11 Katlı Genişleme Mikroskobu ile Üniversal Moleküler Retansiyon

Özet

Burada, 11 kata kadar genişleme için modifiye edilmiş, kapsamlı bir biyomolekül sınıfı dizisini koruyan ve çok çeşitli doku tipleriyle uyumlu olan genişleme mikroskobunun (ExM) yeni bir versiyonu olan Magnify sunulmaktadır. Konvansiyonel kırınım sınırlı mikroskoplar kullanılarak biyomoleküllerin nano ölçekli konfigürasyonunun sorgulanmasını sağlar.

Özet

Biyolojik örneklerin nano ölçekli görüntülenmesi, hastalık patogenezinin anlaşılmasını iyileştirebilir. Son yıllarda, genleşme mikroskobunun (ExM) optik süper çözünürlüklü mikroskopiye etkili ve düşük maliyetli bir alternatif olduğu gösterilmiştir. Bununla birlikte, jel içinde farklı biyomolekül sınıflarını tutmak için spesifik ve genellikle özel ankraj ajanlarına duyulan ihtiyaç ve özellikle daha büyük genişleme faktörleri veya korunmuş protein epitopları isteniyorsa, formalinle sabitlenmiş parafine gömülü doku gibi standart klinik numune formatlarının genişletilmesindeki zorluklarla sınırlandırılmıştır. Burada, çok çeşitli doku tiplerinde 11 kata kadar sağlam genişleme için yeni bir ExM yöntemi olan Magnify'ı açıklıyoruz. Magnify, doku ve jel arasındaki kimyasal çapa olarak metakrolein kullanarak, jel içinde proteinler, lipitler ve nükleik asitler gibi çoklu biyomolekülleri tutar ve böylece dokuların geleneksel optik mikroskoplarda geniş nano ölçekli görüntülenmesine olanak tanır. Bu protokol, sağlam ve çatlaksız doku genişlemesini sağlamak için en iyi uygulamaları ve ayrıca yüksek oranda genişlemiş jellerin işlenmesi ve görüntülenmesi için ipuçlarını açıklar.

Giriş

Biyolojik sistemler, uzuvlardan ve organlardan nano ölçekteki protein seviyelerine kadar yapısal heterojenlik sergiler. Bu nedenle, bu sistemlerin çalışmasının tam olarak anlaşılması, bu boyut ölçeklerinde görsel inceleme gerektirir. Bununla birlikte, ışığın kırınım sınırı, geleneksel bir floresan mikroskobunda ~200-300 nm'den daha küçük yapıların görselleştirilmesinde zorluklara neden olur. Ek olarak, uyarılmış emisyon tükenmesi (STED), foto-aktif lokalizasyon mikroskobu (PALM), stokastik optik rekonstrüksiyon mikroskobu (STORM) ve yapılandırılmış aydınlatma mikroskobu (SIM) gibi optik süper çözünürlük yöntemleri ^1,2,3, güçlü olmalarına rağmen, pahalı donanım ve reaktifler gerektirdiğinden ve genellikle yavaş edinim sürelerine ve büyük hacimleri 3D olarak görüntüleme konusunda zayıf bir yeteneğe sahip olduklarından kendi zorluklarını ortaya koymaktadır.

Genleşme mikroskobu⁴ (ExM), biyomolekülleri suda şişebilen bir polimer jele kovalent olarak sabitleyerek ve fiziksel olarak ayırarak ışığın kırınım sınırını aşmanın alternatif bir yolunu sunar, böylece geleneksel optik mikroskoplarda çözülebilir hale getirir. On yıldan daha kısa bir süre önce ExM'nin orijinal yayınlanmasından bu yana çok sayıda ExM protokol varyantı geliştirilmiştir ve bu protokoller,^proteinlerin 5,6,7, RNA 8,9,10 veya lipitlerin^11,12,13 doğrudan dahil edilmesine izin verir kimyasal ankrajı değiştirerek veya numuneyi daha da genişleterek (böylece etkili çözünürlüğü iyileştirerek) tek bir adımda¹⁴ veya çoklu yinelemeli adımlarda^15,16 jel ağına. Yakın zamana kadar, tek bir ExM protokolü, tek bir genişleme turunda ~ 10 kat genişleyebilen mekanik olarak sağlam bir jel sağlarken, ticari olarak temin edilebilen tek bir kimyasal çapa ile bu üç biyomolekül sınıfını koruyamadı.

