Ein heterotopisches Mausmodell zur Untersuchung der Kehlkopftransplantation

Zusammenfassung

Das Ziel dieses Manuskripts ist es, die mikrochirurgischen Schritte zu beschreiben, die erforderlich sind, um eine heterotope Kehlkopftransplantation bei Mäusen durchzuführen. Die Vorteile dieses Mausmodells im Vergleich zu anderen Tiermodellen der Kehlkopftransplantation sind seine Kosteneffizienz und die Verfügbarkeit immunologischer Assays und Daten.

Zusammenfassung

Die heterotope Larynxtransplantation ist zwar ein technisch anspruchsvolles Verfahren, bietet aber im Vergleich zu anderen Tiermodellen mehr wissenschaftliche Analyse und Kostenvorteile. Obwohl diese Technik erstmals 2009 von Shipchandler et al. beschrieben wurde, ist sie nicht weit verbreitet, möglicherweise aufgrund der Schwierigkeiten beim Erlernen der mikrochirurgischen Technik und der Zeit, die erforderlich ist, um sie zu beherrschen. Dieses Papier beschreibt die chirurgischen Schritte im Detail sowie mögliche Fallstricke, die es zu vermeiden gilt, um eine effektive Anwendung dieser Technik zu fördern.

In diesem Modell sind die bilateralen Halsschlagadern des Spenderkehlkopfes an die Empfänger-Halsschlagader und die äußere Halsvene anastomosiert, wodurch der Blutfluss durch das Transplantat ermöglicht wird. Der Blutfluss kann intraoperativ durch die Visualisierung der Blutfüllung in den bilateralen Halsschlagadern des Transplantats, der Rötung der Schilddrüsen des Transplantats und der Blutung aus Mikrogefäßen im Transplantat bestätigt werden. Zu den entscheidenden Elementen für den Erfolg gehören die schonende Konservierung der Transplantatgefäße, die richtige Arteriotomie und Venotomie sowie die Verwendung der entsprechenden Anzahl von Nähten an den arteriell-arteriellen und arteriell-venösen Anastomosen, um Gefäße ohne Leckagen zu sichern und Verschlüsse zu verhindern.

Jeder kann dieses Modell mit ausreichender Ausbildung beherrschen und das Verfahren in ca. 3 h durchführen. Bei erfolgreicher Durchführung ermöglicht dieses Modell die einfache und kostengünstige Durchführung immunologischer Studien.

Einleitung

Bei Patienten mit irreparablen Kehlkopfschäden oder Kehlkopfkrebs ist eine totale Laryngektomie oft die einzige Option¹. Die totale Laryngektomie lässt Patienten ohne die Fähigkeit, selbstständig zu atmen und zu sprechen, zusätzlich zu sozialer und psychischer Belastung². Patienten mit Kehlkopfkrebs, die eine totale Laryngektomie benötigen, sind ausgezeichnete potenzielle Kandidaten für eine Kehlkopftransplantation. Während eine menschliche Kehlkopftransplantation im Rahmen irreparabler Kehlkopfschäden durchgeführt wurde, wird bei diesen Patienten derzeit eine Allotransplantation des Kehlkopfes aufgrund der Angst vor einem erneuten Tumorauftreten, der Möglichkeit einer chronischen Abstoßung und von Spendern abgeleiteten Infektionen vermieden³. Immunsuppression ist die Hauptursache für diese Bedenken. Der dramatische Verlust des ersten partiellen Kehlkopftransplantationspatienten aufgrund eines Tumorrezidivs nach konventioneller immunsuppressiver Behandlung ist ein Beweis dafür, dass ein geeignetes immunsuppressives Regime entwickelt werden sollte, bevor weitere Versuche zur Transplantation bei Kehlkopfkrebspatienten unternommen werden ^4,5.

Um die Immunantwort des Wirts auf einen transplantierten Kehlkopf besser zu verstehen, wurde 1992 von Strome das erste Kehlkopftransplantationsmodell bei Ratten entwickelt, und 2002 wurden Verbesserungen an der Operationstechnik vorgenommen ^6,7. Obwohl dieses Modell für die Untersuchung der Kehlkopftransplantation wirksam ist, führten der Mangel an rattenspezifischen immunologischen Wirkstoffen und die höheren Kosten, die mit Rattenmodellen verbunden sind, 2009 zur Entwicklung eines neuen Mausmodells zur Untersuchung der Kehlkopftransplantation⁸.

