Biz Dr teşekkür ederim. Arata Tabuchi ve intravital mikroskopi ile ilgili talimat Wolfgang Kuebler (Toronto Üniversitesi). Biz mikroskobu tasarımı ve uygulanmasında yardım için Andrew Cahill (Nikon Instruments) teşekkür ederim. Bu çalışma NIH / NHLBI hibe P30 HL101295 ve K08 HL105538 (EPS) tarafından finanse edildi.

1. Cerrahi Boru, Vasküler Kateterler, Göğüs Duvarı Pencere hazırlanması <ol><li> Intravital mikroskop sahne. Biz anestezi fare mikroskopi sırasında yatıyor bunun üzerine pleksiglas sahne ısmarlama. Bu aşama 10 cm esnek plastik kesme tahtası (fare anestezi indüksiyonu, trakeostomi yerleştirme ve venöz kateterizasyon sırasında yatıyor bunun üzerine) yanı sıra, benzer bir büyüklükte bir ısıtma elemanı (kesme tahtası altında bulunan) bir 15 cm de barındırmaktadır. </li><li> Fare torakostomi tüpünün hazırlanması (Şekil 1). PE 50 tüpü (Intramedic, iç çapı 0.58 mm, dış çapı 0.965 mm) olan bir 10 cm uzunluğunda kesilir. Bir ucu kavisli bir 23 gauge iğneden kör ucuna takılır, bu iğne göğüs pencerenin kapanması öncesinde, göğüs duvarı (→ dışında içine) yoluyla tüp geçirmek için kullanılır. Tüpünün distal ucu (ekteki 23 gauge karşısında uzunluğu 1.5 cm,iğne) art arda intratorasik hava etkili aspirasyon kolaylaştırmak için &quot;yan port&quot; oluştururken, 30 gauge iğne ile delinirse. Bu fenestre kısmı daha sonra 04:00 ipek sütür çeşitli çevresel döngüler tarafından tüpün geri kalanından ayrılır; bu döngü sonuçta 1,5 cm göğüs boşluğu içinde kısmı fenestre ankraj, bir &quot;stopper&quot; olarak görev yapacak. </li><li> Juguler venöz kateterler. PE 10 boru (Intramedic, iç çapı 0.28 mm, dış çapı 0.61 mm) İki 15 cm uzunlukta kesilir. Bir bisturi böylece Damara kolaylığı artan konik borusunun uçları için kullanılır. Hortum hortumu-olmayan kesik ucuna bağlı% 6 150 kDa dekstran çözeltisi (PBS) ihtiva eden 1 ml şırınga yolu ile temizlendi. </li><li> Göğüs duvarı pencere hazırlama (Şekil 2). Şeffaf poliviniliden membran (Yeni Kure Wrap, Kuresha, Tokyo) oval bir şekil (ana eksen 6 cm, ikincil eksende 4 cm) halinde kesilir. Dairesel 5 mm # 1 lamel (Bellco) α-siyanoakrilat yapıştırıcı kullanarak membran (Pattex flüssig, Henkel, Düsseldorf) yapıştırılmıştır. </li><li> . Pnömotoraks indüksiyon (&quot;darbe tüp&quot;), bir boru sistemi 10 cm uzunluğunda (iç çapı 3 mm, çap 5 mm) için boru 5 ml&#39;lik şırınga ile bağlanır; ucunu hayvan göğüs kafesinin içine hava tanıtmak için kullanılacaktır göğüs duvarı penceresi engraftman öncesinde. </li><li> Amaca suya daldırma için şırınga. Bir 23 gauge iğne damıtık su içeren bir 30 mL şırınga ile eklenmiştir. İğne ucu amaç hasar görmesini önlemek için (bir metal dosya kullanılarak) bulanıklaştırılır. </li></ol> 2. Fare Anestezi <ol><li> Bir fare ketamin (10 mg / ml) ve ksilazin (2 mg / ml) fare gram vücut ağırlığı başına ul 8 arasında bir dozda intraperitonal karışımı ile anestezi. Sedasyon 3 içinde gerçekleşir - 6 dk ve spontan solunumu engel olmamalıdır. </li><li> Elektrikli traş kullanarak, tıraşboğaz, göğüs, karın ve farenin sağ tarafında. </li><li> Teyp kullanarak, ince bir plastik kesme tahtası için fareyi sabitleyin. Fare baş operatörü (Şekil 3) doğru olmalıdır. Üst dişlerin altında sütür geçen bir döngü tarafından sağlanan Nazik gerginlik baş uzantısı korumak için hizmet vermektedir. Kesme tahtası trakeostomi ve venöz kateter yerleştirilmesi sırasında fare euthermia koruyarak, bir ısıtma yastığı üzerine yerleştirilir. </li><li> % 100 etanol ile Islak traş alanlar. </li><li> Bir kuyruk / pençe tutam yeterli anestezi onaylayın. Minimal yanıt eğer devam; ketamin / xylazine değilse yeterli anestezi ekstra bir bolus sağlar. </li></ol> 3. Trakeostomi <ol><li> 1 cm&#39;lik bir kesi boğaz üzerinde yapılır. Altta yatan bağ doku disseke edilir ve tükrük bezleri ayrılmış ve yanal yansıtılmaktadır. Trakeanın hemen anterior sternohyoid kas rezeke edilir. </li><li> 04:00 sütür bir döngü inci altında ilerletilirE trakea (Şekil 4). Döngü sonra trakea yatan sütürün iki ayrı ipliklerini oluşturarak, kesilir. Kaudal sütür trakeostomi tüpü sabitlemek için kullanılır; kraniyal sütür trakeostomi yerleştirme sırasında trakea üzerindeki gerginliği sağlamak için kullanılacaktır. </li><li> Iki parmak kullanılarak, üst dikiş kavranmasını ve yumuşak gerilim trakea uygulanır. Bir yatay kesik üst ve alt dikişler arasında, trakea yapılır. Bu kesi trakeal çevresi yaklaşık üçte ikisi geçmelidir. Bir flanşlı trakeostomi tüpü (Harvard Apparatus, 1.22 mm dış çap) trakeaya yerleştirilir ve kaudal trakeal dikiş kullanılarak yerine sabitlenir. </li><li> Trakeostomi bir hacim kontrollü küçük hayvan ventilatör (Inspira, Harvard Apparatus) bağlanır ve fare% 40 solunan oksijen ve 9 ml / kg tidal hacimleri (ayarlar Laboratuvarımızda yeterli oksijenasyon / ventilasyon korumak için optimize) ile havalandırılır. Positive ekspirasyon sonu basınç (PEEP) bu noktada başlamış değildir. Unutmayın ki, ventilatör ayarları bireysel laboratuvarlar içinde benzersiz koşulları için optimize edilmelidir. Yedek tüp (ventilatör boru Y-konnektör ve trakeostomi arasına yerleştirilen) Farklı uzunluklarda seçilen herhangi bir tidal hacim için kararlı alveoler ventilasyon sağlanması, ölü boşluk ayarlamak için kullanılabilir. </li></ol> 4. Venöz Kateterizasyon <ol><li> Iç ve dış juguler venin birleşim proksimale Distal venöz dallarda izleme tarafından tespit edilebilir. Eksternal juguler yansıyan tükürük bezlerinin altında bulunursa, bu dış-iç juguler kavşak bulmak için proksimalde izlenebilmektedir. </li><li> Bağ dokusu çevredeki juguler kavşak ayırmak için hafif künt diseksiyon kullanın. </li><li> 04:00 sütürler kullanarak, juguler kavşağına (kranial) distal eksternal juguler ve internal jugular venler kapalı kravat. </li><li> Karina içine küçük bir kesi olunjuguler kavşağın; kanama az olmalıdır. </li><li> İki kateterler artımlı kesiden ve juguler gövde içine gelişmiş olabilir. Kanın geri dönüşünü sağlamak için nazik aspirasyon sonra, kateter 04:00 sütürler kullanılarak damar içinde sabitlenir. </li><li> Bant venöz kazara yerinden çıkması karşı önlemek için kesme tahtası için kateterler. </li></ol> 5. Intravital Fare Akciğer Mikroskopi Cerrahisi (Tabuchi ark uyarlanmıştır. 