Name: use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness
Uploaded: 2017-05-02T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness at JoVE.com

GVdB, via the University of Leuven (KU Leuven), receives long-term structural research support from the Methusalem Program funded by the Flemish Government (METH08/07) and holds a European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 from the Ideas Program of the European Union seventh framework program. SET received a Research Foundation-Flanders (FWO) Research Assistant Fellowship.

protokol Hayvan Araştırmaları Leuven Etik İnceleme Kurulu Üniversitesi tarafından onaylanmıştır. Venöz Hattının 1. Hazırlık <ol><li> hızlı bir şekilde sıcak (&gt; 220 ° C), susam yağı içinde 60 cm mikrorenatan (MRE) boru orta kısmını daldırarak venöz kateter ucu hazırlayın. Daha sonra yavaşça birbirinden boru uçlarının hareket ettirerek dar bir çapa (dış çap (OD) &lt;0.5 mm) elde edecek tüpün orta kısmına uzanır. </li><li> 30 cm, her (bakınız Şekil 1, Tablo 1) iki parçaya boru kesmek için bir bisturi bıçağını kullanarak. </li><li> polietilen PE50 konnektörü kullanılarak polietilen boru PE10 için MRE boru bağlayın ve döner taban kısmına, bu PE10 boru bağlayın. PE10 boru için döner üst kısmı bağlayın ve Şekil 1 &#39;deki gibi PE50 konektör boru ile bir Luer saplama iğneye bağlayın. </li><li> Uygula güçlü hızlı actiBütün bağlantıların yapışkan yapıştırıcı ng ve hava ile yıkama ile sızıntı kateter test edin. Gaz kullanımdan önce kateter sterilize. </li></ol><img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> Şekil 1: Venöz Hattı inşaatı. Venöz hat küçük bir çapa MTA, boru gerilmesi ve bir kemirgen döner cihaza polietilen boru ile bağlayarak hazırlanırlar. Farklı parçaların uzunlukları ile ilgili talimatlar için Tablo 1 &#39;e bakınız. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için buraya tıklayın.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> efsane </td><td> uzunluk </td><td> hacim </td></tr><tr><td> 1) Luer saplama iğnenin 22G, </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - polietilen dan, 023&quot; x .038&quot; </td><td> 5 cm </td><td> 13 ul </td></tr><tr><td> 3) PE10 - polietilen 0,011&quot; x 024” </td><td> 50 cm </td><td> 30 uL </td></tr><tr><td> 4) Kemirgen Döner 20G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 cm </td><td> 9 uL </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (bağlayıcı) </td><td> 5 cm </td><td> 13 ul </td></tr><tr><td> 7) MRE025 İpucu gergin mikrorenatan .025&quot; x 0,012&quot; </td><td> 30 cm </td><td> 27 ul </td></tr><tr><td> Toplam </td><td> 105 cm </td><td> 92 uL </td></tr></tbody></table> Tablo 1: Venöz Hattı inşaatı. Bu tablo, Şekil 1 için bir açıklama sağlamaktadır. 2. Anestezi ve Ön cerrahi İşleme <ol><li> (- 32 gr 27), 24 haftalık erkek C57BL / 6J fareleri kullanın. NOT: Bu yaş yoğun bakım hastalarının yaş ortalaması daha iyi karşılık olarak biz 24 haftalık fareleri (olgun yetişkin) kullanın. Biz östrojenlerin halkalı etkisini önlemek için sadece erkek fareler kullanın. Tercih edilen ise teknik aynı zamanda, daha küçük (16 haftalık farelerde test) Hayvanlar ve kadın üzerinde de kullanılabilir. </li><li> Kullanmadan önce tüm cerrahi aletler sterilize. herhangi bir hava kabarcıklarını çıkarmak için ve açıklık ve potansiyel sızıntı testi için tuzlu su ile steril ev yapımı venöz kateter yıkayın. </li><li> 80 cm uzunluğunda bir metal teli (0.8 mm çap) Kesme katlanarak iki katını ve bir döngü yaptırın. döngü iki tel üzerinden 3 inci kurşun. 3 inci yoluyla sondanın ucunu kılavuz metal telin, kateterin takın. NOT: Metal bağlantı teli kateter bağlı olduğu döner dönme için gereklidir. Bu şekilde, fare venöz hat engellemeden, serbestçe hareket edebilir. </li><li> m anestezisi0.03 ml ketamin (100 mg / kg) ve 0.02 ml ksilazin (/ kg, 13 mg) karışımı bir intraperitoneal (İP) enjeksiyon ile ouse. Bu anestezi reflekslerin yokluğu kontrol ederek yeterli olduğundan emin olun. Yavaşça dilin yutma yoluyla boğulma tehlikesini forseps ile dış fare dilini çekin. Not: 10 dakika sonra, fare hala geri çalışırsa konusu uzuvların bir 0.01 mL bolus olarak ek ketamin verir. </li><li> karın, boynun ventral tarafına (çene, sternum ve köprücük kemiğinin arasındaki üçgen) dahil olmak üzere cerrahi alanı tıraş ve) kafa tabanındaki kürek kemikleri arasında. </li><li> Bir önceden ısıtılmış ısıtma yastığı üzerinde pozisyonda fare yerleştirin,% 70 etanol ile cilt dezenfekte ve kurumasını gözü korumak için oftalmik yağlayıcı küçük bir miktar uygulanır. 0.2 ml ropivakain (/ kg 0.67 mg) ile cerrahi siteleri (arka karın, boyun-ön ve arka) infiltre. </li><li> Fare yüzükoyun pozisyonda hareketsiz iken, sırt tarafında dibinde küçük bir kesi yapmakbistüri veya makas ile başın. arka servikal kas Açığa ve kas altında bir 3.0 naylon iplik gelen 3,0 naylon bağlantı telinin döngü kas bağlar. </li><li> onun sağ tarafta fare yerleştirin. bir neşter veya makas ile ventral boyun derisinde küçük bir kesi yapın. Görsel kılavuzluğunda, tünel iğne boyunca önceden yapılmış ve kateteri iplik arkasında insizyon doğru ventral kesikten 18-gauge iğne deri altından ventral tarafında da exteriorize. </li><li> Sırtında fare yerleştirin. ısıtma yastığına fare ve bandın aşağı üst kesici dişleri arkasında 3.0 naylon geçirin. oksijen (/ dk 2L) vermek için bir yüz maskesi baş elde edin. kuyruk ve iki ön ayakları aşağı bantlayarak gerilmiş bir pozisyonda fare sabitleyin. Not: tek başına ketamin-ksilazin anestezi yeterli değilse, inhale izofluran (0,5-1,5%) ameliyat sırasında teslim edilebilir. