Name: whole retinal explants from chicken embryos for electroporation and chemical reagent treatments
Uploaded: 2015-09-30T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 40 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Whole Retinal Explants from Chicken Embryos for Electroporation and Chemical Reagent Treatments at JoVE.com

The work was supported by Barncancerfonden (PR2013-0104), Swedish Research Council (12187-18-3), &#246;gonfonden, Kronprinsessan Margaretas arbetsn&#228;mnd f&#246;r synskadade, Synfr&#228;mjandets forskningsfond and St Eriks &#246;gonsjukhus forskningsstipendier.

Bu protokol &quot;vizyonu ve Oftalmoloji araştırma Derneği Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanım Kılavuzu&quot; nda tavsiyeleri doğrultusunda yapılır. 1. Yumurta Taşıma ve Göz koleksiyonu <ol><li> 1 hafta daha uzun süre 12-14 ° C&#39;de beyaz Livorno yumurta saklayın. Varsa, döllenmiş yumurta saklamak için buzdolabında şarap soğutucu kullanın. Not: düşük sıcaklıklar mortaliteyi artırırken yüksek mağaza sıcaklıkları, embriyo anormal gelişmesine yol açar. Genişletilmiş depolama süresi, mortalite ve anormal gelişimi hem de artırır. </li><li> Yumuşak, 24 saat başına 5 kez sıklıkta sallanan bir 37.5 ° C ve% 60 yumurta nemlendirilmiş kuluçka inkübe edin. </li><li> İstenilen embriyonik yaşta yumurta inkübatör kuluçkaya yumurta çıkarın. Not: Tavuk embriyo yaşı fırınlama süresi olarak belirlenir ve embriyonik gün (E) ya da aşamaları olarak ifade edilmektedir (st), Hamburger ve Hamilton 12 tarafından açıklanan gelişim evrelerinin serilere göre. </li><li> Laminer akış kaputu seçilen yumurta yerleştirin. Embriyonun kirlenmesini önlemek için% 70 etanol ile yumurta kabuğu silin. Not: Steril çözümleri ile aseptik şartlarda tüm işlemleri yürütmek <url> http://www.jove.com/science-education/5030/making-solutions-in-the-laboratory&quot;lutions </url> ve aletleri. </li><li> Yumurta açık çatlamak sıkıca sert bir yüzeye karşı yumurtanın yan dokunun. 100 mm Petri kabındaki içeriği yerleştirin. Kurumasını önlemek için doku önceden ısıtılmış (37 ° C) 1x PBS içeren 35 mm Petri kabı embriyo transferi için küçük bir kaşık kullanın. </li><li> Laminer akış kaputu bir binoküler mikroskop stereovision üzerine embriyonik doku içeren 35 mm Petri kabı yerleştirin. Ince forseps ile boyun sıkıştırarak embriyo başını kesmek ve vücudu atın. </li><li> Inci bir kesi yapmak için ince forseps kullanınGöze ventral kaba ağız. Kesi yerinde başlayan, tüm göz çevreleyen doku yırtarak açın. Optik siniri çimdik ve göz prizden sağlam gözü kaldırın. Kontrol veya tedavi göz ya da kullanım için aynı embriyodan sol ve sağ göz hem de toplayın. </li><li> Önceden ısıtılmış (37 ° C) 1 x PBS içeren yeni bir 35 mm Petri kabı gözleri aktarmak için küçük bir kaşık kullanın. </li></ol> Tüm Retina Eksplantlarından 2. Hazırlık <ol><li> Skleral anlage dahil gözün çevresindeki tüm doku kaldırmak için ince forseps kullanın. Not: Doku kolayca pigment epiteli bozulmamış (Şekil 1A-B) ile vitreus ve retina mercek üzerinde bırakarak ayırmak olacaktır. </li><li> Nöral retina (Şekil 1C) zarar vermeden, gözün dorsal kısmında pigment epiteli içine küçük bir kesi tutam ince forseps kullanın. </li><li> Yavaşça pigment epitel starti açmak gözyaşı ince forseps kullanın, kesi yerinde ng lens ve vitreus (Şekil 1D) bağlı tüm retina bırakarak. Pigment epitelinin çıkarılmasını kolaylaştırmak için sıcak (37 ° C) 1 x PBS içinde göz tutun. Pigment epitel, gözün ön bölgesinde, öğrenci etrafında siliyer cisim boyunca, özellikle çıkarılması zor olabilir ve koroid fissür boyunca Not:. Bu nedenle, pigment epitel bazı nöral retina (Şekil 1E-F) bırakılabilir. </li></ol> Tüm Retina Eksplantlarından 3. Tedavi <ol start="1"><li> Bütün retina eksplantlar Elektroporasyon Not: Bütün retina eksplantlar Elektroporasyon aşama 2&#39;de hemen sonra gerçekleştirilebilir. <ol><li> 1 DMEM: F12 Besin karışımı,% 10 FBS, 10 U / ml penisilin streptomisin, 5 ug / ml insülin, 2 mM L-glutamin ihtiva eden 1 kültür ortamı hazırlayın. </li><li> 1.5 ml tek kullanımlık plastik küvetini kesti (12.5 mm x 12.5 mm x 45 mm) (ya da ince bir testere kullanmak sureti alttan olarak) yaklaşık 8 mm 300-400 ul çözelti tutma kapasitesine sahip herhangi bir küçük kap. </li><li> 0.1 ug / ul son konsantrasyon 1xDPBS tercih edilen bir DNA plazmidi seyreltilir. </li><li> ST20 için 15 V Electroporator ve ayarlanan parametreler açın - ST25 (E3-E4) retina ve st26 20 V - st27 (E5) retinanın. 