이 작품은 신경 통신 기술을위한 센터 (CNCT), 바이오 메디컬 이미징 및 생물의 국립 연구소 (NIBIB, P41 EB002030)에 의해 재정 지원과 국립 보건원 (NIH)에서 지원하는 P41 자원 센터에 의해 재정 지원되었다.

1. 정착액 준비 (테이블 정착액 및 버퍼를 참조하십시오.) 2. 재관류 버퍼를 준비합니다 (테이블 정착액 및 버퍼를 참조하십시오.) 3. 장치 및 마취 준비 <ol><li> 37에 물 목욕, 따뜻한 재관류 버퍼를 사용 ° C. 버퍼로 가득 비커에서 개최 출구 밸브. 버퍼와 50 ML의 주사기를 입력하고 고정력있는 튜브에 첨부합니다. 추방과 버퍼를 철수하여 반복적으로 튜브를 플러시. </li><li> 튜빙의 모든 공기 방울을 제거 때까지 버퍼와 선을 지웁니다. 그것은 라인의에 공기 방울을하지 않는 관류의 성공을 위해 매우 중요합니다. </li><li> 주사기를 제거하고 4 % paraformaldehyde의 정착액 (실내 온도) 컨테이너를 연결합니다. 용기에 튜브를 배치한 상태에서 튜브 끝에 공기 방울을 피하기 위해 튜브를 당겨 그래야 최종 t에서 버퍼 protrudes 한 방울용기 내의 액체 표면에 문의 O. </li><li> 아울렛 포트 (바늘 끝)를 닫습니다. 정착액 밸브 (흰색)와 동일한 위치에 버퍼 밸브 (파란색)을 돌립니다. 이것은 버퍼 라인에서만의 흐름을 수 있습니다. </li><li> 아울렛 포트를 열고 버퍼 라인 작성을위한 대답을 통해 A1 단계를 반복합니다. 모든 공기 방울이 가까운 아울렛 포트를 제거 후, ​​주사기를 제거하고 버퍼 컨테이너를 연결한 튜브에 공기 방울을 소개하지 않도록 관리 하는것. </li><li> 고무 혈압계의 blub를 주입하여 압력을 보유 능력을위한 테스트 시스템입니다. 시스템의 공기 압축으로 인해 일부 저항은 일반적으로있다. </li><li> 접근의 용이 위해서는 수술 도구를 설치합니다. 공기 거품의 가능성을 제거하기 위해 버퍼로 관류 바늘을 채웁니다. </li><li> 이전 수술에, xylazine / 마취제 혼합물은 (최대 80 밀리그램 / kg 체중의 마취제 및 10 밀리그램 / kg 체중의 xylazine) intraperitoneal 주사 (27 게이지 바늘과 1 CC의 주사기)를 통해 관리합니다. 마취의 추가 관리는 마취의 수술 비행기를 유지하기 위해 각 작업 과정 중에 필요에 따라 수행됩니다. </li></ol> 4. 재관류 수술 <ol><li> 동물 마취의 수술 비행기에 도달되면 얼음 조각으로 가득 얕은 쟁반에 배치하십시오. (마취의 깊이를 결정하는 핀치 - 응답 방식 발가락을 사용합니다. 동물 계속하기 전에 응답해야합니다.) </li><li> 그냥 흉곽 아래 외피와 복벽을 통해 5-6cm 측면 절개를합니다. 피임기구로부터 간을 조심스럽게 분리. </li><li> 곡선, 무딘 가위를 사용하여 다이어프램의 작은 절개를합니다. 손가락의 위치와 압력은 다이어프램자를 수있는 능력을 도울 수 있습니다. </li><li> 흉막 캐비티를 노출하는 흉곽의 전체 길이를 따라 격막 절개를 계속합니다. </li><li> 신중하게 폐가 생기죠, 갈비뼈 한쪽을 따라 곡선, 무딘 가위를 삽입하고, 세제곱하다최대 쇄골까지 갈빗대를 통해 t. contralateral 측면에서 유사한 몫을합니다. </li><li> 멀리 흉골을 리프팅하는 것은 마음에 그것을 연결하는 모든 조직을 조심스럽게 잘라. hemostat과 흉골의 끝부분을 고정하고 머리 hemostat를 놓습니다. 정상적으로 완료되면, thymus는 주요 혈관의 명확한 전망을 제공 흉골과 함께 마음에서 떨어져 올렸으니까요. </li><li> 홍채 가위를 사용하여 좌심실 후부 끝에 작은 절개를합니다. </li></ol><img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/3564/3564step7.jpg" /> <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3564/3564step7large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 누르십시오</a> . <ol start="8"><li> 오름차순 대동맥에 상처 뇌실을 통해 15 게이지 무딘 또는 올리브-스쳐 재관류 바늘을 전달합니다. 팁이 대동맥의 벽을 통해 볼 수 있어야하고, 상완과 경동맥 동맥이 갈리는 대동맥 아치에 도달해서는 안됩니다. </li><li> 마음을 클램프하는 hemostat를 사용하여,이 바늘을 확보하고 유출을 방지합니다. 원하는 경우 수정한 hemostat가 (이 hemostats은 절개가 시작하기 전까지 자리에 남아 있지만, 지혜로움에 대해 미래의 그림에서 생략) 바늘 끝 주위 대동맥 클램프하는 데 사용할 수 있습니다. </li><li> 마지막으로, 하강 대동맥을 손상시키지 않고 가능한 한 대형 할인 매장을 만들 홍채 가위를 사용하여 동물의 권리 아트리움에 절개를합니다. 이 시점에서 동물 perfused받을 준비가되어 있습니다. </li></ol> 5. 관류 <ol><li> 열고있는 공기 방울을 소개하지 돌보는 바늘 기지로 아울렛 포트를 연결합니다. </li><li> 신속 &amp; 고르게 80mm의 HG의 압력에 혈압계 벌브 속도를 높여. 버퍼 주입 기간에 걸쳐이 압력을 유지한다. 타이머를 시작합니다. </li><li> 바늘 각도를 조정하십시오. 바늘의 각도가 최대 유량 (각도 조정 기능과 흐름의 변화에​​ 유의)의 성과에 중요합니다. </li><li> 광 스위치어 밸브 (파란색) 버퍼가 거의 완료되면 (200 ML). 