ITSN PI3K C2β, ve bu protokolde kullanılan kontrol vektörlerinin sadece ticari olmayan amaçlar için, talep üzerine yazarlar mevcuttur. Yazarlar, lütfen tavsiye ve O&#39;Bryan laboratuar BiFC protokolü oluşturulmasında kullanılan reaktifler sağlamak için Dr. Chang-Deng Hu kabul etmek istiyoruz. KAW Vakfı Jerome Lejeune fon tarafından desteklenmiştir. O&#39;Bryan laboratuvar İş Ulusal Sağlık Enstitüsü, (HL090651), DOD (PR080428), St. Baldrick Vakfı ve Vakıf Jerome Lejeune hibe tarafından desteklenmektedir.

A. BiFC Kalibrasyon <ol><li> Fluorofor seçin. BiFC füzyon ortakları (Tablo 1) yanı sıra, YFP ve Venüs gibi, birden fazla fluorophores vardır. Venüs Amino-ve karboksi-terminal uçları YFP BiFC parçaları fluorofor oluşumu 2 kolaylaştırmak için 30 ° C&#39;de bir ön inkübasyon gerektiren, karmaşık bir form için 37 ° C&#39;de mümkün. Bu düşük bir ısıda inkübasyon bazı hücresel süreçleri değiştirmek ve parçaları seçerken dikkate alınmalıdır. Eritme proteinlerin karboksi-terminus Venüs vektörler Addgene ( <a href="http://www.addgene.org/pgvec1">http://www.addgene.org/pgvec1</a> kontrolleri olarak kullanmak için ek yapıları, örneğin birlikte; seepBiFC-VN173 ve pBiFC-VC155) <a href="http://www.addgene.org/pgvec1?f=c&amp;identifier=22012&amp;atqx=BiFC&amp;cmd=findpl">pBiFC-bJunVN173</a> ve pBiFC-bFosVC155 2. Amino-terminal Venüs vektörler (pFLAG VN173 ve PHA-VC155) dahil olmak üzere daha fazla vektörler, aşağıdaki web sitesini de mevcuttur: <a href="http://people.pnhs.purdue.edu/%7Ehu1/">http://people.pnhs.purdue.edu/ ~ hu1 /</a> . </li><li> Ilgi protein Etiketi BiFC parçaları aday proteinler, amino ve karboksi-terminal uçlarında kaynaşmıştır . Bazı proteinler, protein fonksiyonunun bozulması nedeniyle her iki ucunda, etiketleme için izin vermeyebilir. Örneğin, Ras GTPases süperailesinin birçok üyeleri o sonunda BiFC parçalarının karboksi-terminus böylece engelleyen eklenti değiştirilmiş lipit. Böylece, BiFC parçalarının eki ilgi proteinlerin fonksiyonu nasıl etkileyebileceği bazı fikir sahibi olmak önemlidir. Bir protein nasıl etiketleme etkileyecek belirsiz ise işlevi birden fazla kombinasyon test edilmelidir. BiFC parçası ek olarak, bir peptid ilintileyici parçalanmış fluorofor ve aday proteinleri arasındaki esnekliği artırmak dahil edilebilir. BiFC vektörler çoklu klonlama siteleri (MCS) yeterli esneklik, RSIAT, KQKVMNH ve RPACKIPNDLKQKVMNH linkers sağlayabilir kısa amino asit uzanır kodlamak BiFC deneyler 3,9 iken başarıyla kullanılmaktadır </li><li> Transfeksiyon koşulları belirleyin. Birden fazla mutantlar test önce, birkaç kontrol deneyleri yapılmalıdır. Denenmelidir ilk iki BiFC kombinasyonları, iki yabani türü proteinler etkileşime girdiği bilinmektedir ve bir yabani tip ve mutant bir etkileşim yok. Bu iki kombinasyonları kullanarak, farklı miktarlarda DNA ve transfeksiyon kez aday proteinler için bir BiFC sinyal tespit için en uygun koşulların belirlenmesi için test edilmelidir. Biz 6 kuyu çanağı tek bir için her BiFC inşa 0.25ug, 0.5ug 1.0ug test öneririz. Sinyal gelişimi için en uygun zamanı belirlemek için floresan mikroskopi transfeksiyon monitör hücreleri bir gün sonra. <a href="http://www.addgene.org/pgvec1?f=c&amp;identifier=22012&amp;atqx=BiFC&amp;cmd=findpl">PBiFC bJunVN173</a> ve pBiFC-bFosVC155 2 yapıları BiFC için yararlı pozitif kontrol ve Addgene (yukarıya bakınız) mevcuttur. Buna ek olarak, Western blot analizi yapıları eşit ifade onaylamak için yapılmalıdır. Koşullar floresan sinyal iki yabani türü proteinler ama hiç sinyal arasında gözlenen bu tür yabani tip ve mutant proteinler arasında görülmektedir tercih edilmelidir. Sonuç olarak, protein ekspresyonu herhangi bir non-spesifik etkileşimleri önlemek için mümkün olduğunca düşük tutmak için en iyisidir. </li><li> BiFC parçalarının yanı sıra, ilgi proteinlerin yerelleştirme değiştirir olmadığını belirlemek Her BiFC inşa HA veya BAYRAK epitop etiketi içerir . Immunostain HA veya BAYRAK epitop etiketi yanı sıra BiFC etiketi ilgi proteinlerin lokalizasyonu etkiler olmadığını belirlemek için de endojen protein (mümkünse) hücreler transefected. </li></ol> B. Hücre Kaplama ve Transfeksiyon <ol><li> COS hücreleri (1.3x10 5), her bir cam alt Matek örnek başına 6-plaka levha ve iki kuyu üzerine kaplanmıştır . Hücreler 37 ° C geceleme yerleşmek için izin verin Faiz aday proteinleri daha uygun olan alternatif hücre tipleri de kullanılıyor olabilir. </li><li> DNA&#39;lar transfeksiyon için hazırlayın. Biz genellikle COS transfections Lipofectamine (Invitrogen) kullanmaktadır. Ancak, diğer reaktifler ilgi hücre hattı için daha uygun olabilir. Transfeksiyon karışımı bir cam alt çanağı ve 6-plaka iki kuyu arasında bölünmüş olacağından, bu bölünme için hesap DNA uygun miktarda kullanın. Serum serbest (SF) DMEM 250uL DNA seyreltilir. 1 / 5 &#39;transfeksiyon kontrol olarak toplam BiFC DNA&#39;lar miktarı CFP ekleyin. BiFC ölçümü için, sadece hücreleri CFP için olumlu bir BiFC sinyal varlığı için analiz edilecektir. Bu nedenle alternatif bir transfeksiyon kontrolü; CFP spektrumları Tablo 1&#39;de bazı BiFC çiftleri ile üst üste olacağını edinbelki de gerekli. 250uL SF DMEM (DNA 10uL Lipofectamine/1ug) Lipofectamine sulandırınız. DNA ve Lipofectamine dilüsyonları karıştırın. 20dk oda sıcaklığında inkübe edin. Not: Lipofectamine: DNA oranı hücre tipine bağlı olarak değişebilir. Ilgi hücre hattı için uygun Transfeksiyonu yöntemi kullanın. </li><li> 2x hücrelerin sıcak SF DMEM ile durulayın. 6-iyi bir yemeğin her cam taban plakası veya SF DMEM 2mL ekleyin. </li><li> Transfeksiyon karışımı bir cam alt çanağı ve 6-iyi bir yemeğin iki kuyu arasında eşit olarak her bir bölme. </li><li> 5 saate hücreleri 37 ° C&#39;de inkübe edin. </li><li> Transfeksiyon ortamı çıkarın ve eksiksiz bir medya (% DMEM 10 FBS) ile değiştirin. </li><li> Gecede inkübe hücreleri 37 ° C Inkübasyon aşağıdaki transfeksiyon uzunluğu ilgi proteinlerin ekspresyon düzeyleri bağlı olarak değişecektir. Bu adımı ampirik olarak tespit edilmesi gerekmektedir, böylece uzun süreli inkübasyon spesifik olmayan etkileşim meydana gelebilir. </li></ol> Görüntüleme için C. Hücre Hazırlık <ol><li> Hücreler, başlangıçta pozitif kontrol floresan olduğundan emin olmak için bir epifluorescent mikroskop altında incelenir. Eğer doğru değilse, 37 ° C ye kadar sinyal görülmektedir hücreleri ek süre izin için gerekli olabilir. </li><li> 3x hücreler PBS (pH 7.4) ile durulayın. Cam tabak içinde alt hücreleri için% 2 paraformaldehid (pH 7.4) ekleyin. 10 dakika süreyle buz üzerinde hücrelerin düzeltildi. 3x hücreler PBS (pH 7.4) ile durulayın. 4 Mağaza hücreleri ° C 1 ml PBS (pH 7.4) ile kaplanmıştır. Hücreler görüntüleme için sabit olmak zorunda değilsiniz, ancak bir kez BiFC parçaları sağlam bir fluorofor dinamik etkileşimleri 3 geri dönüşümsüz böylece önlenmesi analiz reform. Ayrıca, Sabitlenmemiş hücreleri sinyal geliştirmeye devam edeceğini unutmayın. 6-iyi çanak hücrelerin Lyse ve Western Blot analizi için lizatları hazırlamak. Parçalanmış hücreleri görüntülü hücrelerin temsilcisi böylece tüm hücreleri aynı zamanda hazır olduklarını önemlidir. </li></ol> D. Görüntüleme Hücreler <ol><li> Floresan yoğunluğu, hücre başına hesaplanacaktır. Görüntü bireysel hücrelere emin olun. </li><li> CFP bir tranfection kontrol olarak dahil oldu ve sadece CFP pozitif hücrelerin BiFC sinyalleri analiz için seçilir. Biz hücre CFP ile transfekte ise, aynı zamanda BiFC yapıları ile transfekte olduğunu varsayıyor. Bu yaklaşım BiFC bir sinyal eksikliği görüntülü hücreler ilgi proteinleri ve birinin yokluğu nedeniyle ya da o hücrenin hem de BiFC ifade yapıları arasında bir etkileşim eksikliği nedeniyle olumsuz olduğunu garanti eder. </li><li> Biz Zeiss LSM 510 konfokal mikroskop hücre görüntüleme için kullanın. Bu mikroskop kullanarak zum, iğne deliği, dedektör kazanç, amplifikatör ofset, çerçeve boyutu, tarama hızı, tarama ortalama ve lazer güç tutarlı tutmak için önemlidir. Herhangi bir görüntüleme sistemi kullanılarak floresan örnekleri arasında karşılaştırılabilir şekilde ayarlar sabit tutmak için önemlidir. Ayrıca, floresan niceleme zaman piksel doymuş olması önemlidir. </li></ol> E. Floresan miktarının <ol><li> Floresan herhangi bir görüntüleme yazılımı kullanarak sayısal olabilir. Biz NIH (http://rsb.info.nih.gov/ij/) serbestçe