Burada, biyomolekül çapası olarak metakrolein kullanan ExM cephaneliğine yeni eklenen Magnify^17'yi sunuyoruz. Metakrolein, paraformaldehit gibi doku ile kovalent bağlar oluşturarak, çeşitli spesifik veya özel ankraj ajanları gerektirmeden jel ağı içinde birden fazla biyomolekül sınıfının tutulabilmesini sağlar. Ek olarak, bu teknik, formalinle sabitlenmiş parafine gömülü (FFPE) klinik numuneler gibi zorlu numuneler de dahil olmak üzere geniş bir doku yelpazesini 11 kata kadar genişletebilir. Bu tür mekanik olarak sert numuneleri genişletmek için önceki yöntemler, sert proteaz sindirimi gerektiriyordu ve bu da numune genişletildikten sonra ilgilenilen proteinlerin antikor etiketlemesini imkansız hale getiriyordu. Buna karşılık, bu teknik, sıcak denatüre edici bir çözelti kullanarak FFPE klinik örneklerinin genişletilmesini sağlar, böylece genişleme sonrası görüntüleme için hedeflenebilen jel içindeki tüm protein epitoplarını korur (Şekil 1).

Protokol

Hayvanları içeren tüm deneysel prosedürler Ulusal Sağlık Enstitüleri (NIH) yönergelerine uygun olarak yürütüldü ve Carnegie Mellon Üniversitesi'ndeki Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylandı. İnsan doku örnekleri ticari olarak elde edildi.

1. Stok reaktiflerinin ve çözeltilerinin hazırlanması

NOT: Kullanılan reaktiflerin listesi için Malzeme Tablosuna bakın.

1. Jelleşme stok çözeltilerini hazırlayın. Bunlar jelleşme adımından hemen önce birleştirilecektir.
   1. Monomer stok çözeltisini hazırlayın (4 g/100 mL N,N- dimetilakrilamid asit [DMAA], 50 g/100 mL sodyum akrilat [SA], 66,7 g/100 mL akrilamid [AA], 0,10 g/100 mL N,N'-metilenbisakrilamid [Bis], 33 g/100 mL sodyum klorür [NaCl], 1x fosfat tamponlu salin; PBS) Tablo 1'de listelenen bileşenleri kullanarak. Tüm stok çözeltilerini suda çözün veya seyreltin. Monomer stok çözeltisi 4 °C'de en az 3 ay saklanabilir.
   2. Aşağıdaki stok çözeltilerini suda ayrı ayrı yapın: Dokulara monomer difüzyonu sırasında jelleşmeyi inhibe eden %0,5 (a/a) 4-Hidroksi-TEMPO (4HT) ve amonyum persülfat (APS) tarafından başlatılan radikal oluşumunu hızlandıran ve %10 (a/a) oranında hazırlanan %10 (a/a) tetrametiletilendiamin (TEMED).
      NOT: Stok çözeltileri 1-2 mL alikotlara dağıtılabilir ve 4 ° C'de 3 aya kadar saklanabilir; ancak APS, jelleşme çözeltisi hazırlanmadan hemen önce yapılır.
2. 1 g SDS, 48.048 g üre, 5 mL EDTA (0.5M, pH 8), 20 mL 10x PBS, 25 mL Tris (2 M) ve 0.75 g glisin birleştirerek homojenizasyon tamponunu (%1 w/v S.D.S., 8 M üre, 25 mM EDTA, 2x PBS, pH 8, oda sıcaklığında [RT]) hazırlayın. Toplam 100 mL hacim için su ekleyin. Çözüm, gerektiğinde yukarı veya aşağı ölçeklendirilebilir ve R.T.'de depolanabilir.

2. Arşivlenmiş ve taze hazırlanmış klinik doku slaytları için doku hazırlama

NOT: Doku ön işleme adımları, numunelerin nasıl hazırlandığına bağlı olarak farklılık gösterir.