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Bir Kronik kalıcı kateter yerleştirilmesi <ol><li> mikroskop altında fare yerleştirin. şahdamarı görüntülenmiştir kadar ventral boyun önceden yapılan kesi olarak, nazikçe uzak forseps ile yağ dokusu ve bezleri kızdırmak. </li><li> Açık açık ven ve bağ dokusu ile forseps ucu yerleştirme ve damar paralel olarak sürekli forseps açarak geminin üzerinde ve çevresinde bağ ve subkütan doku jugular damar boşaltmak için teşrih. Bu itibarla, damara hasar kaçınılacaktır. </li><li> ven altında künt forseps koyarak şah damarı izole edin. damar altında 3.0 ipek iplik üç adet besleme, juguler ven (kafatası bağ) ve sternocleidomastoid kas (kaudal bağ) yakın bir parçanın bifürkasyon pozisyonu tek parça yakın. kranyal bitişik harfleri ve ven esneme ve kateter yerleştirilmesi sırasında aşırı kanamayı önlemek için kaudal ligatürün sıkın. Tyani orta iplikle gevşek bir ligatür sonradan kateterin kolayca sabitlenmesini sağlamak için. </li><li> Mikro makas kullanarak, kranial ve kaudal bitişik harfler ve kateter geçecek kadar büyük arasındaki damar boyunca bir kesi yapmak. forseps ile kateter tut ve kateter damar içine 11 mm yerleştirin. Gevşek orta bitişik harfleri kapalı bağlayarak deriye tespit ve yavaşça steril tuzlu su ile yıkanmak suretiyle doğru yerleşimi onaylayın. </li><li> sıkıca gemi ve kateter etrafında orta ve kaudal bitişik harfleri kapalı bağlayarak kateter sabitleyin. Kravat sıkıca kateteri sabitlemek için bir araya kaudal ve orta ligature uçları. knot her düğüm yaptıktan sonra kateter ile yıkanması ile, damar tıkayan olmadığından emin olun. Son olarak, kaudal ve kranial ligatures kravat. 5.0 ipek dikişlerle kesi kapatın. </li></ol> 4. çekal bağlama ve delme <ol><li> bistüri veya makas ile karın alt yarısının deri yoluyla 1 cm ensizyon olun;periton boşluğuna nüfuz için dikkatli olun. </li><li> Karın kas linea alba belirlemek ve periton boşluğuna giriş kazanmak için bir intermusküler kesi yapmak. çekum bulun ve çekum izole etmek ve bunu exteriorize künt anatomik forseps kullanır. </li><li> 3.0 ipek sütürle uzunluğunun% 50 çekum Arter. Bağırsak süreklilik korunur, böylece ileoçekal valf bağlanması için değil emin olun. </li><li> yoluyla ve üzerinden tek bir tarafından 18-gauge iğne ile çekum delikli ligasyonu ve çekum ucu arasındaki delik yarıda. iğne ayrılmasından sonra, açıklık sağlamak için delik dışkıların bir miktar a&#39;ya. </li><li> karın boşluğunda bağırsak yeniden getirin ve 5.0 ipek sütür ile periton ve cilt kapatmak. NOT: Ortalama olarak, yeni bir stajyer sorunsuz venöz kateter yerleştirmek ve 45 dakika içinde CLP gerçekleştirmek edebilmek için 10 ila 15 hayvan gerektirir. eğitim dönemi, bir anestezi / cerrahi rela sonra% 10 ted ölüm beklenebilir. </li></ol> 5. Post-cerrahi tedavi ve Akışkan Resüsitasyon <ol><li> yatar pozisyonda fare yerleştirin ve bantla eki tele kateteri sabitleyin. bağımsız bir kafese fareyi hareket ettirin. döner cihaz fare üzerinde 25 cm tutmak için ayarlanabilir kelepçe ile bir stand kullanın ve sıkı bir şekilde döner dönme noktasına metal bağlanma telin serbest bir bantlayın. </li><li> venöz hat sıvı canlandırma başlatmak için: dengeli kolloid ve kristaloid (4 1) karışımını ihtiva eden bir şırınga takın. </li><li> 12 saatlik aydınlık ve karanlık döngüsü ile kontrol edilen bir sıcaklıkta (27 ° C), hayvan kabininde kafes yerleştirin ve doğru bir şırınga odaklı infüzyon pompası ile intravenöz sıvı replasmanını (10 mL / kg / saat) başlar. Bu tür iç içe malzeme ve ahşap bir blok olarak kafes zenginleştirme sağlar. </li></ol> 6. Yoğun Bakım <ol><li> 6 saat post-operatif olarak, deri altından ağrı medicatio enjekteburada n ve antibiyotikler (0.3 mL buprenorfin (0.15 mg / kg) ve 0.2 mL imipenem (16.67mg / kg)). NOT: Kurumun veteriner politikaları yönettiği gibi standart laboratuvar hayvanları hekimliği uygulaması sonrasında ağrı kesici ilk dozu daha sonra başlangıçtaki cerrahi kesi öncesi ve verilir. Deri altı enjeksiyonları dikkatli bir şekilde deri altı alana enjekte edilmelidir. </li><li> 20 sonra, - sıvı verilmesi 24 saat sonra, toplam parenteral beslenme (6.67 ml / kg / saat) kristaloidler / kolloidleri değiştirin. NOT: uygulanan total parenteral beslenmenin (5.8 kcal / 24 saat) yoğun bakım ünitesinde hastaların erken kalori alımı benzer farelerin, günlük kalori ihtiyacının% 40 civarında kapsar. </li><li> Subkutanöz olarak enjekte edilmiş ağrı kesiciler ve antibiyotikler (0.6 mL buprenorfin (0.3 mg / kg) ve 0.2 mL imipenem (16.67 mg / kg) kritik hastalık dönemi boyunca, her 12 saatte bir uygulanması. </li><li> Gün boyunca hayvanlar en az 3 saatte bir kontrol edin. Bir acı vererek ıstırabı değerlendirinvalide fare face ölçeğine 11 dayalı puanı. yüksek ağrı skoru hayvanlar için izleme yoğunlaştırılması. </li></ol> Deney 7. Sonu NOT: onaylanması ve modeline ve insan uç noktaları için yönergeleri ve politikalarının şiddeti düzeyine önerileri Hayvan Araştırmaları Yerel Kurumsal Etik İnceleme Kurulundan aranmalıdır. Not: bloke kateterin kateter yöresizleştirilmesi gibi fonksiyonel olmayan bir venöz hat halinde, bir şırınga pompası ile ilgili sorunlar, hayvan çalışma dışı ve ötenazi. <ol><li> Deney süresi sonunda, derin 0.03 ml ketamin (100 mg / kg) ve 0.02 mL (13 mg / kg), ksilazin karışımı kullanılarak fare anestezi. kalp ponksiyonu ile kanı ile fare öldürülür. Mağaza -80 ° C&#39;de ilgi dondurulmuş doku örnekleri ek. </li></ol>