액체는 분명 실행해야합니다. 간장의 개간은 좋은 재관류의 지표입니다. 간은이 시점에서 명확해야합니다. 기록 시간을 나타냅니다. </li><li> 고정 떨림은 초 내에 관찰해야합니다, 이것은 고정의 진정한 시간을 고려해야합니다. 기록 시간을 나타냅니다. </li><li> 압력은 점차 안정된 유량을 유지하기 위해 130mm HG 2의 최대까지 늘릴 수 있습니다. </li><li> 정착액가 거의 완료되면 배출구 밸브를 닫습니다. 기록 시간이 종료되었음을 나타냅니다. </li><li> 쥐이 단계에서 치열한 여야합니다. </li><li> 사용 paraformaldehyde는 기관의 규정에 따라 처리를 위해 수집하여 저장해야합니다. </li></ol> 6. 해부 4,11 <ol><li> 가위를 사용하여 머리를 제거합니다. </li><li> 목에 코로 외피를 따라 중간선 절개를 만들어 노출두개골. </li><li> 두개골의 바닥이 노출되어 있도록 남은 목 근육을 손질, 가위 또는 rongeurs를 사용하여 잔류 근육을 제거합니다. </li><li> 신중하게 두개골의 안쪽 표면을 따라 가위 슬라이딩, 한쪽에 구멍 매그넘으로 홍채 가위의 날카로운 끝을 놓으십시오. </li><li> 다음, 상처 후부 두개골 표면의 말초 가장자리로 연장합니다. contralateral 측면에 동일한 몫을합니다. 소뇌 주위 두개골을 멀리 취소 rongeurs을 사용합니다. </li><li> 끝 당신이 뇌에 손상을 방지하기 위해 절단되면서 칼날에 리프팅, 지느러미 말초 후부 코너에서 두개골의 말초 전두엽 가장자리에 여행으로 조심스럽게 두개골의 안쪽 표면을 따라 가위를 끼웁니다. 반대편에 대해 반복합니다. </li><li> 두뇌에서 떨어져 두개골 등 부분의 표면을 보지 rongeurs 사용하기. rongeurs을뿐만 아니라 사용하는 두개골의 측면을 떠나 트림. </li><li> 주걱 사용하여 후각 구근과 불안 connec를 끊다두뇌의 복부 표면에 따라 tions. </li><li> 부드럽게 아직도 홍채 가위를 사용하여 두개골에 두뇌를 연결하는 경질을 트리밍, 멀리 머리에서 머리를 조르다. </li><li> 두뇌를 제거하고 정착액 함유 유체 뇌 자체의 볼륨이 최소 10X의 유리병에 넣습니다. 유리병 가끔 소용돌이. </li></ol> 7. 이후 고정 및 보관 <ol><li> 가끔 소용돌이, 4 ° C에서 24 시간 동안 정착액의 뇌는 보관하십시오. </li><li> 24 시간 이내에, 인산과 뇌를 씻어 것은 언론 3 회 교환하고 각 시간을 소용돌이에 의한 염분 버퍼. </li><li> 머리가 그때 인산에 저장될 수있는 건 나트륨 azide와 염분이나 HBHS 버퍼와 4에서 보관 ° C. </li></ol> 8. 대표 결과 관류의 성공의 초기 지표는 코와 같은 사지, 귀 및 발냄새와 같은 thymus 글랜드 및 간장 (IHC 세계)와 같은 내부 장기의 개간이다.두뇌의 그로스 검사는 혈액 (연한 노란색 외관 흰색)의 혈관 무효를 보여준다. 이 염색법과 immunohistochemistry를위한 예정해 두다 조직 섹션 내에 사실이기도합니다. 관류의 결과의 마지막 지표는 조직의 ultrastructure의 조건이다. 1,6,7,8 <table border="1"><tbody><tr><td> 정착액 준비 : </td></tr><tr><td> 8 % Paraformaldehyde 주식 준비 </td></tr><tr><td><ol><li> 500 ML DH 2 O.로 40g의 Paraformaldehyde 추가 60 솔루션을 가열 - 65 ° C (65을 초과하지 마십시오 ° C, 이렇게 부정적인 immunohistochemical 절차의 성공에 영향을 미칠 수) 교반하면서. </li><li> 솔루션을 지우려면 열을 줄이고 dropper로 1.0 M NaOH로부터 2-3 ML을 추가합니다. </li><li> 필터 및 최대 1 개월 4 ° C에서 저장합니다. </li></ol></td></tr><tr><td> 0.2 M의 인산 나트륨 버퍼, 산도 7.4을 준비한다 </td></tr><tr><td><ol start="4"><li> 인산 나트륨 일염기의 주식의 경우, 1 패 DH 2 O.로 27.8 g 아뇨 2 PO 4 * H 2 O를 추가하십시오 </li><li> 인산 나트륨 이염 주식의 경우, 1 패 DH 2 O.로 28.4 g 나 2 HPO 4를 추가 </li><li> 이염 주식 190 ML에 일염기의 주식 810 ML을 추가합니다. </li></ol></td></tr><tr><td> 4 % Paraformaldehyde의 정착액을 준비 </td></tr><tr><td><ol start="7"><li> 0.2M 인산 나트륨 버퍼에 동일 부위에게 8 % paraformaldehyde 주식 추가 </li><li> 참고 :이 수정 프로그램은 최상 더 이상 72 이상의 시간 사전에 신선한 준비가되어 있습니다. </li></ol></td></tr><tr><td> 관류 및 스토리지 버퍼를 준비합니다 : </td></tr><tr><td> 인산 준비는 식염, 산도 7.4 버퍼 </td></tr><tr><td><ol start="9"><li> 1 패 DH 2 O </li><li> 9g NaCl </li><li> 144 MG KH 2 PO &lt;서브&gt; 4 </li><li> 795 MG 나 2 HPO 4 </li><li> 산도를 확인 </li></ol></td></tr><tr><td> HEPES는 나트륨 Azide의 산도 7.4으로 행크스 솔루션 (HBHS)를 버퍼 </td></tr><tr><td><ol start="14"><li> 990 ML DH 2 O </li><li> 7.5 g NaCl, </li><li> 0.3 g KCl </li><li> 0.06 g KH 2 PO 4 </li><li> 0.13 g 나 2 HPO 4 </li><li> 2g 우선당 / 포도당 </li><li> 2.4 g 10mm의 Hepes </li><li> 0.1 g MgCl 2 6 부분 DH 2 O </li><li> 0.05 g MgSO 4 7 부품 DH 2 O </li><li> 0.165 g CaCl 2 부분 DH 2 O </li><li> 90 MG 앤 3 </li><li> 산도를 확인 </li></ol></td></tr></tbody></table> 표 1. 