Die Hauptanwendung der beschriebenen Technik besteht darin, verschiedene immunsuppressive Medikamentenregime bei der Kehlkopftransplantation zu untersuchen. Die Verbesserung der derzeitigen immunsuppressiven Therapien könnte den Kandidatenpool erweitern und zu einer sicheren Transplantation bei Krebspatienten führen. Die Vorteile dieses Mausmodells sind seine Kosteneffizienz und die breite Verfügbarkeit immunologischer Daten und Reagenzien.

Teams, die an immunsuppressiven Behandlungsschemata für Kehlkopftransplantationen arbeiten, können diese Methode verwenden, um eine große Menge immunologischer Daten zu sammeln, und verschiedene Medikamentenregime können schnell getestet und verglichen werden. Andere mögliche Behandlungsmodalitäten, die die Immunantwort auf das Transplantat modulieren können, wie Stammzellinjektionen, können ebenfalls mit diesem Modell getestet werden. Schließlich können Experimente entwickelt werden, um langfristige systemische Effekte der Kehlkopftransplantation durch Verlängerung der Nachbeobachtungszeit zu beobachten.

Die hier beschriebene Technik verwendet End-to-Side-Anastomosen, um einen arteriellen und venösen Fluss zu einem heterotopen Kehlkopftransplantat bereitzustellen. Das Transplantat ist ein Laryngotracheoösophageal (LTE) -Komplex, der den Kehlkopf, die Schilddrüsen, die Nebenschilddrüsen, die Luftröhre und die Speiseröhre des Spenders umfasst, wobei die beidseitigen Halsschlagadern und Stiele intakt sind. Eine Spender-Halsschlagader ist zur Empfänger-Halsschlagader anastomosiert und sorgt für den arteriellen Blutfluss, während die andere Spender-Halsschlagader zur äußeren Jugularvene des Empfängers anastomosiert ist und venösen Blutfluss gewährleistet (Abbildung 1).

Mehrere Modifikationen wurden an der Operationstechnik des Rattenmodells vorgenommen, um den Erfolg im Mausmodell sicherzustellen. Zum Beispiel wurde ein inhalatives Anästhetikum anstelle eines injizierbaren Mittels verwendet, um die Kontrolle über die Tiefe der Anästhesie zu erhöhen und Komplikationen zu reduzieren. Kontinuierliches Nähen wird bei der arteriell-arteriellen Anastomose bei Ratten verwendet; Aufgrund der geringeren Größe der Mausgefäße ist dies jedoch technisch schwierig und kann zu einer Verengung des Gefäßlumens^{führen 7}. Dadurch werden im Mausmodell unterbrochene Nähte verwendet, die zu einer verbesserten Gefäßdurchgängigkeit führen. Zusätzlich wird im Rattenmodell der Pedikel der Schilddrüsenarterie superior (STA) seziert und visualisiert. Angesichts der geringeren Größe der STA bei Mäusen könnte diese Dissektion zu einer Schädigung und sogar Durchtrennung der STA führen. Daher wird es im Mausmodell nicht seziert. Stattdessen bleibt die nahe gelegene Faszie erhalten, um sicherzustellen, dass die STA intakt bleibt.

Zu den wichtigsten möglichen Fallstricken dieser Technik gehören die Beschädigung der LTE-Komplexstiele des Spenders, eine falsch dimensionierte Arteriotomie oder Venotomie, ein Gefäßverschluss an den Anastomosestellen oder das Hinterlassen von Lücken an den Anastomosestellen, die Blutungen verursachen können. Um diese Fehltritte zu vermeiden, ist bei der Beschaffung des Spendertransplantats Vorsicht geboten, indem eine Gewebemanschette um den STA-Stiel herum belassen wird. Die Arteriotomie und Venotomie sollte groß genug sein, um den Blutfluss zu ermöglichen, aber klein genug, um ein Auslaufen zu verhindern. Eine angemessene Anzahl von Nähten sollte für die Anastomosen verwendet werden, um Lücken zu schließen, aber nicht zu viele, um die Gefäße zu verschließen.