<ol>
	<li>Angus, D. C., van der Poll, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Severe+sepsis+and+septic+shock.">Severe sepsis and septic shock.</a> N Engl J Med. 369 (9), 840-851 (2013).</li><li>Singer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Third+International+Consensus+Definitions+for+Sepsis+and+Septic+Shock+(Sepsis-3).">The Third International Consensus Definitions for Sepsis and Septic Shock (Sepsis-3).</a> JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).</li><li>Remick, D. G., Newcomb, D. E., Bolgos, G. L., Call, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+the+mortality+and+inflammatory+response+of+two+models+of+sepsis:+lipopolysaccharide+vs.+cecal+ligation+and+puncture.">Comparison of the mortality and inflammatory response of two models of sepsis: lipopolysaccharide vs. cecal ligation and puncture.</a> Shock. 13 (2), 110-116 (2000).</li><li>Copeland, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+inflammatory+response+to+endotoxin+in+mice+and+humans.">Acute inflammatory response to endotoxin in mice and humans.</a> Clin Diagn Lab Immunol. 12 (1), 60-67 (2005).</li><li>Seok, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+responses+in+mouse+models+poorly+mimic+human+inflammatory+diseases.">Genomic responses in mouse models poorly mimic human inflammatory diseases.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3507-3512 (2013).</li><li>Rittirsch, D., Huber-Lang, M. S., Flierl, M. A., Ward, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunodesign+of+experimental+sepsis+by+cecal+ligation+and+puncture.">Immunodesign of experimental sepsis by cecal ligation and puncture.</a> Nat Protoc. 4 (1), 31-36 (2009).</li><li>Zolfaghari, P. S., Pinto, B. B., Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+metabolic+phenotype+of+rodent+sepsis:+cause+for+concern.">The metabolic phenotype of rodent sepsis: cause for concern.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 25 (2013).</li><li>Radermacher, P., Haouzi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+is+not+a+rat+is+not+a+man:+species-specific+metabolic+responses+to+sepsis+-+a+nail+in+the+coffin+of+murine+models+for+critical+care+research.">A mouse is not a rat is not a man: species-specific metabolic responses to sepsis - a nail in the coffin of murine models for critical care research.</a> Intensive Care Med Exp. 1 (1), 26 (2013).</li><li>Dyson, A., Singer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+sepsis:+why+does+preclinical+efficacy+fail+to+translate+to+the+clinical+setting.">Animal models of sepsis: why does preclinical efficacy fail to translate to the clinical setting.</a> Crit Care Med. 37 (1 Suppl), S30-S37 (2009).</li><li>Osuchowski, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abandon+the+mouse+research+ship?+Not+just+yet.">Abandon the mouse research ship? Not just yet.</a> Shock. 41 (6), 463-475 (2014).</li><li>Langford DJ1, B. A., Chanda, M. L., Clarke, S. E., Drummond, T. E., Echols, S., Glick, S., Ingrao, J., Klassen-Ross, T., Lacroix-Fralish, M. L., Matsumiya, L., Sorge, R. E., Sotocinal, S. G., Tabaka, J. M., Wong, D., van den Maagdenberg, A. M., Ferrari, M. D., Craig, K. D., Mogil, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+facial+expressions+of+pain+in+the+laboratory+mouse.">Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse.</a> Nat Methods. 7, (2010).</li><li>Hollenberg, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+hyperdynamic+murine+model+of+resuscitated+sepsis+using+echocardiography.">Characterization of a hyperdynamic murine model of resuscitated sepsis using echocardiography.</a> Am J Respir Crit Care Med. 164 (5), 891-895 (2001).</li><li>Heuer, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cecal+ligation+and+puncture+with+total+parenteral+nutrition:+a+clinically+relevant+model+of+the+metabolic,+hormonal,+and+inflammatory+dysfunction+associated+with+critical+illness.">Cecal ligation and puncture with total parenteral nutrition: a clinically relevant model of the metabolic, hormonal, and inflammatory dysfunction associated with critical illness.</a> J Surg Res. 121 (2), 178-186 (2004).</li><li>Conti, M., Merlani, P., Ricou, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prognosis+and+quality+of+life+of+elderly+patients+after+intensive+care.">Prognosis and quality of life of elderly patients after intensive care.</a> Swiss Med Wkly. 142, (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Biz sıvılar, uyuşturucu ve besin yönetimi için bir merkezi venöz kateter kullanımı ile sepsis ikna etmek çekal bağlama ve delme yöntemi birleştirerek, kritik hastalığın klinik açıdan daha anlamlı fare modelini geliştirdi. Bu deney düzeneği yeniden üretilebilir, burada insan klinik durumu 1 taklit eden bir kararlı ölüm oranı kritik hastalık ve uzun süreli bir faz çalışma sağlar. Çekal bağlama ve delme yoğun sepsis <s...