정착액 및 버퍼의 작성. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig1.jpg" /> 1 그림. </stronG&gt; 레이블 구성 요소 관류 장치. <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig2.jpg" /> 그림 2. 관류 장치 전의 준비 고정력있는 라인으로 시작. 공기 거품의 튜브를 플러시하고 빠르게 추방과 주사기로 및 회선을 통해 버퍼를 철수하여 버퍼에 기입하십시오. 바늘 끝에 밸브를 닫아. 공기 방울을 도입하지 않고 정착액 병에 정착액 라인을 놓습니다. <img alt="그림 3" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig3.jpg" /> 그림 3. 관류 장치 II의 준비. 1. 바늘 끝에 밸브를 엽니다. 2. 흐름을 위해 자리를 버퍼 밸브 (파란색)을 돌립니다. 3. 공기 거품의 튜브를 플러시하고 빠르게 추방과 주사기로 버퍼를 철수하여 버퍼에 기입하십시오. 4. 바늘 끝에 밸브를 닫습니다. 버퍼 병 속으로 튜브를 놓습니다. 시스템이 올바른 밀폐되고 있는지 확인하는 시험 압력혈압계 벌브를 펌핑하고 게이지를 보면서 요. 장치는 이제 재관류 절차에 대한 준비가되었습니다. <img alt="그림 4" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig4.jpg" /> 그림 4. 버퍼 제공을위한 위치에 관류 장치. <img alt="그림 5" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig5.jpg" /> 그림 5. 재관류 수술 전)는 외피와 복벽을 통해 가로 절개를합니다. B) 다이어프램의 절개를 만들어 심장을 노출 다이어프램 가로질러. 최대 쇄골까지 갈비의 양쪽에 평행 상처를 확인하십시오. C) hemostat과 흉골의 팁 클램프 및 머리 hemostat를 놓습니다. <img alt="그림 6" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig6.jpg" /> 그림 6. 재관류 수술 II. ) 오름차순 대동맥으로 절단 뇌실을 통해 관류 바늘을 전달합니다. B)를 확보마음을 클램프하는 hemostats의 재관류 바늘 하나를 사용 세트. 수정된 hemostat의 두 번째 세트도 누설을 방지하기 위해 바늘 끝 주위 대동맥 클램프하는 데 사용할 수 있습니다. 홍채 가위를 사용하면 좌심실 후부 끝에 작은 절개를합니다. <img alt="그림 7" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig7.jpg" /> 그림 7. 버퍼 펌프 라인의 압력을 만듭니다 혈압계 벌브와 재관류. 밸브 (1) 최대 열고 바늘 허브에 첨부합니다. 그것은 기포가 도입되지 않도록 중요합니다. 80mm HG의 압력에 혈압계 벌브를 펌프 및 버퍼 주입 기간에 걸쳐이 압력을 유지합니다. <img alt="그림 8" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig8.jpg" /> 그림 8. 버퍼 후에는 정착액과 재관류는 거의 (200 ML)이 흐름에 정착액 수 있도록 버퍼 밸브 (1) 전환 완료됩니다. 압력이 점차까지 늘릴 수 있습니다130mm HG 최대. <img alt="그림 9" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig9.jpg" /> 그림 9. 절개의 나) 가위의 쌍을 사용하여 머리를 제거합니다. 나) 목에 코에 중간선을 따라 피부 절개를하고 두개골을 노출. 두개골의 바닥이 노출되어 있도록 C) 남아있는 목 근육을 잘라. 태아의 두개골 표면에서 대형 오프닝 (구멍의 매그넘)가 접근할 수 있도록 머리를 잡아. 조심스럽게 구멍의 매그넘으로 홍채 가위의 날카로운 끝부분을 삽입하고 몫을합니다. contralateral 측면에 대해 동일한 책략을 반복합니다. 소뇌 주위 두개골을 멀리 취소 rongeurs을 사용합니다. <img alt="그림 10" src="/files/ftp_upload/3564/3564fig10.jpg" /> 10 그림. 해부 II는. ) 조심스럽게 두개골의 안쪽 표면을 따라 가위를 끼웁니다. 당신은 뇌에 손상을 방지하기 위해 절단되면서 끝에 올려요. 동일 작업을 반복반대편. 두뇌에서 떨어져 두개골 껍질 rongeurs을 사용합니다. B) 두개골 그림은 제거되고 두뇌 노출. C) 뇌의 가장 앞쪽에 위치에서 후각 전구와 신경 연결을 도려 내야 주걱을 사용합니다. 조심스럽게 제거의 용이성을 위해 연결을 끊을 수있는 뇌의 아래쪽을 따라 주걱 팁을지도. 두뇌를 제거하고 정착액의 유리병에 넣습니다.