Wenn Sie mit den mikrochirurgischen Techniken vertraut sind, kann dieses Verfahren in ca. 3 h durchgeführt werden. Dieses Kehlkopftransplantationsmodell kann zuverlässig an Mäusen durchgeführt und zur Untersuchung der Immunantwort des Wirts nach vaskularisierter Komposit-Allotransplantation verwendet werden.

Protokoll

Diese Forschung wurde in Übereinstimmung mit dem Mayo Clinic Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) durchgeführt. BalbC-Mäuse (10-12 Wochen alt) wurden als Spender verwendet und C57/BL6-Mäuse (10-12 Wochen alt) wurden als Empfänger verwendet, da ihre Haupthistokompatibilitätskomplexe H-2Db bzw. H-2Kb immunologisch inkompatibel sind und daher die Immunantwort auf das Transplantat weiter untersucht werden kann. Alle Instrumente, die während der Operation verwendet wurden, wurden sterilisiert (siehe Ergänzende Abbildung S1 und Ergänzende Abbildung S2), und das Operationsfeld wurde während des gesamten Protokolls gemäß den IACUC-Anweisungen steril gehalten.

1. Spenderchirurgie und Transplantatbeschaffung

1. Injizieren Sie dem Spender 30 Minuten vor Beginn des Verfahrens Buprenorphin mit verlängerter Freisetzung (3,25 mg/kg Körpergewicht subkutan). Legen Sie die Maus in den Nagetieranästhesiekasten zur Anästhesieinduktion bei 3% Isofluran, abgegeben mit 1 L / min_O2-Fluss . Nachdem das Tier vollständig betäubt wurde, bringen Sie die Maus in den Rasierbereich und verabreichen Sie 1,5% Isofluran mit 1 L / min O_2-Fluss zur Aufrechterhaltung der Anästhesie. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie mit einer Zehenklemme.
2. Rasieren Sie Brust und Hals der Maus bis zum Kiefer und tragen Sie Enthaarungscreme auf. Nach 30 s wischen Sie die Creme mit einem sterilen, mit Wasser benetzten Mullkissen ab und bringen Sie die Maus in den Operationsbereich.
3. Tragen Sie Augengleitmittel auf die Augen der Maus auf. Legen Sie die Maus auf ein drapiertes zusätzliches Heizkissen, um die richtige Körpertemperatur zu gewährleisten.
4. Immobilisieren Sie die Maus, bereiten Sie den Operationsbereich dreimal mit Povidonjod und Alkohol vor und drapieren Sie dann die Maus.
   HINWEIS: Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie durch eine Zehenklemme und halten Sie die Anästhesie während des gesamten Verfahrens bei 1,5% Isofluran und 1 L / min O₂ Fluss über eine Gesichtsmaske.
5. Machen Sie einen kleinen horizontalen Einschnitt, der der suprasternalen Kerbe knapp überlegen ist. Mit einer feinen Schere heben Sie die Haut bilateral durch diesen Schnitt bis zum Unterkiefer an. Schneiden Sie ein trapezförmiges Hautsegment heraus, das zu einer Exposition der bilateralen Speicheldrüsen, der sternomastoiden Muskeln, der Digastriummuskulatur und des oberen Aspekts des Brustbeins führt (Abbildung 2A).
6. Schneiden Sie die bilateralen Speicheldrüsen mit Kauterisation im oberen Teil heraus, wo eine kleine Vene sichtbar ist, die durch die Drüse verläuft (Abbildung 2A).
   HINWEIS: Wenn nicht darauf geachtet wird, das Gefäß vor dem Entfernen der Drüse zu kauterisieren, kann bei diesem Schritt eine signifikante Blutung auftreten.
7. Ziehen Sie das lymphatische und Fettgewebe vorsichtig seitlich zurück, um die sternomastoide und die Gurtmuskulatur freizulegen. Sezieren Sie die bilateralen sternomastoiden Muskeln aus dem umgebenden Gewebe und ziehen Sie sie seitlich mit Retraktoren zurück.
   HINWEIS: Dieses Manöver legt den LTE-Komplex mit den Gurtmuskeln vollständig frei und bietet einen komfortablen Arbeitsraum für die Dissektion der Halsschlagadern (Abbildung 2B).