kullanılabilir. ImageJ kullanmaktadır. ImageJ görüntü dosyaları açın. AnalyzeSet ​​Ölçümler git. Alan için onay kutularını ve Ölçümler kutusunda ortalama Gri Değer. </li><li> &#39;Serbest el seçimi&#39; aracını kullanarak, tüm hücre CFP kanal kenarında bir taslak çizin. </li><li> Bu anahat yerinde bırakarak, YFP kanala geçiş. AnalyzeMeasure için gidin. Ortalama Gri Değeri piksel sayısını (yani hücrenin alan başına ortalama floresan yoğunluğu) bölünmesiyle seçiminde tüm piksellerin gri değerlerin toplamıdır. </li><li> Her resim için bir hücre içermeyen bir alanda YFP kanal bir daire çizin. Arka plan olarak bu alan için bir ölçüm alın. Her görüntünün arka planı çıkarma. </li><li> Bir örnek görüntülü tüm hücreler için ortalama Gri Değer eksi arka plan ortalama. Bu hücrelerden oluşan bir nüfus için ortalama floresan yoğunluğu olacak. Biz üç deney içinde yaklaşık 60 hücreleri sayısal olarak öneriyorum. </li></ol> F. Temsilcisi Sonuçlar: Bizim laboratuvar çok etki alanı iskele protein, birden fazla biyokimyasal ve sinyal yolları 10,11,12,13,14 düzenlemek için sayısız proteini ile etkileşime intersectin (ITSN) odaklanır. ITSN iki Eps15 homoloji (EH) etki, bir sarmal sarmal bölge ve beş Src homoloji 3 (SH3) etki içerir. ITSN, uzun izoformu Dbl homoloji (DH) ve Cdc42 15 guanin nükleotid değişim faktörü olarak konser pleckstrin homoloji (PH) alan bu hareket içerir. Bu modüler yapısı protein destekler:, protein etkileşimleri ve BiFC deneyler için ideal bir aday ITSN yapar. ITSN, hücre içi lokalizasyonu bağlayıcı ortakları değiştirmek ve bu nedenle ITSN (unpublis tarafından düzenlenen yollar değiştirebilirhed veri). Son zamanlarda, bizim laboratuvar ITSN bir roman sınıf II PI3K, PI3K-C2β 11 düzenlenmesi yoluyla nöronal hayatta kalma düzenleyen göstermiştir . PI3K-C2β amino-terminal Pro-zengin bir etki ITSN SH3 etki alanı için iki bağlanma yerleri içerir. ITSN ve PI3K-C2β kesilmesi mutantlar ile birlikte immunoprecipitation kullanarak ITSN SH3A ve SH3C etki alanı PI3K-C2β amino-terminal bölge ile etkileşim içinde olduğunu gösterdi. Sonra, bu karmaşık hücre içi lokalizasyonu görselleştirmek için BiFC kullandı. ITSN Venüs (PHA-VC155) karboksi-terminus erimiş Venüs (pFLAG VN173) ve PI3K C2β yapıları amino terminus erimiş oldu. Başka bir negatif kontrol olarak, non-spesifik peptid PHA-VC155 erimiş oldu. VN-ITSN ve VC-PI3K-C2β bir noktasal dağılımı (Şekil 2A, üst panelleri) ile bir BiFC kompleksi kurdu. PI3K-co-yağış ITSN ve PI3K-C2β bozabilir C2β Pro zengin etki Mutasyonlar BiFC sinyal (Şekil 2A, alt paneller) 11 azalmıştır. ITSN ve iki PI3K C2β proteinler arasında BiFC sinyal Bu fark, protein ekspresyonu (Şekil 2B) farklılıklar nedeniyle değildi. <img src="/files/ftp_upload/2643/2643fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1 BiFC, fluorofor (Bu durumda Venüs) amino (VN) ikiye bölünmüş durumda ve karboksi-terminal (VC) sona erer. Bu ilgi iki proteinlerine biter kaynaşmıştır. Iki protein etkileşim, VN ve VC parçaları yeniden ilişkilendirmek etkileşim siteleri fluorofor ve floresan sulandırıldıktan. Protein etkileşimleri 5: BiFC protein ölçmek için kullanılan protein parçası tamamlama yöntemi (PCA) belirli bir örnek. <img src="/files/ftp_upload/2643/2643fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2 ITSN ve PI3K C2β formu BiFC kompleksi. A. VN etiketli ITSN VC-etiketli PI3K C3β WT veya prolin zengin bir etki ile birlikte-tranfected mutant (PI3K-C2β-PA). ITSN ve WT PI3K C2β formu bir kompleks (yeşil). CFP Western Blot yapıları eşit ifade göstermek için yapıldı transfeksiyon kontrolü B. (kırmızı) olarak kullanılmıştır. VC-etiketli yapıları HA etiketlenir. <img src="/files/ftp_upload/2643/2643table1.jpg" alt="Tablo 1" /> Tablo 1 BiFC uyumlu birden çok vektörleri vardır. YN155: YFP 1-155aa; YC155: YFP 155-238aa; YN173: YFP 1-172aa; YFP YC173, 173-238aa; VN155: 1-Venüs 154aa; VC155: 155-238 Venüs; VN173: Venüs 1-172aa; VC173: 173-238aa Venüs; CN155 CFP 1-154aa; CC155 CFP 155-238aa, GN173: GFP 1-172aa CitN155: Sitrin 1-155aa CitC155: 155-238aa Sitrin CitN173: Sitrin 1-172aa, CitC173: Sitrin 173-238aa CerN173: 1-172aa Cerulean 2,3,9.