18) <ol><li> Kalan cerrahi girişim uygulandı nereye kesme tahtası (ölçülü, anestezi fare yanı sıra bantlanmış venöz kateterler içeren), intravital mikroskop aşamasına geçilmiştir. Bir rektal ısı probu yerleştirilir, bu arabirimleri adaptif bir ısıtma sistemi (kesme tahtası altında bulunan), fare euthermia bakım sağlar. </li><li> Bir jugular damar kateterin bir ketamin (10 mg / ml)-ksilazin (2 mg / ml) veren bir şırınga pompası bağlanırSaatte 200 ul at karışımı. Yeterli anestezi yine kuyruk / pençe tutam kullanılarak doğrulanır. </li><li> Orta hattan bir kesik sonra (Şekil 5) sağ tarafına doğru yanal olarak devam edilerek, xyphoid işlemi boyun uzatılır. </li><li> Elektrokoter kullanımı, göğüs kaslarının göğüs kafesinin açığa çıkarılır. Bakım tam hemostaz sağlamak için alınır. </li><li> Sol tarafta ve bant üzerinde farenin sağ hindleg aşağı çapraz. Çıkan karın torsiyon ameliyatı kolaylığı iyileştirilmesi, hafif göğüs döner. </li><li> 45 derecelik bir açıyla (Şekil 6) sahneye yerleştirin; Bu konumlandırma pnömotoraks indüklenir kez akciğer göğüs duvarı uzak düşmesini sağlar. </li><li> 1. kaburga (en aşağı kaburga) bir forseps ile kavradı ve yükseltilmiş; kavisli bir forseps dobra dobra kaburga altında itilir. Bu göğüs duvarından parietal plevra ayırır. Plevra unpunctured kalmalıdır. </li><li> Darbe tüp ve kullanmabir şırınga, hava zorla parietal plevra karşı tanıtıldı. Bu, alttaki akciğer hasar vermeden plevral yüzey ve pnömotoraksın yırtılmasına yol açar. Altta yatan akciğer akciğer zarar vermeden elektrokoter forseps tanıtımına olanak, göğüs duvarı uzak düşecek. Vantilatör gelgit hacmi azalma tipik bu adım sırasında gerekli değildir. </li><li> Elektrokoter forseps kullanarak, göğüs duvarı kasları incelemek ve göğüs duvarı içine bir ~ 8 mm yuvarlak delik yaparak, 5 inci ve 6 inci kaburga / parietal plevra arasında kesti. Kanama varlığında mikroskobu (Şekil 7) belirsizleştirecektir gibi, tam hemostaz muhafaza edilmesi önem taşımaktadır. </li><li> Bir iğne tornavida kullanarak, göğüs duvarı deliğe torakostomi tüpü yerleştirin. İğne ve göğüs duvarı torasik penceresi (Şekil 7) inferior ve lateral torasik kavite çıkmak gerekir. Diyaframı delen önlemek için dikkatli olun.Bu direnç tüp fenestre bölümünün kenarında bulunan dikiş &quot;stopper&quot; dan oluşuncaya kadar tüpü yavaşça göğüs duvarının dışarı çekilir. </li><li> Sahne düz yerleştirin. </li><li> Akciğer reekspansiyonu yardımcı yardımcı olmak için ventilatöre 3 cm H 2 O PEEP ekleyin. </li><li> Tutkal (Pattex jel, Henkel) göğüs pencerenin etrafında çepeçevre yerleştirilir. Membran göğüs boşluğuna dış bakan cam kapak kayma ile takılır. Dikkatlice (ve çevresel olarak) yaklaşık bir pamuk aplikatör kullanarak tutkal membran. </li><li> Bir akciğer recruitment manevrasına (PEEP ventilatörün portu tıkalıysa sırasında 3 tidal hacimleri) gerçekleştirirken, -3 mm Hg emme göğüs tüpü uygulanır. Serbestçe tidal ventilasyon (Şekil 8) esnasında hareket ederken akciğer ısrarla yaklaşık membran olmalıdır. </li><li> Farenin sağ ön bacağını fare sol lateral dekübit pozisyonda sonuçlanan, sol tarafa geçti edilir.Sünger kamalar göğüs pencere mikroskopi suya daldırma objektif ile hizalanacak şekilde uygun bir şekilde fare yerleştirmek için kullanılabilir. </li><li> Distile su bir su daldırma objektif kullanarak, akciğer görüntülenmesi için izin mikroskop önce kapak slipi üzerinde yerleştirilir. Su aralıklı görüntüleme doldurulan gerekir. </li></ol> 6. Pulmoner Endotel Yüzey Tabakası Kalınlığı Ölçümü <ol><li> Hemen göğüs duvarı kapatılmasından sonra, 500 ul FITC-etiketli 150 kDa dekstran (PBS içinde% 6 çözelti) ikinci (non-anestezi) juguler venöz kateter yoluyla uygulanır. Bu bolus hacmi resüsitasyon yanı sıra ESL ölçümü için vasküler izleyici olarak hizmet vermektedir. Dekstran bolus Nötrofil adezyon veya akciğer ödemi oluşumu 2 etkilemez. </li><li> Su immersiyon objektif kapağı astar üzerine ortalanır. Objektif seçimi temel-olduğunu ESL kalınlık küçük farklılıklar Nümerik bir yüksek görselleştirmekHala 2 korurken cal diyafram (&gt; 0.8) gerekli - 3 mm çalışma mesafesi (akciğer pencere ve plevral yüzey yoluyla girmesini sağlayarak). Bu amaçla 75 LWD 25x (NA 1.1) hedeflerine Nikon CFI 75 LWD 16x (NA 0,8) ve CFI kullanın. </li><li> Doğru hareket eden bir organ ESL kalınlığını ölçmek için, aydınlık ve floresan vasküler genişlikleri aynı anda gerçekleştirilecektir esastır. Bu eşzamanlı yansıyan ışık diferansiyel girişim kontrast yakalama (DIC, aydınlık) ve FITC görüntüleri (Şekil 9) sağlayan bir görüntü ayırıcı (Dual View, Fotometrik) kullanılarak gerçekleştirilebilir. </li><li> 5 saniye inspiratuar aralık sırasında sürekli görüntüleme yapılır ve kaydedilir. Daha sonra bu görüntüler odak çerçeveleri tanımlamak için gözden geçirilebilir. </li><li> Bir in-odaklama çerçevesi, subplevral mikrodamar (&lt;20 mikron çapında) tanımlanmıştır kullanma; en az 3 mikrodamar genellikle tek bir çerçeve bulunur. Deney, DIC tamamlanmasından sonrave FITC-dekstran vasküler genişlikleri mikrodamar başına üç dik yakaladığını uzunlukları ortalaması alınarak (bir kör gözlemci tarafından) ölçülür. Damar her ucunda eşit ESL kalınlık varsayarak, ESL boyut ve DIC gibi Örnek Sonuçlar bölümünde anlatılan FITC-dekstran damar genişliği arasındaki bir buçuk fark ile tanımlanabilir. </li><li> Tipik olarak, intravital mikroskopi akciğer yaralanması veya hipotansiyon 2 görülmeksizin&gt; 90 dakika süre ile gerçekleştirilebilir. Hazırlık deneyleri gözlem dönemi sırasında fare stabilite (kan basıncı, oksijenasyon, ventilasyon, akciğer hasarı) onaylamak için yapılmalıdır. Deneysel ilaçlar işlem sırasında herhangi bir noktada ikinci (non-anestetik) juguler kateter yoluyla sokulabilir. </li></ol> 7. Pulmoner Endotel Yüzey Katman Bütünlüğü Alternatif Ölçme Intakt endotel yüzey tabakası fonksiyonları (kısmen) dolaşımdaki dışlamak içinendotel yüzeyi 2 ing elemanları. ESL bütünlüğünün bu nedenle giriş ve hücre yüzeyine yapışma molekülleri (örneğin, ICAM-1 gibi) ile etkileşim için bir döner elemanın becerisi (bir floresan mikrosfer gibi) ile ölçülebilir. <ol><li> Anti-ICAM-1 etiketli floresan mikrosferler ameliyattan önce hazırlanır. Streptavidin-kaplı 0.97 mikron floresan mikrosferler oda sıcaklığında 30 dakika için biyotinile anti-ICAM-1 (YN1/1.7.4 klon, 1:50, eBioscience) antikor veya izotip kontrolü ile inkübe edilir. Mikroküreler üç kez yıkandı ve ml başına 1 x 10 9 mikrosferler de PBS içinde süspansiyon haline getirilmiştir. </li><li> Intravital mikroskopi sırasında, mikrosfer süspansiyon (100 ul) boyun kateteri venöz içine enjekte edilir. Dolaşımı 15 dakika sonra, fosforlu görüntü 5 dakikalık bir süre içinde elde edilir. &gt; 5 dakika boyunca hareketsiz Mikroküreler yapışık ve görüntü işleme yazılımı kullanılarak sayısal olarak kabul edilir. </li></ol> 8. Ötenazi &lt;prosedürün tamamlanmasından sonra p class = &quot;jove_content&quot;&gt;, anestezi fareler direkt kardiyak ponksiyon ile kan kaybından tarafından ötenazi uygulanır. Ötenazi akciğerler daha sonra analiz için hasat ve ek dondurulmuş hangi sonrasında bilateral pnömotoraks, ile teyit edilir.

