Lymphödem ist eine chronische Erkrankung ohne Heilung. Es betrifft ein Drittel der Patientinnen, die eine axilläre Lymphknotenoperation und Bestrahlung bei der Behandlung von Brustkrebs hatten. Ein valides Tiermodell erleichtert das Verständnis des Mechanismus und die Entwicklung neuartiger Behandlungsstrategien.
Das Mausschwanzmodell des Lymphödems ist zuverlässig und mit dem schnellen Beginn reproduzierbar. Es zeigt histologische Veränderungen, die mit dem menschlichen Lymphödem übereinstimmen. Demonstriert wird das Verfahren von Dr. Ganesh Mohan, einem Postdoktoranden aus meinem Labor.
Positionieren Sie zunächst die acht Wochen alte sedierte Maus sternal und bereiten Sie den Schwanz mit 70% Isopropylalkohol vor. Verwenden Sie einen Bremssattel, um den Heckdurchmesser in Fünf-Millimeter-Schritten zu messen, beginnend 20 Millimeter von der Basis des Hecks. Markieren Sie eine drei Millimeter umlaufenden Exzision am Schwanz 20 Millimeter von der Basis entfernt.
Führen Sie unter chirurgischer mikroskopischer Vergrößerung eine sorgfältige Hautexzision von drei Millimetern voller Dicke durch, wobei alle darunter liegenden Gefäße intakt bleiben. Schneiden Sie die obere Umfangsmarkierung zuerst durch die Dermis, gefolgt von einem umlaufenden Einschnitt in voller Dicke drei Millimeter distal zum ersten Schnitt. Machen Sie einen senkrechten vertikalen Schnitt mit voller Dicke, um die beiden Einschnitte zu verbinden, und verwenden Sie dann einen gezahnten feinen Tonabnehmer, um eine Vorderkante zu greifen und sezieren Sie tief in der avaskulären Ebene zur Dermis und oberflächlich zur Vene Adventitia mit einer Mikroschere.
Injizieren Sie 0,1 Milliliter 1% Isosulfanblau subkutan proximal zur Schwanzspitze. Identifizieren Sie die beiden Lymphkanäle, die aufgrund der Injektion neben den seitlichen Schwanzvenen blau erscheinen. Transektieren Sie die Lymphe sorgfältig und sezieren Sie eine Ebene zwischen der Seitenvene und der Lymphe mit einer geraden mikrochirurgischen Schere.
Passieren Sie die Spitze einer Scherenklinge zwischen dem Lymphgefäß und der Seitenvene und schließen Sie die Klingen, um das Lymphgefäß zu transektieren. Wenn Sie fertig sind, kleiden Sie die Schwanzwunde mit einer sterilen, anhaftend klaren Ansprache. Indocyaningrün 0,1 Milliliter subkutan in den distalen Mausschwanz nahe der Spitze verabreichen.
Dimmen Sie die Raumlichter, platzieren Sie dann die Nahinfrarot-Laser-Angiographie in der Puffereinstellung und führen Sie Live-Bildgebung durch. Nach Verabreichung von Isosulfanblau in die Schwanzspitze zeigten die Lymphe eine blaue Farbe. Die Lymphe wurde gestört, während benachbarte Seitenvenen erhalten blieben.
Die fortschreitende Schwellung und das anhaltende anhaltende Lymphödem im Mausschwanz nach Lymphödeminduktion wird hier gezeigt. Das Mausschwanzvolumen, berechnet durch eine verkürzte Kegelgleichung, erreichte in Woche vier seinen Höhepunkt und stagnierte bis Woche sechs, gefolgt von einer allmählichen Verbesserung, die bis Woche 15 anhielt. Hochauflösende Laser-Speckle-Kontrastbildgebung wurde durchgeführt, um die Mausschwanzperfusion im Lymphödem-Schwanzmodell zu bestätigen, das verletzte Laternen und intakte Laternen zur Beurteilung der Durchgängigkeit der Schwanzgefäße zeigt.
Die Nahinfrarot-Laser-Lymphangiographie zeigte präoperative intakte Lymphgefäße und keinen ICG-Transit über die Operationsstelle hinaus postoperativ, wodurch bestätigt wurde, dass die Schwellung durch Lymphstörungen verursacht wurde. Die Effizienz der genetischen Frachtabgabe mit der Gewebe-Nanotransfektionstechnologie wurde durch die Abgabe von Fluoreszein amidit-markierter DNA an den murinen Schwanz demonstriert. Die Verwendung von Anpassungen für das Mausschwanzlymphödemmodell und die ICG-Nahinfrarot-Laser-Angiographie ist ein klinisch übersetzbares und spannendes Tiermodell mit Auswirkungen auf die Behandlung.
