показывающей поврежденные боковые вены и интактные боковые вены для оценки проходимости сосудистой системы хвоста.
Лазерная лимфангиография ближнего инфракрасного диапазона продемонстрировала предоперационную интактную лимфу и отсутствие транзита ICG за пределы хирургического участка после операции, тем самым подтверждая, что отек был вызван лимфатической дисфункцией. Эффективность доставки генетического груза с использованием технологии нанотрансфекции тканей была продемонстрирована путем доставки флуоресцеина амидита, меченой ДНК, в мышиный хвост. Использование адаптации для модели лимфедемы хвоста мыши и лазерной ангиографии ICG в ближнем инфракрасном диапазоне является клинически переводимой и захватывающей моделью животных с последствиями лечения.