<ol>
	<li>Negrini, D., Tenstad, O., Passi, A., Wiig, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+degradation+of+matrix+proteoglycans+and+edema+development+in+rabbit+lung.">Differential degradation of matrix proteoglycans and edema development in rabbit lung.</a> AJP - Lung Cellular and Molecular Physiology. 290, L470-L477 (2006).</li><li>Schmidt, E. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+pulmonary+endothelial+glycocalyx+regulates+neutrophil+adhesion+and+lung+injury+during+experimental+sepsis.">The pulmonary endothelial glycocalyx regulates neutrophil adhesion and lung injury during experimental sepsis.</a> Nat. Med. 18, 1217-1223 (2012).</li><li>Florian, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heparan+sulfate+proteoglycan+is+a+mechanosensor+on+endothelial+cells.">Heparan sulfate proteoglycan is a mechanosensor on endothelial cells.</a> Circ. Res. 93, e136-e142 (2003).</li><li>Chappell, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Glycocalyx+of+the+Human+Umbilical+Vein+Endothelial+Cell:+An+Impressive+Structure+Ex+Vivo+but+Not+in+Culture.">The Glycocalyx of the Human Umbilical Vein Endothelial Cell: An Impressive Structure Ex Vivo but Not in Culture.</a> Circulation Research. 104, 1313-1317 (2009).</li><li>Potter, D. R., Damiano, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hydrodynamically+relevant+endothelial+cell+glycocalyx+observed+in+vivo+is+absent+in+vitro.">The hydrodynamically relevant endothelial cell glycocalyx observed in vivo is absent in vitro.</a> Circ. Res. 102, 770-776 (2008).</li><li>Weinbaum, S., Tarbell, J. M., Damiano, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Structure+and+Function+of+the+Endothelial+Glycocalyx+Layer.">The Structure and Function of the Endothelial Glycocalyx Layer.</a> Annual Review of Biomedical Engineering. 9, 121-167 (2007).</li><li>Pittet, M., Weissleder, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravital+Imaging.">Intravital Imaging.</a> Cell. 147, 983-991 (2011).</li><li>Kilpatrick, D. C., Graham, C., Urbaniak, S. J., Jeffree, C. E., Allen, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+tomato+(Lycopersicon+esculentum)+lectin+with+its+deglycosylated+derivative.">A comparison of tomato (Lycopersicon esculentum) lectin with its deglycosylated derivative.</a> Biochem. J. 220, 843-847 (1984).</li><li>Smith, M. L., Long, D. S., Damiano, E. R., Ley, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Near-wall+micro-PIV+reveals+a+hydrodynamically+relevant+endothelial+surface+layer+in+venules+in+vivo.">Near-wall micro-PIV reveals a hydrodynamically relevant endothelial surface layer in venules in vivo.</a> Biophys. J. 85, 637-645 (2003).</li><li>Vink, H., Duling, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+Distinct+Luminal+Domains+for+Macromolecules,+Erythrocytes,+and+Leukocytes+Within+Mammalian+Capillaries.">Identification of Distinct Luminal Domains for Macromolecules, Erythrocytes, and Leukocytes Within Mammalian Capillaries.</a> Circ. Res. 79, 581-589 (1996).</li><li>Marechal, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+glycocalyx+damage+during+endotoxemia+coincides+with+microcirculatory+dysfunction+and+vascular+oxidative+stress.">Endothelial glycocalyx damage during endotoxemia coincides with microcirculatory dysfunction and vascular oxidative stress.</a> Shock. 29, 572-576 (2008).</li><li>Presson, R. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-Photon+Imaging+within+the+Murine+Thorax+without+Respiratory+and+Cardiac+Motion+Artifact.">Two-Photon Imaging within the Murine Thorax without Respiratory and Cardiac Motion Artifact.</a> The American Journal of Pathology. 179, 75-82 (2011).</li><li>Looney, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stabilized+imaging+of+immune+surveillance+in+the+mouse+lung.">Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung.</a> Nat. Meth. 8, 91-96 (2011).</li><li>Pearse, D. B., Wagner, E. M., Permutt, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+ventilation+on+vascular+permeability+and+cyclic+nucleotide+concentrations+in+ischemic+sheep+lungs.">Effect of ventilation on vascular permeability and cyclic nucleotide concentrations in ischemic sheep lungs.</a> J. Appl. Physiol. 86, 123-132 (1999).</li><li>Hossain, M., Qadri, S., Liu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+nitric+oxide+synthesis+enhances+leukocyte+rolling+and+adhesion+in+human+microvasculature.">Inhibition of nitric oxide synthesis enhances leukocyte rolling and adhesion in human microvasculature.</a> Journal of Inflammation. 9, 28 (2012).</li><li>Schmidt, E. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Soluble+guanylyl+cyclase+contributes+to+ventilator-induced+lung+injury+in+mice.">Soluble guanylyl cyclase contributes to ventilator-induced lung injury in mice.</a> AJP - Lung Cellular and Molecular Physiology. 295, L1056-L1065 (2008).</li><li>Mead, J., Takishima, T., Leith, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+distribution+in+lungs:+a+model+of+pulmonary+elasticity.">Stress distribution in lungs: a model of pulmonary elasticity.</a> J. Appl. Physiol. 28, 596-608 (1970).</li><li>Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intravital+microscopy+of+the+murine+pulmonary+microcirculation.">Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation.</a> J. Appl. Physiol. 104, 338-346 (2008).</li><li>Gattinoni, L., Protti, A., Caironi, P., Carlesso, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ventilator-induced+lung+injury:+the+anatomical+and+physiological+framework.">Ventilator-induced lung injury: the anatomical and physiological framework.</a> Crit. Care Med. 38, 539-548 (2010).</li><li>Tabuchi, A., Kim, M., Semple, J. W., Kuebler, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+Lung+Injury+Causes+Pendelluft+Between+Adjacent+Alveoli+In+Vivo.">Acute Lung Injury Causes Pendelluft Between Adjacent Alveoli In Vivo.</a> Am. J. Respir. Crit. Care Med. 183, A2490 (2011).</li><li>Roebuck, K. A., Finnegan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+intercellular+adhesion+molecule-1+(CD54)+gene+expression.">Regulation of intercellular adhesion molecule-1 (CD54) gene expression.</a> J. Leukoc. Biol. 66, 876-888 (1999).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Vivo mikroskopi arasında genişleyen kullanımı ile çakışık, ESL önemli boyutu yanı sıra vasküler fonksiyonu olan sayısız katkıları hem artan takdir vardır. Bu ortaya çıkan veriler, ancak, esas olarak sistemik vasküler çalışmalarından elde edilir. Nitekim, akciğerde vivo mikroskobu kullanımı teknik olarak verilen belirgin pulmoner ve kardiyak hareket artefaktı, meydan okuyor. Çeşitli yeni teknik gelişmeler akciğer mikro 12, 13 intrav...