8. Machen Sie einen Mittellinienschnitt zwischen den Gurtmuskeln und schneiden Sie sie bilateral aus, achten Sie darauf, die darunter liegende Schilddrüse nicht zu beschädigen und sie auf dem LTE-Komplex zu belassen.
   HINWEIS: Nach diesem Schritt sollten die bilateralen Halsschlagadern sichtbar sein (Abbildung 2C).
9. Circumferentiell sezieren Sie die gemeinsamen Halsschlagadern auf die Ebene des Schlüsselbeins inferior und auf die Ebene der Carotisbifurkation superior. Sezieren Sie den Vagusnerv und die Vena jugularis interna von den Halsschlagadern. Fügen Sie sie nicht in das beschaffte Transplantat ein.
   HINWEIS: Die obere Schilddrüsenarterie kann direkt über der medial reisenden Bifurkation gesehen werden. Lassen Sie die dünne Faszie, die dieses Gefäß umgibt, intakt und versuchen Sie nicht, es umlaufend zu sezieren. Dieses Gefäß versorgt den LTE-Komplex mit dem Blutfluss und dient nach der Transplantation als Pedikel. Die Erhaltung dieses Schiffes ist von größter Bedeutung.
10. Sezieren Sie die inneren und äußeren Halsschlagadern weit genug überlegen, um ligieren und teilen zu können. Wenn es Schwierigkeiten mit der Visualisierung der Gefäße gibt, verwenden Sie einen separaten Retraktor, um die Digastruskulatur seitlich zurückzuziehen.
    HINWEIS: Vermeiden Sie es, die äußere Halsschlagader näher an der Bifurkation zu sezieren, um Schäden an der oberen Schilddrüsenarterie zu vermeiden. Bei diesem Schritt kann die Arteria occipitalis angetroffen werden, die von der äußeren Halsschlagader abzweigt und parallel zur Arteria carotis interna verläuft, und sollte nicht mit der Arteria carotis interna verwechselt werden, die größer ist und tiefer liegt (Abbildung 2D).
11. Verwenden von 8-0 Nylonnähte, ligieren die inneren Halsschlagadern 2 bis 3 mm oberhalb der Karotisbifurkation. Ligieren Sie die äußeren Halsschlagadern mindestens 3 mm oberhalb des Verzweigungspunkts der oberen Schilddrüsenarterie.
    HINWEIS: Nach diesen Ligaturen wird der LTE-Komplex über die oberen Schilddrüsenarterien zu den bilateralen Halsschlagadern gestielt.
12. Ligieren Sie die gemeinsamen Halsschlagadern auf Höhe des Brustbeins und schneiden Sie alle ligierten Gefäße bilateral ab. Halten Sie die Gefäßstiele auf dem LTE-Komplex, um versehentliche Schäden während der weiteren Dissektion zu vermeiden. Um Gasleckagen oder versehentlichen Verlust der Anästhesie zu vermeiden, stellen Sie sicher, dass das Tier abgelaufen ist, bevor Sie Atemwegsschnitte vornehmen.
13. Teilen Sie die infrahyoiden Muskeln auf Höhe des Zungenbeinmuskels. Erstellen Sie eine vordere Pharyngotomie, die dem Zungenbein unterlegen ist. Tragen Sie den Schnitt bis zur prävertebralen Faszie, um den LTE-Komplex besser zu befreien.
14. Transektieren Sie die Luftröhre unterhalb des fünften Trachealrings und tragen Sie den Schnitt durch die Speiseröhre hinunter zur prävertebralen Faszie, um den LTE-Komplex minderwertig zu befreien. Befreien Sie die Luftröhre und die Speiseröhre von der darunter liegenden prävertebralen Faszie aus einer niedrigeren bis überlegenen Richtung.
    HINWEIS: Halten Sie die Gefäßstiele auf dem LTE-Komplex, um versehentliche Schäden während der weiteren Dissektion zu vermeiden.
15. Erstellen Sie eine vordere Pharyngotomie, die dem Zungenbein unterlegen ist. Tragen Sie den Schnitt bis zur prävertebralen Faszie, um den LTE-Komplex besser zu befreien. Teilen Sie alle verbleibenden lymphatischen oder Bindegewebsansätze zwischen dem LTE-Komplex und dem umgebenden Gewebe auf. Entfernen Sie das Transplantat.
    HINWEIS: Das Transplantat enthält den Spenderkehlkopf, die Luftröhre, die Schilddrüse, die Nebenschilddrüsen, die Speiseröhre und die Kehlkopfmuskulatur als zusammengesetzte Einheit (Abbildung 2E).