1. Formaldehitle sabitlenmiş parafine gömülü (FFPE) klinik numuneler için aşağıdaki adımları izleyin.
   1. Numuneleri sıralı bir çözelti serisine yerleştirin (bir cam slayt boyama kavanozu veya 50 mL konik tüp kullanılabilir): ksilen, %95 etanol, %70 etanol ve %50 etanol, ardından iki kat deiyonize su. Her çözeltiyi her seferinde en az 3 dakika boyunca iki kez kullanın. Slaytı kabın içine yerleştirmek için forseps kullanın ve ilgili çözeltiden 15 mL ekleyin (numuneyi kaplayacak kadar). Kapaklı konik boruyu oda sıcaklığında bir çalkalayıcı üzerine yatay olarak yerleştirin.
2. Lekeli ve kalıcı slaytlara monte edilmiş numuneler için aşağıdaki adımları izleyin.
   1. Slaytı kısa bir süre ksilene yerleştirin ve traş bıçağı gibi uygun bir alet kullanarak lamelleri dikkatlice çıkarın. Lamel sıkışmış kalırsa, lamel gevşeyene kadar slaytları ksilen içinde oda sıcaklığına getirin.
   2. Ardından, numuneleri FFPE numuneleri olarak işleyin (adım 2.1.1).
      NOT: Hematoksilen ve eozin (H & E) ile boyanmış slaytlar için, genişleme işlemi sırasında hematoksilen ve eozin boyası kaybolur.
3. Optimum kesme sıcaklığı (OCT) çözeltisinde sabitlenmemiş donmuş doku slaytları için, numuneleri oda sıcaklığında her seferinde 10 dakika boyunca 1x PBS çözeltisi ile üç kez yıkamadan önce dokuları 10 dakika boyunca -20 ° C'de asetonda sabitleyin.
4. Önceden sabitlenmiş donmuş klinik doku slaytları için, slaytları oda sıcaklığında 2 dakika inkübe ederek OCT'yi eritin ve ardından her seferinde oda sıcaklığında 5 dakika boyunca üç kez 1x PBS solüsyonu ile yıkayın.

3. Paraformaldehit ile sabitlenmiş fare beyni için doku hazırlığı

1. 30-50 μm kalınlığındaki fare beyin bölümleri için bu protokolü izleyin.
   NOT: Daha büyük kesitlerde başarı bulunabilir, ancak monomer çözelti difüzyonu ve homojenizasyonu için daha uzun süreler gerekebilir.
2. Bölümler şu anda 1x PBS çözeltisinde saklanmıyorsa (örneğin, 1x PBS'de %30 [h/h] gliserol ve %30 [h/h] etilen glikol çözeltisinde), her seferinde en az 10 dakika boyunca üç kez yıkayın 6 ila 24 oyuklu bir plakada 1x PBS'de oda sıcaklığında.
3. Kaplanmamış bir cam mikroskopi lamı edinin. Cam sürgünün bir tarafı kaplanmışsa, kaplanmamış tarafı kontrol etmek için ıslak bir boya fırçası kullanın (genellikle kaplanmış tarafın etiketi buzlu camdan yapılır ve ıslandığında daha az opak hale gelir).
4. Kaplanmamış slaytı ıslatmak için bir boya fırçası kullanın. Fare beyin dokusunu boya fırçasıyla kuyu plakasından çıkarın ve dokunun düz olduğundan emin olmak için yuvarlanma hareketi kullanarak dikkatlice slaydın üzerine yerleştirin. Tüm bölümler monte edilene kadar fazla PBS'nin doku üzerinde kalmasına izin verin.
   NOT: Birden fazla doku kesiti için tek bir cam slayt kullanılabilirken, aynı anda daha fazla doku kesiti jelleştirildiğinde (ayrı slaytlarda bile), tamamen kurumamaları için daha fazla özen gösterilmelidir.
5. Bir laboratuvar kağıt bezi kullanarak, fazla PBS'nin çoğunu slayttan çıkarın. Her doku bölümünün etrafında küçük bir sıvı halkası bırakın, ancak slaytın geri kalanını çoğunlukla kuru bırakın. Kalan bu sıvı, jel monomer çözeltisi hazırlanırken dokuyu kaplayacaktır.

4. Jelleşme

NOT: Bu protokol, bu teknikle kullanılmak üzere hazırlanmış tüm doku tipleri için uygundur.