Endotel glycocalyx damar intima astar proteoglikanlar ve ilişkili glikozaminoglikanların bir hücre dışı bir tabakadır. İn vivo olarak, glycocalyx nötrofil endotel sıvı geçirgenliği, 1 de dahil olmak üzere endotel çeşitli fonksiyonları düzenler önemli bir endotel yüzey tabaka (ESL) şekillendirme, yüksek hidratlanır yapışma 2, ve sıvı makaslama kuvveti 3 mechanotransduction. Tarihsel olarak, glycocalyx dolayı standart doku fiksasyonu ve işleme 6 sırasında kültürlü Hücre preparatlarının 4, 5 ve degradasyon yılında aberrance için underappreciated olmuştur. Artan kullanımı intravital mikroskopi 7 (in vivo mikroskopi, IVM) sağlık ve hastalık sırasında damar işlev ESL önemi artan bilimsel ilgi ile çakıştı. ESL ışık mikroskobu ile görülemez ve kolayca etiketli edilemezRBC aglütinasyon 8 ve fatal pulmoner emboli (yayınlanmamış gözlemler) neden floresan glycocalyx-bağlayıcı lektin eğilimini verilen vivo,. Birçok dolaylı yaklaşımlar dolayısıyla böyle kremaster ve mezenterik mikrodolaşımını olmayan hareketli vasküler yataklarda ESL kalınlığı (ve, uzatma, glycocalyx bütünlüğü) anlamak için geliştirilmiştir. Bu teknikler, endotel yüzeyinden endotel zar (Mikropartikül görüntü velosimetri 9) yanı sıra, hantal, floresan-etiketli damar işaretleyicileri (örneğin dekstranlar) kapsamından ölçüm mesafe bir fonksiyonu olarak hız mikropartikül dolaşan farklılıklar ölçümü, (dekstran dışlama tekniği 10, 11). Bu teknikler, sadece dekstran dışlanma zaman içinde tek bir noktada yapılan ölçümlerden ESL kalınlığı tahmin yeteneğine sahiptir. Eşzamanlı olarak aydınlık mikroskobu (genişliği kullanılarak vasküler genişlikleri ölçerek&quot;görünmez&quot; ESL) ve ESL dışlanmış bir vasküler tracer floresan mikroskop clusive, ESL kalınlığı vasküler genişlikleri 2 arasındaki bir buçuk fark olarak hesaplanabilir. ESL kalınlığı ani bir ölçü kullanılması pulmoner glycocalyx çalışmaları için çok uygundur. Akciğer intravital mikroskopi belirgin pulmoner ve kardiyak hareket artefaktı verilen zordur. Son gelişmeler vivo 12, 13 fare akciğer immobilizasyonu için izin iken, endişeleri akciğer staz fizyolojik etkileri ile ilgili hangi. Akciğer hareketsizlik 14 sinyalizasyon azalmış endotelyal nitrik oksit, nötrofil adezyonu 15 ve akciğer hasarı 16 hem de etkilediğini bir sinyal yolağı ile ilişkilidir. Dahası, klasik fizyolojik kavramlar doğrultusunda akciğer zararlı kesme kuvvetleri (&quot;atelectrauma&quot; denilen) mobil alveoller çevreleyen ortaya bir alanı immobilizasyonu,alveoler bağımlılık 17. 2008 yılında, Arata Tabuchi, Wolfgang Kuebler ve arkadaşları serbestçe hareket eden fare akciğer 18 intravital mikroskopi için izin veren bir cerrahi tekniği geliştirdi. Bu teknik kaynaklanan Solunum dışlayıcı aydınlık ve floresan mikroskobu ile eş zamanlı ölçüm da dahil olmak üzere yüksek hızlı görüntülemede kullanımı tarafından etkisiz olabilir. Anlık dekstran dışlama görüntüleme in vivo, serbestçe hareket fare akciğer subplevral mikrosirkülasyon ESL kalınlığını ölçmek için istihdam edilebilir Bu yazıda ayrıntılı. Bu teknik, kolayca, fonksiyon özellikle glycocalyx belirlemek için endotel yüzeyinden dolaşan elemanları dışarıda bırakmak ESL bir bozulmamış bir yeteneklerini değiştirilebilir. Biz son zamanlarda, sepsis 2 gibi sistemik inflamatuar hastalıklar sırasında akut akciğer hasarı gelişmesine pulmoner ESL bütünlüğünün önemini belirlemek için bu teknikler kullandık.