Kritik hastalık, bir ya da daha fazla organ sistemlerinin işlev yoğun tıbbi destek tatbik sürece hastanın ölür ölçüde engellenmektedir edildiği bir hastalık durumudur. Yoğun bakım ünitesi (ICU), travma, karmaşık operasyon, yanıklar, sepsis hastalık alevlenmeler arasında değişen, değişebilir kabul için başlangıç ​​nedeni ise, her kritik hasta diğerleri arasında, hipoperfüzyon, hipoksi ve aşırı enflamasyonun neden olduğu hücresel hasara muzdarip , olan, organ yetmezliğine yol açar. Hastaların çoğu akut hakaret hayatta ancak hastaların önemli bir kısmı hemen kurtarmak ve uzun süreli yoğun bakım gerekmez. Bunlar nedeniyle çoklu organ yetmezliği olmayan çözümünde ölüm riski yüksektir. Bundan başka, kritik hastalık uzun faz patogenezi halen tam olarak anlaşılmamış olan derin kas zayıflığı ve endokrin ve metabolik değişimi ile hallmarked edilir. Çeşitli rOdent modeller kritik bakım araştırma ortamında kullanılmaktadır. iki çok kullanılan model lipopolisakarit (LPS) ve çekal bağlama ve delme (CLP) eksojen bulunmaktadır. Her iki model enfeksiyona, düzeni bozulmuş bir konakçı tepkisi neden olduğu bir yaşamı tehdit eden organ fonksiyon bozukluğu olarak tanımlanır sepsis, akut faz, taklit edilmesi için geliştirilmiş ve dünya çapında yoğun bakım ünitesinde, 1, 2 giriş için ana nedenlerinden biridir. Sadece geçici olarak sitokinlerin salgılanmasını ve hayvan 3 hemodinamik durumunu etkileyen olarak LPS modeli birçok dezavantajı vardır. İnsanlarda farklı olarak, kemirgenler de endotoksin karşı dayanıklıdırlar ve endotoksin, &#39;yüksek dozlarda&#39; kullanımı burada ayrıca bu yöntem 4, 5 geçerlilik endişelere yol, hipotansiyon ve mortaliteyi üretmek için gereklidir. Diğer model çekal bağlama ve delme modeli (CLP)Bir iğne deliği boyunca ve üzerinden, ardından çekum bir bölümünün bir ligasyonu bulunmaktadır. Bu prosedür, kan bölmesi içine bakteri translokasyonu ile doku hasarı ile polimikrobial karın enfeksiyonu neden olur. Bu sistemik inflamatuar yanıt ve sepsis gelişimi tetikler. Hyperinflammation, vazodilasyon, hipotansiyon ve artmış kardiyak çıkışı 6, 7: CLP modeli geniş ölçüde sepsis ana özelliklerini üretir akut kritik hastalık için bir hayvan modeli olarak kabul edilmiştir. Ancak, bu model olmayan çözme çoklu organ yetmezliği, kas zayıflaması ve endokrin ve kritik hastalığın uzun süreli aşaması için tipik olan metabolik değişimler, çalışma izin vermez. Fare modellerinden bulgular her zaman insan 8 ayara tercüme edilemez çünkü Dahası, son zamanlarda kritik hastalık için fare modellerinin geçerliliği, sorguya çekildi, 9, 10. Olası bir açıklama, hasta insan hastaları önemli bir biçimde sağlanan destekleyici bakım kritik fareler için sağlanmıştır bakımı büyük ölçüde farklı olduğunu olabilir. Bu nedenle, daha yakın insan ayar benzemeye ve kritik hastalık uzun faz araştırılmasını sağlamak için, bu tür yaygın damar içi sıvı uygulama ve antibiyotik olarak, insanlarda, verilen akut yoğun bakım taklit eden bir fare modeli geliştirilmiştir ve izin veren örneğin beslenme desteği olarak kritik hastalık, uzun süreli faz hayatta kalmak için destekleyici tedavi uygulanması. Bu amaçla, sepsis altın standardı olan, CLP kaynaklı sepsis fare modeli uyarlanmış ve akışkanların, beslenme ve ilaç verilmesini sağlayan bir merkezi venöz hat yerleştirilmiştir.