<ol>
	<li>Kerppola, T. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+molecular+interactions+by+fluorescence+complementation.">Visualization of molecular interactions by fluorescence complementation.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 7, 449-456 (2006).</li><li>Shyu, Y. J., Liu, H., Deng, X., Hu, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+new+fluorescent+protein+fragments+for+bimolecular+fluorescence+complementation+analysis+under+physiological+conditions.">Identification of new fluorescent protein fragments for bimolecular fluorescence complementation analysis under physiological conditions.</a> Biotechniques. 40, 61-66 (2006).</li><li>Hu, C. D., Chinenov, Y., Kerppola, T. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+interactions+among+bZIP+and+Rel+family+proteins+in+living+cells+using+bimolecular+fluorescence+complementation.">Visualization of interactions among bZIP and Rel family proteins in living cells using bimolecular fluorescence complementation.</a> Mol Cell. 9, 789-798 (2002).</li><li>Tsien, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+green+fluorescent+protein.">The green fluorescent protein.</a> Annu Rev Biochem. 67, 509-544 (1998).</li><li>Michnick, S. W., Remy, I., Campbell-Valois, F. X., Vallee-Belisle, A., Pelletier, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+protein-protein+interactions+by+protein+fragment+complementation+strategies.">Detection of protein-protein interactions by protein fragment complementation strategies.</a> Methods Enzymol. S328, 208-230 (2000).</li><li>Michnick, S. W., MacDonald, M. L., Westwick, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+genetic+strategies+to+delineate+MAP+kinase+signaling+pathways+using+protein-fragment+complementation+assays+(PCA).">Chemical genetic strategies to delineate MAP kinase signaling pathways using protein-fragment complementation assays (PCA).</a> Methods. 40, 287-293 (2006).</li><li>Piston, D. W., Kremers, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent+protein+FRET:+the+good,+the+bad+and+the+ugly.">Fluorescent protein FRET: the good, the bad and the ugly.</a> Trends Biochem Sci. 32, 407-414 (2007).</li><li>Ciruela, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-based+methods+in+the+study+of+protein-protein+interactions+in+living+cells.">Fluorescence-based methods in the study of protein-protein interactions in living cells.</a> Curr Opin Biotechnol. 19, 338-343 (2008).</li><li>Hu, C. D., Kerppola, T. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+visualization+of+multiple+protein+interactions+in+living+cells+using+multicolor+fluorescence+complementation+analysis.">Simultaneous visualization of multiple protein interactions in living cells using multicolor fluorescence complementation analysis.</a> Nat Biotechnol. 21, 539-545 (2003).</li><li>Martin, N. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intersectin+regulates+epidermal+growth+factor+receptor+endocytosis,+ubiquitylation,+and+signaling.">Intersectin regulates epidermal growth factor receptor endocytosis, ubiquitylation, and signaling.</a> Mol Pharmacol. 70, 1643-1653 (2006).</li><li>Das, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+neuron+survival+through+an+intersectin-phosphoinositide+3'-kinase+C2beta-AKT+pathway.">Regulation of neuron survival through an intersectin-phosphoinositide 3'-kinase C2beta-AKT pathway.</a> Mol Cell Biol. 27, 7906-7917 (2007).</li><li>Mohney, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intersectin+activates+Ras+but+stimulates+transcription+through+an+independent+pathway+involving.">Intersectin activates Ras but stimulates transcription through an independent pathway involving.</a> JNK. J Biol Chem. 278, 47038-47045 (2003).</li><li>Tong, X. K., Hussain, N. K., Adams, A. G., O'Bryan, J. P., McPherson, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intersectin+can+regulate+the+Ras/MAP+kinase+pathway+independent+of+its+role+in+endocytosis.">Intersectin can regulate the Ras/MAP kinase pathway independent of its role in endocytosis.</a> J Biol Chem. 275, 29894-29899 (2000).</li><li>Adams, A., Thorn, J. M., Yamabhai, M., Kay, B. K., O'Bryan, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intersectin+an+adaptor+protein+involved+in+clathrin-mediated+endocytosis,+activates+mitogenic+signaling+pathways.">Intersectin an adaptor protein involved in clathrin-mediated endocytosis, activates mitogenic signaling pathways.</a> J Biol Chem. 275, 27414-27420 (2000).</li><li>O'Bryan, J. P., Mohney, R. P., Oldham, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitogenesis+and+endocytosis:+What's+at+the+INTERSECTIoN?.">Mitogenesis and endocytosis: What's at the INTERSECTIoN?.</a> Oncogene. 20, 6300-6308 (2001).</li><li>Shyu, Y. J., Suarez, C. D., Hu, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+AP-1+NF-kappaB+ternary+complexes+in+living+cells+by+using+a+BiFC-based+FRET.">Visualization of AP-1 NF-kappaB ternary complexes in living cells by using a BiFC-based FRET.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 151-156 (2008).</li></ol>