1 sn aralıklarla 50 msn darbe uzunluğu 5 darbeleri darbe tekrarlar ayarlayın. Her iki elin yerine Elektrotları tutmak için gerekli olacak şekilde kat bir ayak pedalı, edilebilir bir puls jeneratörü kullanın. </li><li> İki kürek biçimli (düz, yuvarlak diam. 4 mm) bağlayın platin elektrotlar (Şekil 2A) puls üreteci üzerine çıkış soketine. Not: Bu protokolde kullanılan platin elektrot üniversite atölyesi tarafından yapılmıştır. Elektrotlar 0.1 mm platin plak &quot;rondelles&quot; (: 950 Pt / 5 Cu platin notu) yapılmıştır. Bağlanma 0,8 mm wiyeniden plastik boru kullanılarak izole edilmiştir. </li><li> Dikkatle retina eksplant için doğru ucu açılma boyutunu elde etmek kesilmiş ucu ile bir polietilen Pasteur pipeti kullanarak küvete (veya eşdeğer küçük kap) Adım 2.3 kadar tüm retina eksplant aktarın. Retina plastik eklemek ve parçalıyorlar eğilimi pipet uçları kullanmaktan kaçının. </li><li> Yavaşça yırtılmasını önlemek için retina dokunmamaya retina eksplant özen çevreleyen tüm 1x PBS kaldırmak için 100 ul pipet kullanın. </li><li> Bütün retina eksplant kapsayacak şekilde küvete 100 ul plazma çözeltisi ekleyin. O üstüne yüzen eğer hafifçe forseps ile retina eksplant aşağıya doğru bastırın. Küvete altına beher ve optik sinir herhangi bir tarafı yüz merceği için forseps veya elektrotlar kullanın. </li><li> Doku dokunmadan, lens ve retina (Şekil 2A) arkasına negatif elektrodun karşısında pozitif elektrot yerleştirin. </li><li>Ayak pedalına basarak akımı uygulayın. Başarılı akıntı belirten elektrotlarda baloncuklar için kontrol edin. </li><li> Retina zarar vermeden küvetin tüm plazmid karışımı kaldırmak için 100 ul pipet kullanın. Plazmid karışımı üç beş kez tekrar edilebilir. </li><li> Önceden ısıtılmış (37 ° C) 1x PBS ile küveti doldurun. Yavaşça küvetin duvardan retina eksplant ayırmak için forseps kullanabilir. Elektroporasyondan sonra retina bazen küvetin çeperine bağlı yapan, kabarcıkları ile kaplıdır. </li><li> Oyuk başına 1 mi, önceden ısıtılmış (37 ° C) ihtiva eden bir kültür ortamı, 24 oyuklu bir plaka içine bütün retinal eksplant aktarmak için polietilen bir Pasteur pipeti kullanarak. Kuyu başına bir retina eksplant inkübe edin. </li><li> 24 saat boyunca% 5 CO2 ile bir hücre kuluçka makinesi içinde, 50 rpm&#39;lik sabit bir hızla, bir döndürücü çalkalayıcı üzerinde 37 ° C&#39;de retina eksplant inkübe edin. Rotasyon orta ve Preve için maksimum etkiyi sağlamak için24 oyuklu plakanın alt retinanın nt yapışır. </li><li> 4. adıma geçin. </li></ol></li><li> Kimyasal reaktifler ile bütün retinal eksplantlar tedavisi Not: Bütün retina eksplantlar kimyasal işleme aşamasının 2 hemen sonra gerçekleştirilebilir. <ol><li> 1 DMEM: F12 Besin karışımı,% 10 FBS, 10 U / ml penisilin streptomisin, 5 ug / ml insülin, 2 mM L-glutamin ihtiva eden 1 kültür ortamı hazırlayın. </li><li> Oyuk başına (37 ° C) kültür ortamı önceden ısıtılmış 1 ml ihtiva eden bir 24-çukurlu plaka içine adım 2.3 retina eksplant aktarmak için küçük bir kaşık kullanın. Kuyu başına bir retina eksplant inkübe edin. </li><li> Kimyasal reaktif veya aracına ilave edilmeden önce% 5 CO2 ile bir hücre kuluçka makinesi içinde, 50 rpm&#39;lik sabit bir hızla, bir döndürücü çalkalayıcı üzerinde 37 ° C&#39;de 60 dakika boyunca, tüm retina eksplant inkübe edin. </li><li> Örneğin, kimyasal çözelti hazırlayın Cdk1 / 2 inhibitörü III, nihai olarak M faz ilerlemesi 13 inhibitörü,DMSO içinde 30 uM konsantrasyonu. </li><li> Hücre inkübatör, tüm retina eksplant içeren 24 kuyu plakasını sökün. % 0.01 DMSO içinde 300 nM CDK1 / 2 inhibitörü III&#39;ün bir nihai konsantrasyonu elde retina ortamı doğrudan kimyasal reaktif ya da araç (DMSO), 10 ul ekle. El ile çözelti içinde kimyasal reaktif veya aracın eşit dağılımını sağlamak için 24 oyuklu plaka döndürün. </li><li> İstenen süre (en fazla 24 saat) süreyle% 5 CO2 ile bir inkübatör içinde 50 rpm sabit bir hızla, bir döndürücü çalkalayıcı üzerinde 37 ° C&#39;de retina eksplantlar inkübe edin. </li><li> 4. adıma geçin. </li></ol></li></ol> 4. Tespit ve Tüm Retina Eexplants dondurulması <ol><li> Hücre inkübatör tedavi bütün retina eksplant içeren 24 kuyu plakasını sökün. </li><li> 1 ml 1xPBS bölgesindeki / oyuk buz soğuğu% 4 paraformaldehid içeren bir 24-çukurlu plaka retina eksplant aktarmak için küçük bir kaşık kullanın. Incuba15 dakika süreyle buz üzerinde te. </li><li> Retina yıkamak için 1 ml / oyuk buz soğuğu 1xPBS ihtiva eden bir 24-çukurlu plaka bütün retinal eksplant aktarmak için küçük bir kaşık kullanın. 10 dakika buz üzerinde inkübe edin. </li><li> 1 ml / 1xPBS iyi buz soğukluğunda% 30 sukroz ihtiva eden bir 24-çukurlu plaka bütün retinal eksplant aktarmak için küçük bir kaşık kullanın. 1-3 saat retinanın embriyonik gün bağlı buz üzerinde kuluçkaya yatmaktadır. ST20 için - ST25 (E3) retinalar, 1 saat süre ile inkübe edilir, daha eski retinalar sukroz uzun inkübasyon süresi gerekir. </li><li> Yaklaşık 500 ul kriyostat dondurma montaj orta içeren bir parafin film üzerine tüm retina eksplant aktarmak için küçük bir kaşık kullanın. Yavaşça küçük kaşık kullanarak dondurma ortamda retina eksplant hareket ettirerek kadar sakaroz mümkün olduğunca kaldırın. </li><li> Donma orta içeren bir gömme kalıp retina eksplant aktarın. Gelecekteki bölümlendirilmeleri kolaylaştırmak için göz yerleştirin. Dr üzerinde tüm retina eksplant içeren gömme kalıp koyunorta kadar y buz katı dondurulur. -80 ° C saklayın. </li></ol>