<table><tbody><tr><td>Buprenorphine</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Vetergesic 0.3 mg/mL</td></tr><tr><td>C57BL/6&amp;nbsp;</td><td>Janvier labs</td><td>C57BL/6JRj</td><td></td></tr><tr><td>colloids</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td>Volulyte 6%</td></tr><tr><td>crystalloids</td><td>Baxter</td><td></td><td>Plasmalyte a viaflo</td></tr><tr><td>Ethilon 3.0</td><td>Ethicon</td><td>F3211</td><td></td></tr><tr><td>Imipenem</td><td>MSD</td><td></td><td>Tienam 500&amp;nbsp;mg powder for injection fluid</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Iso-vet</td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Eurovet</td><td></td><td>Nimatek 100 mg/mL</td></tr><tr><td>LocTite Super glue3 all plastics&amp;nbsp;</td><td>Rectavit</td><td>119818</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 3.0</td><td>Ethicon</td><td>L192</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 5.0</td><td>Ethicon</td><td>F682</td><td></td></tr><tr><td>Microrenathane .025&quot; O.D. x .012&quot; I.D.</td><td>Bioseb</td><td>MRE-025</td><td></td></tr><tr><td>olimel N7E</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE10 - Polyethylene .011&quot; x .024&quot;&amp;nbsp;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-10</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 tubing .023&quot; x.038&quot;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-50</td><td></td></tr><tr><td>Rodent Swivel 20 G</td><td>Bioseb</td><td>RS-20G&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ropivaca&amp;iuml;ne</td><td>Astrazenica</td><td></td><td>Naropin 2&amp;nbsp;mg/mL</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>VMD</td><td></td><td>Xylazine hydrochloride 2%</td></tr></tbody></table>