<table border="1"><tbody><tr><td></td><td></td><td></td><td> Reaktif Adı </td></tr><tr><td> FITC-dekstran (150 kDa) </td><td> Sigma </td><td> FD150S </td><td></td></tr><tr><td> TRITC-dekstran (150 kDa) </td><td> Sigma </td><td> T1287 </td><td></td></tr><tr><td> Streptavidin kaplı floresan mikrosferler </td><td> Bangs Laboratuvarlar </td><td> CP01F/10428 </td><td> Ejderha yeşil flöresanlı (FITC benzer) </td></tr><tr><td> Ketamin </td><td> Moore Tıp </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Ksilazin </td><td> Moore Tıp </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Anti-ICAM-1 biotinlenmiş antikoru </td><td> eBioscience </td><td> YN1/1.7 klonlama.4 </td><td> 1:50 dilüsyon </td></tr><tr><td> Biotinlenmiş antikor izotipi </td><td> eBioscience </td><td> IgG2b eB149/10H5 </td><td> 1:50 dilüsyon </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> EKİPMAN </td></tr><tr><td> Mekanik ventilatör </td><td> Harvard Apparatus </td><td> Inspira </td><td></td></tr><tr><td> Trakeostomi kateter </td><td> Harvard Apparatus </td><td> 730028 </td><td></td></tr><tr><td> Elektrokoter aparatı </td><td> DRE Tıp </td><td> Valleylab SSE-2L </td><td></td></tr><tr><td> Bipolar koter forseps </td><td> Olsen Tıp </td><td> 10-1200I </td><td> 9.9cm McPherson </td></tr><tr><td> Sıcaklık control sistemi </td><td> Dünya Hassas Aletler </td><td> ATC1000 </td><td></td></tr><tr><td> Şırınga pompası </td><td> Harvard Apparatus </td><td> Pompa 11 Elite </td><td></td></tr><tr><td> Mikroskop (Widefield) </td><td> Nikon </td><td> LV-150 </td><td></td></tr><tr><td> Mikroskop (konfokal) </td><td> Nikon </td><td> A1R </td><td></td></tr><tr><td> Image Splitter </td><td> Fotometrik </td><td> DV2 </td><td></td></tr><tr><td> CCD kamera </td><td> Fotometrik </td><td> CoolSNAP HQ2 </td><td></td></tr><tr><td> Görüntü işleme yazılımı </td><td> Nikon </td><td> NIS Elemanları </td><td></td></tr><tr><td> PolyVinylidine membran </td><td> Kure Wrap </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Dairesel kapak kayma </td><td> Bellco </td><td> 5CIR-1-BEL </td><td> 5 mm, # 1 kalınlık </td></tr><tr><td> Tutkal (membran kayma kapağı) </td><td> Pattex </td><td> Flussig (sıvı) </td><td> Membran kapak kayma yapıştırılması için </td></tr><tr><td> Tutkal (fare kayma kapağı) </td><td> Pattex </td><td> Jel </td><td> Fare membran takmak için </td></tr><tr><td> Cerrahi boru </td><td> Intramedic </td><td> PE50, PE10 </td><td></td></tr><tr><td> Dikin </td><td> Balıkçı </td><td></td><td> 04:00 ipek </td></tr><tr><td> Tıraş makinesi </td><td> Oster </td><td> 78997 </td><td></td></tr><tr><td> Kavisli cerrahi forseps </td><td> Roboz </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Düz cerrahi forseps </td><td> Roboz </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cerrahi makaslar </td><td> Roboz </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cerrahi microscissors </td><td> Roboz </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cerrahi iğne sürücüsü </td><td> Roboz </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cerrahi bant </td><td> Balıkçı </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Mutfak süngerleri (takoz kesilmiş) </td><td> çeşitli </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo measurement of the mouse pulmonary endothelial surface layer