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	<li>Cinar, O., Semiz, O., Can, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microscopic+survey+on+the+efficiency+of+well-known+routine+chemical+fixatives+on+cryosections.">A microscopic survey on the efficiency of well-known routine chemical fixatives on cryosections.</a> Acta. Histochem. 108, 487-496 (2006).</li><li>Fritz, M., Rinaldi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+pressure+measurement+with+the+tail-cuff+method+in+Wistar+and+spontaneously+hypertensive+rats:+Influence+of+adrenergic-+and+nitric+oxide-mediated+vasomotion.">Blood pressure measurement with the tail-cuff method in Wistar and spontaneously hypertensive rats: Influence of adrenergic- and nitric oxide-mediated vasomotion.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 58, 215-221 (2008).</li><li>Ikeda, K., Nara, Y., Yamorii, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Indirect+systolic+and+mean+blood+pressure+determination+by+anew+tail+cuff+method+in+spontaneously+hypertensive+rats.">Indirect systolic and mean blood pressure determination by anew tail cuff method in spontaneously hypertensive rats.</a> Laboratory Animals. 25, 26-29 (1991).</li><li>Jacobowitz, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Removal+of+discrete+fresh+regions+of+rat+brain.">Removal of discrete fresh regions of rat brain.</a> Brain Res. 80, 111-115 (1974).</li><li>Jonkers, B. W., Sterk, J. C., Wouterlood, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcardial+perfusion+fixation+of+the+CNS+by+means+of+a+compressed-air-driven+device.">Transcardial perfusion fixation of the CNS by means of a compressed-air-driven device.</a> Journal of Neurosci. Meth. 12, 141-149 (1984).</li><li>Jung-Hwa, T. a. o. -. C. h. e. n. g., Gallant, J., Brightman, P. E., Dosemeci, M. W., A, ., Reese, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+changes+at+the+synapse+after+delayed+perfusion+fixation+in+different+regions+of+the+mouse+brain.">Structural changes at the synapse after delayed perfusion fixation in different regions of the mouse brain.</a> J. Comp. Neurol. 501, 731-740 (2007).</li><li>Kasukurthi, R., Brenner, M. J., Morre, A. M., Moradzadeh, A., Wilson, Z. R., Santosa, K. B., Mackinnon, S. E., Hunter, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcardial+perfusion+versus+immersion+fixation+for+assessment+of+peripheral+nerve+regeneration.">Transcardial perfusion versus immersion fixation for assessment of peripheral nerve regeneration.</a> J. Neurosci. Meth. 184, 303-309 (2009).</li><li>Lamberts, R., Goldsmith, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fixation,+fine+structure,+and+immunostaining+for+neuropeptides:+perfusion+versus+immersion+of+the+neuroendocrine+hypothalamus.">Fixation, fine structure, and immunostaining for neuropeptides: perfusion versus immersion of the neuroendocrine hypothalamus.</a> J. Histochem. Cytochem. 34, 389-398 (1986).</li><li>Ramos-Vara, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Technical+Aspects+of+Immunohistochemistry.">Technical Aspects of Immunohistochemistry.</a> Vet. Pathol. 42, 405-426 (2005).</li><li>Shi, Z. R., Itzkowitz, S. H., Kim, Y. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+three+immunoperoxidase+techniques+for+antigen+detection+in+colorectal+carcinoma+tissues.">A comparison of three immunoperoxidase techniques for antigen detection in colorectal carcinoma tissues.</a> J. Histochem. Cytochem. 36, 317-322 (1988).</li><li>Walker, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Vertebrate dissection. , (1980).</li><li>Zwienenberg, M., Gong, Q., Lee, L. L., Berman, R. F., Lyeth, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=J.+Neurotrauma.">J. Neurotrauma.</a> Monitoring in the Rat: Comparison of Monitoring in the Ventricle, Brain Parenchyma, and Cisterna Magna. 16, 1095-1102 (1999).</li></ol>