use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness

Bu protokol uzamış kritik hastalığın merkezi Kateterize fare modeli tarif etmektedir. İnsan klinik ayarını taklit etmek sıvılar, uyuşturucu ve besin yönetimi için bir merkezi venöz kateter kullanımı ile sepsis ikna etmek çekal ligasyon ve delme yöntemi birleştirir. Kritik hastalarda hayatta kalmak için yoğun tıbbi desteğe ihtiyaç. Hastaların çoğunluğu birkaç gün içinde iyileşir ederken, hastaların yaklaşık dörtte uzamış yoğun bakım ihtiyacı ve çoklu organ yetmezliği olmayan çözme ölme riski yüksektir. Bundan başka, kritik hastalık uzun faz patogenezi halen tam olarak anlaşılmamış olan derin kas zayıflığı ve endokrin ve metabolik değişiklikler dolayı ayar edilmektedir. yoğun bakım araştırmalarında en çok kullanılan hayvan modeli sepsis ikna etmek çekal bağlama ve delme modelidir. Bu, insan sep benzer akut enflamatuar ve hemodinamik değişiklikler ile çok tekrarlanabilir bir model, birHastalığın akut faz incelemek üzere tasarlanmıştır sis,. Ancak, bu model klinik insan durumdan farklıdır ve kritik hastalık uzamış aşamasını incelemek için geliştirilmemiştir yüksek öldürücülüğü ile hallmarked edilir. Bu nedenle, daha iyi kritik hastalığın insan klinik durumu taklit etmek için, bize klinik açıdan destekleyici bakım yönetmek için izin şah damarında bir santral venöz kateter yerleştirerek tekniğini uyarladı. Bu fare modeli hayvanların geniş bir cerrahi işlem ve günlük yoğun bakım gerektirir, ancak Hastalığın akut ve uzun süreli fazın ilgili bir modelde sonuçlanır.

Yukarıda tarif edildiği gibi, C57BL / 6 fareleri kritik yapılmıştır. İki zaman noktalarında kadar sonrası CLP hayatta kalmasını değerlendirmek için iki deney gerçekleştirildi: hayatta kalma gün 7 (n = 22) kadar günde 5 (n = 15) ve hayatta kalma sonrası CLP kadar. iki deneyin hayatta kalma eğrileri deney düzeneği tekrarlanabilirliğini gösteren (gün 5 kadar karşılaştırıldığında) önemli ölçüde farklı değildi. Sigara hayatta kalan hayvanlar sebebiyle ula...

Watch this Scientific Journal Video about Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness at JoVE.com

Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting.