2. Transplantatvorbereitung

1. Legen Sie das beschaffte Transplantat in eine sterile Petrischale und waschen Sie es mit normaler Kochsalzlösung, um Blutgerinnsel loszuwerden. Mit einer Mikrozange das Blut und die Blutgerinnsel sanft aus den beidseitigen Halsschlagadern melken. Erweitern Sie die bilateralen Halsschlagadern mit 1 mm Mikrodilatatoren.
2. Injizieren Sie mit einer 30 G stumpfen Nadel etwa 2 ml heparinisierte Kochsalzlösung in jede Halsschlagader, um das Transplantat zu spülen.
   HINWEIS: Blut und Kochsalzlösung können aus der kontralateralen Halsschlagader und den kleinen freien Gefäßenden gespült werden, was die intakten oberen Schilddrüsenarterien bestätigt.
3. Schneiden Sie die Adventitia von den arteriellen Enden weg, damit sie saubere Kanten für Anastomose haben.
   HINWEIS: Das Transplantat kann in heparinisierter Kochsalzlösung belassen werden und eine kurze Pause kann bis zu 3 h eingelegt werden, bevor es in den Empfänger transplantiert^{wird 9}.

3. Empfängeroperation und Anastomose der Gefäße

1. Bereiten Sie die Empfängermaus auf die gleiche Weise vor, wie sie für den Spender nach der Anästhesieeinleitung, der Rasur und der chirurgischen Vorbereitung beschrieben ist. Injizieren Sie der Empfängermaus 30 Minuten vor Beginn der Operation subkutan ein Analgetikum mit verlängerter Freisetzung.
2. Machen Sie mit einem Skalpell einen Mittellinien-Halsschnitt, der sich von der Kieferlinie überlegen bis zum Brustbein unterlegen erstreckt. Heben Sie die Haut auf der linken Seite an und ziehen Sie sie seitlich zurück.
3. Schneiden Sie die linke Speicheldrüse heraus und kauterisieren Sie die oberen Gefäße wie zuvor beschrieben. Entfernen Sie das Fett- und lymphatische Gewebe, indem Sie alle sichtbaren Gefäße mit Niedertemperaturkauterisation teilen, wobei darauf zu achten ist, dass die darunter liegende Vena jugularis externa nicht beschädigt wird (Abbildung 3A).
4. Sezieren Sie die äußere Halsvene umlaufend. Verwenden Sie mindestens 5 mm lichte Länge des Gefäßes für Anastomose. Verwenden Sie Niedertemperatur-Kauterisation oder Ligat und teilen Sie alle relativ großen Venen, die von der Halsvene verzweigen.
5. Sezieren Sie den Sternomastoideusmuskel und ziehen Sie ihn seitlich zurück. Halten Sie die sezierte Vene geschützt hinter dem Muskel, um direkten Kontakt mit dem Retraktor zu vermeiden.
6. Schneiden Sie die linken Gurtmuskeln heraus, um Zugang zur Halsschlagader des Empfängers zu erhalten. Die Arteria carotis communis wird vom Schlüsselbein inferior bis zur Carotisbifurkation superior umlaufend präpariert (Abbildung 3B).
7. Führen Sie das Hintergrundmaterial unter die äußere Halsvene und legen Sie die doppelt annähernden V3-Gefäßklemmen an.
8. Legen Sie eine 10-0-Nylonnaht durch die Vorderwand der äußeren Halsvene an der Stelle der gewünschten Venotomie und verwenden Sie diese Naht, um das Gefäß anterior zu ziehen und zu zelten.
9. Schneiden Sie mit einer Mikroschere gerade tief genug in die Naht, um die richtige Größe einer eingeschlitzten Venotomie zu erzeugen und sicherzustellen, dass der Schnitt vollständig durch die Venenwand erfolgt.
10. Mit einer 30 G stumpfen Nadel das Innere der Vene mit heparinisierter Kochsalzlösung spülen.