1. Doku sıkışmasını önlemek için doku bölümünün her iki tarafına ara parçalar uygulayın (Şekil 2A). Bunu yapmak için, elmas uçlu bir kalem kullanarak kapak camı parçalarını ince bir şekilde keserek ara parçaları yapın ve ardından az miktarda su veya 1x PBS kullanarak slayta sabitleyin veya az miktarda süper yapıştırıcı kullanarak sabitleyin. Ardından, ara parçaları dokunun her iki tarafına yavaşça yerleştirin.
2. Son jelleşme çözeltisini hazırlayın. Genel olarak, doku kesiti başına ~200 μL yeterlidir, ancak hacim slayt başına 800 μL'yi geçmemelidir. Daha fazla jelleştirici çözelti yayılmaya neden olacaktır.
   NOT: Metakrolein, biyomolekülleri jele sabitlemek için kullanılır. Bununla birlikte, ayrı bir ankraj adımı gerekmez ve metakrolein doğrudan nihai jelleşme çözeltisine eklenebilir.
   1. Bölüm başına aşağıdakileri sırayla birleştirin: 200 μL monomer çözeltisi, 0.5 μL %0.5 4HT stok çözeltisi (1:400 seyreltme), 0.2-0.5 μL metakrolein (doku tipine bağlı olarak 1:400-1:1.000 seyreltme; genel olarak, paraformaldehit [PFA] ile sabitlenmiş numuneler için 1:1.000 seyreltme ve FFPE klinik örnekleri için 1:400 seyreltme kullanın), 2 μL %10 TEMED stok çözeltisi (1:100 seyreltme), ve 5 μL %10 A.P.S. stok çözeltisi (1:40 seyreltme).
      NOT: Kullanmadan hemen önce son jelleşme solüsyonunu hazırlayın. Erken jelleşmeyi önlemek için, APS solüsyonunu en son ekleyin.
3. Fazla çözeltiyi doku bölümünden çıkarın ve slaydı bir Petri kabına yerleştirin. Taze hazırlanmış tüm soğuk jelleşme solüsyonunu numuneye ekleyin ve dokuya difüzyona izin vermek için karışımı doku üzerinde 4 ° C'de 30 dakika inkübe edin.
4. Doku ve jel çözeltisinin üzerine dikkatlice ikinci bir kaplanmamış cam slayt yerleştirin. Hava kabarcıklarından kaçınılmalıdır (Şekil 2B).
   NOT: Hava kabarcıkları doku üzerinde sıkışırsa, cam kapak dikkatlice kaldırılabilir ve tekrar aşağı yerleştirilebilir. Ek olarak, dökülen herhangi bir monomer çözeltisi polimerizasyondan sonra kesilebilir ve doku için herhangi bir soruna neden olmaz.
5. Polimerizasyonun tamamlandığından emin olun. Bu polimerizasyon, her biri benzer sonuçlar veren iki şekilde yapılabilir. İlk olarak, numuneleri 37 °C'de nemlendirilmiş bir ortamda (nemli bir kağıt havlu ile kapalı bir Petri kabı gibi) gece boyunca inkübe edin. Alternatif olarak, daha hızlı polimerizasyon için, numuneleri nemlendirilmiş atmosferde 37 °C'de 2 saat, ardından 60 °C'de 1 saat inkübe edin.

5. Örnek sindirim ve doku genişlemesi

NOT: Bu protokol tüm doku tipleri için uygundur.

1. Göz koruması takarak, onları ayırmak için jelleşme odasının iki cam sürgüsü arasına bir tıraş bıçağı kaydırın.
   NOT: Cam kızaklar çok kolay ayrılmalıdır. Jelin farklı kısımları her iki slayta da yapışmışsa, jeli birine veya diğerine yönlendirmek için bir boya fırçası kullanılabilir. Polimerizasyon sırasında jel özellikle kurursa, jel odasının dışına 1x PBS uygulanabilir, ancak jeli tamamen batırmayın, çünkü bu, doku homojenize edilmeden önce genişlemesine neden olur ve bu da çatlamaya neden olur.
2. Hacmi en aza indirmek için boş jeli dokunun etrafına kesin. Jelin asimetrik olarak kesilmesi, numune tamamen şeffaf olacağından, homojenizasyondan sonra jelin oryantasyonunun izlenmesine izin verir.
3. Doku içeren jeli bir jiletle slayttan yavaşça kaldırın ve bir boya fırçası ile yavaşça 2 mL'lik bir santrifüj tüpüne aktarın.
4. Tüpü önceden 80 °C'ye ısıtılmış homojenizasyon tamponu (Tablo 2) ile doldurun.
5. Numuneyi 80 °C'de 8 saat (PFA ile sabitlenmiş fare beyni için) veya 60 saat (çoğu FFPE klinik numunesi; bakınız Tablo 3) çalkalayarak inkübe edin.
   NOT: Homojenizasyon süresi doku tipine ve fiksasyon yöntemine bağlıdır. Bu koşulların çoğu zaten doğrulanmıştır, ancak diğerleri için optimizasyon gerekli olabilir.
6. Santrifüj tüpünün içeriğini 6 oyuklu plastik hücre kültürü plakasının tek bir kuyucuğuna dökün.
7. Denatürasyon tamponunu bir transfer pipeti ile çıkarın.
8. Kalan SDS'yi hidrojelden tamamen çıkarmak için, numuneyi %1'lik iyonik olmayan bir yüzey aktif madde (C₁₂E 10) çözeltisinde aşağıdaki gibi yıkayın: oda sıcaklığında her seferinde₁₀ dakika boyunca en az üç kez; 60 °C'de 60 dakika; ve daha sonra her seferinde oda sıcaklığında 10 dakika boyunca üç yıkama daha.
9. Numuneyi, genleşme sonrası boyama ve görüntüleme yapılması gerekene kadar 4 °C'de 1x PBS +% 0.02 sodyum azid içinde saklayın.
   NOT: Bu noktada, doku tipine bağlı olarak numune her boyutta ~3-4,5 kat daha büyük olmalıdır.