<ol>
	<li>Muramatsu, T., Mizutani, Y., Ohmori, Y., Okumura, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+three+nonviral+transfection+methods+for+foreign+gene+expression+in+early+chicken+embryos+in+ovo.">Comparison of three nonviral transfection methods for foreign gene expression in early chicken embryos in ovo.</a> Biochem Biophys Res Commu. 230, 376-380 (1997).</li><li>Nakamura, H., Funahashi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Introduction+of+DNA+into+chick+embryos+by+in+ovo+electroporation.">Introduction of DNA into chick embryos by in ovo electroporation.</a> Method. 24, 43-48 (2001).</li><li>Kohl, A., Hadas, Y., Klar, A., Sela-Donenfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axonal+patterns+and+targets+of+dA1+interneurons+in+the+chick+hindbrain.">Axonal patterns and targets of dA1 interneurons in the chick hindbrain.</a> J Neurosc. 32, 5757-5771 (2012).</li><li>Islam, M. M., Doh, S. T., Cai, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+ovo+electroporation+in+embryonic+chick+retina.">In ovo electroporation in embryonic chick retina.</a> J Vis Exp. , (2012).</li><li>Sparrow, J. R., Hicks, D., Barnstable, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+commitment+and+differentiation+in+explants+of+embryonic+rat+neural+retina.+Comparison+with+the+developmental+potential+of+dissociated+retina.">Cell commitment and differentiation in explants of embryonic rat neural retina. Comparison with the developmental potential of dissociated retina.</a> Brain res Dev brain re. 51, 69-84 (1990).</li><li>Tomita, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mammalian+hairy+and+Enhancer+of+split+homolog+1+regulates+differentiation+of+retinal+neurons+and+is+essential+for+eye+morphogenesis.">Mammalian hairy and Enhancer of split homolog 1 regulates differentiation of retinal neurons and is essential for eye morphogenesis.</a> Neuro. 16, 723-734 (1996).</li><li>Matsuda, T., Cepko, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroporation+and+RNA+interference+in+the+rodent+retina+in+vivo+and+in+vitro.">Electroporation and RNA interference in the rodent retina in vivo and in vitro.</a> Proc Nat Acad Sci US. 101, 16-22 (2004).</li><li>Donovan, S. L., Dyer, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preparation+and+square+wave+electroporation+of+retinal+explant+cultures.">Preparation and square wave electroporation of retinal explant cultures.</a> Nature protocol. 1, 2710-2718 (2006).</li><li>Thangaraj, G., Greif, A., Layer, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simple+explant+culture+of+the+embryonic+chicken+retina+with+long-term+preservation+of+photoreceptors.">Simple explant culture of the embryonic chicken retina with long-term preservation of photoreceptors.</a> Exp eye re. 93, 556-564 (2011).</li><li>Shirazi Fard, S., All-Ericsson, C., Hallbook, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+heterogenic+final+cell+cycle+of+chicken+retinal+Lim1+horizontal+cells+is+not+regulated+by+the+DNA+damage+response+pathway.">The heterogenic final cell cycle of chicken retinal Lim1 horizontal cells is not regulated by the DNA damage response pathway.</a> Cell Cycl. 13, 408-417 (2014).</li><li>Shirazi Fard, S., Thyselius, M., All-Ericsson, C., Hallbook, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+terminal+basal+mitosis+of+chicken+retinal+Lim1+horizontal+cells+is+not+sensitive+to+cisplatin-induced+cell+cycle+arrest.">The terminal basal mitosis of chicken retinal Lim1 horizontal cells is not sensitive to cisplatin-induced cell cycle arrest.</a> Cell Cycl. 13, 3698-3706 (2014).</li><li>Hamburger, V., Hamilton, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+series+of+normal+stages+in+the+development+of+the+chick+embryo.">A series of normal stages in the development of the chick embryo.</a> J. Morphol. 88, 49-92 (1951).</li><li>Gavet, O., Pines, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+cyclin+B1-Cdk1+synchronizes+events+in+the+nucleus+and+the+cytoplasm+at+mitosis.">Activation of cyclin B1-Cdk1 synchronizes events in the nucleus and the cytoplasm at mitosis.</a> J Cell Bio. 189, 247-259 (2010).</li><li>Sauer, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitosis+in+the+neural+tube.">Mitosis in the neural tube.</a> J Comp Neurol. 62, 377-405 (1935).</li><li>Baye, L. M., Link, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interkinetic+nuclear+migration+and+the+selection+of+neurogenic+cell+divisions+during+vertebrate+retinogenesis.">Interkinetic nuclear migration and the selection of neurogenic cell divisions during vertebrate retinogenesis.</a> J Neurosc. 27, 10143-10152 (2007).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Bu çalışmada diseksiyon, elektroporasyon veya kimyasal arıtma ve tavuk embriyoları tüm retina eksplant kültür için ayrıntılı bir protokol sunulmuştur. Bu protokol, hızlı, kolay ve hem de yüksek bir başarı oranı ve tekrarlanabilir sağlar Sonuçlar. Bütün retina eksplantlar Elektroporasyon söz konusu gen yapısını eksprese eden hücrelerin büyük bir kısmını oluşturur. Bu doğru elektrotları konumlandırmak için ve tanımlanmış bir DNA plazm...