Endotel glycocalyx vasküler lümeni döşeyen proteoglikanlar ve ilişkili glikozaminoglikanlar bir tabakadır. İn vivo olarak, glycocalyx endotel fonksiyonun korunmasında katkıda önemli bir endotel yüzey tabakası (ESL) oluşturan, son derece sulu olduğunu. Endotel glycocalyx genellikle in vitro olarak anormal bir doku ve standart tekniklerle tespit sırasında kaybolur gibi, ESL çalışma intravital mikroskopi kullanımını gerektirir. Alveoler mikrovasküler iyi yaklaşık karmaşık fizyolojisi için, pulmoner intravital görüntüleme ideal bir serbestçe hareket eden akciğer gerçekleştirilir. Bu preparatlar, bununla birlikte, genelde geniş hareket artefaktı muzdarip. Bir serbestçe hareket eden bir fare akciğer bölgesinin, kapalı göğüs intravital mikroskopisi endotel yüzey floresan-etiketli yüksek molekül ağırlıklı dekstranlar ve ESL dışlama yoluyla glycocalyx bütünlük ölçmek için nasıl kullanılabileceğini göstermektedir. Gerektirir Bu non-kurtarma cerrahi teknik,eşzamanlı aydınlık ve fare akciğer floresan görüntüleme, karıştırıcı akciğer hasarı inducing delil olmadan subplevral mikrovasküler uzunlamasına gözlem için izin verir.

1-6 adımları açıklanan deneysel yaklaşım eşzamanlı DIC (aydınlık) ve floresan görüntülerin birden çok kare yakalama izin verir. ESL kalınlığı belirlemek için, kaydedilen görüntülerin deneysel protokol tamamlandıktan sonra kör gözlemci tarafından incelenir. Bir in-odaklama çerçevesi, subplevral mikrodamar (&lt;20 mikron çapında) tanımlanmıştır kullanma; en az 3 mikrodamar genellikle tek bir çerçeve (Şekil 10) bulunur. Görüntü analiz yazılımı (NIS Elemanları, Ni...

Watch this Scientific Journal Video about In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer at JoVE.com

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

Endotelyal endotel / glycocalyx yüzey tabakası ideal intravital mikroskobu kullanılarak incelenmiştir. Intravital mikroskop teknik gibi akciğer gibi hareketli bir organ zordur. Biz eş zamanlı aydınlık ve floresan mikroskop serbestçe-hareket eden endotel yüzey tabakasının kalınlığını belirlemede nasıl kullanılabileceğini göstermek<em&gt; In vivo</em&gt; Fare akciğer.

Fare Pulmoner Endotelyal Yüzey Katman in vivo ölçümü olarak

The endothelial glycocalyx is a layer of proteoglycans and associated glycosaminoglycans lining the vascular lumen. In vivo, the glycocalyx is highly ...

in-vivo-measurement-of-the-mouse-pulmonary-endothelial-surface-layer

Research

JoVE Journal

Medicine

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

14.5K Görüntüleme.  University of Colorado School of Medicine. Endotelyal endotel / glycocalyx yüzey tabakası ideal intravital mikroskobu kullanılarak incelenmiştir. Intravital mikroskop teknik gibi akciğer gibi hareketli bir organ zordur. Biz eş zamanlı aydınlık ve floresan mikroskop serbestçe-hareket eden endotel yüzey tabakasının kalınlığını belirlemede nasıl kullanılabileceğini göstermek In vivo Fare akciğer.

Video: In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

The adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that responds to a need for enhanced lung perfusion and shows robust neovascularization. Pulmonary vascular ischemia induced by pulmonary artery obstruction has been shown to result in rapid systemic arterial angiogenesis in man as well as in several animal models. Although the histologic assessment of the time course of bronchial artery proliferation in rats was carefully described by Weibel 1, mechanisms responsible for this organized growth of new vessels are not clear. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia in the rat that leads to bronchial neovascularization. Quantification of the extent of angiogenesis presents an additional challenge due to the presence of the two vascular beds within the lung. Methods to determine functional angiogenesis based on labeled microsphere injections are provided.

The lung is perfused by both the systemic bronchial artery and pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that shows robust neovascularization. Cessation of pulmonary blood flow promotes brisk bronchial angiogenesis. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia that promotes bronchial neovascularization.

İskemik Sıçan Akciğer Angiogenezis

The  adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire  venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung ...

Tıp

Automated Measurement of Microcirculatory Blood Flow Velocity in Pulmonary Metastases of Rats

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. However, very few methods exist to date to investigate lung metastases in a dynamic fashion at the microcirculatory level, due to the difficulty to access the lung with a microscope. Here, an intravital microscopy method is presented to functionally image and quantify the microcirculation of superficial pulmonary metastases in rats, using a closed-chest pulmonary window and automated analysis of blood flow velocity and direction. The utility of this method is demonstrated to measure increases in blood flow velocity in response to pharmacological intervention, and to image the well-known tortuous vasculature of solid tumors. This is the first demonstration of intravital microscopy on pulmonary metastases in a closed-chest model. Because of its minimized invasiveness, as well as due to its relative ease and practicality, this technology has the potential to experience widespread use in laboratories that specialize on pulmonary tumor research.