6. Genişleme sonrası biyomolekül profili oluşturma

1. Antikor boyama
   NOT: Bu, tipik bir immünofloresan (IF)/immünohistokimya (I.H.C.) boyama protokolünü takip eder. Kullanılan primer ve sekonder antikorların miktarları, üretici tarafından önerilen konsantrasyonlara veya spesifik deney için optimizasyona bağlıdır. Bireysel tamponlar, kullanıcının takdirine bağlı olarak değiştirilebilir.
   1. Numune, 6 oyuklu bir hücre kültürü plakasının tek bir oyuğundayken, genişletilmiş numuneleri her seferinde 10 dakika boyunca üç kez 10 dakika boyunca R.T.'de 1x PBS'de yıkayın ve sıvıyı bir pipetle aktarın.
   2. İsteğe bağlı bir engelleme adımı uygulayın (örneğin, oda sıcaklığında en az 1 saat veya gece boyunca 4 ° C'de% 3 sığır serum albümini ve% 0.1 Triton-X100).
   3. Boyama tamponundaki primer antikorlarla (örneğin, %0.1 Triton-X100 1x PBS veya 9x PBS/%1 TritonX/10 mg/L heparin) gece boyunca 37 °C'de inkübe edin. Numune büyüklüğüne bağlı olarak, 0.5-2 mL jeli yeterince örtmelidir.
   4. Numuneyi oda sıcaklığında 10x PBS'de her seferinde en az 1 dakika boyunca üç kez yıkayın.
   5. Karşılık gelen ikincil antikorlarda, tercih edilen boyama tamponunda 37 ° C'de 3 saat inkübe edin.
   6. Numuneyi oda sıcaklığında 10x PBS'de her seferinde en az 1 dakika boyunca üç kez yıkayın.
2. NHS-ester pan-protein boyama
   1. Numune 6 oyuklu bir plakadayken, numunenin üzerine 1-2 mL polietilen glikol (PEG 200) dökün (tamamen kaplayacak kadar).
      NOT: Doku küçülmeli ve orijinal genişleme öncesi boyutuna (veya ona yakın) geri dönmelidir.
   2. 1-2 mL boyama tamponunda (örneğin, 1x PBS, 2x SSC veya 100 mM sodyum bikarbonat çözeltisi) RT'de 3 saat boyunca 13.3-80 μg / mL'ye seyreltilmiş florofor konjuge NHS-ester ile boyayın.
   3. Numuneyi oda sıcaklığında 10x PBS'de her seferinde en az 1 dakika boyunca üç kez yıkayın.
3. Lipid boyama
   NOT: Ekspansiyon sonrası lipid boyama, fiksasyon işlemi sırasında lipitler kaybolduğu için FFPE klinik numunelerinde etkili değildir.
   1. Numuneyi oda sıcaklığında 10x PBS'de her seferinde en az 1 dakika boyunca üç kez yıkayın.
   2. Oda sıcaklığında 72-96 saat boyunca 2 mL %0.1 TritonX-100/1x PBS içinde 200 kat seyreltilmiş geleneksel bir lipofilik boya (DiO, DiI veya DiD) uygulayın.
   3. 1x PBS ile en az üç kez yıkayın
4. Floresan in situ hibridizasyon (FISH)
   1. Homojenize jel numunelerini 30 dakika boyunca 60 °C'ye ısıtılmış hibridizasyon tamponuna yerleştirin.
   2. FISH için hibridizasyon tamponunu hazırlayın: 2x S.S.C. (300 mM NaCl, 30 mM sodyum sitrat, pH 7.0), %10 (h/h) dekstran sülfat, %20 (h/h) etilen karbonat ve %0.1 (h/h) Tween20.