저자가 공개하는 게 없다.

성공적인 수술을위한 추가 사항 : <ol><li> 다이어프램이 돌파되면 hypoxia와 hypercapnia는 후속 분석을 먹이고 있습니다 돌이킬 수없는 생리적 변화를 시작하므로 급속 앞에. </li><li> 바늘 삽입과 장소에 채워되면 잔류 압력 바늘 (플래시백)의 기지로 혈액을 밀어 것입니다. 사실, 큰 동물은 강력하게 혈액을 퇴학 수 있습니다. 그것은 피가 적어도 재관류를 완료하려면 장애물들을 제시하고 공기 방울을 도입 피하기 위해 바늘의 기준에 도달할 것이 중요합니다. 더 피를 바늘 기지에서 관찰되지 않은 경우 재관류의 장비의 아울렛 포트를 첨부하여 버퍼와 함께 바늘과 리필을 제거하십시오. 버퍼 팁을 통해 실행되면 바늘이 심장으로 다시 삽입하실 수 있습니다. </li><li> 대동맥 내에서 바늘의 적절한 배치가 중요하다, 그것까지 대동맥 아치 등에 도달할 수 없습니다. </li><li> 여러 perfusions가 일어나고있다면 그것은 필요하지 않습니다처음 때마다부터 O 설정. 사용자는 각 병 (200mls 동물 / 솔루션)에서 버퍼와 정착액 모두에 적절한 볼륨을 가지고 있어야합니다. 필요한 경우 병도 리필하실 수 있습니다. 고려해야 할 가장 중요한 부분은 동물에 대한 설정 (출력 밸브)에서 실행 재관류 라인을 플러시합니다. 관류의 완료 후,이 라인은 거기에 4 % paraformaldehyde를해야합니다. 버퍼 병에서 튜브를 제거하고 정착액을 플러시 물로 채워진 50 ML의 주사기를 사용합니다. 아웃렛 밸브는 paraformaldehyde의 적절한 처리를위한 폐기물 수거 비커에 배치되어 있는지 확인하십시오. 이 세 번 반복합니다. 2.3에 표시된 동일한 방법을 사용하여 버퍼로 리필. </li><li> 고정을위한이 방법은 실험의 요구에 따라 버퍼와 정착액 기타 fixatives (예 : EM에 사용되는 것과 같은)을 모두 변경할 수있는 능력을 갖춘 고도의 적응이다. </li><li> 시스템은 또한 자주 살아있는 조직의 추출에 사용됩니다. 이것에 대한프로세스 하나는 단순히 버퍼의 전송을 사용하여 전용 (여전히 전체 시스템에 부착된 상태에서 버퍼 병은 아이스 버킷에 배치하고 정착액 병이 비어 있지만 밀폐된 같은 설정입니다.) 이것은 최적의 압력에 감기 버퍼 재관류를 보장합니다. 여기에서 시스템 중 (수량이 문제가 아닌 경우) 버퍼로 직접 염료를 추가하거나 버퍼 / 버퍼 사이에 염료 용액의 최소한의 금액으로 주사기를 사용하여 고칠수 염료의 주입에 적용할 수 있습니다 - 고정력있는 단계. </li><li> 혈관 캐스팅의 경우, 압력 모니터링 버퍼 단계 50ml 주사기 하나가 (튜브, 밸브 및 유지 장치로 직접 전송하거나 일회용 보조 첨부 파일을 사용해야하지만 점도와 주조 솔루션의 본질을 응고로 인한 중요합니다 현재의 시스템과 인터페이스로 만든 컨테이너)가 사용됩니다. 저희 실험실 &#39;혈관 캐스팅은 관류 장치의 설계 및 제조에 앞서. 따라서 우리는 일 수 없다압력 측정 배달 사이트에서 정확한 측정 될 것이라고 먹었다. 번호는 점성 유체의 성공적인 전송을 달성하기 위해 조정해야 할 수도 있습니다. </li></ol>

<table border="1"><tbody><tr><td> 장비 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 댓글 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 마취제 : </td></tr><tr><td> 케타민을 / xylazine 혼합물 (마취가 실험실 / 기관에 따라 다를 수 있음) </td><td> Ketaset </td><td> NDC 0856-2013-01 </td><td> 10 ML의 유리병 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 외과 : </td></tr><tr><td> 니들 팁 (27) GA X 1.25 &quot; </td><td> Materiel 서비스 </td><td> 25,251 </td><td></td></tr><tr><td> 대형 무딘 / 뭉툭한 굽은 가위 (~ 14.5 ㎝) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 14519-14 </td><td></td></tr><tr><td> 스트레이트 홍채 가위 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 14058-11 </td><td></td></tr><tr><td&gt; 일반 핀셋 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 11027-12 </td><td></td></tr><tr><td> 고급 (Graefe) 족집게의 페어 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 11050-10 </td><td></td></tr><tr><td> 한 대형 hemostat의 포셉 - 곡선이나 직선 (~ 19cm) </td><td> surgicaltools.com </td><td> 17.21.51 </td><td></td></tr><tr><td> 2 표준 hemostat의 포셉 - 직진 톱니 모양 (14 ㎝) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 13013-14 </td><td></td></tr><tr><td> 한 수정 hemostat (팁을 통해 제기한 15 게이지 구멍이있는) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 13013-14 </td><td></td></tr><tr><td> 15 게이지 무딘 또는 올리브-스쳐 바늘 (재관류 바늘) </td><td> Fisnar </td><td> 5,601,137 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 관류 : </td></tr><tr><td> HyPerfusion 시스템 또는 동급 &lt;/ TD&gt; <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 인산염은 식염수, 산도 7.4 버퍼 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 0.1 M 인산 버퍼, 산도 7.4의 4 % Paraformaldehyde </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 얕은 유리 또는 플라스틱 트레이, 약 10 &quot;X 10&quot; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 얼음 조각 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 물 목욕 (37 ° C) </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 타이머 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 50 ML의 주사기 </td><td> MEDLINE 산업 </td><td> NPMJD50LZ </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 해부 : </td></tr><tr><td> 아빠표준 날카로운 / 둔하게 스트레이트 가위 IR (~ 12 ㎝) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 14054-13 </td><td></td></tr><tr><td> 중간 곡선 또는 직선 rongeurs (14~16cm) 또는 두개골 뼈 제거 펜치 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 16020-14 </td><td></td></tr><tr><td> 스트레이트 아이리스 가위 (~ 9 ㎝) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 14058-11 </td><td></td></tr><tr><td> 마이크로 주걱 (더블 2 &quot;평면 끝을 하나는 둥근, 테이퍼 1 ~ 10 / 8&quot;) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 10091-12 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 이후 고정 및 보관 : </td></tr><tr><td> 50 ML의 유리관 </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> 나트륨 azide 40 ML HEPES-버퍼 행크스 솔루션 (HBHS) (90mg / L) </td><td></td><td></td><td></td></tr></tbodY&gt; </table>