Bütün hücrelerde protein etkileşimleri ve bu kompleksleri hücre içi lokalizasyonu belirlenmesi: BiFC protein görselleştirmek için mükemmel bir yöntemdir. BiFC, avantajları sadece etkileşen proteinler floresan olduğunu, geçici etkileşimler stabilize ve görüntüleme verileri post-processing az. Bu yöntemin dezavantajları fluorofor ve fluorofor kompleks tersinmezlik için olgunlaşma zamanı. Bazı uygulamalar altında bu tersinmezlik bir avantaj olarak kullanılabilir. Örneğin, bir kurucu aktivasyon ...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>DMEM</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cellgro</td>
<td>10-013</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fetal bovine serum</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cellgro</td>
<td>35-011-CV</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass Bottom Microwell dishes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Matek</td>
<td>P35G-1.5-14C</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>6-well dishes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Falcon</td>
<td>35-3846</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Lipofectamine</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>18324020</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>PBS</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cellgro</td>
<td>21-031-CV</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Paraformaldehyde</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>P6148</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Confocal Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Zeiss</td>
<td>LSM510 META</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

bimolecular fluorescence complementation

Sinyalizasyon komplekslerinin hücre içi dağıtım tanımlama karmaşık çıkış anlamak için şarttır. , Immunoprecipitation konvansiyonel yöntemlerle komplekslerin uzamsal lokalizasyonu hakkında bilgi vermemektedir. BiFC aksine, etkileşim ve protein kompleksleri sar compartmentalization izler. Bu yöntemde, bir fluororescent protein, amino ve karboksi-terminal sonra iki protein ilgi erimiş olmayan floresan parçalarının içine ikiye bölünmüş durumda. Fluorofor sulandırma (Şekil 1) 1,2 proteinlerin etkileşimi. BiFC bir sınırlaması parçalanmış fluorofor sulandırılmış bir kez karmaşık 3 geri dönüşümsüz olmasıdır. Bu sınırlama, geçici ya da zayıf etkileşimleri tespit avantajlı, ama karmaşık dinamiklerin bir kinetik analizi engellemektedir. Ek bir uyarı sulandırılmış flourophore yine gerçek zamanlı etkileşimler 4 gözlem engelleyen, olgun ve floresan için 30 dakika gerektirir. Protein etkileşimleri 5,6: BiFC,, yeşil floresan protein çeşitleri olarak muhabir proteinleri (BiFC), dihidrofolat redüktaz, b-laktamaz ve protein ölçmek için lusiferaz istihdam protein parçası tamamlama yöntemi (PCA) belirli bir örnek . Protein çalışmak için alternatif yöntemler: hücrelerinde protein etkileşimleri floresan co-yerelleştirme ve Förster rezonans enerji transferi (FRET) 7 içerir. Eş-lokalizasyonu için, iki protein ayrı ayrı, doğrudan fluorofor veya dolaylı immünofloresan ya etiketlenir. Ancak, bu yaklaşım, co-lokalizasyon verileri yorumlamak zor olmayan etkileşim proteinlerin yüksek arka yol açar. Buna ek olarak, konfokal mikroskobi çözünürlük sınırları nedeniyle, iki proteinin mutlaka etkileşim olmadan co-lokalize görünebilir. BiFC ile ilgi iki proteinin etkileşime girdiğinde, floresan sadece görülmektedir. FRET protein çalışmak için başka bir mükemmel bir yöntemdir: protein etkileşimleri, ama teknik olarak zor olabilir. FRET deneyler, donör ve alıcı hücrede benzer bir parlaklık ve stokiyometri olması gerekir. Buna ek olarak, bir donör yoluyla alıcısı kanal ve tersi içine kanama için hesaba katmalısınız. FRET aksine, BiFC, küçük bir arka plan görüntü verilerini floresan, küçük işleme sonrası yüksek aşırı ekspresyonu gerektirmez ve zayıf veya geçici etkileşimler algılayabilir. Biyoparlaklık rezonans enerji transferi (Bret), donör, böylece heyecan verici bir alıcı bioluminescent olmak için bir substrat katalize bir enzim (örneğin lusiferaz) dışında FRET benzer bir yöntem. Bret teknik sorunlar, kanama ve yüksek arka plan floresan yoksun ama özel bölmeleri 8 substrat lokalizasyonu eksikliği nedeniyle mekansal bilgi sağlama yeteneğine yoksundur . Genel olarak, BiFC bölümlere sinyalizasyon içgörü kazanmak için protein kompleksleri hücre içi lokalizasyonu görselleştirmek için mükemmel bir yöntemdir.

Watch this Scientific Journal Video about Bimolecular Fluorescence Complementation at JoVE.com

Bimolecular Fluorescence Complementation

Proteinlerin hücre içi lokalizasyonu hücre sinyal uzay-zamansal düzenleme belirlenmesinde önemlidir. Burada, iki moleküllü floresan proteinlerin hücre mekansal etkileşimleri izlenmesi için basit bir yöntem olarak tamamlama (BiFC) açıklar.

Bimoleküler Floresan tamamlama

Defining the subcellular distribution of signaling complexes is imperative to understanding the output from that complex. Conventional methods such as ...

Research

JoVE Journal

Biology

27.8K Görüntüleme.  University of Illinois at Chicago. Proteinlerin hücre içi lokalizasyonu hücre sinyal uzay-zamansal düzenleme belirlenmesinde önemlidir. Burada, iki moleküllü floresan proteinlerin hücre mekansal etkileşimleri izlenmesi için basit bir yöntem olarak tamamlama (BiFC) açıklar.