Retina, merkezi sinir sisteminin bir parçasıdır ve göreli olarak basit ve iyi karakterize edilmiş hücre mimarisi, merkezi sinir sistemi gelişme eğitim için uygun bir model ile, bir. Tavuk embriyo göz embriyo geri kalanına kıyasla nispeten büyüktür. Bu nedenle bu tür enjeksiyonlar veya elektroporasyon gibi deneysel manipülasyonlar için ovo kolayca erişilebilir ve retina hücre ve in vivo gelişimsel biyoloji hakkında bilgi sahibi için mükemmel bir araç olarak hizmet vermektedir. Deneyler elektroporasyon, tekrar enjeksiyonları ya da kombine deneysel manipülasyonlar ile olduğu gibi invazif zaman bu büyük avantajlara rağmen, embriyoların sağkalım düşük olabilir. Ovo tavuk embriyo DNA plazmid Elektroporasyon önemli ve iyi bilinen bir tekniktir 1&#39;dir. Bu merkezi nerv hücre kaderinin yanı sıra nöronal yolları izleme, nöronların etiketlenmesi için izin verirlı sistemi ve in vivo proteinin fonksiyonunu analiz etmek için ektopik gen ifadesi için izin verir. Tekniğin 3 arka beyin ve 4 retina, nöral tüp 2 çalışmaları için kullanılmıştır. Ovo embriyonik retinanın Elektroporasyon in vivo durumla ilgili bazı deneysel zorlukları vardır. Embriyonun kranyal katlama nedeniyle göz konumu, kalpten nispeten yakındır. Bu yakınlık elektroporasyon aşağıdaki kardiyak arrest riskini ve embriyonun yaşla birlikte riski de artmaktadır. Ayrıca, göz erişmek için, bu suretle kanama, malformasyonlar ve sonraki azaltılmış canlılığı riskini artırarak, embriyonik zarlar açmak için gereklidir. Test ve bilinen bir fenotipik sonuç olmadan sık sık yeni bir DNA plazmid optimize ederken, bu sınırlamalar bile deneyimli bir deneye ilişkin yöntemin etkinliğini ve gücünü azaltabilir. Bu protokol, w kültüründe görüldüğü gibikaldırıldı pigment epiteli ile tüm nöral retina olarak tanımlanan deliğin retina eksplant, ovo yaklaşımda tamamlar verimli bir yöntemdir. Kimyasal reaktifler Göz içi enjeksiyonları ovo gerçekleştirmek için göreceli olarak kolaydır. Ancak, sinir retinada enjekte reaktiflerin etkili ve tam konsantrasyonu, tam olarak kontrol etmek zor olabilir. Enjekte edilen hacim kaçak nedeniyle değişebilir ve enjeksiyon tam site gözün içindeki reaktif dağılımı ve vitreus yoluyla yayılmasını hem de etkileyebilir. Değişkenlik, yani bir enzim inhibitörü bir doz-yanıt eğrisi belirlenir sonuçların yorumlanması için önemli etkileri olacaktır; etkisi küçük ve etkisi zamansal pencere dar özellikle. Ovo deneylerde yaparken Üstelik, yalnızca tek göz, kan akışı yoluyla sistemik potansiyel etkilerine her embriyo kullanılabilirkontralateral gözün üzerine. Geliştirilmesi ve tedavi ve kontrol embriyolar ek deneysel değişkenliği yol açabilir arasındaki bireysel değişkenliği çalışılırken yaş eşleştirme önemlidir. Bu nedenlerden dolayı, tavuk embriyolarından retina eksplantlar göre yöntem ovo eski bir nöral retinanın tekbiçimli maruz kalabilir ve in vitro deney koşullarını kontrol geliştirilmiştir. Mevcut protokol önceki protokollere 5-9 dayanarak geliştirilmiştir. Aşamasından Retina eksplantlar (st) st31 20 (3, embriyonik gün [E]) (E7) tavuk embriyoları kültürlendi, parçalara ayrıldı ve elektroporasyona tanımlanmış bir DNA plazmid konsantrasyonu veya bir kimyasal madde belirli bir konsantrasyonunu içeren bir ortama maruz bırakıldı. Burada sunulan protokol başarılı şekilde KU55933, SB 218078 ve NSC 109555 dito gibi DNA hasar yolağının regülatörleri de dahil olmak üzere, pek çok farklı kimyasal reaktif maddeler kullanılarak son yayınlarda uygulanmıştırBöyle CDK1 / 2 inhibitörü III 10,11 olarak mesilattır ve hücre döngüsü.

<table><tbody><tr><td>1xPBS (tablet)</td><td>Life technologies</td><td>18912-014</td><td></td></tr><tr><td>10x DPBS</td><td>Life technologies</td><td>14080-048</td><td></td></tr><tr><td>100 mm Petri dish</td><td>VWR</td><td>734-0006</td><td></td></tr><tr><td>100 &amp;mu;l pipette tips</td><td>VWR</td><td>613-0798</td><td></td></tr><tr><td>1.5 ml disposable plastic cuvette</td><td>Thomas Scientific</td><td>8495V01</td><td></td></tr><tr><td>24-well plate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D7039</td><td></td></tr><tr><td>35 mm Petri dish</td><td>VWR</td><td>391-1998</td><td></td></tr><tr><td>70% ethanol</td><td>Solveco</td><td>1054</td><td></td></tr><tr><td>Cdk1/2 inhibitor III</td><td>217714</td><td>Calbiochem</td><td>300 nM in 0.01% DMSO</td></tr><tr><td>Cell culture incubator</td><td>Thermo Forma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dissecting microscope</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Life Technologies</td><td>41966-029</td><td></td></tr><tr><td>Electrodes</td><td></td><td></td><td>Platina, custom made</td></tr><tr><td>Electro square porator ECM 830</td><td>Harvard Apparatus</td><td></td><td></td></tr><tr><td>F12 Nutrient mix</td><td>Life Technologies</td><td>31331-028</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Life Technologies</td><td>16140-071</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>AgnThos</td><td>0108-5-PS</td><td></td></tr><tr><td>Freezing medium NEG50</td><td>Cellab, Sweden</td><td>6502</td><td></td></tr><tr><td>GFP expressing DNA plasmid (pZGs)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Humidified incubator</td><td>Grumbach Brutgeraete GmbH, Asslar, Germany</td><td>8204</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Sigma Aldrich</td><td>I9278-5ML</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamine</td><td>Life Technologies</td><td>25030024</td><td></td></tr><tr><td>Mounting medium ProLong Gold with DAPI</td><td>Life Technologies</td><td>P36935</td><td></td></tr><tr><td>Paraffin film</td><td>VWR</td><td>291-1214P</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma Aldrich</td><td>16005-1KG-R</td><td></td></tr><tr><td>Peel-A-Way embedding mold&amp;nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E6032</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin streptomycin</td><td>Life Technologies</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>PhosphoHistone 3 (PH3)&amp;nbsp;</td><td>Millipore</td><td>06-570</td><td>Dilution 1/4,000</td></tr><tr><td>Platinum electrodes (custom made from &quot;rondelles&quot;)</td><td>Sargenta</td><td>390-R (rondeller)</td><td>Dia: 4mm, 0.1 mm thickness</td></tr><tr><td>Platimun electrodes&amp;nbsp;</td><td>Sonidel</td><td>CUY700P4L</td><td>Dia: 4 mm</td></tr><tr><td>Polyethylene pasteur pipette</td><td>VWR</td><td>612-2853</td><td></td></tr><tr><td>Rotator shaker</td><td>VWR</td><td>444-2900</td><td></td></tr><tr><td>Small spoon</td><td>VWR</td><td>231-2151</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>VWR</td><td>443815S</td><td></td></tr><tr><td>White Leghorn eggs</td><td></td><td></td><td>Local supplier</td></tr><tr><td>Wine cooler</td><td>WineMaster 24, Caso, Berlin Germany</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

whole retinal explants from chicken embryos for electroporation and chemical reagent treatments