11. Platzieren Sie den Spender-LTE-Komplex zwischen der linken Halsschlagader des Empfängers und der linken äußeren Halsvene. Richten Sie das freie Ende der linken Halsschlagader des Spenders auf die linke äußere Halsvene des Empfängers aus und schrägen Sie die Enden der Gefäße mit einer scharfen Schere ab.
12. Mit vier unterbrochenen 10-0-Nylonnähten anastomosierte der Spender die linke Halsschlagader und der Empfänger die äußere Halsvene Ende-zu-Seite.
13. Schieben Sie das Hintergrundmaterial unter die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und platzieren Sie die doppelten A3-Gefäßklemmen auf der gemeinsamen Halsschlagader des Empfängers. Erstellen Sie eine Arteriotomie auf die gleiche Weise wie die Venotomie.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Arterriotomie die gleiche Größe wie das Lumen der Spender-Halsschlagader hat. Wenn es zu groß ist, kommt es nach dem Entfernen der Klemmen zu starken Blutungen. Wenn es zu klein ist, wird der Blutfluss zum Transplantat behindert.
14. Anastomose der rechten Halsschlagader des Spenders zum Empfänger linke Halsschlagader in einer End-to-Side-Weise mit sechs 10-0 Nylon unterbrochenen Nähten.
    HINWEIS: Die korrekte mikrovaskuläre Technik sollte während der gesamten Gefäßanastomose eingehalten werden. Der Durchgang durch die Rückwand führt zu einer erheblich eingeschränkten Durchblutung und gefährdet das Überleben des Transplantats. Aufgrund der geringen Größe der Gefäße ist der Versuch, die Nähte zu wiederholen, sehr schwierig.
15. Entfernen Sie die Klemmen auf der Venenseite. Wenn Blutungen auftreten, üben Sie sanften Druck mit Baumwollspitzen aus.
16. Entfernen Sie die Klemmen an der Arterie und üben Sie sofort sanften Druck mit Baumwollspitzen aus.
    HINWEIS: Bei diesem Schritt wird eine gewisse Blutung erwartet, die normalerweise nach 1 Minute mit leichtem Druck aufhört.
17. Überprüfen Sie die Integrität des Blutflusses in der Arterie und der Vene.
    HINWEIS: Bei intaktem arteriellen Fluss ist normalerweise eine Pulsation der Spender-Halsschlagader zu sehen, und die Spender-Schilddrüse ändert sich von ihrer geröteten transparenten Farbe zurück zu ihrer ursprünglichen rötlichen Farbe. Auch eine rote Färbung der kleinen Gefäße auf dem LTE-Komplex ist zu beobachten.
18. Spülen Sie das Operationsfeld mit heparinisierter Kochsalzlösung und schließen Sie den Hautschnitt mit einer 5-0-Monofilamentnaht laufend. Tragen Sie eine antibiotische Salbe oder einen Hautkleber auf den Schnitt auf.
19. Injizieren Sie 1 ml warme Kochsalzlösung subkutan, um den Flüssigkeitsverlust während der Operation zu berücksichtigen.
20. Stoppen Sie die Anästhesie und bringen Sie die Maus in einen Erholungskäfig. Beobachten Sie die Maus auf einem Heizkissen, bis sie vollständig wach ist, um Unterkühlung zu vermeiden.

Ergebnisse

Bestätigung der erfolgreichen Transplantation
Mit dem oben beschriebenen Protokoll ist es möglich, den Blutfluss zum LTE-Komplex zu beurteilen, indem die Pulsation der Spender-Halsschlagader nach Entfernung der Gefäßklemmen beobachtet wird. Die Pulsation ist typischerweise sichtbar, und die sofortige rote Färbung der Spenderarterie bestätigt den aktiven Blutfluss (Abbildung 4A). Wenn die Anastomose nicht wirksam ist, hat die Arterie keine Pulsation, sieht teilweise ...