Kritik Hastalık Fare Modeli Sıvılar, Uyuşturucu ve Besin İdaresi için Santral Venöz Hattı Kullanımı

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

use-central-venous-line-for-fluids-drugs-nutrient-administration

Research

JoVE Journal

Medicine

8.9K Görüntüleme.  KU Leuven. This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce sepsis with the use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration to mimic the human clinical setting. 

Video: Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Bilinçli Mesnetlenmemiş Fare hiperinsülinemik öglisemik Kelepçeleri

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Tıp

Methods for Intravenous Self Administration in a Mouse Model

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages of using an IVSA paradigm to study the reinforcing properties of drugs of abuse such as cocaine include the fact that the drug is self-administered instead of experimenter-administered, the schedule of reinforcement can be altered, and accurate measurement of the quantities of drug consumed as well as the timing and pattern of IV injections can be obtained. Furthermore, the intravenous route of administration avoids potential confounds related to first pass metabolism or taste, and produces rapid increases in blood and brain drug levels. As outlined in this video, intravenous self-administration can be obtained without prior food restriction or prior drug training following careful catheter placement during surgery and meticulous daily catheter flushing and maintenance. Experimental procedures outlined in this paper include a description of animal housing and acclimation methods, operant training using sweetened milk solutions, and catheter implantation surgery.

The intravenous self-administration (IVSA) paradigm is considered to be the gold standard in examining the reinforcing properties of drugs of abuse in rodents. This manuscript outlines the experimental procedures and surgical techniques necessary to obtain reliable IVSA data. In particular, meticulous catheter implantation and maintenance are highlighted.

Bir Fare Modelinde İntravenöz Öz Yönetim Yöntemleri

Animal models have been developed to study the reinforcing effects of drugs, including the intravenous self-administration (IVSA) paradigm. The advantages ...

Nörobilim

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Karotis Arter ve Ven Juguler kateterizasyon bir Bilinçli Rat Modelinde, İnfüzyonları ve Kan Örnekleme hemodinamik Tedbirleri Gerçekleştirme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

Farelerde Sistemik ve Karaciğer Hemodinamik Parametrelerin İzleme

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus formation in veins remain obscure. Lack of mobility (e.g., after surgery or long-haul flights) is one of the main factors leading to DVT. The pathophysiological consequence of the lack of mobility is blood flow stagnation in venous valves. Here, a model is described that mimics such flow disturbance as a thrombosis-driving factor. In this model, partial flow restriction (stenosis) in the inferior vena cava (IVC) is created. Closure of about 90% of the IVC lumen for 48 h results in development of thrombi structurally similar to those in humans. The similarities are: i) most of the thrombus volume is red, i.e., consists of red blood cells and fibrin, ii) presence of a white part (lines of Zahn), iii) non-denuded endothelial monolayer, iv) elevated plasma D-Dimer levels, and v) possibility to prevent thrombosis by low molecular weight heparin. Limitations include variable size of thrombi and the fact that a certain percentage of wild-type mice (0 - 35%) may not produce a thrombus. In addition to visual observation and measurement, thrombi may be visualized by non-invasive technologies, such as ultrasonography, which allows for monitoring the dynamics of thrombus development. At shorter time points (1 - 6 h), intravital microscopy may be applied to directly observe events (e.g., recruitment of cells to the vessel wall) preceding thrombus formation. Use of this method by several teams around the world has made it possible to uncover basic mechanisms of DVT initiation and identify potential targets that might be beneficial for its prevention.

We describe here stenosis in the inferior vena cava as a murine model of deep vein thrombosis. This model recapitulates blood flow restriction, one of the major triggers of venous thrombosis in humans.

Inferior Vena kava stenozu: Derin Ven Trombozu fare modeli

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Continuous IV Infusion is the Choice Treatment Route for Arginine-vasopressin Receptor Blocker Conivaptan in Mice to Study Stroke-evoked Brain Edema

Stroke is one of the major causes of morbidity and mortality in the world. Stroke is complicated by brain edema and other pathophysiological events. Among the most important players in the development and evolution of stroke-evoked brain edema is the hormone arginine-vasopressin and its receptors, V1a and V2. Recently, the V1a and V2 receptor blocker conivaptan has been attracting attention as a potential drug to reduce brain edema after stroke. However, animal models which involve conivaptan applications in stroke research need to be modified based on feasible routes of administration. Here the outcomes of 48 hr continuous intravenous (IV) are compared with intraperitoneal (IP) conivaptan treatments after experimental stroke in mice. We developed a protocol in which middle cerebral artery occlusion was combined with catheter installation into the jugular vein for IV treatment of conivaptan (0.2 mg) or vehicle. Different cohorts of animals were treated with 0.2 mg bolus of conivaptan or vehicle IP daily. Experimental stroke-evoked brain edema was evaluated in mice after continuous IV and IP treatments. Comparison of the results revealed that the continuous IV administration of conivaptan alleviates post-ischemic brain edema in mice, unlike the IP administration of conivaptan. We conclude that our model can be used for future studies of conivaptan applications in the context of stroke and brain edema.