Retina gelişen santral sinir sistemi için iyi bir modeldir. Ovo / in vivo deneysel manipülasyonlar için gözün büyük boy ve en önemlisi erişilebilirlik tavuk embriyonik retina çok yönlü ve çok verimli deneysel bir model yapar. Tavuk retina göz içi enjeksiyonlar veya elektroporasyon ile ovo hedef kolay olmasına rağmen, retinada reaktiflerin etkili ve tam konsantrasyonu, tam olarak kontrol edilmesi zor olabilir. Bu göz veya maddelerin dengesiz difüzyon tam enjeksiyon yerinde, kaçak varyasyonları nedeniyle olabilir. Ayrıca, bu tür elektroporasyon gibi invaziv manipülasyonlara sonra malformasyonlar ve ölüm sıklığı oldukça yüksektir. Bu protokol, tavuk embriyolarından bütün retinal eksplantlar kültürlenmesi için tekniğin ovo bir eski açıklar ve reaktifler retinanın kontrol maruz için bir yöntem sağlar. Protocol deneysel, incelemek işlemek ve tavuk embriyoları kültür bütün retina eksplantlar açıklamaktadır. Eksplantlar, yaklaşık 24 saat boyunca kültüre edilebilir ve elektroporasyon gibi farklı manipülasyonlara tabi. Önemli avantajları Deney embriyo hayatta kalma ve katılan reaktif maddenin konsantrasyonu değişebilir ve etkili konsantrasyonunu tespit etmek ve optimize etmek için kontrol edilebilir bağımlı değildir vardır. Ayrıca, teknik, yüksek deneysel bir başarı oranı ile birlikte, hızlı, ucuz ve, bu tekrarlanabilir sağlar Sonuçlar. O ovo yapılan deneyler için mükemmel bir tamamlayıcı olarak hizmet ettiği vurgulanmalıdır.

Bu protokol, tavuk embriyolarından bütün retinal eksplantların preparasyonu (Şekil 1A-F) kültürlenmesini tarif eder. Bu protokol, başarılı bir şekilde st31 için ST20 (E3) embriyolardan tam retina eksplantlar (E7) kullanılmaktadır. Bütün retina eksplantlar, DNA plazmidleri Elektroporasyon retina progenitör hücrelerin etiketlenmesi ve izleme ya da aşırı ifadesi, farklı gen ürünlerinin sağlar. Elektroporasyon deneyleri için, pigment epitel dikkatle ST2...

Watch this Scientific Journal Video about Whole Retinal Explants from Chicken Embryos for Electroporation and Chemical Reagent Treatments at JoVE.com

Whole Retinal Explants from Chicken Embryos for Electroporation and Chemical Reagent Treatments

Bu protokol, teşrih deneysel işlemek ve tavuk embriyo kültür bütün retinal eksplantlar için bir yöntem tarif eder. Yüksek başarı oranı, etkinlik ve tekrarlanabilirlik elektroporasyon ve / veya reaktif maddelerin, örneğin, enzimatik inhibitörleri için plasmidlerin etkilerini test etmek için gerekli olduğunda eksplant kültürleri yararlıdır.

Elektroporasyon ve Kimyasal Reaktif tedaviler için Tavuk Embriyolar gelen bütün Retina Eksplantlarındaki

The retina is a good model for the developing central nervous system. The large size of the eye and most importantly the accessibility for experimental ...

whole-retinal-explants-from-chicken-embryos-for-electroporation

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

9.4K Görüntüleme.  Uppsala University.  Bu protokol, teşrih deneysel işlemek ve tavuk embriyo kültür bütün retinal eksplantlar için bir yöntem tarif eder. Yüksek başarı oranı, etkinlik ve tekrarlanabilirlik elektroporasyon ve / veya reaktif maddelerin, örneğin, enzimatik inhibitörleri için plasmidlerin etkilerini test etmek için gerekli olduğunda eksplant kültürleri yararlıdır. 

Video: Whole Retinal Explants from Chicken Embryos for Electroporation and Chemical Reagent Treatments

Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach

The cone photoreceptor-enriched cultures derived from embryonic chick retinas have become an indispensable tool for researchers around the world studying the biology of retinal neurons, particularly photoreceptors. The applications of this system go beyond basic research, as they can easily be adapted to high throughput technologies for drug development. However, genetic manipulation of retinal photoreceptors in these cultures has proven to be very challenging, posing an important limitation to the usefulness of the system. We have recently developed and validated an ex&#160;ovo plasmid electroporation technique that increases the rate of transfection of retinal cells in these cultures by five-fold compared to other currently available protocols1. In this method embryonic chick eyes are enucleated at stage 27, the RPE is removed, and the retinal cup is placed in a plasmid-containing solution and electroporated using easily constructed custom-made electrodes. The retinas are then dissociated and cultured using standard procedures. This technique can be applied to overexpression studies as well as to the downregulation of gene expression, for example via the use of plasmid-driven RNAi technology, commonly achieving transgene expression in 25% of the photoreceptor population. The video format of the present publication will make this technology easily accessible to researchers in the field, enabling the study of gene function in primary retinal cultures. We have also included detailed explanations of the critical steps of this procedure for a successful outcome and reproducibility.

Efficient Gene Transfer in Chick Retinas for Primary Cell Culture Studies: An Ex-ovo Electroporation Approach

Embryonic chick retinal cell cultures constitute valuable tools for the study of photoreceptor biology. We have developed an efficient gene transfer technique based on ex&#160;ovo plasmid electroporation of the retinas prior to culture. This technique considerably increases transfection efficiencies over currently available protocols, making genetic manipulation feasible for this system.