Video: Bimolecular Fluorescence Complementation

Time-lapse Imaging of Mitosis After siRNA Transfection

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and cellular content. Hallmark events of mitosis, such as chromosome movement, can be readily tracked on an individual cell basis using time-lapse fluorescence microscopy of mammalian cell lines expressing specific GFP-tagged proteins. In combination with RNAi-based depletion, this can be a powerful method for pinpointing the stage(s) of mitosis where defects occur after levels of a particular protein have been lowered. In this protocol, we present a basic method for assessing the effect of depleting a potential mitotic regulatory protein on the timing of mitosis. Cells are transfected with siRNA, placed in a stage-top incubation chamber, and imaged using an automated fluorescence microscope. We describe how to use software to set up a time-lapse experiment, how to process the image sequences to make either still-image montages or movies, and how to quantify and analyze the timing of mitotic stages using a cell-line expressing mCherry-tagged histone H2B. Finally, we discuss important considerations for designing a time-lapse experiment. This strategy is complementary to other approaches and offers the advantages of 1) sensitivity to changes in kinetics that might not be observed when looking at cells as a population and 2) analysis of mitosis without the need to synchronize the cell cycle using drug treatments. The visual information from such imaging experiments not only allows the sub-stages of mitosis to be assessed, but can also provide unexpected insight that would not be apparent from cell cycle analysis by FACS.

Here we describe a basic protocol to image and quantify the mitotic timing of live mammalian tissue culture cells after siRNA transfection.

Zaman atlamalı Görüntüleme siRNA Transfeksiyon sonra Mitoz

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and ...

Biyoloji

Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) Assay for Protein-Protein Interaction in Onion Cells Using the Helios Gene Gun

Investigation of gene function in diverse organisms relies on knowledge of how the gene products interact with each other in their normal cellular environment. The Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) Assay1 allows researchers to visualize protein-protein interactions in living cells and has become an essential research tool. This assay is based on the facilitated association of two fragments of a fluorescent protein (GFP) that are each fused to a potential interacting protein partner. The interaction of the two protein partners would facilitate the association of the N-terminal and C-terminal fragment of GFP, leading to fluorescence. For plant researchers, onion epidermal cells are an ideal experimental system for conducting the BiFC assay because of the ease in obtaining and preparing onion tissues and the direct visualization of fluorescence with minimal background fluorescence. The Helios Gene Gun (BioRad) is commonly used for bombarding plasmid DNA into onion cells. We demonstrate the use of Helios Gene Gun to introduce plasmid constructs for two interacting Arabidopsis thaliana transcription factors, SEUSS (SEU) and LEUNIG HOMOLOG (LUH)2 and the visualization of their interactions mediated by BiFC in onion epidermal cells.

Bimolecular Fluorescence Complementation BiFC Assay for Protein-Protein Interaction in Onion Cells Using the Helios Gene Gun

This article illustrates how to properly use the BioRad Helios Gene Gun to introduce plasmid DNA into onion epidermal cells and how to test for protein-protein interactions in onion cells based on the principle of Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC)

Helios Gen Tabancası kullanarak Soğan Hücrelerde Protein-Protein Etkileşimi Bimoleküler Floresan tamamlama (BiFC) Testi

Investigation of gene function in diverse organisms relies on knowledge of how the gene products interact with each other in their normal cellular ...

Cell Electrofusion Visualized with Fluorescence Microscopy

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves application of short high-voltage electric pulses to cells that are in close contact. Application of short, high-voltage electric pulses causes destabilization of cell plasma membranes. Destabilized membranes are more permeable for different molecules and also prone to fusion with any neighboring destabilized membranes. Electrofusion is thus a convenient method to achieve a non-specific fusion of very different cells in vitro. In order to obtain fusion, cell membranes, destabilized by electric field, must be in a close contact to allow merging of their lipid bilayers and consequently their cytoplasm. In this video, we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method. In this method, cells are allowed to attach only slightly to the surface of the well, so that medium can be exchanged and cells still preserve their spherical shape. Fusion visualization is assessed by pre-labeling of the cytoplasm of cells with different fluorescent cell tracker dyes; half of the cells are labeled with orange CMRA and the other half with green CMFDA. Fusion yield is determined as the number of dually fluorescent cells divided with the number of all cells multiplied by two.

In this video we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method using electroporation and the subsequent detection of fused cells visualization with fluorescence microscopy.

Hücre Elektrofüzyon Floresan Mikroskop ile görüntülendi

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves ...

Detection of Protein Interactions in Plant using a Gateway Compatible Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) System

We have developed a BiFC technique to test the interaction between two proteins in vivo. This is accomplished by splitting a yellow fluorescent protein (YFP) into two non-overlapping fragments. Each fragment is cloned in-frame to a gene of interest. These constructs can then be co-transformed into Nicotiana benthamiana via Agrobacterium mediated transformation, allowing the transit expression of fusion proteins. The reconstitution of YFP signal only occurs when the inquest proteins interact 1-7. To test and validate the protein-protein interactions, BiFC can be used together with yeast two hybrid (Y2H) assay. This may detect indirect interactions which can be overlooked in the Y2H. Gateway technology is a universal platform that enables researchers to shuttle the gene of interest (GOI) into as many expression and functional analysis systems as possible8,9. Both the orientation and reading frame can be maintained without using restriction enzymes or ligation to make expression-ready clones. As a result, one can eliminate all the re-sequencing steps to ensure consistent results throughout the experiments. We have created a series of Gateway compatible BiFC and Y2H vectors which provide researchers with easy-to-use tools to perform both BiFC and Y2H assays10. Here, we demonstrate the ease of using our BiFC system to test protein-protein interactions in N. benthamiana plants.