Diskussion

Die Inzidenz und Prävalenz von Kehlkopfkrebs ist in den letzten drei Jahrzehnten um 12% bzw. 24% gestiegen, und viele dieser Patienten unterziehen sich einer Laryngektomie zur Behandlung¹⁰. Dieses Verfahren verschlechtert die Lebensqualität einer Person erheblich, und daher ist eine alternative Behandlung wünschenswert. Vaskularisierte Komposit-Allotransplantation des Kehlkopfes kann die Fähigkeit eines Patienten zu atmen und zu sprechen verbessern; Es ist jedoch noch Forschung erforderlich, b...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
#1 Paperclips	Staples	OP-7404	Clips are shaped manually to be used as retractors
1 cc Insulin Syringes	BD	329412	27 G 5/8
10-0 Ethilon Nylon Suture	Ethicon	2870G
25 G Precision Glide Needle	BD	305125	1 in
3 mL Luer-Lok Tip Syringe	BD	309657
30 G Sterile Standard Blunt Needles	Cellink	NZ5300505001
5-0 Monocryl Suture	Ethicon	Y822G
8-0 Ethilon Nylon Suture	Ethicon	2815G
Adson Forceps	Fine Science Tools	11027-12	Straight, 1 x 2 teeth
Adventitia scissors	S&T	SAS-10	19 mm, 10 cm, straight
Angled Forceps	Fine Science Tools	00109-11	45/11 cm
Artifical Tears Lubricant Opthalmic Ointment	Akorn Animal Health	59399-162-35
Bandaid Fabric Fingertip	Cardinal Healthcare	299399
Betadine Solution Swabsticks	Purdue Products	67618-153-01
Buprenex Injection	CIII	12495-0757-1	0.3 mg/mL
Clamp applying forceps without lock	Accurate Surgical & Scientific Instruments	ASSI.CAF5	14 cm
Cotton Swabs	Puritan	10806-001-PK
DeBakey forceps
Dermabond Mini	Cardinal Healthcare	315999
Dissecting Boards	Mopec	22-444-314
Falcon Sterile Disposable Petri Dish	Corning	25373-041	35 mm
Fine Scisssors	Fine Science Tools	14029-10	Curved Sharp-Blunt 10 cm
Golden A5 2-Speed Blade Clipper	Oster	008OST-78005-140	#10
Hair Remover Sensitive Formula	Nair	2260000033
Heparin	Meitheal Pharmaceuticals	71288-4O2-10	10,000 USP units per 10 mL
Isoflurane	Piramal Healthcare	66794-013-25
Low-Temp Micro Fine Tip Cautery	Bovie Medical	AA90
Mercian Visibility Background Material	Synovis Micro Companies	VB3	Green
Microvascular Approximator Clamp without Frame	Accurate Surgical & Scientific Instruments	ASSI.ABB11V	0.4-1 mm Vessel Diameter
Mouse face mask kit	Xenotec	XRK-S	Small
Needle holder	S&T	C-14 W	5.5", 8 mm, 0.4 mm
Press n' Seal	Glad	70441
Scalpel	Braun	BA210	10 blade
Single Mini Vessel Clamp	Accurate Surgical & Scientific Instruments	ASSI.ABB11M	.31 (8 mm), 3 x 1 mm Rnd. Bl., Black Pair
Stereomicroscope	Olympus	SZ61
Sterile Alcohol Prep Pads	Fisherbrand	06-669-62
Sterile Disposable Drape Sheets	Dynarex	DYN4410-CASE
Sterile Gauze Pads	Dukal	1212
Sterile Saline	Hospira	236173	NaCl 0.9%
Sterile Surgical Gloves	Gammex	851_A
Straight Forceps	Fine Science Tools	00108-11	11 cm
Tissue forceps	Accurate Surgical & Scientific Instruments	ASSI.JFLP3	13.5 cm, 8 mm, 0.3 mm
Vannas Pattern Scissors	Accurate Surgical & Scientific Instruments	ASSI.SDC15RV	15 cm, 8 mm, curved 7mm blade
Vannas Spring Scissors	Fine Science Tools	15000-10	3 mm cutting edge, curved
Vessel Dilator Tip	Fine Science Tools	00126-11	Diameter 0.1 mm/Angled 10/11 cm
Vessel Dilator, Classic line	S&T	D-5a.3 W	9 mm, 0.3 mm, angled 10