Primer Hücre Kültürü Araştırmaları Chick retina Verimli Gen Transferi: Bir<em&gt; Eski-ovo</em&gt; Elektroporasyon Yaklaşımı

The cone photoreceptor-enriched cultures derived from embryonic chick retinas have become an indispensable tool for researchers around the world studying ...

Gelişim Biyolojisi

In Ovo Electroporations of HH Stage 10 Chicken Embryos

Large size and external development of the chicken embryo have long made it a valuable tool in the study of developmental biology.  With the advent of molecular biological techniques, the chick has become a useful system in which to study gene regulation and function.  By electroporating DNA or RNA constructs into the developing chicken embryo, genes can be expressed or knocked down in order to analyze in vivo gene function.  Similarly, reporter constructs can be used for fate mapping or to examine putative gene regulatory elements.  Compared to similar experiments in mouse, chick electroporation has the advantages of being quick, easy and inexpensive.  This video demonstrates first how to make a window in the eggshell to manipulate the embryo.  Next, the embryo is visualized with a dilute solution of India ink injected below the embryo.  A glass needle and pipette are used to inject DNA and Fast Green dye into the developing neural tube, then platinum electrodes are placed parallel to the embryo and short electrical pulses are administered with a pulse generator.  Finally, the egg is sealed with tape and placed back into an incubator for further development.  Additionally, the video shows proper egg storage and handling and discusses possible causes of embryo loss following electroporation.

Chick in ovo electroporation is a technique which allows genetic manipulation of the avian embryo. Common applications of this technique include functional analysis of genes and putative enhancer elements. This video demonstrates neural tube electroporation in HH 10 chick embryos. Injection technique and proper egg handling are discussed.

HH Sahne 10 Tavuk Embriyolar Ovo Electroporations

Large size and external development of the chicken embryo have long made it a valuable tool in the study of developmental biology.  With the advent of ...

Biyoloji

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge. Gene targeting to generate constitutive or conditional loss of function knockouts remains cost and labor intensive, as well as time consuming. Adding to these challenges, retina expressed genes may have essential roles outside the retina leading to unintended confounds when using a knockout approach. Furthermore, the ability to ectopically express a gene in a gain of function experiment can be extremely valuable when attempting to identify a role in cell fate specification and/or terminal differentiation.
We present a method for the rapid and efficient incorporation of DNA plasmids into the neonatal mouse retina by electroporation. The application of short electrical impulses above a certain field strength results in a transient increase in plasma membrane permeability, facilitating the transfer of material across the membrane 1,2,3,4. Groundbreaking work demonstrated that electroporation could be utilized as a method of gene transfer into mammalian cells by inducing the formation of hydrophilic plasma membrane pores allowing the passage of highly charged DNA through the lipid bilayer 5. Continuous technical development has resulted in the viability of electroporation as a method for in vivo gene transfer in multiple mouse tissues including the retina, the method for which is described herein 6, 7, 8, 9, 10. 
DNA solution is injected into the subretinal space so that DNA is placed between the retinal pigmented epithelium and retina of the neonatal (P0) mouse and electrical pulses are applied using a tweezer electrode. The lateral placement of the eyes in the mouse allows for the easy orientation of the tweezer electrode to the necessary negative pole-DNA-retina-positive pole alignment. Extensive incorporation and expression of transferred genes can be identified by postnatal day 2 (P2). Due to the lack of significant lateral migration of cells in the retina, electroporated and non-electroporated regions are generated. Non-electroporated regions may serve as internal histological controls where appropriate. 
Retinal electroporation can be used to express a gene under a ubiquitous promoter, such as CAG, or to disrupt gene function using shRNA constructs or Cre-recombinase. More targeted expression can be achieved by designing constructs with cell specific gene promoters. Visualization of electroporated cells is achieved using bicistronic constructs expressing GFP or by co-electroporating a GFP expression construct. Furthermore, multiple constructs may be electroporated for the study of combinatorial gene effects or simultaneous gain and loss of function of different genes. Retinal electroporation may also be utilized for the analysis of genomic cis-regulatory elements by generating appropriate expression constructs and deletion mutants. Such experiments can be used to identify cis-regulatory regions sufficient or required for cell specific gene expression 11. Potential experiments are limited only by construct availability.

In vivo Electroporation of Developing Mouse Retina

A method for the incorporation of plasmid DNA into murine retinal cells for the purpose of performing either gain- or loss of function studies in vivo is presented. This method capitalizes on the transient increase in permeability of cell plasma membranes induced by the application of an external electrical field.

Gelişmekte olan Fare Retina in vivo Elektroporasyon olarak

The functional characterization of genes expressed during mammalian retinal development remains a significant challenge.  Gene targeting to generate ...

Nörobilim

In ovo Electroporation in Chick Midbrain for Studying Gene Function in Dopaminergic Neuron Development

Dopaminergic neurons located in the ventral midbrain control movement, emotional behavior, and reward mechanisms1-3. The dysfunction of ventral midbrain dopaminergic neurons is implicated in Parkinson's disease, Schizophrenia, depression, and dementia1-5. Thus, studying the regulation of midbrain dopaminergic neuron differentiation could not only provide important insight into mechanisms regulating midbrain development and neural progenitor fate specification, but also help develop new therapeutic strategies for treating a variety of human neurological disorders.
Dopaminergic neurons differentiate from neural progenitors lining the ventricular zone of embryonic ventral midbrain. The development of neural progenitors is controlled by gene expression programs6,7. Here we report techniques utilizing electroporation to express genes specifically in the midbrain of Hamburger Hamilton (HH) stage 11 (thirteen somites, 42 hours) chick embryos8,9. The external development of chick embryos allows for convenient experimental manipulations at specific embryonic stages, with the effects determined at later developmental time points10-13. Chick embryonic neural tubes earlier than HH stage 13 (nineteen somites, 48 hours) consist of multipotent neural progenitors that are capable of differentiating into distinct cell types of the nervous system. The pCAG vector, which contains both a CMV promoter and a chick &beta;-actin enhancer, allows for robust expression of Flag or other epitope-tagged constructs in embryonic chick neural tubes14. In this report, we emphasize special measures to achieve regionally restricted gene expression in embryonic midbrain dopaminergic neuron progenitors, including how to inject DNA constructs specifically into the embryonic midbrain region and how to pinpoint electroporation with small custom-made electrodes. Analyzing chick midbrain at later stages provides an excellent in vivo system for plasmid vector-mediated gain-of-function and loss-of-function studies of midbrain development. Modification of the experimental system may extend the assay to other parts of the nervous system for performing fate mapping analysis and for investigating the regulation of gene expression.