Detection of Protein Interactions in Plant using a Gateway Compatible Bimolecular Fluorescence Complementation BiFC System

We have developed a technique to test protein-protein interactions in plant. A yellow fluorescent protein (YFP) is split into two non-overlapping fragments. Each fragment is cloned in-frame to a gene of interest via Gateway system, enabling expression of fusion proteins. Reconstitution of YFP signal only occurs when the inquest proteins interact.

Ağ Geçidi Uyumlu Bimoleküler Floresan tamamlama (BiFC) kullanarak Bitki Protein Etkileşimleri Tespiti

We have developed a BiFC technique to test the interaction between two proteins in vivo. This is accomplished by splitting a yellow fluorescent protein ...

Cryosectioning Yeast Communities for Examining Fluorescence Patterns

Microbes typically live in communities. The spatial organization of cells within a community is believed to impact the survival and function of the community1. Optical sectioning techniques, including confocal and two-photon microscopy, have proven useful for observing spatial organization of bacterial and archaeal communities2,3. A combination of confocal imaging and physical sectioning of yeast colonies has revealed internal organization of cells4. However, direct optical sectioning using confocal or two-photon microscopy has been only able to reach a few cell layers deep into yeast colonies. This limitation is likely because of strong scattering of light from yeast cells4.
Here, we present a method based on fixing and cryosectioning to obtain spatial distribution of fluorescent cells within Saccharomyces cerevisiae communities. We use methanol as the fixative agent to preserve the spatial distribution of cells. Fixed communities are infiltrated with OCT compound, frozen, and cryosectioned in a cryostat. Fluorescence imaging of the sections reveals the internal organization of fluorescent cells within the community.
Examples of yeast communities consisting of strains expressing red and green fluorescent proteins demonstrate the potentials of the cryosectioning method to reveal the spatial distribution of fluorescent cells as well as that of gene expression within yeast colonies2,3. Even though our focus has been on Saccharomyces cerevisiae communities, the same method can potentially be applied to examine other microbial communities.

We present a protocol for freezing and cryosectioning yeast communities to observe internal patterns of fluorescent cells. The method relies on methanol-fixing and OCT-embedding to preserve the spatial distribution of cells without inactivating fluorescent proteins within a community.

Floresans Desenler incelenmesi için Maya Toplulukları Cryosectioning

Microbes typically live  in communities. The spatial organization  of cells within a community is believed to impact the survival and function of the  ...

Flow Cytometric Analysis of Bimolecular Fluorescence Complementation: A High Throughput Quantitative Method to Study Protein-protein Interaction

Among methods to study protein-protein interaction inside cells, Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) is relatively simple and sensitive. BiFC is based on the production of fluorescence using two non-fluorescent fragments of a fluorescent protein (Venus, a Yellow Fluorescent Protein variant, is used here). Non-fluorescent Venus fragments (VN and VC) are fused to two interacting proteins (in this case, AKAP-Lbc and PDE4D3), yielding fluorescence due to VN-AKAP-Lbc-VC-PDE4D3 interaction and the formation of a functional fluorescent protein inside cells.
BiFC provides information on the subcellular localization of protein complexes and the strength of protein interactions based on fluorescence intensity. However, BiFC analysis using microscopy to quantify the strength of protein-protein interaction is time-consuming and somewhat subjective due to heterogeneity in protein expression and interaction. By coupling flow cytometric analysis with BiFC methodology, the fluorescent BiFC protein-protein interaction signal can be accurately measured for a large quantity of cells in a short time. Here, we demonstrate an application of this methodology to map regions in PDE4D3 that are required for the interaction with AKAP-Lbc. This high throughput methodology can be applied to screening factors that regulate protein-protein interaction.

Flow cytometric analysis of Bimolecular Fluorescence Complementation provides a high throughput quantitative method to study protein-protein interaction. This methodology can be applied to mapping protein binding sites and for screening factors that regulate protein-protein interaction.

Bimoleküler Floresan tamamlama akışı Sitometrik Analizi: Protein-protein etkileşim Eğitim Bir Yüksek Verimli Kantitatif Yöntemi

Among methods to study protein-protein interaction inside cells, Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) is relatively simple and sensitive. BiFC ...

Protein-protein Interactions Visualized by Bimolecular Fluorescence Complementation in Tobacco Protoplasts and Leaves

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular fluorescence complementation (BiFC) is an in vivo method to monitor such interactions in plant cells. In the presented protocol the investigated candidate proteins are fused to complementary halves of fluorescent proteins and the respective constructs are introduced into plant cells via agrobacterium-mediated transformation. Subsequently, the proteins are transiently expressed in tobacco leaves and the restored fluorescent signals can be detected with a confocal laser scanning microscope in the intact cells. This allows not only visualization of the interaction itself, but also the subcellular localization of the protein complexes can be determined. For this purpose, marker genes containing a fluorescent tag can be coexpressed along with the BiFC constructs, thus visualizing cellular structures such as the endoplasmic reticulum, mitochondria, the Golgi apparatus or the plasma membrane. The fluorescent signal can be monitored either directly in epidermal leaf cells or in single protoplasts, which can be easily isolated from the transformed tobacco leaves. BiFC is ideally suited to study protein-protein interactions in their natural surroundings within the living cell. However, it has to be considered that the expression has to be driven by strong promoters and that the interaction partners are modified due to fusion of the relatively large fluorescence tags, which might interfere with the interaction mechanism. Nevertheless, BiFC is an excellent complementary approach to other commonly applied methods investigating protein-protein interactions, such as coimmunoprecipitation, in vitro pull-down assays or yeast-two-hybrid experiments.