whole animal perfusion fixation for rodents

고정의 목표는 빠르고 균일하게 실제와 같은 상태로 조직을 보존하는 것입니다. 정착액은 같은 속도 5,7에서 조직의 모든 영역에 도달하지 못하기 때문에 조직의 작은 조각, 손상 뇌 침지 고정에 대한 문제 제기와 같은 큰 표본에 대해 잘 정착액 작품에서 직접 조직을 놓는 동안. 조직은 12 보존할 수 전에 종종 hypoxia에 대한 응답의 변화가 시작되었습니다. 직접 순환 시스템을 통해 정착액을 perfusing의 장점은 화학 물질을 빠르게 자연 혈관 네트워크를 사용 유기체의 모든 모서리에 도달할 수있다는 것입니다. 가장 효과적으로 순환 시스템을 활용하기 위해서는주의가 생리적 압력에게 3 일치하도록 이동해야합니다. 그것은 생리적 압력 사용한 종에 의존 점에 유의하는 것이 중요합니다. 관류 고정을위한 기술은 고정되는 조직에 따라 다릅니다 방법과 조직은 다음과 같은 고정가 처리됩니다. 이 동영상에서쥐의 심장을 통해 immunohistochemistry에 대한 뇌의 최상의 보존을 구하려면, 우리는 혈관 시스템을 통해 perfused 4 % paraformaldehyde를 사용하여 낮은 비용, 빠른, 제어 및 균일한 고정 절차를 설명합니다. 이 기법의 가장 큰 장점 (대 무게로 자란 시스템) 순환 시스템이 가장 효과적으로 활용되고있다는 것입니다.

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Whole Animal Perfusion Fixation for Rodents

쥐의 심장을 통해 두뇌의 최상의 보존을 구하려면 여기 혈관 시스템을 통해 perfused 4 % paraformaldehyde를 사용하여 낮은 비용, 빠른, 제어 및 균일한 고정 절차를 설명합니다.

설치류에 대한 전체 동물 관류 고정

The goal of fixation is to rapidly and uniformly preserve tissue in a life-like state. While placing tissue directly in fixative works well for small ...

whole-animal-perfusion-fixation-for-rodents

Research

JoVE Journal

Neuroscience

380.3K 조회수.  University of Michigan. 쥐의 심장을 통해 두뇌의 최상의 보존을 구하려면 여기 혈관 시스템을 통해 perfused 4 % paraformaldehyde를 사용하여 낮은 비용, 빠른, 제어 및 균일한 고정 절차를 설명합니다.

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Automated Interactive Video Playback for Studies of Animal Communication

Video playback is a widely-used technique for the controlled manipulation and presentation of visual signals in animal communication. In particular, parameter-based computer animation offers the opportunity to independently manipulate any number of behavioral, morphological, or spectral characteristics in the context of realistic, moving images of animals on screen. A major limitation of conventional playback, however, is that the visual stimulus lacks the ability to interact with the live animal. Borrowing from video-game technology, we have created an automated, interactive system for video playback that controls animations in response to real-time signals from a video tracking system. We demonstrated this method by conducting mate-choice trials on female swordtail fish, Xiphophorus birchmanni. Females were given a simultaneous choice between a courting male conspecific and a courting male heterospecific (X. malinche) on opposite sides of an aquarium. The virtual male stimulus was programmed to track the horizontal position of the female, as courting males do in the wild. Mate-choice trials on wild-caught X. birchmanni females were used to validate the prototype's ability to effectively generate a realistic visual stimulus.

Video playback is a widely used technique in animal behavior. We created and evaluated a program that applies rules-based, interactive playback of 3-D computer animations in response to real-time, automated data on subject behavior.

동물 커뮤니케이션 연구를위한 자동화된 대화형 비디오 재생

Video playback is a widely-used technique for the controlled manipulation and presentation of visual signals in animal communication. In particular, ...

연구

신경과학

Isolating Nasal Olfactory Stem Cells from Rodents or Humans

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external environment and easily accessible in every living individual. As a result, this tissue is unique for anyone aiming to identify molecular anomalies in the pathological brain or isolate adult stem cells for cell therapy. 
Molecular abnormalities in brain diseases are often studied using nervous tissue samples collected post-mortem. However, this material has numerous limitations. In contrast, the olfactory mucosa is readily accessible and can be biopsied safely without any loss of sense of smell1. Accordingly, the olfactory mucosa provides an "open window" in the adult human through which one can study developmental (e.g. autism, schizophrenia)2-4 or neurodegenerative (e.g. Parkinson, Alzheimer) diseases4,5. Olfactory mucosa can be used for either comparative molecular studies4,6 or in vitro experiments on neurogenesis3,7.
The olfactory epithelium is also a nervous tissue that produces new neurons every day to replace those that are damaged by pollution, bacterial of viral infections. This permanent neurogenesis is sustained by progenitors but also stem cells residing within both compartments of the mucosa, namely the neuroepithelium and the underlying lamina propria8-10. We recently developed a method to purify the adult stem cells located in the lamina propria and, after having demonstrated that they are closely related to bone marrow mesenchymal stem cells (BM-MSC), we named them olfactory ecto-mesenchymal stem cells (OE-MSC)11.
Interestingly, when compared to BM-MSCs, OE-MSCs display a high proliferation rate, an elevated clonogenicity and an inclination to differentiate into neural cells. We took advantage of these characteristics to perform studies dedicated to unveil new candidate genes in schizophrenia and Parkinson's disease4. We and others have also shown that OE-MSCs are promising candidates for cell therapy, after a spinal cord trauma12,13, a cochlear damage14 or in an animal models of Parkinson's disease15 or amnesia16.
In this study, we present methods to biopsy olfactory mucosa in rats and humans. After collection, the lamina propria is enzymatically separated from the epithelium and stem cells are purified using an enzymatic or a non-enzymatic method. Purified olfactory stem cells can then be either grown in large numbers and banked in liquid nitrogen or induced to form spheres or differentiated into neural cells. These stem cells can also be used for comparative omics (genomic, transcriptomic, epigenomic, proteomic) studies.