In ovo Electroporation in Chick Midbrain for Studying Gene Function in Dopaminergic Neuron Development

To assess the function and the regulation of genes during the development of midbrain dopaminergic neurons, we describe a method that involves in ovo electroporation of plasmid DNA constructs into embryonic chick ventral midbrain dopaminergic neuron progenitors. This technique can be used to achieve efficient expression of genes of interest to study different aspects of midbrain development and dopaminergic neuron differentiation.

Dopaminerjik Nöron Geliştirme Gen Fonksiyonunun Çalışılması için Chick orta beyin içinde ovo Elektroporasyon yılında

Dopaminergic neurons located in the ventral midbrain control movement, emotional behavior, and reward mechanisms1-3. The dysfunction of ventral midbrain ...

In utero and ex vivo Electroporation for Gene Expression in Mouse Retinal Ganglion Cells

The retina and its sole output neuron, the retinal ganglion cell (RGC), comprise an excellent model in which to examine biological questions such as cell differentiation, axon guidance, retinotopic organization and synapse formation[1]. One drawback is the inability to efficiently and reliably manipulate gene expression in RGCs in vivo, especially in the otherwise accessible murine visual pathways. Transgenic mice can be used to manipulate gene expression, but this approach is often expensive, time consuming, and can produce unwanted side effects. In chick, in ovo electroporation is used to manipulate gene expression in RGCs for examining retina and RGC development. Although similar electroporation techniques have been developed in neonatal mouse pups[2], adult rats[3], and embryonic murine retinae in vitro[4], none of these strategies allow full characterization of RGC development and axon projections in vivo. To this end, we have developed two applications of electroporation, one in utero and the other ex vivo, to specifically target embryonic murine RGCs[5, 6]. 
With in utero retinal electroporation, we can misexpress or downregulate specific genes in RGCs and follow their axon projections through the visual pathways in vivo, allowing examination of guidance decisions at intermediate targets, such as the optic chiasm, or at target regions, such as the lateral geniculate nucleus. Perturbing gene expression in a subset of RGCs in an otherwise wild-type background facilitates an understanding of gene function throughout the retinal pathway. Additionally, we have developed a companion technique for analyzing RGC axon growth in vitro. We electroporate embryonic heads ex vivo, collect and incubate the whole retina, then prepare explants from these retinae several days later. Retinal explants can be used in a variety of in vitro assays in order to examine the response of electroporated RGC axons to guidance cues or other factors. In sum, this set of techniques enhances our ability to misexpress or downregulate genes in RGCs and should greatly aid studies examining RGC development and axon projections.

In utero and ex vivo Electroporation for Gene Expression in Mouse Retinal Ganglion Cells

Here we present two techniques for manipulating gene expression in murine retinal ganglion cells (RGCs) by in utero and ex vivo electroporation. These techniques enable one to examine how alterations in gene expression affect RGC development, axon guidance, and functional properties.

Fare Retina Ganglion Hücreleri Gen İfadesi utero ve ex vivo Elektroporasyon

The retina and its sole output neuron, the retinal ganglion cell (RGC), comprise an excellent model in which to examine biological questions such as cell ...

Visualization of Tangential Cell Migration in the Developing Chick Optic Tectum

Time-lapse imaging is a powerful method to analyze migrating cell behavior. After fluorescent cell labeling, the movement of the labeled cells in culture can be recorded under video microscopy. For analyzing cell migration in the developing brain, slice culture is commonly used to observe cell migration parallel to the slice section, such as radial cell migration. However, limited information can be obtained from the slice culture method to analyze cell migration perpendicular to the slice section, such as tangential cell migration. Here, we present the protocols for time-lapse imaging to visualize tangential cell migration in the developing chick optic tectum. A combination of cell labeling by electroporation in ovo and a subsequent flat-mount culture on the cell culture insert enables detection of migrating cell movement in the horizontal plane. Moreover, our method facilitates detection of both individual cell behavior and the collective action of a group of cells in the long term. This method can potentially be applied to detect the sequential change of the fluorescent-labeled micro-structure, including the axonal elongation in the neural tissue or cell displacement in the non-neural tissue.

We describe the methods for fluorescent labeling of tangentially migrating cells by electroporation, and for time-lapse imaging of the labeled cell movement in a flat-mount culture in order to visualize migrating cell behavior in the developing chick optic tectum.

Görselleştirme teğet hücre göç gelişmekte olan piliç optik Tectum içinde

Time-lapse imaging is a powerful method to analyze migrating cell behavior. After fluorescent cell labeling, the movement of the labeled cells in culture ...

In Ovo Electroporation in Embryonic Chick Retina

Chicken embryonic retina is an excellent tool to study retinal development in higher vertebrates. Because of large size and external development, it is comparatively very easy to manipulate the chick embryonic retina using recombinant DNA/RNA technology. Electroporation of DNA/RNA constructs into the embryonic retina have a great advantage to study gene regulation in retinal stem/progenitor cells during retinal development. Different type of assays such as reporter gene assay, gene over-expression, gene knock down (shRNA) etc. can be performed using the electroporation technique. This video demonstrates targeted retinal injection and in ovo electroporation into the embryonic chick retina at the Hamburger and Hamilton stage 22-23, which is about embryonic day 4 (E4). Here we show a rapid and convenient in ovo electroporation technique whereby a plasmid DNA that expresses green fluorescent protein (GFP) as a marker is directly delivered into the chick embryonic subretinal space and followed by electric pulses to facilitate DNA uptake by retinal stem/progenitor cells. The new method of retinal injection and electroporation at E4 allows the visualization of all retinal cell types, including the late-born neurons1, which has been difficult with the conventional method of injection and electroporation at E1.52.

In Ovo Electroporation in Embryonic Chick Retina

The overall goal of this video is to show how to perform targeted retinal injection and in ovo electroporation of DNA/RNA constructs into the chick embryonic retina at the Hamburger and Hamilton stage 22-23, which is about embryonic day 4 (E4). This technique is very useful to study gene expression, gene regulation, and morphological change in developing chick retina.