A method is presented to measure microcirculatory blood flow velocity in pulmonary cancer metastases of the pleural surface in rats in an automated fashion, using closed-chest pulmonary intravital microscopy. This model has potential to be used as a widespread tool to perform physiologic research on pulmonary metastases in rodents.

Sıçan Pulmoner METASTAZLARINDA Mikrosirkülasyonda Kan Akışı Hızının Otomatik Ölçüm

Because the lung is a major target organ of metastatic disease, animal models to study the physiology of pulmonary metastases are of great importance. ...

Automated Measurement of Pulmonary Emphysema and Small Airway Remodeling in Cigarette Smoke-exposed Mice

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1). Animal models of COPD are used to identify molecules that contribute to the disease process and to test the efficacy of novel therapies for COPD. Researchers use a number of models of COPD employing different species including rodents, guinea-pigs, rabbits, and dogs(2). However, the most widely-used model is that in which mice are exposed to cigarette smoke. Mice are an especially useful species in which to model COPD because their genome can readily be manipulated to generate animals that are either deficient in, or over-express individual proteins. Studies of gene-targeted mice that have been exposed to cigarette smoke have provided valuable information about the contributions of individual molecules to different lung pathologies in COPD(3-5). Most studies have focused on pathways involved in emphysema development which contributes to the airflow obstruction that is characteristic of COPD. However, small airway fibrosis also contributes significantly to airflow obstruction in human COPD patients(6), but much less is known about the pathogenesis of this lesion in smoke-exposed animals. To address this knowledge gap, this protocol quantifies both emphysema development and small airway fibrosis in smoke-exposed mice. This protocol exposes mice to CS using a whole-body exposure technique, then measures respiratory mechanics in the mice, inflates the lungs of mice to a standard pressure, and fixes the lungs in formalin. The researcher then stains the lung sections with either Gill&#8217;s stain to measure the mean alveolar chord length (as a readout of emphysema severity) or Masson&#8217;s trichrome stain to measure deposition of extracellular matrix (ECM) proteins around small airways (as a readout of small airway fibrosis). Studies of the effects of molecular pathways on both of these lung pathologies will lead to a better understanding of the pathogenesis of COPD.

The goal of this protocol is to provide automated methods to quantify chronic lung pathologies in a murine model of COPD. The protocol includes exposing mice to cigarette smoke (CS), measuring pulmonary function, inflating the lungs, and using morphometry methods to measure emphysema and small airway remodeling in mice.

Sigara Duman maruz kalan Fare Akciğer Amfizem ve Küçük Havayolu Yaptırma otomatik ölçüm

COPD is projected to be the third most common cause of mortality world-wide by 2020(1).  Animal models of COPD are used to identify molecules that ...

Measurement of the Pressure-volume Curve in Mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential phenotypic changes are best assessed by measurement of the changes in lung elasticity. To best understand specific mechanisms underlying such pathologies in mice, it is essential to make functional measurements that can reflect the developing pathology. Although there are many ways to measure elasticity, the classical method is that of the total lung pressure-volume (PV) curve done over the whole range of lung volumes. This measurement has been made on adult lungs from nearly all mammalian species dating back almost 100 years, and such PV curves also played a major role in the discovery and understanding of the function of pulmonary surfactant in fetal lung development. Unfortunately, such total PV curves have not been widely reported in the mouse, despite the fact that they can provide useful information on the macroscopic effects of structural changes in the lung. Although partial PV curves measuring just the changes in lung volume are sometimes reported, without a measure of absolute volume, the nonlinear nature of the total PV curve makes these partial ones very difficult to interpret. In the present study, we describe a standardized way to measure the total PV curve. We have then tested the ability of these curves to detect changes in mouse lung structure in two common lung pathologies, emphysema and fibrosis. Results showed significant changes in several variables consistent with expected structural changes with these pathologies. This measurement of the lung PV curve in mice thus provides a straightforward means to monitor the progression of the pathophysiologic changes over time and the potential effect of therapeutic procedures.

Here we present a protocol to simply and reliably measure the lung pressure-volume curve in mice, showing that it is sufficiently sensitive to detect phenotypic parenchymal changes in two common lung pathologies, pulmonary fibrosis and emphysema. This metric provides a means to quantify the lung&#8217;s structural changes with developing pathology.

Fare Akciğerler Basınç-hacim Eğrisi Ölçümü

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential ...

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. Despite the discovery of key regulators of uterine contractility, this process is still not fully understood. Transgenic mice provide an ideal model in which to study parturition. Previously, the only method to study uterine contractility in the mouse was ex vivo isometric tension recordings, which are suboptimal for several reasons. The uterus must be removed from its physiological environment, a limited time course of investigation is possible, and the mice must be sacrificed. The recent development of radiometric telemetry has allowed for longitudinal, real-time measurements of in vivo intrauterine pressure in mice. Here, the implantation of an intrauterine telemeter to measure pressure changes in the mouse uterus from mid-pregnancy until delivery is described. By comparing differences in pressures between wild type and transgenic mice, the physiological impact of a gene of interest can be elucidated. This technique should expedite the development of therapeutics used to treat myometrial disorders during pregnancy, including preterm labor.

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

Rahim içi Telemetri Fare Kontraktil Basıncını Ölçmek<em&gt; İn Vivo</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

Using Micro-computed Tomography for the Assessment of Tumor Development and Follow-up of Response to Treatment in a Mouse Model of Lung Cancer

Lung cancer is the most lethal cancer in the world. Intensive research is ongoing worldwide to identify new therapies for lung cancer. Several mouse models of lung cancer are being used to study the mechanism of cancer development and to experiment with various therapeutic strategies. However, the absence of a real-time technique to identify the development of tumor nodules in mice lungs and to monitor the changes in their size in response to various experimental and therapeutic interventions hampers the ability to obtain an accurate description of the course of the disease and its timely response to treatments. In this study, a method using a micro-computed tomography (CT) scanner for the detection of the development of lung tumors in a mouse model of lung adenocarcinoma is described. Next, we show that monthly follow-up with micro-CT can identify dynamic changes in the lung tumor, such as the appearance of additional nodules, increase in the size of previously detected nodules, and decrease in the size or complete resolution of nodules in response to treatment. Finally, the accuracy of this real-time assessment method was confirmed with end-point histological quantification. This technique paves the way for planning and conducting more complex experiments on lung cancer animal models, and it enables us to better understand the mechanisms of carcinogenesis and the effects of different treatment modalities while saving time and resources.