We describe here a method for biopsying olfactory mucosa from rat and human nasal cavities. These biopsies can be used for either identifying molecular anomalies in brain diseases or isolating multipotent adult stem cells that can be utilized for cell transplantation in animal models of brain trauma/disease.

설치류 또는 인간의 네이절 강한 줄기 세포를 분리

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external ...

Rodent Stereotaxic Surgery and Animal Welfare Outcome Improvements for Behavioral Neuroscience

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to investigate the effects of locally manipulated neurotransmitter and signaling pathways in awake, behaving animals. Moreover, the stereotaxic implantation of electrodes for electrophysiological stimulation and recording studies has been instrumental to our current understanding of neuroplasticity and brain networks in behaving animals. Ever-increasing knowledge about optimizing surgical techniques in rodents1-4, public awareness concerning animal welfare issues and stringent legislation (e.g., the 2010 European Union Directive on the use of laboratory animals5) prompted us to refine these surgical procedures, particularly with respect to implementing new procedures for oxygen supplementation and the continuous monitoring of blood oxygenation and heart rate levels during the surgery as well as introducing a standardized protocol for post-surgical care. Our observations indicate that these modifications resulted in an increased survival rate and an improvement in the general condition of the animals after surgery (e.g. less weight loss and a more active animal). This video presentation will show the general procedures involved in this type of stereotaxic surgery with special attention to our several modifications. We will illustrate these surgical procedures in rats, but it is also possible to perform this type of surgery in mice or other small laboratory animals by using special adaptors for the stereotaxic apparatus6.

Stereotaxic surgery on rodents allows for targeted administration of drugs or electrical stimulation and recordings in awake, behaving animals. In this video presentation we will demonstrate recent procedural refinements to this long-standing procedure that successfully improved survival rate and reduced post-surgical weight loss.

행동 신경 과학에 대한 설치류 Stereotaxic 수술과 동물 복지 성과 향상

Stereotaxic surgery for the implantation of cannulae into specific brain regions has for many decades been a very successful experimental technique to ...

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

설치류를 행동에 이동 가능한 실리콘 프로브에 의한 뉴런의 대규모 녹화

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

A Low Cost Setup for Behavioral Audiometry in Rodents

In auditory animal research it is crucial to have precise information about basic hearing parameters of the animal subjects that are involved in the experiments. Such parameters may be physiological response characteristics of the auditory pathway, e.g. via brainstem audiometry (BERA). But these methods allow only indirect and uncertain extrapolations about the auditory percept that corresponds to these physiological parameters. To assess the perceptual level of hearing, behavioral methods have to be used. A potential problem with the use of behavioral methods for the description of perception in animal models is the fact that most of these methods involve some kind of learning paradigm before the subjects can be behaviorally tested, e.g. animals may have to learn to press a lever in response to a sound. As these learning paradigms change perception itself 1,2 they consequently will influence any result about perception obtained with these methods and therefore have to be interpreted with caution. Exceptions are paradigms that make use of reflex responses, because here no learning paradigms have to be carried out prior to perceptual testing. One such reflex response is the acoustic startle response (ASR) that can highly reproducibly be elicited with unexpected loud sounds in na&iuml;ve animals. This ASR in turn can be influenced by preceding sounds depending on the perceptibility of this preceding stimulus: Sounds well above hearing threshold will completely inhibit the amplitude of the ASR; sounds close to threshold will only slightly inhibit the ASR. This phenomenon is called pre-pulse inhibition (PPI) 3,4, and the amount of PPI on the ASR gradually depends on the perceptibility of the pre-pulse. PPI of the ASR is therefore well suited to determine behavioral audiograms in na&iuml;ve, non-trained animals, to determine hearing impairments or even to detect possible subjective tinnitus percepts in these animals. In this paper we demonstrate the use of this method in a rodent model (cf. also ref. 5), the Mongolian gerbil (Meriones unguiculatus), which is a well know model species for startle response research within the normal human hearing range (e.g. 6).

A fast and inexpensive method for the behavioral determination of hearing parameters like hearing thresholds, hearing impairments or phantom perceptions (subjective tinnitus) is described. It uses pre-pulse inhibition of the acoustic startle response and can be easily implemented in a personal computer using a programmable AD/DA-converter and a piezo sensor.