Our studies have revealed that the beneficial effects of conivaptan are dependent on the method of delivery after experimental stroke in mice. We have developed a research protocol for delivery of the receptor blocker via IV catheter on stroke-evoked brain edema formation in mice.

Sürekli IV İnfüzyon İnme-uyarılmış Beyin ödem Eğitim için Farelerde Arginin-vazopressin Reseptör Engelleyici Conivaptan için seçim Tedavisi Rota olduğunu

Stroke is one of the major causes of morbidity and mortality in the world. Stroke is complicated by brain edema and other pathophysiological events. Among ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Veno-venöz ekstrakorporeal membran oksijenasyonu bir mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

Bir outflow stenozu ile Aokaval fistül kullanarak Merkezi venöz stenozis murine modeli

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Drug Treatment by Central Venous Catheter in a Mouse Model of Angiotensin II Induced Abdominal Aortic Aneurysm and Monitoring by 3D Ultrasound

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse models, are applied to advance the understanding of the disease pathogenesis and to identify potential therapeutic targets. Testing novel drug candidates to block AAA growth in these models generally requires repeated drug administration during the time course of the experiment. Here, we describe a compiled protocol for AAA induction, insertion of an intravenous catheter to facilitate prolonged therapy, and serial AAA monitoring by 3D ultrasound. Aneurysms are induced in apolipoprotein E (ApoE) deficient mice by angiotensin II release over 28 days from osmotic mini-pumps implanted subcutaneously into the mouse back. Subsequently, the surgical procedure for external jugular vein catheterization is conducted to allow for daily intravenous drug treatment or repeated blood sampling via a subcutaneous vascular access button. Despite the two dorsal implants, the monitoring of AAA development is readily facilitated by sequential semi-automated 3D ultrasound analysis, which yields comprehensive information on the expansion of aortic diameter and volume and on aneurysm morphology, as illustrated by experimental examples.

This protocol describes the consecutive implantation of an osmotic pump to induce abdominal aortic aneurysm by angiotensin II release in apolipoprotein E (ApoE) deficient mice and of a vascular access port with a jugular vein catheter for repeated drug treatment. Monitoring of aneurysm development by 3D ultrasound is effectively conducted despite dorsal implants.

Anjiyotensin II İndüklü Abdominal Aort Anevrizmasının Bir Fare Modelinde Santral Venöz Kateter ile İlaç Tedavisi ve 3D Ultrason ile İzleme

Since pharmaceutical treatment options are lacking in the clinical management of abdominal aortic aneurysm (AAA), animal models, in particular mouse ...

Multiple Intravenous Bolus Dosing and Invasive Hemodynamic Assessment in a Hypoxia-Induced Mouse Pulmonary Artery Hypertension Model

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, there is no cure for PAH. It is important to discover new compounds that can be used to treat PAH. The mouse hypoxia-induced PAH model is a widely used model for PAH research. This model recapitulates human clinical manifestations of PAH Group 3 disease and is an important research tool to evaluate the effectiveness of new experimental therapies for PAH. Research using this model often requires the administration of compounds in mice. For a compound that needs to be given directly into the bloodstream, optimizing intravenous (IV) administration is a key part of the experimental procedures. Ideally, the IV injection system should permit multiple injections over a set time course. Although the mouse hypoxia-induced PAH model is very popular in many laboratories, it is technically challenging to perform multiple IV bolus dosing and invasive hemodynamic assessment in this model. In this protocol, we present step-by-step instructions on how to carry out multiple IV bolus dosing via mouse jugular vein and perform arterial and right ventricle catheterization for hemodynamic assessment in mouse hypoxia-induced PAH model.

This protocol provides a step-by-step procedure for executing multiple intravenous bolus dose administration and invasive hemodynamic monitoring in mice. Investigators can use this protocol for future therapeutic compound screening for pulmonary artery hypertension.

Hipoksi ile İndüklenen Fare Pulmoner Arter Hipertansiyon Modelinde Çoklu İntravenöz Bolus Dozu ve İnvaziv Hemodinamik Değerlendirme

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, ...