We describe a method for the detection of tumor nodule development in the lungs of an adenocarcinoma mouse model using micro-computed tomography and its use for monitoring changes in nodule size over time and in response to treatment. The accuracy of the assessment was confirmed with end-point histological quantification.

Tümör Gelişim Değerlendirme Mikro bilgisayarlı Tomografi ile ve Takibi Tedavi Yanıtın Akciğer Kanseri Fare Modeli

Lung cancer is the most lethal cancer in the world. Intensive research is ongoing worldwide to identify new therapies for lung cancer. Several mouse ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

İnsan Tümör ksenogratflarının gelen Fare Hücrelerinin tükenmesi Anlamlı Hedef Hücre Alt Analizi geliştirir

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...

Preparation Steps for Measurement of Reactivity in Mouse Retinal Arterioles Ex Vivo

Vascular insufficiency and alterations in normal retinal perfusion are among the major factors for the pathogenesis of various sight-threatening ocular diseases, such as diabetic retinopathy, hypertensive retinopathy, and possibly glaucoma. Therefore, retinal microvascular preparations are pivotal tools for physiological and pharmacological studies to delineate the underlying pathophysiological mechanisms and to design therapies for the diseases. Despite the wide use of mouse models in ophthalmic research, studies on retinal vascular reactivity are scarce in this species. A major reason for this discrepancy is the challenging isolation procedures owing to the small size of these retinal blood vessels, which is ~ &#8804; 30 &#181;m in luminal diameter. To circumvent the problem of direct isolation of these retinal microvessels for functional studies, we established an isolation and preparation technique that enables ex vivo studies of mouse retinal vasoactivity under near-physiological conditions. Although the present experimental preparations will specifically refer to the mouse retinal arterioles, this methodology can readily be employed to microvessels from rats.

Preparation Steps for Measurement of Reactivity in Mouse Retinal Arterioles Ex Vivo

Many vision-threatening ocular diseases are associated with dysfunctional retinal microvessels. Therefore, the measurement of retinal arteriole responses is important to investigate the underlying pathophysiological mechanisms. This article describes a detailed protocol for mouse retinal arteriole isolation and preparation to assess the effects of vasoactive substances on vascular diameter.

Fare retina arteriyoller Ex Vivo reaktivite ölçümü için hazırlık adımları

Vascular insufficiency and alterations in normal retinal perfusion are among the major factors for the pathogenesis of various sight-threatening ocular ...

An Optimized Evans Blue Protocol to Assess Vascular Leak in the Mouse

Vascular leak, or plasma extravasation, has a number of causes, and may be a serious consequence or symptom of an inflammatory response. This study may ultimately lead to new knowledge concerning the causes of or new ways to inhibit or treat plasma extravasation. It is important that researchers have the proper tools, including the best methods available, for studying plasma extravasation. In this article, we describe a protocol, using the Evans blue dye method, for assessing plasma extravasation in the organs of FVBN mice. This protocol is intentionally simple, to as great a degree as possible, but provides high quality data. Evans blue dye has been chosen primarily because it is easy for the average laboratory to use. We have used this protocol to provide evidence and support for the hypothesis that the enzyme neprilysin may protect the vasculature against plasma extravasation. However, this protocol may be experimentally used and easily adapted for use in other strains of mice or in other species, in many different organs or tissues, for studies which may involve other factors that are important in understanding, preventing, or treating plasma extravasation. This protocol has been extensively optimized and modified from existing protocols, and combines reliability, ease of use, economy, and general availability of materials and equipment, making this protocol superior for the average laboratory to use in quantifying plasma extravasation from organs.

In this article, an economical, optimized, and simple protocol is described which uses the Evans blue dye method for assessing plasma extravasation in the organs of FVBN mice that can be adapted for use in other strains, species, and other organs or tissues.

En iyi duruma getirilmiş bir Evans mavi Mouse vasküler sızıntı değerlendirmek için iletişim kuralı

Vascular leak, or plasma extravasation, has a number of causes, and may be a serious consequence or symptom of an inflammatory response. This study may ...

Left Atrial Stenosis Induced Pulmonary Venous Arterialization and Group 2 Pulmonary Hypertension in Rat

The mechanism of mitral stenosis-induced pulmonary venous arterialization and group 2 pulmonary hypertension (PH) is unclear. There is no rodent model of group 2 PH, due to mitral stenosis (MS), to facilitate the investigation of disease mechanisms and potential therapeutic strategies. We present a novel rat model of pulmonary venous congestion-induced pulmonary venous arterialization and group 2 PH caused by left atrial stenosis (LAS). LAS is achieved by constricting the left atrium using a half-closed titanium clip. After the LAS surgery, a rat model with a transmitral inflow velocity greater than or equal to 2.0 m/s on echocardiography gradually develops pulmonary venous arterialization and group 2 PH over an 8- to 10-week period. In this protocol, we provide the step-by-step procedure of how to perform the LAS surgery. The presented LAS rat model mimics MS in humans and is useful for studying the underlying molecular mechanism of pulmonary venous arterialization and for the preclinical evaluation of therapies for group 2 PH.

Left atrial stenosis (LAS) is a novel surgical technique used for studying group 2 pulmonary hypertension (PH) and mechanisms underlying pulmonary venous arterialization. Here, we present a protocol to constrict the left atrium using a titanium clip to cause pulmonary venous arterialization and moderate PH in a rat.

Sol atriyal stenoz indüklenen pulmoner venöz Arterialization ve Grup 2 sıçan pulmoner hipertansiyon

The mechanism of mitral stenosis-induced pulmonary venous arterialization and group 2 pulmonary hypertension (PH) is unclear. There is no rodent model of ...