Formation of protein complexes in vivo can be visualized by bimolecular fluorescence complementation. Interaction partners are fused to complementary parts of fluorescent tags and transiently expressed in tobacco leaves, resulting in a reconstituted fluorescent signal upon close proximity of the two proteins.

Tütün protoplastlarında ve Yapraklar Bimoleküler Floresan tamamlama tarafından Visualized protein-protein etkileşimleri

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular ...

Real-time Imaging of Single Engineered RNA Transcripts in Living Cells Using Ratiometric Bimolecular Beacons

The growing realization that both the temporal and spatial regulation of gene expression can have important consequences on cell function has led to the development of diverse techniques to visualize individual RNA transcripts in single living cells. One promising technique that has recently been described utilizes an oligonucleotide-based optical probe, ratiometric bimolecular beacon (RBMB), to detect RNA transcripts that were engineered to contain at least four tandem repeats of the RBMB target sequence in the 3&#8217;-untranslated region. RBMBs are specifically designed to emit a bright fluorescent signal upon hybridization to complementary RNA, but otherwise remain quenched. The use of a synthetic probe in this approach allows photostable, red-shifted, and highly emissive organic dyes to be used for imaging. Binding of multiple RBMBs to the engineered RNA transcripts results in discrete fluorescence spots when viewed under a wide-field fluorescent microscope. Consequently, the movement of individual RNA transcripts can be readily visualized in real-time by taking a time series of fluorescent images. Here we describe the preparation and purification of RBMBs, delivery into cells by microporation and live-cell imaging of single RNA transcripts.

Ratiometric bimolecular beacons (RBMBs) can be used to image single engineered RNA transcripts in living cells. Here, we describe the preparation and purification of RBMBs, delivery of RBMBs into cells by microporation and fluorescent imaging of single RNA transcripts in real-time.

Oranlı metrik Bimoleküler Fenerleri kullanma Yaşam Hücrelerde Tek Engineered RNA Transkriptlerinin Gerçek zamanlı Görüntüleme

The growing realization that both the temporal and spatial regulation of gene expression can have important consequences on cell function has led to the ...

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy (FIONA)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in the x-y plane. Here a summary of the FIONA technique is reported and examples of research that have been performed using FIONA are briefly described. First, how to set up the required equipment for FIONA experiments, i.e., a total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM), with details on aligning the optics, is described. Then how to carry out a simple FIONA experiment on localizing immobilized Cy3-DNA single molecules using appropriate protocols, followed by the use of FIONA to measure the 36 nm step size of a single truncated myosin Va motor labeled with a quantum dot, is illustrated. Lastly, recent effort to extend the application of FIONA to thick samples is reported. It is shown that, using a water immersion objective and quantum dots soaked deep in sol-gels and rabbit eye corneas (&#62;200 &#181;m), localization precision of 2-3 nm can be achieved.

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy FIONA

Single fluorophores can be localized with nanometer precision using FIONA. Here a summary of the FIONA technique is reported, and how to carry out FIONA experiments is described.

Bir nanometre Hassasiyet Floresans Görüntüleme (Fiona)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in ...

Genome-wide Protein-protein Interaction Screening by Protein-fragment Complementation Assay (PCA) in Living Cells

Proteins are the building blocks, effectors and signal mediators of cellular processes. A protein&#8217;s function, regulation and localization often depend on its interactions with other proteins. Here, we describe a protocol for the yeast protein-fragment complementation assay (PCA), a powerful method to detect direct and proximal associations between proteins in living cells. The interaction between two proteins, each fused to a dihydrofolate reductase (DHFR) protein fragment, translates into growth of yeast strains in presence of the drug methotrexate (MTX). Differential fitness, resulting from different amounts of reconstituted DHFR enzyme, can be quantified on high-density colony arrays, allowing to differentiate interacting from non-interacting bait-prey pairs. The high-throughput protocol presented here is performed using a robotic platform that parallelizes mating of bait and prey strains carrying complementary DHFR-fragment fusion proteins and the survival assay on MTX. This protocol allows to systematically test for thousands of protein-protein interactions (PPIs) involving bait proteins of interest and offers several advantages over other PPI detection assays, including the study of proteins expressed from their endogenous promoters without the need for modifying protein localization and for the assembly of complex reporter constructs.

Genome-wide Protein-protein Interaction Screening by Protein-fragment Complementation Assay PCA in Living Cells

Proteins interact with each other and these interactions determine in a large part their functions. Protein interaction partners can be identified at high-throughput in vivo using a yeast fitness assay based on the dihydrofolate reductase protein-fragment complementation assay (DHFR-PCA).

Yaşayan Hücrelerde Protein-fragmanı tamamlama Assay (PCA) ile genom Protein-protein etkileşimi Eleme

Proteins are the building blocks, effectors and signal mediators of cellular processes. A protein&#8217;s function, regulation and localization often ...