   3. Jel örneklerini, gece boyunca 45 ° C'de hedef gene (10 kb başına en az 20 prob) karşı 10 pM (oligo başına) FISH probu içeren bir hibridizasyon tamponu ile inkübe edin.
   4. Sıkı yıkama tamponu (2x S.S.C. ve %0.1 Tween20) ile her seferinde 45 °C'de 15 dakika boyunca iki kez yıkayın.
   5. Her seferinde 37 °C'de 10 dakika boyunca iki kez daha sıkı yıkama tamponu ile yıkayın.
   6. Son olarak, oda sıcaklığında her seferinde 10 dakika boyunca en az üç kez 1x PBS ile yıkayın.
   7. Numuneler, 4 °C'de 1x PBS + %0,02 sodyum azid içinde görüntülenmeye veya saklanmaya hazırdır.
5. Tam doku genişlemesi ve floresan görüntüleme
   NOT: Magnify ile elde edilebilen genişleme faktörü, doku tipine ve genişleme yöntemine göre değişir (tam bir özet Tablo 3'te bulunabilir). Bununla birlikte, genel bir tahmin olarak, bir Büyütme numunesi 1x PBS'de 3-4,5 kat, ddH₂O'da 1:50'ye seyreltilmiş PBS'de 5-7 kat ve ddH₂O'da 8-11 kat genişleyecektir. Görüntüleme için en uygun genişleme faktörü, her deneyin ihtiyaçlarına bağlıdır. Genişleme faktörü oldukça ayarlanabilir, öyle ki tek bir numune çeşitli ölçeklerde görüntüleme için birçok kez genişletilebilir ve küçültülebilir.
   1. PBS'de 4 kat genişletilmiş örnekleri bir boya fırçası kullanarak cam tabanlı 6 oyuklu bir görüntüleme plakasına taşıyın. Genişletilmiş herhangi bir numuneyi daha küçük parçalara ayırarak veya ince bir esnek plastik parçasıyla büyük bir cam tabanlı görüntüleme plakasına nazikçe yerleştirerek daha da genişletin.
   2. Geleneksel bir geniş alan mikroskobu, konfokal mikroskop veya tercih edilen başka bir görüntüleme sistemi kullanarak floresan görüntüleme gerçekleştirin. Jelin etrafındaki fazla sıvının bir kağıt laboratuvar bezi ile çıkarılması, görüntüleme sırasında jel hareketini engelleyebilir. Jeller ayrıca görüntülemeden önce cam yüzeye% 0.1 poli-L-lizin uygulanarak hareketsiz hale getirilebilir.
      NOT: Poli-L-lizin uygulaması, temas halinde jeli tamamen hareketsiz hale getirecektir. Bu nedenle jelin cama katlanmadan veya esnemeden uygulanmasına dikkat edilmelidir. Ek olarak, jelin poli-L-lizin kaplı cam üzerinde tamamen kurumasına izin verilmemelidir, çünkü bu çıkarılmasını zorlaştırabilir ve jel, poli-L-lizin ile cama tutturulurken PBS'de büzülmemelidir, çünkü bu jel veya doku hasarına neden olabilir.
   3. Görüntülemeden sonra, floresan sinyalinin bozulması nedeniyle numunelerin ddH₂O'da uzun süreli saklanması tavsiye edilmediğinden, numuneleri her seferinde en az 10 dakika boyunca en az üç yıkama ile 1x PBS'de küçültün. Özellikle, lipofilik boyalarla boyanmış tamamen genleşmiş numuneler, boyanın suda ayrışmasını önlemek için mümkün olduğunca genleşme zamanına yakın görüntülenmelidir.
   4. Numuneleri 4 °C'de 1x PBS +% 0.02 sodyum azid içinde saklayın.