쥐의 행동 Audiometry를위한 저비용 설정

In auditory animal research it is crucial to have precise information about basic hearing parameters of the animal subjects that are involved in the ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

쥐에 활동 륜 실행에 녹음 및 Circadian 리듬 분석

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Deep Brain Stimulation with Simultaneous fMRI in Rodents

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for using blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging (fMRI) to image rodents with simultaneous DBS. DBS fMRI presents a number of technical challenges, including accuracy of electrode implantation, MR artifacts created by the electrode, choice of anesthesia and paralytic to minimize any neuronal effects while simultaneously eliminating animal motion, and maintenance of physiological parameters, deviation from which can confound the BOLD signal.&#160;Our laboratory has developed a set of procedures that are capable of overcoming most of these possible issues. For electrical stimulation, a homemade tungsten bipolar microelectrode is used, inserted stereotactically at the stimulation site in the anesthetized subject. In preparation for imaging, rodents are fixed on a plastic headpiece and transferred to the magnet bore. For sedation and paralysis during scanning, a cocktail of dexmedetomidine and pancuronium is continuously infused, along with a minimal dose of isoflurane; this preparation minimizes the BOLD ceiling effect of volatile anesthetics. In this example experiment, stimulation of the subthalamic nucleus (STN) produces BOLD responses which are observed primarily in ipsilateral cortical regions, centered in motor cortex. Simultaneous DBS and fMRI allows the unambiguous modulation of neural circuits dependent on stimulation location and stimulation parameters, and permits observation of neuronal modulations free of regional bias. This technique may be used to explore the downstream effects of modulating neural circuitry at nearly any brain region, with implications for both experimental and clinical DBS.

This protocol describes a standard method for simultaneous functional magnetic resonance imaging and deep brain stimulation in the rodent. The combined use of these experimental tools allows for the exploration of global downstream activity in response to electrical stimulation at virtually any brain target.

설치류에 동시 fMRI를 깊은 뇌 자극

In order to visualize the global and downstream neuronal responses to deep brain stimulation (DBS) at various targets, we have developed a protocol for ...

Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires surgical attachment of metallic frames on the skull. The attached frames are then clamped to a stationary platform resulting in immobilization of the head. However, metallic frames for head fixation have been technically difficult to design and implement in general laboratory environment. In this study, we provide a novel head fixation method. Using a custom-made head fixation bar, head mounter is constructed during implantation surgery. After the application of acrylic resin for affixing implants such as electrodes and cannula on the skull, additional resins applied on top of that to build a mold matching to the port of the fixation bar. The molded head mounter serves as a guide rails, investigators conveniently fixate the animal&#8217;s head by inserting the head mounter into the port of the fixation bar. This method could be easily applicable if implantation surgery using dental acrylics is necessary and might be useful for laboratories that cannot easily fabricate CNC machined metal head-posts.

Traditional head fixation techniques have used metallic frames attached on the skull as an interface for head fixation apparatus. This protocol demonstrates a frameless, acrylic resin molding based head fixation technique for behavioral tasks in rodents.

설치류에 아크릴 수지 성형 기반 헤드 고정 기법

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

A Novel Strategy Combining Array-CGH, Whole-exome Sequencing and In Utero Electroporation in Rodents to Identify Causative Genes for Brain Malformations

Birth defects that involve the cerebral cortex &#8212; also known as malformations of cortical development (MCD) &#8212; are important causes of intellectual disability and account for 20-40% of drug-resistant epilepsy in childhood. High-resolution brain imaging has facilitated in vivo identification of a large group of MCD phenotypes. Despite the advances in brain imaging, genomic analysis and generation of animal models, a straightforward workflow to systematically prioritize candidate genes and to test functional effects of putative mutations is missing. To overcome this problem, an experimental strategy enabling the identification of novel causative genes for MCD was developed and validated. This strategy is based on identifying candidate genomic regions or genes via array-CGH or whole-exome sequencing and characterizing the effects of their inactivation or of overexpression of specific mutations in developing rodent brains via in utero electroporation. This approach led to the identification of the C6orf70 gene, encoding for a putative vesicular protein, to the pathogenesis of periventricular nodular heterotopia, a MCD caused by defective neuronal migration.

A Novel Strategy Combining Array-CGH, Whole-exome Sequencing and In Utero Electroporation in Rodents to Identify Causative Genes for Brain Malformations

Periventricular nodular heterotopia (PNH) is the most common form of malformation of cortical development (MCD) in adulthood but its genetic basis remains unknown in most sporadic cases. We have recently developed a strategy to identify novel candidate genes for MCDs and to directly confirm their causative role in vivo.

배열 CGH, 전체 exome 시퀀싱과 설치류에 Utero에서 Electroporation 뇌 기형에 대 한 원인 유전자를 식별 하는 새로운 전략

Birth defects that involve the cerebral cortex &#8212; also known as malformations of cortical development (MCD) &#8212; are important causes of ...

Transcranial Electrical Brain Stimulation in Alert Rodents

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in humans is transcranial direct current stimulation (tDCS). Less frequently, transcranial alternating current stimulation (tACS) or transcranial random noise stimulation (tRNS), a specific form of tACS using an electrical current applied randomly within a pre-defined frequency range, is used. The increase of noninvasive electrical brain stimulation research in humans, both for experimental and clinical purposes, has yielded an increased need for basic, mechanistic, safety studies in animals. This article describes a model for transcranial electrical brain stimulation (tES) through the intact skull targeting the motor system in alert rodents. The protocol provides step-by-step instructions for the surgical set-up of a permanent epicranial electrode socket combined with an implanted counter electrode on the chest. By placing a stimulation electrode into the epicranial socket, different electrical stimulation types, comparable to tDCS, tACS, and tRNS in humans, can be delivered. Moreover, the practical steps for tES in alert rodents are introduced. The applied current density, stimulation duration, and stimulation type may be chosen depending on the experimental needs. The caveats, advantages, and disadvantages of this set-up are discussed, as well as safety and tolerability aspects.

This protocol describes a surgical set-up for a permanent epicranial electrode socket and an implanted chest electrode in rodents. By placing a second electrode into the socket, different types of transcranial electrical brain stimulation can be delivered to the motor system in alert animals through the intact skull.

경고 설치류에 Transcranial 전기 두뇌 자극

Transcranial electrical brain stimulation can modulate cortical excitability and plasticity in humans and rodents. The most common form of stimulation in ...