Embriyonik Chick Retina Ovo Elektroporasyon

Chicken embryonic retina is an excellent tool to study retinal development in higher vertebrates. Because of large size and external development, it is ...

Gene Transfer into Older Chicken Embryos by ex ovo Electroporation

The chicken embryo provides an excellent model system for studying gene function and regulation during embryonic development. In ovo electroporation is a powerful method to over-express exogenous genes or down-regulate endogenous genes in vivo in chicken embryos1. Different structures such as DNA plasmids encoding genes2-4, small interfering RNA (siRNA) plasmids5, small synthetic RNA oligos6, and morpholino antisense oligonucleotides7 can be easily transfected into chicken embryos by electroporation. However, the application of in ovo electroporation is limited to embryos at early incubation stages (younger than stage HH20 - according to Hamburg and Hamilton)8 and there are some disadvantages for its application in embryos at later stages (older than stage HH22 - approximately 3.5 days of development). For example, the vitelline membrane at later stages is usually stuck to the shall membrane and opening a window in the shell causes rupture of the vessels, resulting in death of the embryos; older embryos are covered by vitelline and allantoic vessels, where it is difficult to access and manipulate the embryos; older embryos move vigorously and is difficult to control the orientation through a relatively small window in the shell.
In this protocol we demonstrate an ex ovo electroporation method for gene transfer into chicken embryos at late stages (older than stage HH22). For ex ovo electroporation, embryos are cultured in Petri dishes9 and the vitelline and allantoic vessels are widely spread. Under these conditions, the older chicken embryos are easily accessed and manipulated. Therefore, this method overcomes the disadvantages of in ovo electroporation applied to the older chicken embryos. Using this method, plasmids can be easily transfected into different parts of the older chicken embryos10-12.

Gene Transfer into Older Chicken Embryos by ex ovo Electroporation

A method of gene transfer into chicken embryos at later incubation stages (older than Hamburger and Hamilton stage (HH) 22) is described. This method overcomes disadvantages of in ovo electroporation applied to older chicken embryos and is a useful technique to study gene function and regulation at older developmental stages.

Tarafından Eski Tavuk Embriyolar içine Gen Transferi<em&gt; Ex ovo</em&gt; Elektroporasyon

The chicken embryo provides an  excellent model system for studying gene function and regulation during  embryonic development. In ovo electroporation is ...

Cone-Enriched Cultures from the Retina of Chicken Embryos to Study Rod to Cone Cellular Interactions

Human daytime vision relies on the function of cone photoreceptors at the center of the retina, the fovea. Patients suffering from the most prevalent form of inherited retinal degeneration, retinitis pigmentosa, lose night vision because of mutation driven loss of rod photoreceptors, a phenomenon followed by a progressive loss of function and death of cones leading to blindness. Geneticists have identified many genes with mutations causing this disease, but the first mutations identified questioned the mechanisms of secondary cone degeneration and how a dominant mutation in the rhodopsin gene encoding for the visual pigment expressed exclusively in rods can trigger cone degeneration.
This result of transplantations in a genetic model of the disease led to the concept of cell interactions between rods and cones and of non-cell autonomous degeneration of cones in all genetic forms of retinitis pigmentosa.
Cones comprise 5% of all photoreceptors in humans and only 3% in the mouse, so their study is difficult in these species, but cones outnumber rods in bird species. We have adapted 96-well plates to culture retinal precursors from the retina of chicken embryos at stage 29 of their development. In these primary cultures, cones represent 80% of the cells after in vitro differentiation. The cells degenerate over a period of one week in the absence of serum. Here, we describe the methods and its standardization.
This cone-enriched culture system was used to identify the epithelium-derived cone viability factor (EdCVF) by high content screening of a rat retinal pigmented epithelium normalized cDNA library. Recombinant EdCVF prevents the degeneration of the cones.

We describe a method to obtain primary cultures of cone photoreceptors from the retina of chicken embryos and its use for high content screening.

Tavuk Embriyolarının Retinasından Koni Zenginleştirilmiş Kültürler Çubuktan Koni Hücresel Etkileşimlerine

Human daytime vision relies on the function of cone photoreceptors at the center of the retina, the fovea. Patients suffering from the most prevalent form ...

Loss-of-Function Approach in the Embryonic Chick Retina by Using Tol2 Transposon-Mediated Transgenic Expression of Artificial microRNAs

The chick retina has long been an important model system in developmental neurobiology, with advantages including its large size, rapid development, and accessibility for visualization and experimental manipulations. However, its major technical limitation had been the lack of robust loss-of-function approaches for gene function analyses. This protocol describes a methodology of gene silencing in the developing chick retina that involves transgenic expression of artificial microRNAs (miRNAs) by using the Tol2 transposon system. In this approach, a Tol2 transposon plasmid that contains an expression cassette for the EmGFP (emerald green fluorescent protein) marker and artificial pre-miRNA sequences against a target gene is introduced into the embryonic chick retina with a Tol2 transposase expression construct by in ovo electroporation. In the transfected retinal cells, the transposase catalyzes the excision of the expression cassette from the transposon vector and its integration into host chromosomes, leading to the stable expression of miRNAs and the EmGFP protein. In our previous study, we have demonstrated that the expression of Nel, a glycoprotein that exerts multiple functions in neural development, can be significantly suppressed in the developing chick retina by using this technique. Our results indicate that this methodology induces a stable and robust suppression of gene expression and thus provides an efficient loss-of-function approach for studies of retinal development.

We have developed a novel loss-of-function approach that involves the introduction and genomic integration of artificial micro-RNA sequences into chick embryos by using in ovo electroporation and the Tol2 transposon system. This technique provides a robust and stable gene knockdown methodology for studies of gene function during development.

Yapay mikroRNA'ların Tol2 Transpozon Aracılı Transgenik Ekspresyonu Kullanılarak Embriyonik Civciv Retinasında Fonksiyon Kaybı Yaklaşımı

The chick retina has long been an important model system in developmental neurobiology, with advantages including its large size, rapid development, and ...

Elektroporasyon ve Kimyasal Reaktif tedaviler için Tavuk Embriyolar gelen bütün Retina Eksplantlarındaki

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Primer Hücre Kültürü Araştırmaları Chick retina Verimli Gen Transferi: Bir