Sonuçlar

Protokol başarıyla tamamlanmışsa (Şekil 1), numune ısı denatürasyonundan sonra berrak ve düz görünecektir; Herhangi bir katlanma veya buruşma, eksik homojenizasyonu gösterir. Başarılı bir şekilde genişletilmiş bir numune, 1x PBS'de genişlemeden öncekinden 3-4,5 kat daha büyük ve ddH₂O'da tamamen genişletildiğinde 8-11 kat daha büyük olacaktır. Şekil 3, bu protokol kullanılarak işlenen ve başarılı bir şekilde 8 kattan...

Tartışmalar

Burada, tek bir kimyasal ankraj ile birden fazla biyomolekülü tutabilen ve ısı denatürasyonu ile zorlu FFPE klinik örneklerini¹¹ kata kadar genişletebilen bir ExM varyantı olan Magnify protokolünü sunuyoruz. Bu protokolü diğer ExM protokollerinden ayıran temel değişiklikler, tamamen genişletildiğinde bile mekanik olarak sağlam kalan yeniden formüle edilmiş bir jelin kullanımını ve ayrıca biyomolekül çapası olarak metakrolein kullanımını içerir. Bu protokoldeki en kri...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
4-hydroxy-TEMPO (4HT)	Sigma Aldrich	176141	Inhibitor
6-well glass-bottom plate (#1.5 coverglass)	Cellvis	P06-1.5H-N
Acrylamide	Sigma Aldrich	A8887	Gel Monomer component
Ammonium persulfate (APS)	Sigma Aldrich	A3678	Initiatior
DAPI (1 mg/mL)	Thermo Scientific	62248
Decaethylene glycol mono dodecyl ether (C12E10)	Sigma Aldrich	P9769	Non-ionic surfactant
Diamond knife No. 88 CM	General Tools	31116
Ethanol	Pharmco	111000200
Ethanol	Pharmco	111000200
Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) 0.5 M	VWR	BDH7830-1	Homogenization Buffer Component
Forceps
Glycine	Sigma Aldrich	G8898	Homogenization Buffer Component
Heparin	Sigma Aldrich	H3393
Methacrolein	Sigma Aldrich	133035	Anchoring Agent
Micro cover Glass #1 (24x60mm)	VWR	48393 106
Micro cover Glass #1.5 (24x60mm)	VWR	48393 251
N,N,N′,N′- Tetramethylethylenediamine (TEMED)	Sigma Aldrich	T9281	Accelerator
N,N′-Methylenebisacrylamide (Bis)	Sigma Aldrich	M7279	Gel Monomer component
N,N-dimethylacrylamide (DMAA)	Sigma Aldrich	274135	Gel Monomer component
Nunclon 4-Well x 5 mL MultiDish Cell Culture Dish	Thermo Fisher	167063
Nunclon 6-Well Cell Culture Dish	Thermo Fisher	140675
Nunc™ 15mL Conical	Thermo Fisher	339651
Nunc™ 50mL Conical	Thermo Fisher	339653
Orbital Shaker
Paint brush
pH Meter
Phosphate Buffered Saline (PBS), 10x Solution	Fischer Scientific	BP399-1
Polyethylene glycol  200	Sigma Aldrich	P-3015
Proteinase K (Molecular Biology Grade)	Thermo Scientific	EO0491
Razor blade	Fischer Scientifc	12640
Safelock Microcentrifuge Tubes 1.5 mL	Thermo Fisher	3457
Safelock Microcentrifuge Tubes 2.0 mL	Thermo Fisher	3459
Sodium acrylate (SA)	AK Scientific	R624	Gel Monomer component
Sodium azide	Sigma Aldrich	S2002
Sodium chloride	Sigma Aldrich	S6191
Sodium citrate tribasic dihydrate	Sigma Aldrich	C8532-1KG
Sodium dodecyl sulfate (SDS)	Sigma Aldrich	L3771	Homogenization Buffer Component
Tris Base	Fischer Scientific	BP152-1	Homogenization Buffer Component
Triton X-100	Sigma Aldrich	T8787
Urea	Sigma Aldrich	U5378	Homogenization Buffer Component
Xylenes	Sigma Aldrich	214736
20x SSC	Thermo Scientific	AM9763
Tween20	Sigma Aldrich	P1379
poly-L-lysine	Sigma Aldrich	P8920